Artykuł metodologiczny

Rusztowanie przewodzące prąd elektryczny do modulacji i dostarczania komórek macierzystych

DOI:

10.3791/57367

⸱

13 kwietnia 2018

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology and Neurological Sciences, Stanford University School of Medicine, 2Stanford Stroke Center and Stanford University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wytwarzanie systemu hodowli komórek, który umożliwia wysiewanie komórek macierzystych na przewodzącym rusztowaniu polimerowym do stymulacji elektrycznej in vitro, a następnie implantację in vivo rusztowania z komórek macierzystych przy użyciu techniki minimalnie inwazyjnej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terapia komórkami macierzystymi okazała się ekscytującym sposobem leczenia udaru mózgu, ale optymalna metoda dostarczania pozostaje niejasna. Chociaż technika mikroiniekcji jest stosowana od dziesięcioleci do dostarczania komórek macierzystych w modelach udaru, technika ta jest ograniczona przez brak możliwości manipulowania komórkami macierzystymi przed wstrzyknięciem. W artykule szczegółowo opisano metodę wykorzystania elektroforetycznego rusztowania polimerowego do dostarczania komórek macierzystych. Elektryczna stymulacja komórek macierzystych za pomocą przewodzącego rusztowania polimerowego zmienia geny komórek macierzystych zaangażowane w przeżycie komórki, odpowiedź zapalną i przebudowę synaptyczną. Po wstępnym kondycjonowaniu elektrycznym komórki macierzyste na rusztowaniu są przeszczepiane śródczaszkowo do modelu szczura z dystalną niedrożnością tętnicy środkowej mózgu. Protokół ten opisuje potężną technikę manipulowania komórkami macierzystymi za pomocą przewodzącego rusztowania polimerowego i tworzy nowe narzędzie do dalszego rozwoju terapii opartej na komórkach macierzystych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udar mózgu jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów na świecie i piątą najczęstszą przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych. Pomimo tak wysokiej śmiertelności, leczenie w celu powrotu do zdrowia po udarze pozostaje obecnie wyzwaniem, ponieważ obecnie nie są dostępne żadne realne opcje medyczne1. Obecnie prowadzonych jest około 300 badań klinicznych dotyczących udarów niedokrwiennych, z których tylko 40 wykorzystuje komórki macierzyste. Wcześniejsze badania wykazały, że terapie komórkami macierzystymi mają korzystny wpływ na naprawę udaru2,3. Czynniki parakrynne, takie jak neurotroficzny czynnik pochodzenia mózgowego (BDNF) i trombospondyna-1 (THBS-1) uwalniane z przeszczepionych ludzkich nerwowych komórek progenitorowych (hNPC), wykazały poprawę regeneracji funkcjonalnej dzięki mechanizmom związanym ze wzrostem tworzenia synaps, angiogenezą, rozgałęzieniami dendrytycznymi i nowymi projekcjami aksonalnymi, a także modulowaniem układu odpornościowego4,5,6. Jednak optymalne metody dostarczania komórek macierzystych pozostają nieuchwytne.

Skuteczne dostarczenie komórek macierzystych do mózgu pozostaje wyzwaniem. Obecnie wprowadzono iniekcyjne systemy hydrożelowe i polimerowe rusztowania do dostarczania komórek macierzystych. Te metody dostarczania chronią komórki macierzyste podczas przeszczepu, a także zapewniają ochronę przed trudnym środowiskiem po udarze, w tym reakcją zapalną gospodarza i stanami niedotlenienia7,8,9,10. Jednak najczęściej stosowane materiały są obojętne, co ogranicza stosowanie ciągłej modulacji (tj. stymulacji elektrycznej) komórek11. Stymulacja elektryczna jest wskazówką, która wpływa na różnicowanie, gęstość kanałów jonowych i wzrost neurytów komórek macierzystych12. W porównaniu z polimerami obojętnymi, polimery przewodzące mogą przewodzić prąd pozwalający na elektryczną stymulację i manipulację komórkami macierzystymi2. Jednak dokładny mechanizm, za pomocą którego stymulacja elektryczna moduluje uwalnianie czynników neurotroficznych (tj. BDNF i THBS-1) nadal nie jest w pełni zbadany.

W tym protokole opisujemy kroki do skonstruowania systemu hodowli komórkowej składającego się z przewodzącego rusztowania polimerowego, polipirolu (PPy), który pozwala na stymulację elektryczną in vitro. Ze względu na sposób, w jaki system hodowli komórkowej jest wytwarzany, możliwe jest późniejsze zagnieżdżenie rusztowania wysiewanego przez komórki macierzyste do kory okołozawałowej. W przypadku tego systemu wstępnie kondycjonujemy elektrycznie komórki macierzyste na rusztowaniu przez krótki okres czasu przed implantacją. Po stymulacji elektrycznej przewodzące rusztowanie polimerowe przenoszące komórki jest z powodzeniem wszczepiane wewnątrzczaszkowo przy użyciu minimalnie inwazyjnej metody.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury dotyczące komórek macierzystych i zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Nadzoru nad Komórkami Macierzystymi Uniwersytetu Stanforda oraz przez Panel Administracyjny ds. Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi Uniwersytetu Stanforda (SCRO-616 i APLAC-31909).

1. Wytrawianie szkła ITO

  1. Przygotować szkiełko pokryte tlenkiem indu i cyny (ITO), umieszczając środek maskujący po przewodzącej stronie szkła.
    UWAGA: Większość dostępnych na rynku taśm przezroczystych może być stosowana jako środek maskujący.
    1. Usuń nadmiar maski za pomocą ostrza, pozostawiając na szkle tylko pożądany kształt końcowego wzoru ITO.
  2. Połączyć 5% (v/v) kwasu azotowego i 45% (v/v) HCl w szklanej zlewce wewnątrz dygestoriów, aby przygotować roztwór do trawienia.
    1. Użyj płyty grzejnej i termometru, aby upewnić się, że temperatura roztworu do trawienia jest utrzymywana na poziomie 70 °C.
  3. Gdy roztwór trawiący osiągnie temperaturę 70 °C, umieść szkiełko z maskowanym ITO w roztworze na 2 minuty, aby usunąć nadmiar warstwy ITO.
    UWAGA: Taśma maskująca chroni warstwę ITO przed działaniem roztworu kwasu.
  4. Wyjąć szkiełko z roztworu i przepłukać je dejonizowanym (DI)H2O.
  5. Ostrożnie zdejmij maskę i zmierz rezystancję za pomocą multimetru, aby upewnić się, że pozostały ITO jest nienaruszony. Odczyty żądanego wytrawionego obszaru powinny wynosić około 0 Ω.

2. Przygotowanie roztworu pirolu

  1. W szklanej butelce o pojemności 1000 ml rozpuścić 70 g dodecylobenzenosulfonianu sodu (NaDBS) w 600 ml DI H2O.
  2. Po rozpuszczeniu NaDBS dodać do roztworu 14 ml 0,2 M pirolu i 386 ml DIH 2O.
  3. Przykryj roztwór folią aluminiową i przechowuj w temperaturze 4 °C.

3. Galwanizacja polipirolu na szkle ITO

  1. Podgrzać roztwór pirolu do temperatury pokojowej, aż NaDBS całkowicie się rozpuści.
    UWAGA: Zajmuje to około 15 do 20 minut.
  2. Wlać 25 ml roztworu pirolu do zlewki.
  3. Podłącz wytrawione szkło ITO do multimetru i zanurz szkiełko w roztworze pirolu.
    1. Upewnij się, że strona o rezystancji 0 Ω jest skierowana w stronę elektrody referencyjnej z siatki platynowej.
  4. Zastosuj prąd elektryczny, aby zainicjować galwanizację PPy na powierzchni ITO za pomocą multimetru (prąd kontrolowany na poziomie 3 mA/cm2 przez 4 godziny).
  5. Wyjmij szkło ITO z multimetru i umyj galwaniczny PPy w DI H2O, aby usunąć resztki środka powierzchniowo czynnego.
  6. Delikatnie odłącz galwaniczną płytkę PPy od szkła ITO za pomocą żyletki.
    1. Przechowuj płytkę PPy w temperaturze pokojowej.

4. Przygotowanie polidimetylosiloksanu (PDMS)

  1. Za pomocą szpatułki i naczynia wagowego wymieszaj 18 g środka bazowego z 2 g utwardzacza i wlej mieszaninę do dwóch szklanych foremek o wymiarach 10 cm x 8 cm.
  2. Usuń bąbelki z foremek za pomocą komory próżniowej przez 15 - 20 minut.
  3. Wstaw foremki do piekarnika o temperaturze 70 °C na 3 godziny.
  4. Po schłodzeniu użyj płaskiej szpatułki, aby usunąć PDMS z foremek.

5. Produkcja komory do stymulacji elektrycznej in vitro

  1. Autoklawować metalowe płytki (szer. x dł., 2,5 cm x 12,5 cm) i zawory przepływowe w temperaturze 120 °C przez 1 godzinę.
  2. Używając szkiełka komorowego jako szablonu, wytnij dwa kawałki PDMS.
    UWAGA: Jeden kawałek PDMS służy jako obwód komory celi z wycięciami dwóch przylegających kwadratów z wnętrza komory celi. Drugi element PDMS to zarys obwodu komory.
    1. Wytnij wewnętrzną komorę komórkową tak, aby miała kształt kwadratu i pasowała do kształtu komory komórki. Upewnij się, że ogólny kształt obu części PDMS jest prostokątny i odpowiada kształtowi szkiełka komory.
  3. Ułóż materiały w następujący sposób od dołu do góry: (1) metalowa płytka, (2) PDMS (bez wycięć), (3) płytka PPy (prostopadła do PDMS), (4) PDMS (z wycięciami) i (5) komora komórkowa.
  4. CLAMP URZĄDZENIE RAZEM, GDY JEST W PEŁNI WYRÓWNANE.
  5. Wytnij dwa 60 cm kawałki metalowego drutu i za pomocą pasty srebrnej przymocuj po jednym drucie do każdego końca płytki PPy, która wystaje z zewnątrz komory. Upewnij się, że przewody są wystarczająco długie, aby wystawały z aparatu na zewnątrz inkubatora.
  6. Po utwardzeniu pasty srebrnej wzmocnij i uszczelnij połączenie przewodów żywicą epoksydową.
    1. Zapisz rezystancję za pomocą multimetru, aby upewnić się, że zastosowane pole jest takie samo w każdej komorze.
    2. W celu implantacji należy usunąć przewody, odpiąć komory komórkowe i PDMS, a następnie oddzielić je od rusztowania przewodzącego. Wymiar wszczepionych rusztowań wynosi około 1 mm x 3 mm x 0,25 mm.

6. Posiewanie ludzkich neuronalnych komórek progenitorowych (hNPC) na PPy

  1. Zmontowane komory sterylizować w świetle UV przez 2 godziny.
    1. Po 1 godzinie obrócić zmontowane komory o 90°.
  2. Po sterylizacji powierzchnię PPy na dnie komory pokryć 800 μl podłoża powlekającego i pozostawić substrat do zestalenia się na płytce PPy w inkubatorze w temperaturze 37 °C przy 5% CO2 przez 1 godzinę.
  3. Po 1 godzinie wyjąć supernatant z komór i delikatnie spłukać 1 ml DPBS +Ca +Mg na studzienkę.
    UWAGA: Unikaj mocnego mycia powierzchni PPy, ponieważ spowoduje to oderwanie podłoża powłokowego.
  4. Używając świeżych pożywek komórkowych, mechanicznie zdysocjuj hodowane komórki do użycia z komorami z płytki do hodowli tkankowej z delikatnym pipetowaniem.
    UWAGA: Komórki powinny zlewać się w 90 - 100% po dysocjacji.
  5. Zbieraj granulki hNPC, odwirowując przy 8000 x g przez 5 minut.
  6. Za pomocą hemocytometru policz i ponownie zawieś komórki w objętości 100 000 komórek/cm2.
  7. Umieść 100 000 komórek w każdej studzience komory (100 000 komórek/cm2 w 1 ml pożywki).
  8. Komory powrotne do inkubatora w temperaturze 37 °C przy 5% CO2 .

7. Stymulacja elektryczna hNPC

  1. Jednego dnia po wysianiu komórek w komorach użyj generatora fal, aby zastosować stymulację elektryczną do komórek.
  2. Przed stymulacją należy dobrze usunąć stare pożywki z każdej komory i uzupełnić 800 μl świeżej pożywki.
  3. Po wymianie pożywki umieść komory z powrotem w inkubatorze, wyprowadź przewody z inkubatora i podłącz je do generatora przebiegów
  4. Zastosuj stymulację do komórek sygnałem fali prostokątnej o napięciu ±400 mV i częstotliwości 100 Hz przez 1 godzinę.
  5. Po stymulacji usunąć druty i inkubować komory przez kolejny dzień w inkubatorze nastawionym na 37 °C z 5% CO2 .
  6. Wykonaj późniejszą analizę biologiczną, w tym żywotność komórek i ilościową reakcję łańcuchową polimerazy w czasie rzeczywistym (qRT-PCR) zgodnie z protokołem producenta.

8. Implantacja in vivo PPy

  1. Wykonaj modele udaru okluzji dystalnej tętnicy środkowej mózgu (dMCA) na dorosłych nagich szczurach płci męskiej z niedoborem limfocytów T (NIH-RNU 230 ± 30 g), jak opisano wcześniej2. Wykonaj implantację tydzień po okluzji dMCA.
  2. Na dzień przed zabiegiem należy podać szczurom ampicylinę (1 mg/ml) w wodzie w klatce.
  3. Znieczulić szczura w komorze indukcyjnej za pomocą 0,5 - 3% mg/kg izofluranu podawanego wziewnie.
  4. Potwierdź znieczulenie szczura przez brak reakcji odruchu szczypania palca u nogi.
    1. Gdy zwierzę jest pod narkozą, kontynuuj monitorowanie koloru błony, wzorca oddychania i temperatury w odbycie co 15 minut.
  5. Po potwierdzeniu znieczulenia nałóż sztuczne łzy na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu.
  6. Upewnij się, że podczas tej procedury zachowana jest technika aseptyczna, używając sterylnych rękawiczek i sterylnego serwety chirurgicznego13. Sterylne narzędzia chirurgiczne należy przechowywać w sterylnym polu.
  7. Gdy szczur jest pod narkozą, wywierć kraniektomię powyżej lewej kory. Otwórz oponę twardą.
    1. Usuń oponę twardą z mózgu za pomocą mikrocienkiej igły chirurgicznej.
  8. Wszczepić rusztowania przewodzące z systemu in vitro do kory szczura.
    UWAGA: W naszych eksperymentach wszczepiliśmy rusztowania od 3 dnia in vitro po posiewie hNPC.
    1. Implant należy umieścić przede wszystkim na korze półcienia przyśrodkowej do zmiany udaru.
  9. Po umieszczeniu rusztowania umieść Surgicel na implancie, aby zapobiec ruchom przy zamykaniu skóry.
  10. Zszyć ranę i wstrzyknąć podskórnie szczurom buprenorfinę SR w dawce 1 mg/kg w celu opanowania bólu związanego z chirurgią stereotaktyczną i okluzją dMCA.
  11. Umieść szczura w klatce regeneracyjnej, gdy odzyska przytomność.
    1. Nigdy nie zostawiaj zwierzęcia bez opieki, gdy jest nieprzytomne.
    2. Nie umieszczaj zwierzęcia z innymi, dopóki nie odzyska pełnej świadomości.
  12. Codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem oznak bólu, w tym utraty masy ciała, zmniejszonego spożycia pokarmu/wody, zmniejszonej pielęgnacji/zaniedbanej sierści, zmniejszonej/zwiększonej spontanicznej aktywności, nieprawidłowej postawy, odwodnienia/zwiewania skóry, zapadniętych oczu, ukrywania się, samookaleczania, szybkiego oddechu, oddychania z otwartymi ustami, drgawek, drżenia, drżenia, drżenia i wokalizacji.
    1. Monitoruj zwierzęta codziennie, dopóki nie okaże się, że jedzą, piją, pielęgnują się i przybierają na wadze, a następnie co tydzień po przybraniu na wadze.
  13. Wczesna eutanazja poprzez wdychanie CO2 i wtórne potwierdzenie eutanazji (w celu zapewnienia, że zwierzę nie ożyje z powodu normalnego dostarczania tlenu po wdychaniu CO2 ) nastąpi u każdego zwierzęcia, które wydaje się nie jeść, nie pić i przybierać na wadze po początkowym zabiegu chirurgicznym; pojawia się w bólu; lub wydaje się niezdolne do ukończenia testów behawioralnych z powodu większego niż oczekiwano deficytu kory ruchowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schemat pokazany w Rysunek 1 przedstawia ogólny przebieg procesu elektrycznej stymulacji hNPC i potencjalnych dalszych zastosowań. Obecnym ograniczeniem w terapii komórkami macierzystymi jest to, że komórki macierzyste są narażone na trudne środowisko po przeszczepie, w tym stany zapalne i niedokrwienne. Te trudne warunki prawdopodobnie ograniczają ich skuteczność terapeutyczną14,15. Zastosowanie rusz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Coraz więcej dowodów wskazuje na to, że komórki macierzyste są obiecujące jako nowatorska terapia udaru mózgu. Obietnica ta zaowocowała znaczącym wysiłkiem na rzecz udoskonalenia terapii komórkami macierzystymi w leczeniu pacjentów pacjentów, w ramach co najmniej 40 trwających lub zakończonych badań klinicznych. Patologia udaru mózgu jest wyjątkowym zaburzeniem neurologicznym, które nadaje się do terapii komórkami macierzystymi, ponieważ po ostrym uszkodzeniu nie zachodzi proces neurodegeneracyjny uniemożliwiający powrót...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby zadeklarować w związku z tą pracą.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy dr Kati Andreasson (Wydział Neurologii i Nauk Neurologicznych, Uniwersytet Stanforda) za korzystanie z urządzenia qRT-PCR. Prace były wspierane przez National Institutes of Health Grants K08NS098876 (dla P.M.G.) oraz Stanford School of Medicine's Postdoctoral Fellowship (dla B.O.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
FGF-BasicInvitrogenCTP026120 ng/ml do pożywek roboczych
MatrigelCorning cb40234a:200 rozcieńczenie
LIF Białko, Recom. Hum. (10 &mikro; g/mL)EMD MiliporeLIF101010 ng/ml do mediów roboczych
Sylgard 184 silikon 3,9 kgFisherbrandNC0162601
Kwas solnyFisherbrandSA56-4
Koncentrat kwasu azotowego (certyfikowany) ACS, Fisher ChemicalFisherbrandSA95
ITO SzkłoDelta TechnologiesCG-40IN-0115
Dodecylobenzenosulfonian soduSigma289957-1KG
PyrroleSigma131709-500MLChronić roztwór pirolu przed światłem i temperaturą pokojową
8-dołkowe szklane komory szkiełkoweThermo Sci Nuc 125658Odłącz komorę celi i przechowuj ją w wysterylizowanych warunkach
Wspornik o płaskiej powierzchni, 3"x1"McMaster-Carr 1030A4
DWUCZĘŚCIOWA SREBRNA FARBA 14GMikroskopia elektronowa Nauki 1264214Wymieszaj dwie części (1:1) w plastikowej płytce
DPBS, 1x, z Ca i Mg, bez czerwieni fenolowejGenesse 25-508C
AB2 ArunA Zestaw do hodowli komórek nerwowychAruna Biomedical ABNS7013.2
hNP1 Zestaw do ekspansji ludzkiego neuronalnego progenitoraAruna Biomedical   hNP7013.1
Bezkontaktowy zawór regulacji przepływu, mosiądz niklowany, do rury 3/32" do 5/8" ODMcMaster-Carr Multimetr 5330K22
Keysight E3641A
Generator piany falowejKeysight33210A-10MHz
Siatki PtSigma-Aldrich 298107-425MGElektroda referencyjna o wymiarach, 1x1 cm
ŻYWY/MARTWY Zestaw do żywotności/cytotoksyczności, do komórek ssakówThermo Fisher Scientific L3224
BDNFThermo Fisher Naukowy 
THBS1Thermo Fisher Scientific 
GAPDHThermo Fisher Naukowy 
RNeasy Mini Kit (250)Qiagen74106
QIAshredder (250)Qiagen79656
Zestaw DNaz bez RNaz (50)QIAGEN79254
iScript Zestaw do syntezy cDNA, 100 x 20 i mikro; L rxnsBIORAD1708891
TaqMan Gene Expression Master MixThermo Fisher Scientific 
7-8 tygodniowe, samiec, szczury RNUNCI-Frederick
4-0 Nic-0 Nici jedwabne EthiconeSutures.com683G
IzofluranHenry Schein29405
V-1 Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierzątVetEquip901806
Surgicel Oryginalny wchłanialny hemostatEthicon1952
Laboratoryjny standardowy instrument stereotaktyczny, RatStoelting51600
Kimberly-Clark Professional  Sterylne rękawiczki nitrylowe Safeskin PurpleFisherbrand19-063-130
Sterylna serwetaMedlineDYNJSD1092
Thermo Scientific  Rękojeść ostrza skalpela ze stali nierdzewnej Shandon, mieści ostrza nr 20-25Fisherbrand53-34
Ostrze skalpela Walter Stern seria 300Fisherbrand17-654-456
QuantStudio 6 Flex System PCR w czasie rzeczywistymThermo Fisher Scientific4484642
Mikro hak preparacyjny FrazierAparat Harvard52-2706
1Hs02718934_s1Hs00962908_m1Hs02758991_g14369510

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. The Science of Stroke: Mechanisms in Search of Treatments. Neuron. 67 (2), 181-198 (2010).
  2. George, P. M., et al. Electrical Preconditioning of Stem Cells with a Conductive Polymer Scaffold Enhances Stroke Recovery. Biomaterials. 142, 31-40 (2017).
  3. Steinberg, G. K., et al. Clinical Outcomes of Transplanted Modified Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells in Stroke: A Phase 1/2a Study. Stroke. 47 (7), 1817-1824 (2016).
  4. George, P. M., Steinberg, G. K. Novel Stroke Therapeutics: Unraveling Stroke Pathophysiology and Its Impact on Clinical Treatments. Neuron. 87 (2), 297-309 (2015).
  5. Schabitz, W. R., et al. Intravenous Brain-Derived Neurotrophic Factor Enhances Poststroke Sensorimotor Recovery and Stimulates Neurogenesis. Stroke. 38 (7), 2165-2172 (2007).
  6. Liauw, J., et al. Thrombospondins 1 and 2 Are Necessary For Synaptic Plasticity and Functional Recovery After Stroke. J Cereb Blood Flow Metab. 28 (10), 1722-1732 (2008).
  7. Cantu, D. A., Hematti, P., Kao, W. J. Cell Encapsulating Biomaterial Regulates Mesenchymal Stromal/Stem Cell Differentiation and Macrophage Immunophenotype. Stem Cells Translational Medicine. 1 (10), 740-749 (2012).
  8. Chaudhuri, O., et al. Hydrogels with Tunable Stress Relaxation Regulate Stem Cell Fate and Activity. Nat Mater. 15 (3), 326-334 (2016).
  9. Ballios, B. G., et al. A Hyaluronan-Based Injectable Hydrogel Improves the Survival and Integration of Stem Cell Progeny following Transplantation. Stem Cell Reports. 4 (6), 1031-1045 (2015).
  10. Mothe, A. J., Tam, R. Y., Zahir, T., Tator, C. H., Shoichet, M. S. Repair of the Injured Spinal Cord by Transplantation of Neural Stem Cells in a hyaluronan-based hydrogel. Biomaterials. 34 (15), 3775-3783 (2013).
  11. Saini, M., Singh, Y., Arora, P., Arora, V., Jain, K. Implant Biomaterials: A Comprehensive Review. World J Clin Cases. 3 (1), 52-57 (2015).
  12. Huang, Y., Li, Y., Chen, J., Zhou, H., Tan, S. Electrical Stimulation Elicits Neural Stem Cells Activation: New Perspectives in CNS Repair. Front Hum Neurosci. 9, (2015).
  13. Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J Vis Exp. (47), (2011).
  14. Abdelwahid, E., et al. Stem Cell Death and Survival in Heart Regeneration and Repair. Apoptosis. 21 (3), 252-268 (2016).
  15. Wang, X., et al. The Clinical Status of Stem Cell Therapy for Ischemic Cardiomyopathy. Stem Cells Int. 2015, (2015).
  16. George, P. M., et al. Fabrication and Biocompatibility of Polypyrrole Implants Suitable for Neural Prosthetics. Biomaterials. 26 (17), 3511-3519 (2005).
  17. Aravamudan, B., Thompson, M., Pabelick, C., Prakash, Y. S. Brain-Derived Neurotrophic Factor Induces Proliferation of Human Airway Smooth Muscle Cells. J Cell Mol Med. 16 (4), 812-823 (2012).
  18. Lopes, N., et al. Thrombospondin 2 Regulates Cell Proliferation Induced by Rac1 Redox-Dependent Signaling. Mol Cell Biol. 23 (15), 5401-5408 (2003).
  19. Ploughman, M., et al. Brain-Derived Neurotrophic Factor Contributes to Recovery of Skilled Reaching After Focal Ischemia in Rats. Stroke. 40 (4), 1490-1495 (2009).
  20. Baker, E. W., et al. Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Neural Stem Cell Therapy Enhances Recovery in an Ischemic Stroke Pig Model. Sci Rep. 7 (1), 10075(2017).
  21. Bacigaluppi, M., et al. Neural Stem Cell Transplantation Induces Stroke Recovery by Upregulating Glutamate Transporter GLT-1 in Astrocytes. J Neurosci. 36 (41), 10529-10544 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Dostarczanie kom rek macierzystychstymulacja elektrycznaprzewodz cy polimerowy rusztowaniemodulacja kom rek macierzystychstymulacja in vitroimplantacja in vivoprocedura kraniektomiiilo ciowe RT PCRekspresja BDNF

Powiązane artykuły