Method Article

Adaptacja technologii matryc mikroelektrod do badania neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem w nienaruszonym mózgu prosiąt

DOI:

10.3791/57391

⸱

May 12th, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Ohio State University College of Medicine, 2Medical Student Research Program, Ohio State University College of Medicine, 3Department of Anesthesiology and Pain Medicine, Nationwide Children's Hospital, 4Department of Neuroscience, University of Kentucky Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie bada nowatorskie zastosowanie technologii matryc mikroelektrod opartych na enzymach (MEA) do monitorowania in vivo aktywności neuroprzekaźników u prosiąt.Postawiono hipotezę, że rozregulowanie glutaminianu przyczynia się do mechanizmu neurotoksyczności znieczulającej. W tym miejscu przedstawiamy protokół adaptacji technologii MEA do badania mechanizmu neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każdego roku, miliony dzieci poddawane są znieczuleniu na wiele różnych zabiegów. Jednak badania zarówno na zwierzętach, jak i na ludziach poddały w wątpliwość bezpieczeństwo znieczulenia u dzieci, sugerując, że środki znieczulające są potencjalnie toksyczne dla mózgu w fazie rozwoju. Do tej pory żadne badania nie wyjaśniły skutecznie mechanizmu(ów), dzięki któremu znieczulenie może być neurotoksyczne. Badania na zwierzętach pozwalają na badanie takich mechanizmów, a nowonarodzone prosięta stanowią doskonały model do badania tych efektów ze względu na ich uderzające podobieństwa rozwojowe do ludzkiego mózgu.

Ten protokół dostosowuje wykorzystanie technologii matryc mikroelektrod opartych na enzymach (MEA) jako nowatorski sposób badania mechanizmu(ów) neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem (AIN). MEA umożliwiają monitorowanie aktywności neuroprzekaźników in vivo w czasie rzeczywistym i oferują wyjątkową rozdzielczość czasową i przestrzenną. Przypuszcza się, że neurotoksyczność znieczulenia jest częściowo spowodowana rozregulowaniem glutaminianu, a MEA oferują metodę pomiaru glutaminianu. Nowatorskie zastosowanie technologii MEA w modelu prosiąt stanowi wyjątkową okazję do zbadania AIN.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każdego roku miliony dzieci są poddawane znieczuleniu zarówno inwazyjnym, jak i nieinwazyjnym zabiegom w Stanach Zjednoczonych1. Lekarze anestezjolodzy od lat zapewniają rodziców o bezpieczeństwie środków znieczulających, nawet u małych dzieci i noworodków. Jednak w 1999 roku odkryto, że przejściowe zablokowanie podtypu N-metylo-D-asparaginianu (NMDA) receptorów glutaminianu we wczesnym okresie życia może powodować rozległą apoptozę neuronów u szczurów2. Niedawno FDA wydała komunikat dotyczący bezpieczeństwa leków, który będzie wymagał, aby etykiety leków znieczulających zawierały ostrzeżenie o znieczuleniu ogólnym i ich potencjalnym negatywnym wpływie na rozwijające się mózgi dzieci poniżej 3 roku życia (Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków, 2017). Nadal jednak istnieje potrzeba wyjaśnienia możliwych mechanizmów i potencjalnych środków neuroprotekcyjnych.

Normalna aktywność neuroprzekaźników, takich jak glutaminian i kwas gamma-aminomasłowy (GABA), jest niezbędna do prawidłowego rozwoju układu nerwowego. Chociaż większość szlaków zaangażowanych w AIN jest nadal nieuchwytna, jest bardzo prawdopodobne, że zaangażowane są systemy neuroprzekaźników, ponieważ wiadomo, że środki znieczulające modulują te szlaki w celu wytworzenia nieprzytomności. W szczególności pobudzający neuroprzekaźnik glutaminian powoduje ekscytotoksyczność, gdy jego aktywność jest rozregulowana. Ten neuroprzekaźnik jest zwykle zaangażowany w neurogenezę, plastyczność neuronalną, wzrost synaps i neuronów oraz szereg innych krytycznie ważnych funkcji mózgu. Jednak przedłużona aktywacja receptorów glutaminianu może powodować ekscytotoksyczność i apoptozę neuronów, szczególnie w warunkach stresowych, takich jak operacja, niedobór tlenu i zmniejszona dostępność energii3. Wykazano, że wiązanie glutaminianu z receptorem NMDA powoduje napływ Na+ i Cl−. Uważa się, że późniejsza depolaryzacja prowadzi do otwarcia kanału Ca2 + i uwolnienia wewnątrzkomórkowych magazynów Ca2 + 4. Ta dysfunkcja prawdopodobnie prowadzi do kaskady zaburzeń metabolicznych, które ostatecznie zmniejszają proliferację neuronów, zwiększają stan zapalny i prowadzą do śmierci neuronów. Pomimo tych hipotez, prawdziwy mechanizm (mechanizmy) AIN pozostaje niejasny5. Ze względu na swoją rolę w apoptozie, rozregulowanie glutaminianu stanowi nowy szlak, który może przyczyniać się do mechanizmu wcześniej udokumentowanej apoptozy neuronalnej, cechy AIN.

Jedną z przeszkód w badaniu procesów neuronalnych jest ich wysoka złożoność, szczególnie w kontekście rozwoju neuronów. Pierwsze miesiące życia to okres maksymalnej podatności na urazy, podczas którego zachodzi większość ważnych etapów rozwoju neuronów, takich jak fizjologiczna apoptoza (przycinanie neuronów), synaptogeneza, glejogeneza i mielinizacja6. Biorąc pod uwagę złożony charakter komunikacji neuronalnej i trudności w badaniu tych procesów bez zakłócania normalnej funkcji OUN, opracowano nowe technologie, które mają na celu wykrywanie i kwantyfikację in vivo ważnych elementów komunikacji neuronalnej.

Technologia MEA połączona z enzymem została wykorzystana w tym badaniu jako nowatorski sposób badania mechanizmów AIN w klinicznie istotnym modelu prosiąt. Technologia ta może być wykorzystywana do badania złożonych procesów elektrochemicznych w mózgu in vivo, w tym dysregulacji glutaminianu. Wbudowane 4-kanałowe platynowe miejsca zapisu MEA (2 miejsca wrażliwe na glutaminian i 2 miejsca wartownicze) umożliwiają samoodniesienie, co przyczynia się do dokładności wykrywania. Ponadto na każdą elektrodę nakładana jest warstwa wykluczająca, która nadaje selektywność, zapobiegając wykrywaniu innych cząsteczek zakłócających7. Co więcej, niskoprofilowa konstrukcja MEA pozwala na minimalne urazy tkanek w porównaniu z wcześniejszymi technologiami. Ta sama cecha nadaje MEA wyższą rozdzielczość przestrzenną, co ułatwia badanie mikroskopijnych obszarów w mózgu. Na przykład dyskretne obszary hipokampa (zakręt zębaty, CA1, CA2) mogą być specjalnie badane8. Szczegółowe informacje na temat funkcjonalności MEA zostały już wcześniej opisane9.

W porównaniu do elektrochemii MEA, mikrodializa zawiera membranę umieszczoną pomiędzy roztworem będącym przedmiotem zainteresowania a roztworem o podobnym składzie, co pozwala na wykrycie zmian w płynie pozakomórkowym10. Chociaż mikrodializa jest podstawą neurochemii i od dawna jest stosowana do wykrywania neuroprzekaźników, ma wadę w postaci niskiej rozdzielczości w czasie, opóźnionego wykrywania zmian glutaminianu i znacznego urazu tkanki11.

MEA mogą pośrednio wykrywać neuroprzekaźniki, takie jak glutaminian, acetylocholina i cholina, używając odpowiednich enzymów oksydazy, które wytwarzają elektroaktywne cząsteczki reporterowe, takie jakH2O2 lub O212,13.

Technologia MEA jest szeroko stosowana u szczurów i naczelnych do badania neurotoksyczności w kontekście procesów patofizjologicznych innych niż AIN7,14. Wśród niektórych z tych procesów patofizjologicznych, technologia MEA została wykorzystana do badania choroby Alzheimera, epilepsji, urazowego uszkodzenia mózgu oraz wpływu związków farmakologicznych na komunikację synaptyczną8,15,16,17. Chociaż MEA zostały wykorzystane do badania tych patologii u szczurów i naczelnych innych niż ludzie, wysokie podobieństwo rozwojowe między ludźmi a mózgami prosiąt sprawia, że adaptacja technologii MEA u prosiąt jest wysoce odpowiednią techniką do badania mechanizmu(ów) AIN18.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prosięta (Sus scrofa) są przyjmowane przez lokalną farmę wstępnie zatwierdzoną przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Ohio (OSU) (IACUC). Po zatwierdzeniu protokołu, eksperymenty na zwierzętach są przeprowadzane zgodnie z polityką IACUC.

1. Obchodzenie się z prosiętami i prosiętami

  1. Wykorzystaj samce i samice prosiąt w sposób systematyczny i losowy, aby wyeliminować wszelkie potencjalne czynniki zakłócające ze względu na płeć zgodnie z wytycznymi ARRIVE19.
    UWAGA: Ponieważ okres maksymalnego wzrostu mózgu przypada na 3-5 dni od urodzenia prosiąt, eksperymenty przeprowadza się wyłącznie na prosiętach w wieku 3-5 dni.
  2. Upewnij się, że prosięta przybędą do wiwarium co najmniej 24 godziny przed eksperymentami, aby umożliwić aklimatyzację w środowisku.
    UWAGA: Przeszkolony personel weterynaryjny zapewnia rutynową opiekę nad zwierzętami. Prosięta są trzymane w indywidualnie utrzymywanych, stale monitorowanych klatkach i otrzymują pełnowartościowy preparat mlekozastępczy ad libitum, aby zapobiec hipoglikemii. Prosięta są również trzymane bez preparatu mlekozastępczego (zero na os) przez co najmniej 3 godziny przed znieczuleniem i są zaopatrywane w koce i zabawki, aby zapewnić normalny poziom stymulacji. Jeśli to możliwe, trzymaj wiele prosiąt w tej samej klatce, aby umożliwić socjalizację.

2. Rozwój i dostosowywanie MEA do badań AIN w modelu prosiąt

UWAGA: Ta technologia wykorzystuje MEA oparte na enzymach, które są wstępnie pokryte enzymem i galwanicznie podane dichlorowodorkiem m-fenylenodiaminy (mPD). Elektrody zostały specjalnie zaprojektowane ze sztywnym trzonkiem o średnicy 40 mm i wyprodukowane do użytku u prosiąt (Rysunek 1).

  1. Aby uniknąć redundancji, zapoznaj się ze szczegółowym opisem przygotowania i kalibracji MEA, jak opisano wcześniej15 (Rysunek 2).

3. Znieczulenie i użycie niestandardowego aparatu stereotaktycznego dla prosiąt

  1. Znieczulenie zwierząt za pomocą stanowiska anestezjologicznego z odpowiednim respiratorem i urządzeniami monitorującymi oraz monitorowanie parametrów fizjologicznych, takich jak pulsoksymetria, nieinwazyjne ciśnienie krwi, elektrokardiografia i temperatura przez cały czas trwania eksperymentu, jak opisano wcześniej19. Zaintubować i przewietrzyć prosięta, a następnie podawać znieczulenie sewofluranem przy 1 minimalnym stężeniu pęcherzykowym (MAC) (około 2,5-3%) przez 3,5 godziny. Upewnij się, że przeszkoleni pracownicy laboratorium są obecni podczas tych eksperymentów. Sierść pokrywająca obszar operacyjny jest usuwana za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia przed przygotowaniem skóry.
    UWAGA: Stężenie i czas trwania zastosowanego środka znieczulającego pozwala eksperymentowi symulować czas rzeczywistej ekspozycji na znieczulenie podczas zabiegu chirurgicznego. Ponadto sewofluran jest najczęściej stosowanym środkiem znieczulającym w populacji pediatrycznej, co sprawia, że badania dotyczące jego bezpieczeństwa mają ogromne znaczenie.
  2. Przed umieszczeniem w ramie stereotaktycznej należy rozpocząć podawanie rokuronium w dawce nasycającej 2,5 mg/kg mc. i infuzji 1,5 mg/kg/h, aby zapobiec przemieszczaniu się zwierzęcia w ramie.
    1. Umieść prosię w ramce stereotaktycznej specyficznej dla prosiąt, gdy odpowiednia głębokość znieczulenia zostanie potwierdzona przez uszczypnięcie palca.
    2. Zapewnij odpowiednią wyściółkę w ramie stereotaktycznej, umieszczając prosię na podkładce rozgrzewającej z wymuszonym powietrzem z dodatkową wyściółką (np. pozycjonerem fluidalnym), aby zapobiec odleżynom.
    3. Umieść zęby górnej żuchwy nad listwą zębatą (Rysunek 3).
      UWAGA: Listwa zębowa powinna znajdować się na wystarczającym poziomie, aby bardzo mocno utrzymać czaszkę na miejscu.
    4. Zamocuj i dokręć penetrujące nauszniki w uszach, uważając, aby prosię znajdowało się w pozycji środkowej. Umieść spiczaste końcówki bocznych uchwytów w przewodzie słuchowym i włóż listwy uszne na tyle mocno, aby usłyszeć dźwięk "trzasku" związany z penetracją błony bębenkowej. Mocno przymocuj nauszniki do czaszki i włóż je na równą głębokość z każdej strony, aby zapobiec ruchowi czaszki podczas eksperymentu (Rysunek 4, Panel A).
      UWAGA: Niezwykle ważne jest, aby utrzymywać prosięt w cieple (~ 37,8-38,6 °C) i stale monitorować temperaturę podczas całej procedury w celu utrzymania normotermii. Można to osiągnąć za pomocą koca i/lub lampy grzewczej. Pamiętaj, aby umieścić lampę grzewczą w odpowiedniej odległości, aby uniknąć poparzenia skóry zwierzęcia.
  3. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości 4-6 cm wzdłuż czaszki, zachowując ostrożność, aby uniknąć natarcia czaszki skalpelem. Po wykonaniu nacięcia użyj delikatnego wycofania i rozwarstwienia, aby podnieść skórę głowy od czaszki. Delikatnie wyszoruj czaszkę gazikiem, aby usunąć tkankę łączną i odsłonić linie szwów (Rysunek 4, Panel B).
    UWAGA: Nie jest konieczne zachowanie sterylności podczas eksperymentów niemających na celu przeżycia. Jednak podczas eksperymentów survivalowych należy zachować sterylność.
  4. W razie potrzeby należy dodatkowo odbić skórę głowy, aby odsłonić obszar zainteresowania i określić zamierzone miejsce kraniotomii (Rysunek 5, Panel A). Użyj wiertła chirurgicznego, aby stworzyć okno kraniotomii o długości około 0,25cm2 (może być większe lub mniejsze w zależności od celów eksperymentalnych) nakładające się na strukturę będącą przedmiotem zainteresowania, zachowując ostrożność, aby nie uszkodzić opony twardej lub leżącego poniżej mózgu (Rysunek 5, Panel B). Użyj cienkich nożyczek chirurgicznych, aby wyciąć oponę twardą pokrywającą tkankę mózgową (Ryc. 5, Panel C).
  5. Umieść elektrodę tak pionowo, jak to możliwe nad bregmą, mocując metalowe ramię stopnia czołowego do mikromanipulatora stereotaksu prosiąt. Opuść elektrodę tak bardzo, jak to możliwe, nie dotykając powierzchni czaszki. Zapisz współrzędne bregmy (Rysunek 6, Panel A).
    1. Określ współrzędne przednio-tylne i przyśrodkowo-boczne, a także głębokość interesującej nas struktury w odniesieniu do bregmy. Określ współrzędne stereotaktyczne za pomocą atlasu stereotaktycznego odpowiedniego dla gatunku i wieku. W takim przypadku należy skorzystać z atlasu stereotaktycznego opracowanego specjalnie dla prosiąt20.
    2. Zmień położenie elektrody tak, aby miała prawidłowe położenie przednio-tylne i przyśrodkowo-boczne, upewniając się, że zarówno mikroelektroda, jak i aparat są prostopadłe do powierzchni. Umieść pseudo-elektrodę referencyjną pod skórą głowy, zapewniając kontakt ze zwierzęciem (Rysunek 6, Panel B).
    3. Powoli i delikatnie opuść elektrodę na odpowiednią głębokość w głąb mózgu za pomocą ramienia stereotaktycznego. W przypadku końcowych 2 mm użyj mikronapędu hydraulicznego, aby dalej napędzać elektrodę do dokładnego miejsca (Rysunek 6, Panel C).
      UWAGA: Pozycja elektrody powinna leżeć nad okienkiem kraniotomii. Głębokość elektrody będzie się różnić w zależności od interesującej struktury mózgu. Nie jest konieczne zamykanie nacięcia po zakończeniu zbierania danych w eksperymentach niemających na celu przeżycia.

4. Pomiar glutaminianu zewnątrzkomórkowego w znieczuleniu sewofluranem

  1. Upewnij się, że prosięt jest pod ciągłym nadzorem fizjologicznym przez cały czas trwania tej procedury. Prosięta są znieczulane wziewnie (przez stożek twarzowy) w ramach przygotowań do zabiegu.
  2. Po implantacji MEA odczekaj 30 minut, aby elektroda osiągnęła linię podstawową, aby upewnić się, że prawidłowy pomiar zostanie uzyskany przez 3 godziny (Rysunek 7).
  3. 0,25% bupiwakainy (1 ml/kg) podaje się podskórnie w miejsce zabiegu w celu leczenia bólu pooperacyjnego. Ponadto buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu jest podawana podskórnie co 72 godziny, w zależności od potrzeb.

5. Perfuzja i ofiara

  1. Wykonaj procedury perfuzji i pobrania tkanki mózgowej zgodnie z wcześniejszym opisem21. W przypadku operacji, które nie dają szansy na przeżycie, zwierzęta są poddawane eutanazji natychmiast po eksperymentach, wciąż w znieczuleniu ogólnym.
  2. Weź duże przekroje poprzeczne nieruchomego mózgu prosiąt i użyj mikroskopii świetlnej, aby zobrazować tor elektrody, jak opisano wcześniej22, aby umożliwić weryfikację umieszczenia MEA, zapewniając prawidłowe umieszczenie w obszarze zainteresowania.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie potwierdzające słuszność koncepcji z wykorzystaniem enzymatycznej technologii ceramicznej MEA w modelu prosiąt może dostarczyć wyjątkowego wglądu w dynamikę glutaminianu leżącą u podstaw AIN. Badanie to pokazuje ponadto, że technologia MEA oparta na enzymach może być z powodzeniem zaadaptowana w modelu prosiąt do pomiaru fizjologicznych i związanych ze znieczuleniem zmian w aktywności neuroprzekaźników z wysoką czułością oraz wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową. Homeostaza fizjologiczna była utrzymywana przez cały czas trwania naszych eksperymentów przy użyciu klinicznie istotnych metod i standardów, a żadne prosięt nie wykazywało oznak zaburzeń fizjologicznych.

Uzyskane dane wskazują na zdolność MEA do precyzyjnego i przestrzennego rozdzielania pomiarów neuroprzekaźników w korowych i podkorowych strukturach mózgu. Zastosowanie aparatu stereotaktycznego umożliwia jednoznaczną identyfikację struktury powierzchni odniesienia (bregma) w celu spójnego zlokalizowania obszaru zainteresowania, niezależnie od indywidualnych różnic w wielkości i anatomii prosiąt. Przejrzysta wizualizacja szwów ułatwia spójne regionalne rozmieszczenie MEA z dokładnością w zakresie mikrometrów (Rysunek 4). Uzyskanie dostępu do powierzchni kory mózgowej jest minimalnie traumatyczne ze znikomym krwawieniem, zapewniając, że jakakolwiek dynamika glutaminianu in vivo nie jest spowodowana niezamierzonym ogólnoustrojowym lub miejscowym uszkodzeniem (Ryc. 5). Niestandardowy, sztywny MEA jest następnie ustawiany prostopadle do płaszczyzny czołowej prosiąt (Rysunek 6). Niewłaściwe wyrównanie MEA przed wprowadzeniem może uniemożliwić dokładny zapis przestrzenny docelowego obszaru, szczególnie w przypadku obszarów podkorowych.

Pomiary glutaminianu in vivo w czasie rzeczywistym zostały wykonane w hipokampach 3-4-dniowych prosiąt (n = 4) pod 2,5-3% znieczuleniem sewofluranem (około 1 MAC). Pomiary amperometrii rejestrowano przy 4 Hz i przekształcano na stężenie za pomocą regresji liniowej opartej na parametrach kalibracji (Rysunek 8, Panel A). Dla każdego punktu czasowego sygnały z dwóch miejsc wrażliwych na glutaminian zostały uśrednione przed odjęciem uśrednionego sygnału wartowniczego w celu uzyskania skorygowanego sygnału glutaminianu. Te ciągłe pomiary zostały wygładzone poprzez zastosowanie średniej ruchomej w celu lepszej wizualizacji ogólnego trendu w czasie (Rysunek 8, Panel B). Obliczono, że średnie podstawowe stężenie glutaminianu wynosi 4,61 ± 0,02 μM i pozostaje stosunkowo stabilne w trakcie ekspozycji na środek znieczulający. Przejściowa aktywność glutaminergiczna została zidentyfikowana u jednego zwierzęcia, analizując piki sygnału, które nie były skorelowane z sygnałem wartowniczym (R2 < 0,5) i przekroczyły stosunek sygnału do szumu wynoszący 3 (Rysunek 9, Panel A). W sumie 116 przejściowych pików zostało wykrytych w okresie 3,5 godziny (Rysunek 10, Panel A). Na ogół obserwowano, że amplituda powstałych przejściowych pików mieści się w zakresie 1 μM (Rysunek 10, Panel B). W celu ilościowego określenia czasu trwania każdego stanu nieustalonego uzyskano czas (t80) wymagany, aby każda maksymalna wartość piku zanikła o 80% (Rysunek 9, Panel B). Średnia t80 wszystkich stanów przejściowych glutaminianu podczas 3,5-godzinnego okresu rejestracji wynosiła 4,68 ± 0,82 s (Rysunek 10, Panel C). Dane te pokazują, że możliwe jest dokładne zmierzenie zarówno przedłużonej, jak i przejściowej aktywności neuroprzekaźników w podkorowym obszarze znieczulonego mózgu prosiąt

.

figure-results-1
Rysunek 1: Wizualne porównanie typów układów mikroelektrod SG-2. Matryce SG-2 zawierają dwa miejsca wrażliwe na glutaminian i dwa miejsca wartownicze niewrażliwe na glutaminian (150 μm x 20 μm na miejsce). (A) Układ mikroelektrod z elastycznym wałem jest pokazany po lewej stronie. Układ mikroelektrod ze sztywnym trzonem został specjalnie zaprojektowany do stosowania u prosiąt i umożliwia głębszą implantację u dużych zwierząt. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Przegląd procesu przygotowania i kalibracji matrycy mikroelektrod. Całkowite przygotowanie MEA i kalibracja trwają około tygodnia. Enzym powlekający, warstwa wykluczająca i anality kalibracyjne są specyficzne dla neuroprzekaźnika będącego przedmiotem zainteresowania. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Ryc. 3: Umieszczenie prosiąt w aparacie stereotaktycznym. Pysk prosiąt umieszcza się na pasku gębowym bezpośrednio za zębami kłów. Penetrujące pręty uszne są wprowadzane do kanałów słuchowych w celu zabezpieczenia tylnego końca czaszki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Umieszczenie prosiąt w aparacie stereotaktycznym do kraniotomii. (A) Głowa prosiąt jest ściśle zabezpieczona w niestandardowej ramie stereotaktycznej, zapewniając spójne umieszczenie MEA. Widoczne jest równomierne rozmieszczenie penetrujących nauszników. (B) Nacięcie przednio-tylne w linii środkowej wzdłuż skóry głowy. Unikano nacinania czaszki w celu uwidocznienia szwów koronalnych i strzałkowych oraz optymalizacji wizualizacji bregmy. Pokazano podziałkę skali, aby wskazać względną wielkość nacięcia i położenie okna kraniotomii. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rycina 5: Kraniotomia w celu uzyskania dostępu do hipokampa. (A) Skóra głowy dodatkowo odbita, aby odsłonić przybliżoną lokalizację przyczepu MEA zgodnie ze współrzędnymi stereotaktycznymi. Obszar zakreślony jest oznaczony (kropka), aby poprowadzić kraniotomię. (B) Okienko kraniotomii (0,25 cm2) z usuniętym płatem czaszki w celu odsłonięcia leżącej pod spodem opony twardej. (C) Opony mózgowe zostały ostrożnie usunięte, aby odsłonić powierzchowną korę mózgową bez uszkodzenia tkanki. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rycina 6: Umiejscowienie MEA i wprowadzenie do hipokampa. (A) Umieszczenie MEA w bregmie w celu określenia względnej stereotaktycznej lokalizacji hipokampa. (B) Stereotaktyczne umieszczenie MEA na powierzchni mózgu w celu określenia głębokości wstawienia hipokampa. Srebrna elektroda pseudoreferencyjna bezpiecznie umieszczona pod skórą głowy (oznaczona strzałką). (C) MEA wprowadzony na odpowiedniej głębokości w celu uzyskania w czasie rzeczywistym, zewnątrzkomórkowych pomiarów glutaminianu in vivo w hipokampie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Zachowanie MEA w 30-minutowym okresie bazowym. Początkowy szybki wzrost odpowiada zejściu MEA do hipokampa za pomocą mikromanipulatora. Okres linii bazowej rozpoczyna się, gdy MEA osiągnie odpowiednią głębokość (linia przerywana). Zewnątrzkomórkowe pomiary glutaminianu zmniejszą się w ciągu 30 minut i nie powinny być interpretowane jako odczyty fizjologiczne. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-8
Rycina 8: Pomiary zewnątrzkomórkowego glutaminianu w czasie rzeczywistym w hipokampie nowonarodzonej świni w znieczuleniu sewofluranem. (A) Średnia ruchoma stężenia glutaminianu w hipokampie jednego nowonarodzonego świni w znieczuleniu sewofluranem (przy użyciu 10 punktów danych). Pomiary wykonywano przy częstotliwości 4 Hz przez 3 godziny po krótkim 30-minutowym okresie bazowym. (B) Wygładzanie pomiarów glutaminianu przy użyciu średniej ruchomej 100 punktów co 15 minut w celu lepszej wizualizacji trendu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-9
Rycina 9: Identyfikacja przejściowej aktywności glutaminianu w hipokampie nowonarodzonej świni w znieczuleniu sewofluranem. (A) Przejściowe piki glutaminianu (na czerwono) są oznaczone na wykresie glutaminianu w czasie rzeczywistym. Piki uznano za istotne, gdy stosunek sygnału do szumu przekraczał 3, a ich sygnał nie był skorelowany z sygnałem wartowniczym (R2 < 0,5). (B) Reprezentatywny przejściowy pik zidentyfikowany w Rysunek 9, Panel A. Linie przerywane wskazują całkowity czas potrzebny do zaniku piku o 80%. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-10
Rycina 10: Charakterystyka stanów przejściowych glutaminianu w hipokampie nowonarodzonej świni w znieczuleniu sewofluranem. (A) Liczba przejściowych pików glutaminianu w 15-minutowych przedziałach. Piki uznano za istotne, gdy stosunek sygnału do szumu przekraczał 3, a ich sygnał nie był skorelowany z sygnałem wartowniczym (R2 < 0,5). (B) Amplituda przejściowych pików glutaminianu. Słupki błędu wskazują błąd standardowy średniej. (C) Średnia T80 przejściowych pików glutaminianu. Słupki błędu wskazują błąd standardowy średniej. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Od początku eksperymentu fizjologiczna homeostaza prosiąt musi być utrzymana, jak opisano we wcześniejszej publikacjitego laboratorium 21. Minimalne monitorowanie powinno obejmować pulsoksymetrię, elektrokardiografię, kapnografię, nieinwazyjne ciśnienie krwi i temperaturę. Potrzebni są przeszkoleni badacze, aby zaburzenia fizjologiczne (np. hipo/hipertermia, niedotlenienie, niedociśnienie, arytmia) mogły być odpowiednio skorygowane.

Przed indukcją przeprowadza się kalibracje MEA in vitro w celu ustalenia funkcjonalności i selektywności MEA w znanych warunkach. Kalibracja i powlekanie MEA ma kluczowe znaczenie dla efektywnego wykorzystania tej technologii. Istnieje wiele potencjalnych błędów, które mogą wystąpić podczas kalibracji. Kalibracja może zidentyfikować te problemy, a także niewłaściwe poszycie, które prowadzi do nieprawidłowej reakcji zakłóceń. Sporządzono bardziej szczegółowy tabelaryczny opis błędów, które mogą wystąpić w odpowiedzi MEA, wraz z godnymi uwagi przyczynami i sugerowanymi rozwiązaniami, które powinny okazać się użytecznym narzędziem do prawdopodobnego rozwiązywania problemów (Tabela 1). Ważne jest, aby pamiętać, że zarówno przed kalibracją, jak i galwanizacją, szklaną elektrodę odniesienia należy sprawdzić pod kątem obecności pęcherzyków powietrza lub białych przebarwień, ponieważ będą one miały negatywny wpływ na funkcję MEA i dokładność zapisu.

ObjawPrzyczynaDziałania naprawcze
Brak sygnałuElektroda nie jest podłączonaPrawidłowo podłącz elektrodę do sceny czołowej, a scenę czołową do systemu amperometrii FAST.
Brak zasilania systemu amperometrycznego FASTWłącz wyłącznik zasilania z tyłu systemu FAST
Szum sygnałuElektroda zanieczyszczona krwiąCiągłe nawadnianie powierzchni mózgu podczas wprowadzania elektrody
Natychmiast przepłukać elektrodę w dH2O
Powłoka enzymatyczna jest luźnaOczyść i ponownie pokryj elektrodę
Elektroda referencyjna nie została włożona ani pokrytaPokryj i umieść elektrodę odniesienia głębiej pod skórą głowy
Elektroda wykrywa ruch powierzchni mózguZwykle występuje w strukturach powierzchownych. Jeśli to możliwe, włóż elektrodę głębiej (1 mm na raz)
Przemieszczanie zwierzątZwierzę jest nieodpowiednio zabezpieczonePrzesuń zwierzę w kierunku tylnym, aby lepiej zabezpieczyć uszniki na czaszce. W razie potrzeby unieś tułów, aby umożliwić lepsze ułożenie ciała.
Zwierzę jest nieodpowiednio znieczuloneSprawdź integralność sprzętu anestezjologicznego. Zwiększyć dawkę środka znieczulającego do skutecznej dawki i podać domięśniowo dawkę rokuronium (5 mg/kg)
Niedokładne umieszczenie elektrodElektroda nie jest prawidłowo ustawionaWyreguluj elektrodę, zachowując prawidłowe połączenie ze sceną czołową.
Współrzędne stereotaktyczne są niedokładneUpewnij się, że atlas prosiąt, do którego odwołuje się odwołanie, nie używa innego punktu odniesienia lub płaszczyzny wyrównania.
Uważaj, aby nie zasłaniać śladów szwów poprzez nacinanie czaszki.

Tabela 1: Instrukcje dotyczące rozwiązywania problemów ze stosowaniem MEA u prosiąt. Możliwe przyczyny i działania naprawcze pomagające w optymalizacji i rozwiązywaniu problemów.

Atlas stereotaktyczny dla prosiąt służy do określenia współrzędnych stereotaktycznych obszaru zainteresowania w odniesieniu do znanego punktu, takiego jak bregma18. Pręty uszne powinny być odpowiednio zabezpieczone, aby czaszka była wypoziomowana i całkowicie unieruchomiona. Należy zachować ostrożność podczas nacięcia w linii środkowej skóry głowy, aby uniknąć nacięć czaszki, ponieważ może to wpłynąć na wizualizację linii szwów. Okno kraniotomii powinno być wystarczająco duże, aby pomieścić MEA.

Protokół ten wiąże się z szeregiem wyzwań technicznych, które wymagają dobrze zaopatrzonego bloku operacyjnego oraz badacza/zespołu wykwalifikowanego w chirurgicznych i anestezjologicznych aspektach protokołu. Model dodatkowo ma ograniczenia finansowe, ponieważ model prosiąt jest droższy niż model gryzonia; Jest to jednak znacznie mniej kosztowne niż wykorzystanie naczelnych innych niż ludzie, które może kosztować tysiące dolarów. Zastosowanie technologii MEA wiąże się z pewnymi wyzwaniami, ponieważ procedura ręcznego powlekania i powlekania elektrod wymaga wykwalifikowanego badacza lub asystenta, aby zapewnić wystarczającą selektywność i niezawodne działanie. Same mikroelektrody są delikatne, ponieważ są wykonane z ceramiki, a zatem łatwo je uszkodzić, jeśli nie zostanie zachowana odpowiednia ostrożność. Mikroelektrody są narażone na zakłócenia powodowane przez inne urządzenia elektryczne, które mogą powodować szumy w nagraniach, oraz przez krew w miejscu operacji, która może zasłaniać miejsca nagrywania. Potrzeba specjalistycznego sprzętu stanowi dodatkowe obciążenie, ponieważ stereotaktyczna rama chirurgiczna musi być zbudowana na zamówienie, aby unieruchomić czaszkę prosiąt podczas implantacji. Rama stereotaktyczna, oksydaza glutaminianu i same elektrody są kosztowne. Dodatkowo, brak atlasu stereotaktycznego prosiąt w ciągu ostatniej dekady stwarza ograniczenia techniczne, które wymagają szczególnej wiedzy specjalistycznej w celu określenia konkretnej lokalizacji głębokich struktur w mózgu prosiąt. Opracowanie nowego atlasu stereotaktycznego, być może wykorzystującego rezonans magnetyczny, znacznie zwiększyłoby możliwości wykorzystania tej technologii u prosiąt.

Prosięt jest klinicznie istotnym modelem do badania AIN, głównie ze względu na podobieństwa, które istnieją między tym gatunkiem a ludzkim noworodkiem, ponieważ oba mają podobną strukturę i rozwój mózgu. W przeciwieństwie do częściej używanych modeli, takich jak myszy czy szczury, prosię ma większe podobieństwo do OUN do ludzi, co nadaje przekładalność wyników modelu. Model prosiąt jest dodatkowo tańszy i wiąże się z mniej skomplikowaną obsługą niż model naczelnych innych niż człowiek. Model prosiąt ma na celu zbadanie procesu, w którym znieczulenie może wywołać neurotoksyczność rozwojową, zmierzenie jej udziału w uszkodzeniach neurologicznych i zwalczanie problemu uszkodzeń spowodowanych przez zmienne zakłócające. Na przykład niedotlenienie może być błędnie interpretowane jako uszkodzenia spowodowane przez środki znieczulające, ponieważ ma globalny wpływ na mózg. Prosię jest wykorzystywane w tych samych warunkach chirurgicznych i anestezjologicznych, co w medycynie ludzkiej, aby zapewnić wierność wyników.

Zastosowanie technologii MEA na bazie ceramiki eliminuje szereg wad związanych ze współczesną techniką mikrodializy. Mikrodializa ma ograniczoną rozdzielczość czasową i przestrzenną w porównaniu z metodami amperometrycznymi, takimi jak MEA, które mogą w sposób ciągły rejestrować zdarzenia glutaminianu w wielu mikroskopijnych obszarach z częstotliwością do 10 Hz23. Ta szybka częstotliwość próbkowania eliminuje czynnik zakłócający w postaci zlokalizowanej dyfuzji neuroprzekaźników, który jest nieodłącznym elementem metod powolnego próbkowania, takich jak mikrodializa24. Ponadto MEA jest mniej inwazyjną metodą niż sonda mikrodializy, która może powodować znaczne glejozę podczas wprowadzania i może zmieniać aktywność neuroprzekaźników w miejscu wprowadzenia22.

Poprzednie badania wykorzystujące szereg modeli ssaków, technik pomiarowych i obszarów mózgu wykazały podstawowe poziomy glutaminianu porównywalne z tymi, które stwierdzono przy użyciu tej techniki. Sugeruje to, że technologia MEA, po dostosowaniu do modelu prosiąt, zapewnia prawidłowe zapisy stężenia glutaminianu in vivo (Tabela 2).

Autor (rok)Technika nagrywaniaModel zwierzęcyWiekRegion(y) mózguŚrednie podstawowe stężenie glutaminianu (μM)
Hascup i in. (2008)23MEA (na bazie enzymów)Gryzoń20 - 24 tygodnieKora przedczołowa, prążkowie3.3 ± 1.0; 5.0 ± 1.2
Hascup i in. (2010)25MEA (na bazie enzymów)Gryzoń3 - 6 miesięcyHippocampus4.7 - 10.4
Rutherford i in. (2007)9MEA (na bazie enzymów)Gryzoń3 - 6 miesięcyKora przedczołowa, prążkowie44.9 ± 4.7; 7.3 ± 0.9 
Miele i in. (1996)26Mikrodializa (na bazie enzymów)Gryzoń-Prążkowiu3.6  ± 0.5
Day i in. (2006)27MEA (na bazie enzymów)Gryzoń3 - 6 miesięcyKora czołowa, prążkowie1.6 ± 0.3 ; 1.4 ± 0.2 
Quintero i in. (2007)28MEA (na bazie enzymów)Naczelny inny niż człowiek5,3 - 5,5 rokuKora przedruchowa, kora ruchowa3.8 ± 1.7; 3.7 ± 0.9 
Stephens i in. (2010)29MEA [Spencer-Gerhardt-2 (SG-2)]Naczelny inny niż człowiek11 - 21 latSkorupa8.53
Kodama i in. (2002)30Mikrodializa (na bazie enzymów)Naczelny inny niż człowiek-Kora przedczołowa1.29 - 2.21
Galvan i in. (2003)31Mikrodializa (na bazie enzymów)Naczelny inny niż człowiekMłodocianyPrążkowiu28.74 ± 2.73
Podczas i Spencer (1993)32Mikrodializa (na bazie enzymów)Ludzki18 - 35 latHippocampus20.3 ± 6.6
Reinstrup et al. (2000)33Mikrodializa (na bazie enzymów)Ludzki-Kora czołowa16 ± 16
Cavus i in. (2005)34Mikrodializa (na bazie enzymów)Ludzki15 - 52 lataKora nowa2.6 ± 0.3

Tabela 2. Porównanie podstawowych zewnątrzkomórkowych poziomów glutaminianu w różnych modelach zwierzęcych. Wybrany przegląd badań ustalających prawidłowy zewnątrzkomórkowy poziom glutaminianu u zdrowych, obudzonych i znieczulonych zwierząt za pomocą mikrodializy lub mikroelektrod.

Zastosowanie technologii MEA do monitorowania stężeń glutaminianu in vivo w modelu prosiąt może pozwolić na przyszłą ocenę wyników neurologicznych prosiąt po znieczuleniu. Zaplanowano eksperymenty mające na celu przeżycie, które pozwolą lepiej zrozumieć długoterminowy wpływ znieczulenia na dobrostan neurokognitywny noworodków. Eksperymenty survivalowe pozwolą na testowanie behawioralne i monitorowanie zmian glutaminianu jeszcze długo po ekspozycji na znieczulenie. Często zdarza się również, że dzieci poddawane są znieczuleniu w warunkach, w których mogą odczuwać stres fizjologiczny w postaci interwencji chirurgicznej. Przyszłe badania dotyczące wpływu chirurgii na urazy neurologiczne i wzrost neurotoksyczności pozwoliłyby na dokładniejsze modelowanie powszechnego środowiska klinicznego dla dzieci. Możliwe jest również wykorzystanie alternatywnych modeli zwierzęcych, podobnie jak badanie tych różnych modeli poprzez przewlekłą implantację, co pozwala nam śledzić zmiany behawioralne związane z neurotoksycznością. Sama technologia MEA jest wszechstronna, więc przyszłe badania nie muszą ograniczać się do analizy poziomów glutaminianu (np. GABA, choliny, lizyny itp. można przeanalizować).

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Greg Gerhardt jest głównym właścicielem Quanteon LLC. Jorge Quintero i Jason Burmeister pełnili funkcję konsultantów Quanteon LLC.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować za wkład Centrum Technologii Mikroelektrod Uniwersytetu Kentucky (CenMeT) oraz Centrum Zasobów Zwierzęcych Uniwersytetu Stanowego Ohio (ULAR).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Advance Liqui-Wezjoner Preparat mlekozastępczy dla świńPBS Animal Health292-13
Maska stożkowa do znieczulenia prosiątVetEquip921428
Integra SL Stacja robocza do anestezjologiiDRE Veterinary2350Ta stacja anestezjologiczna została wybrana tak, aby jak najlepiej naśladować monitorowanie kliniczne doświadczane przez pacjentów pediatrycznych na sali operacyjnej. Można użyć dowolnego urządzenia do znieczulenia, o ile pozwala na wystarczające monitorowanie fizjologiczne i interwencję.
SevofluraneUltane0074-4456-04
Bromek rokuronium do wstrzykiwańHospira0409-9558-05
Medfusion 4000 Wlew dożylny Smiths Medical
Model 1530 Heavy-Duty Research Model StereotaxKopfna zamówienie
Model 1541 Adapter dla prosiątKopfna zamówienie
Lampa punktowa na podczerwieńAmazonB000HHQ94C
Bair Hugger Koc tułowia3M540
Bair Hugger3M750
Sterylny Podkładka do przygotowania alkoholuFisherbrand22-363-750
Ostrze chirurgiczne ze stali węglowejBard-Parker#10
Skalpel HändelHAN-G4
Świat Instrumenty precyzyjne504615
Kleszcze do komarówInstrumenty chirurgiczne Sklar17-1225
Podkładki z gazyFisherbrand22-246-069
Kleszcze do tkanek AdsonTeleflex181223
Dremel 111 Frez do grawerowaniaAmazonDremel 111
Microelectrode ArrayCenter for Microelectrdoe Technology, University of KentuckyS2 4Ch MEA; wykonany na zamówienie
HeadstageQuanteon2pA/mV
Drut, srebrny, PFA, .008" Goły, .0110" powlekanyA-M Systems786500
Drobny mikromanipulatorNarishige Scientific Instrument LabMO-8
Nożyczki chirurgiczne

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. National hospital discharge Survey: 2007 summary. Natl Health Stat Report. (29), 1-24 (2010).">Hall, M. J., DeFrances, C. J., Williams, S. N., Golosinskiy, A., Schwartzman, A. National hospital discharge Survey: 2007 summary. Natl Health Stat Report. (29), 1-24 (2010).
  2. Blockade of NMDA receptors and apoptotic neurodegeneration in the developing brain. Science. 283 (5398), 70-74 (1999).">Ikonomidou, C., et al. Blockade of NMDA receptors and apoptotic neurodegeneration in the developing brain. Science. 283 (5398), 70-74 (1999).
  3. Glutamate and neurotrophic factors in neuronal plasticity and disease. Ann N Y Acad Sci. 1144 (1), 97-112 (2008).">Mattson, M. P. Glutamate and neurotrophic factors in neuronal plasticity and disease. Ann N Y Acad Sci. 1144 (1), 97-112 (2008).
  4. Glutamate neurotoxicity, oxidative stress and mitochondria. FEBS Lett. 497 (1), 1-5 (2001).">Atlante, A., et al. Glutamate neurotoxicity, oxidative stress and mitochondria. FEBS Lett. 497 (1), 1-5 (2001).
  5. Inhalational agents in anesthesia induced developmental neurotoxicity - Recent advances. Trends in Anaesthesia and Critical Care. 11 (1), 14-18 (2016).">Kavitha, J., Durga, P., Ramachandran, G. Inhalational agents in anesthesia induced developmental neurotoxicity - Recent advances. Trends in Anaesthesia and Critical Care. 11 (1), 14-18 (2016).
  6. A holistic approach to anesthesia-induced neurotoxicity and its implications for future mechanistic studies. Neurotoxicol Teratol. 60 (2), 24-32 (2017).">Zanghi, C. N., Jevtovic-Todorovic, V. A holistic approach to anesthesia-induced neurotoxicity and its implications for future mechanistic studies. Neurotoxicol Teratol. 60 (2), 24-32 (2017).
  7. In situ real-time monitoring of glutamate and electrophysiology from cortex to hippocampus in mice based on a microelectrode array. Sensors (Basel). 17 (1), 1-8 (2016).">Fan, X., et al. In situ real-time monitoring of glutamate and electrophysiology from cortex to hippocampus in mice based on a microelectrode array. Sensors (Basel). 17 (1), 1-8 (2016).
  8. Diffuse brain injury elevates tonic glutamate levels and potassium-evoked glutamate release in discrete brain regions at two days post-injury: an enzyme-based microelectrode array study. J Neurotrauma. 27 (5), 889-899 (2010).">Hinzman, J. M., et al. Diffuse brain injury elevates tonic glutamate levels and potassium-evoked glutamate release in discrete brain regions at two days post-injury: an enzyme-based microelectrode array study. J Neurotrauma. 27 (5), 889-899 (2010).
  9. Chronic second-by-second measures of L-glutamate in the central nervous system of freely moving rats. J Neurochem. 102 (3), 712-722 (2007).">Rutherford, E. C., Pomerleau, F., Huettl, P., Strömberg, I., Gerhardt, G. A. Chronic second-by-second measures of L-glutamate in the central nervous system of freely moving rats. J Neurochem. 102 (3), 712-722 (2007).
  10. Brain microdialysis. J Neurochem. 52 (6), 1667-1679 (1989).">Benveniste, H. Brain microdialysis. J Neurochem. 52 (6), 1667-1679 (1989).
  11. An improved method for the detection of changes in brain extracellular glutamate levels. J Neurosci Methods. 81 (1-2), 199-205 (1998).">Kohno, T., et al. An improved method for the detection of changes in brain extracellular glutamate levels. J Neurosci Methods. 81 (1-2), 199-205 (1998).
  12. Electrochemical techniques for subsecond neurotransmitter detection in live rodents. Comp Med. 64 (4), 249-255 (2014).">Hascup, K. N., Hascup, E. R. Electrochemical techniques for subsecond neurotransmitter detection in live rodents. Comp Med. 64 (4), 249-255 (2014).
  13. Biosensor microprobe array for in vivo monitoring of neurotransmitters. EPFL. , Lausanne. (2010).">Rooij, N. F., Koudelka-Hep, M., Frey, O. Biosensor microprobe array for in vivo monitoring of neurotransmitters. EPFL. , Lausanne. (2010).
  14. Cortical glutamate levels decrease in a non-human primate model of dopamine deficiency. Brain Res. 1552, 34-40 (2014).">Fan, X. T., et al. Cortical glutamate levels decrease in a non-human primate model of dopamine deficiency. Brain Res. 1552, 34-40 (2014).
  15. Using enzyme-based biosensors to measure tonic and phasic glutamate in Alzheimer's mouse models. J Vis Exp. (123), (2017).">Hunsberger, H. C., et al. Using enzyme-based biosensors to measure tonic and phasic glutamate in Alzheimer's mouse models. J Vis Exp. (123), (2017).
  16. Development of multi-electrode array screening for anticonvulsants in acute rat brain slices. J Neurosci Methods. 185 (2), 246-256 (2010).">Hill, A. J., Jones, N. A., Williams, C. M., Stephens, G. J., Whalley, B. J. Development of multi-electrode array screening for anticonvulsants in acute rat brain slices. J Neurosci Methods. 185 (2), 246-256 (2010).
  17. Feasibility assessment of micro-electrode chip assay as a method of detecting neurotoxicity in vitro. Front Neuroeng. 4 (6), (2011).">Defranchi, E., et al. Feasibility assessment of micro-electrode chip assay as a method of detecting neurotoxicity in vitro. Front Neuroeng. 4 (6), (2011).
  18. Use of a piglet model for the study of anesthetic-induced developmental neurotoxicity (AIDN): A translational neuroscience approach. J Vis Exp. (124), (2017).">Whitaker, E. E., et al. Use of a piglet model for the study of anesthetic-induced developmental neurotoxicity (AIDN): A translational neuroscience approach. J Vis Exp. (124), (2017).
  19. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Br J Pharmacol. 160 (7), 1577-1579 (2010).">Kilkenny, C., et al. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. Br J Pharmacol. 160 (7), 1577-1579 (2010).
  20. A stereotaxic atlas of the developing swine (Sus scrofa) forebrain. , 887-906 (1986).">Salinas-Zeballos, M., Ceballos, G., Gootman, P. A stereotaxic atlas of the developing swine (Sus scrofa) forebrain. , 887-906 (1986).
  21. A novel, clinically relevant use of a piglet model to study the effects of anesthetics on the developing brain. Clin Transl Med. 5 (1), (2016).">Whitaker, E. E., et al. A novel, clinically relevant use of a piglet model to study the effects of anesthetics on the developing brain. Clin Transl Med. 5 (1), (2016).
  22. Histological studies of the effects of chronic implantation of ceramic-based microelectrode arrays and microdialysis probes in rat prefrontal cortex. Brain Res. , 12-20 (2009).">Hascup, E. R., et al. Histological studies of the effects of chronic implantation of ceramic-based microelectrode arrays and microdialysis probes in rat prefrontal cortex. Brain Res. , 12-20 (2009).
  23. Second-by-second measures of L-Glutamate and other neurotransmitters using enzyme-based microelectrode arrays. The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 324 (2), 725-731 (2008).">Hascup, K. N., Hascup, E. R., Pomerleau, F., Huettl, P., Gerhardt, G. A. Second-by-second measures of L-Glutamate and other neurotransmitters using enzyme-based microelectrode arrays. The Journal of pharmacology and experimental therapeutics. 324 (2), 725-731 (2008).
  24. Dopamine spillover after quantal release: rethinking dopamine transmission in the nigrostriatal pathway. Brain Res Rev. 58 (2), 303-313 (2008).">Rice, M. E., Cragg, S. J. Dopamine spillover after quantal release: rethinking dopamine transmission in the nigrostriatal pathway. Brain Res Rev. 58 (2), 303-313 (2008).
  25. Rapid microelectrode measurements and the origin and regulation of extracellular glutamate in rat prefrontal cortex. Journal of Neurochemistry. 115 (6), 1608-1620 (2010).">Hascup, E. R., et al. Rapid microelectrode measurements and the origin and regulation of extracellular glutamate in rat prefrontal cortex. Journal of Neurochemistry. 115 (6), 1608-1620 (2010).
  26. The source of physiologically stimulated glutamate efflux from the striatum of conscious rats. J Physiol. 497 (Pt 3), 745-751 (1996).">Miele, M., Boutelle, M. G., Fillenz, M. The source of physiologically stimulated glutamate efflux from the striatum of conscious rats. J Physiol. 497 (Pt 3), 745-751 (1996).
  27. Microelectrode array studies of basal and potassium-evoked release of L-glutamate in the anesthetized rat brain. J Neurochem. 96 (6), 1626-1635 (2006).">Day, B. K., Pomerleau, F., Burmeister, J. J., Huettl, P., Gerhardt, G. A. Microelectrode array studies of basal and potassium-evoked release of L-glutamate in the anesthetized rat brain. J Neurochem. 96 (6), 1626-1635 (2006).
  28. Amperometric measures of age-related changes in glutamate regulation in the cortex of rhesus monkeys. Exp Neurol. 208 (2), 238-246 (2007).">Quintero, J. E., et al. Amperometric measures of age-related changes in glutamate regulation in the cortex of rhesus monkeys. Exp Neurol. 208 (2), 238-246 (2007).
  29. Real-time glutamate measurements in the putamen of awake rhesus monkeys using an enzyme-based human microelectrode array prototype. J Neurosci Methods. 185 (2), 264-272 (2010).">Stephens, M. L., Pomerleau, F., Huettl, P., Gerhardt, G. A., Zhang, Z. Real-time glutamate measurements in the putamen of awake rhesus monkeys using an enzyme-based human microelectrode array prototype. J Neurosci Methods. 185 (2), 264-272 (2010).
  30. Differential changes in glutamate concentration in the primate prefrontal cortex during spatial delayed alternation and sensory-guided tasks. Exp Brain Res. 145 (2), 133-141 (2002).">Kodama, T., Hikosaka, K., Watanabe, M. Differential changes in glutamate concentration in the primate prefrontal cortex during spatial delayed alternation and sensory-guided tasks. Exp Brain Res. 145 (2), 133-141 (2002).
  31. Continuous monitoring of intracerebral glutamate levels in awake monkeys using microdialysis and enzyme fluorometric detection. J Neurosci Methods. 126 (2), 175-185 (2003).">Galvan, A., Smith, Y., Wichmann, T. Continuous monitoring of intracerebral glutamate levels in awake monkeys using microdialysis and enzyme fluorometric detection. J Neurosci Methods. 126 (2), 175-185 (2003).
  32. Extracellular hippocampal glutamate and spontaneous seizure in the conscious human brain. Lancet. 341 (8861), 1607-1610 (1993).">During, M. J., Spencer, D. D. Extracellular hippocampal glutamate and spontaneous seizure in the conscious human brain. Lancet. 341 (8861), 1607-1610 (1993).
  33. Intracerebral microdialysis in clinical practice: baseline values for chemical markers during wakefulness, anesthesia, and neurosurgery. Neurosurgery. 47 (3), 701-710 (2000).">Reinstrup, P., et al. Intracerebral microdialysis in clinical practice: baseline values for chemical markers during wakefulness, anesthesia, and neurosurgery. Neurosurgery. 47 (3), 701-710 (2000).
  34. Extracellular metabolites in the cortex and hippocampus of epileptic patients. Ann Neurol. 57 (2), 226-235 (2005).">Cavus, I., et al. Extracellular metabolites in the cortex and hippocampus of epileptic patients. Ann Neurol. 57 (2), 226-235 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microelectrode Array TechnologyAnesthesia induced NeurotoxicityIn Vivo Glutamate MeasurementPiglet Brain ModelStereotaxic Frame ImplantationEnzyme based MicroelectrodeReal time Neurotransmitter MonitoringSevoflurane Anesthesia ProtocolCraniotomy Window CreationAmperometry Measurements

Related Articles