Tutaj opisujemy metodę obrazowania w całości w całej skórze ucha dorosłej myszy, która pozwala nam na wizualizację rozgałęzionej morfogenezy i wzoru nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych, a także rozmieszczenia komórek odpornościowych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Mikroskopia konfokalna z pełnym mocowaniem dla skóry ucha osoby dorosłej: modelowy system do badania morfogenezy rozgałęzień nerwowo-naczyniowych i dystrybucji komórek odpornościowych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Tutaj prezentujemy protokół techniki obrazowania skóry ucha dorosłego w celu zbadania kompleksowej trójwymiarowej morfogenezy i wzorców rozgałęzień nerwowo-naczyniowych, a także rozmieszczenia komórek odpornościowych na poziomie komórkowym. Analiza struktur anatomicznych nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych w tkankach dorosłych dostarcza pewnych informacji na temat funkcjonalnego okablowania nerwowo-naczyniowego i zwyrodnienia nerwowo-naczyniowego w stanach patologicznych, takich jak gojenie się ran. Jako wysoce informacyjny system modelowy, skoncentrowaliśmy nasze badania na skórze ucha osoby dorosłej, która jest łatwo dostępna do sekcji. Nasz prosty i powtarzalny protokół zapewnia dokładne zobrazowanie składników komórkowych w całej skórze, takich jak nerwy obwodowe (aksony czuciowe, aksony współczulne i komórki Schwanna), naczynia krwionośne (komórki śródbłonka i komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych) oraz komórki zapalne. Wierzymy, że ten protokół utoruje drogę do zbadania nieprawidłowości morfologicznych w nerwach obwodowych i naczyniach krwionośnych, a także stanu zapalnego skóry ucha dorosłego w różnych stanach patologicznych.
Wprowadzenie
Skóra składa się z trzech warstw: naskórka, skóry właściwej i tkanki podskórnej. Został wykorzystany jako system modelowy do badania utrzymania, różnicowania i morfogenezy komórek macierzystych w rozwoju, a także regeneracji, nowotworzenia i stanu zapalnego u dorosłych. Skóra jest bogato unaczyniona i unerwiona, dzięki czemu rozwój obwodowego układu nerwowego i układu naczyniowego jest dobrze skoordynowany.
Wcześniej zademonstrowaliśmy technikę obrazowania skóry embrionalnej z wieloma znakami do badania nienaruszonych nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych, w tym ich składników komórkowych1,2,3,4: aksony czuciowe, aksony współczulne, komórki Schwanna w nerwach, komórki śródbłonka, perycyty i komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych (VSMC) we krwi Statków. Podczas angiogenezy pierwotna sieć naczyń włosowatych ulega intensywnej przebudowie naczyń krwionośnych i przekształca się w hierarchiczną sieć rozgałęzień naczyniowych. W rozwijającej się skórze właściwej/tkliwej tętnice rozgałęziają się wzdłuż obwodowych nerwów czuciowych i żył, a następnie tworzą się w sąsiedztwie tętnic. Po dokładnym pokryciu hierarchicznej sieci naczyniowej VSMC, nerwy współczulne rozciągają się wzdłuż naczyń krwionośnych o dużej średnicy i unerwiają je1,5,6. Pomimo znaczenia ścisłego związku między rozwijającym się układem nerwowym i naczyniowym, głównym pytaniem było zajęcie się tym, co dzieje się z sieciami nerwowo-naczyniowymi w różnych sytuacjach patologicznych u dorosłych. Trójwymiarowe obrazowanie w wysokiej rozdzielczości jest niezbędne, aby docenić patogenezę, wraz z anatomicznie rozpoznawalną morfogenezą rozgałęzień i wzorcami.
Morfogeneza neuronalna i naczyniowa w skórze dorosłej myszy jest często analizowana przez barwienie sekcji tkanki. W innych badaniach wykorzystano obrazowanie całej skóry w celu uwidocznienia nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych, a także mieszków włosowych, gruczołów łojowych i mięśni arrector pili7,8,9. Jednak grubość skóry osoby dorosłej utrudnia analizę skóry na całej jej głębokości.
W obecnym badaniu opracowaliśmy nowatorskie obrazowanie skóry ucha dorosłego w pełnej rozdzielczości, aby sprostać tym wyzwaniom. Skóra ucha jest łatwo dostępna do wypreparowania, a następnie pełnego obrazowania skóry na całej jej głębokości. Jest to zatem prosta i wysoce odtwarzalna metoda, którą można zastosować do porównania trójwymiarowej architektury obwodowych układów nerwowych i naczyniowych w skórze, z kompleksowymi pomiarami ilościowymi. Wykazaliśmy, że wyrównanie obwodowych nerwów czuciowych i współczulnych z naczyniami krwionośnymi o dużej średnicy jest zachowane w skórze dorosłego. Celem tego protokołu jest wizualizacja rozgałęzionej morfogenezy oraz wzorca nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych, a także rozmieszczenia komórek odpornościowych na poziomie komórkowym w modelach dorosłych myszy w różnych stanach, takich jak zapalenie i regeneracja.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty w tej sekcji zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi (NHLBI).
1. Kolekcja skórek do uszu myszy dla dorosłych
- Poddaj eutanazji dorosłe myszy poprzez ekspozycję na dwutlenek węgla (CO2 ) w zamkniętej komorze, a następnie potwierdź eutanazję przez zwichnięcie szyjki macicy.
UWAGA: Eksperyment jest zgodny z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) dotyczącymi metody eutanazji. - Odetnij ucho od podstawy i umieść je na szalce Petriego o wymiarach 35 x 10 mm2 zawierającej 2 ml zbilansowanego roztworu soli Hanka (HBSS). Krótko przytnij włosy nożyczkami.
- Ostrożnie oderwij tylną i przednią skórę od chrząstki znajdującej się między nimi.
UWAGA: Chrząstka przyczepia się do przedniej części skóry. - Przenieś skórę tylną i przednią oddzielnie na 24-dołkową płytkę zawierającą 1 ml lodowato świeżego 4% paraformaldehydu (PFA) w buforowanym fosforanem soli fizjologicznej (PBS) na studzienkę. Spłaszcz skórę tylną i przednią w 4% PFA.
- Utrwalić tylną i przednią skórę chrząstką w temperaturze 4 °C przez 1 godzinę.
- Umyć tylną i przednią skórę 3 razy przez 5 minut w 1 ml PBS z delikatnym mieszaniem na mieszaczu w temperaturze pokojowej.
- Przenieść tylną i przednią część skóry wraz z chrząstką na dno szalki Petriego o wymiarach 35 x 10mm2. Odetnij obszar podstawy, który jest złożony i ma tkankę tłuszczową i łączną. Oderwij chrząstkę od przedniej części skóry za pomocą cienkich zakrzywionych kleszczy.
- Ostrożnie usuń włosy, tkankę tłuszczową i tkankę łączną z wnętrza tylnej części skóry za pomocą cienkiej zakrzywionej pęsety. Utrzymuj skórę wilgotną za pomocą PBS.
2. Całościowe immunohistochemiczne barwienie skóry uszu myszy
UWAGA: Wszystkie eksperymenty w poniższych sekcjach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi bezpieczeństwa laboratorium NIH.
- Przygotuj bufor blokujący. Przefiltruj 10% inaktywowaną termicznie surowicę kozią (HIGS) rozcieńczoną w PBS z 0,2% buforem blokującym tryton X-100 (TX-100) lub 10% surowicy osła (DS) rozcieńczoną w PBS z 0,2% buforem blokującym TX-100, używając jednostki filtrującej 0,45 μm.
- Przenieś tylną i przednią skórę na 24-dołkową płytkę zawierającą 1 ml 10% buforu blokującego HIGS lub 10% buforu blokującego DS na dołek. Inkubować skórę przez 30 minut, delikatnie mieszając na mikserze w temperaturze pokojowej.
- Przygotować roztwór przeciwciała pierwszorzędowego, rozcieńczając przeciwciała pierwszorzędowe (tabela materiałów) w buforze blokującym (10% HIGS lub 10% DS).
UWAGA: Analiza immunohistochemiczna całej skóry ucha osoby dorosłej z przeciwciałami przeciwko panneuronalnemu markerowi specyficznemu dla neuronów β-tubulinie klasy III (Tuj1, poliklonalna IgG królika lub mysia monoklonalna IgG2a, rozcieńczenie 1:500 przy końcowym stężeniu 2 μg/ml), marker komórek śródbłonka płytki krwi cząsteczka adhezyjna 1 (PECAM-1, monoklonalna IgG chomika, rozcieńczenie 1:300 przy końcowym stężeniu 3,3 μg/ml), marker osłonki mielinowej podstawowe białko mieliny (MBP, poliklonalne IgG królika, rozcieńczenie 1:200 przy końcowym stężeniu 5 μg/ml) i marker komórek mieloidalnych stanu zapalnego CD11b (IgG2b monoklonalny szczur, rozcieńczenie 1:50 przy końcowym stężeniu 20 μg/ml) wykazano w Rysunek 1 i Rysunek 2. Skórę inkubowano z przeciwciałem sprzężonym z Cy3 dla markera komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych α aktyny mięśni gładkich (αSMA) wraz z przeciwciałami drugorzędowymi (2.6). Badane przez nas przeciwciała pierwszorzędowe zostały wymienione w Tabeli Materiałów. Wiele przeciwciał pierwszorzędowych pochodzących z różnych gatunków można mieszać jednocześnie. - Przenieść tylną i przednią część skóry do nowej studzienki zawierającej 150 μl roztworu przeciwciał pierwotnych. Inkubować skórę, delikatnie mieszając w mikserze w temperaturze 4 °C przez noc.
- Następnego dnia przenieść tylną i przednią skórę do nowych studzienek w płytce 24-dołkowej lub odessać bufor blokujący zawierający przeciwciała pierwszorzędowe. Dodać 1 ml 2% HIGS rozcieńczonego w PBS z 0,2% buforem płuczącym TX-100 lub 2% DS rozcieńczonego w PBS z 0,2% buforem płuczącym TX-100. Skórę myć 3 podmianami buforu myjącego co 15 minut z delikatnym mieszaniem na mikserze w temperaturze pokojowej.
- Przygotować drugorzędowy roztwór przeciwciał (tabela materiałów). Rozcieńczyć przeciwciała drugorzędowe w buforze blokującym (10% HIGS lub 10% DS) i przefiltrować bufor blokujący zawierający przeciwciała drugorzędowe przez filtr strzykawkowy z membraną 0,22 μm z polifluorku winylidenu (PVDF) podłączony do strzykawki o pojemności 1 ml.
UWAGA: Alexa 488 lub 633-sprzężona kozia anty-królicza IgG (H + L) lub mysia IgG2a dla Tuj1, Alexa 647-sprzężona koza anty-chomik IgG (H + L) dla PECAM-1, Alexa 488-sprzężona koza anty-królicza IgG (H + L) dla MBP i Alexa 594-sprzężona szczura IgG (H + L) dla CD11b została użyta z rozcieńczeniem 1:250 przy końcowym stężeniu 8 μg / ml. Skórę inkubowano z przeciwciałem αSMA sprzężonym z Cy3 (rozcieńczenie 1:500 przy końcowym stężeniu 2-3 μg/ml) w połączeniu z tymi przeciwciałami drugorzędowymi. - Odwirować roztwór o stężeniu 13 000 x g przez 10 minut w celu usunięcia zagregowanych cząstek przeciwciał drugorzędowych z buforu blokującego.
UWAGA: Różne fluorescencyjne sprzężone przeciwciała drugorzędowe pochodzące od różnych gatunków mogą być mieszane jednocześnie. - Przenieść tylną i przednią część skóry do studzienki zawierającej 150 μl roztworu przeciwciał drugorzędowych. Owinąć 24-dołkową płytkę w folię aluminiową, aby uniknąć światła, i inkubować skórę przez 1 godzinę, delikatnie mieszając na mikserze w temperaturze pokojowej.
- Przenieść skórę tylną i przednią do nowych studzienek w płytce 24-dołkowej lub całkowicie odessać roztwór przeciwciała wtórnego za pomocą pipety. Dodać 1 ml 2% buforu płuczącego HIGS lub 2% buforu płuczącego DS.
- Owinąć płytkę 24-dołkową folią aluminiową i umyć 3 podmianami buforu myjącego co 15 minut z delikatnym mieszaniem na mieszalniku w temperaturze pokojowej.
3. Montaż skóry uszu na suwaku
- Umieść skórę na dnie szalki Petriego o wymiarach 35 x 10 mm2. Ostrożnie usuń włosy, tkankę tłuszczową, tkankę łączną, kurze i włókna z wnętrza skóry za pomocą cienkich zakrzywionych kleszczyków pod mikroskopem stereoskopowym przy słabym oświetleniu, aby zminimalizować intensywne wybielanie zdjęć. Utrzymuj skórę wilgotną za pomocą PBS.
- Przenieś skórę na samoprzylepne szkiełko mikroskopowe za pomocą kleszczy. Umieść tylną i przednią skórę wnętrzem skierowaną do góry na szkiełku. Spłaszcz skórę za pomocą kleszczy.
- Zamontuj skórę w płynnym podłożu montażowym zapobiegającym blaknięciu, aby uniknąć fotowybielania i zachować sygnały fluorescencyjne. Upewnij się, że na skórze lub wokół niej nie ma pęcherzyków powietrza.
- Ostrożnie przykryj szkiełkiem nakrywkowym próbki skóry i przechowuj zamontowane szkiełka podstawowe w ciemności przez noc w temperaturze pokojowej, aby umożliwić utwardzenie podłoża mocującego. Przykryć szkiełko nakrywkowe do szkiełka lakierem do paznokci i przechowywać w temperaturze 4 °C do długotrwałego przechowywania.
4. Mikroskopia konfokalna
- Ustaw odpowiednie lasery do fluoroforów. W eksperymencie wykorzystano mikroskop konfokalny z trzema źródłami lasera (Argon 488 nm, DPSS 561 nm i HeNe 633 nm).
- Użyj skanera skanowania sekwencyjnego, który jednocześnie wzbudza potrójnie zabarwione próbki, aby uniknąć i zmniejszyć nakładanie się.
UWAGA: Obrazy będą wykonywane w sposób sekwencyjny w trybie skanowania sekwencyjnego. - Obraz pod obiektywem 10X. Użyj narzędzia do skanowania płytek, aby uchwycić całą skórę ucha. Ustaw Z-stack i upewnij się, że pozycja Z obejmuje całą grubość skóry ucha.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Skórę tylnej części ucha (Rysunek 1A) oraz przedniej części ucha (Rysunek 1B) dorosłej myszy poddano immunobarwieniu z użyciem przeciwciał przeciwko αSMA (czerwony), Tuj1 (zielony) i PECAM-1 (niebieski). Skórę tylnej części ucha poddano immunobarwieniu w celu zbadania rozkładu neuroimmunologicznego z wykorzystaniem przeciwciał przeciwko CD1b (czerwony) i MBP (zielony), wraz z Tuj1 (niebieski) (Rysunek 2A
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Protokół ten opisuje całościowe obrazowanie immunonohistochemiczne skóry ucha dorosłego w celu analizy struktur nerwowo-naczyniowych i rozmieszczenia komórek odpornościowych. Uważamy, że ta metoda ma wiele zalet eksperymentalnych dla naukowców w celu zbadania rozgałęzionej morfogenezy i wzorca nerwów obwodowych i naczyń krwionośnych, a także trójwymiarowej dystrybucji składników skóry, w tym komórek odpornościowych i mieszków włosowych. Wyniki obrazowania można określić ilościowo za pomocą oprogramowania do obrazowania w...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Dziękujemy K. Gillowi za zarządzanie laboratorium i wsparcie techniczne, J. Hawkinsowi i personelowi obiektu dla zwierząt National Institutes of Health (NIH) Building 50 za pomoc w opiece nad myszami, oraz R. Reedowi i F. Baldreyowi za pomoc administracyjną. Podziękowania należą się również S. Motegi i M. Udey za podzielenie się protokołem sekcji skóry uszu, N. Burnsowi za pomoc redakcyjną oraz członkom Laboratorium Komórek Macierzystych i Biologii Nerwowo-Naczyniowej za pomoc techniczną i przemyślaną dyskusję. T. Yamazaki był wspierany przez Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki (JSPS) NIH-KAITOKU. Praca ta była wspierana przez Intramural Research Program Narodowego Instytutu Serca, Płuc i Krwi (HL005702-11 do Y.M.)
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 10 x sól fizjologiczna buforowana fosforanami | KD Medical | RGE-3210 | PBS, bez Ca2+/Mg2+ |
| >Hank' s Zrównoważony roztwór soli | Gibco | 14025-092 | HBSS, z Ca2+/Mg2+ |
| 16% Paraformaldehyd | Mikroskopia elektronowa Sciences | 15710 | PFA, utrwalacz, rozcieńczony w PBS |
| Triton X-100 | Sigma | X100 | Detergent |
| Normalna surowica kozia | Gibco | 16210064 | Składnik bufora blokującego/myjącego |
| Normalny surowica osła | Jackson Immuno research | 017-000-121 | Składnik bufora blokującego/myjącego |
| Zakrzywiona drobna pęseta | Dumont | RS-5047 | |
| Pęseta zakrzywiona | Integra Miltex Vantage | V918-782, V918-784 | |
| Jednostka filtrująca 0,45 mm | Thermo Scientific | 157-0045 | Do filtracji |
| 1 mL strzykawka | Coviden | 8881501400 | Do filtracja |
| Filtr strzykawkowy Jednostka 0,22 mm | Millex-GV | SLGVR04NL | Do filtracji |
| ProLong Gold | Thermo Scientific | P36934 | Środek montażowy zapobiegający blaknięciu |
| Lakier do paznokci | Mikroskopia elektronowa Sciences | 72180 | Do uszczelniania |
| Mikroskop preparacyjny | Leica | MZ95 | |
| Mikroskop konfokalny | Leica | TCS SP5 | |
| Photoshop CC 2017 | Oprogramowanie do | edycji Adobe Graphics | |
| Illustrator CC 2017 | Oprogramowanie do edycji Adobe | ||
| Obraz J | NIH | Oprogramowanie do przetwarzania obrazu | |
| Przeciwciało anty-PECAM-1 (CD31) | Millipore | MAB1398Z | Chomik IgG, marker komórek śródbłonka naczyń krwionośnych, przeciwciało |
| anty-PECAM-1 (CD31) | BD 1:300 Pharmingen | 553369 | Rat IgG2a kappa, marker komórek śródbłonka naczyń krwionośnych, 1:300 |
| Przeciwciało anty-αSMA sprzężone z cy-3 | Sigma | C6198 | Mysia IgG2a, marker komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych, 1:500 |
| Przeciwciało anty-EphB1 | Santa Cruz | sc-9319 | Koza poliklonalny, marker komórek śródbłonka żylnego, 1:100 |
| Anty-specyficzna dla neuronów klasa III β-tubulina (Tuj1) | Abcam | AB18207 | Tuj1, Królicza poliklonalna IgG, marker panaksonalny, 1:500 |
| Przeciwciało anty-Tuj1 | Covance | MMS-435P | Mysz IgG2a, marker pan-aksonalny, 1:500 |
| Przeciwciało anty-MBP | Abcam | AB40390 | Poliklonalna IgG królika, marker mielinizacji, 1:200 |
| Przeciwciało przeciw hydroksylazie tyrozyny | Chemicon | AB152 | Poliklonalny królik, marker neuronu współczulnego, 1:500 |
| Przeciwciało anty-peryferynowe | Chemicon | AB1530 | Królik poliklonalny, marker neuronów obwodowych, 1:1000 |
| Przeciwciało anty-CD11b | Bio-Rad | MCA74G | Szczur IgG2b, marker komórek zapalnych (makrofagi), przeciwciało anty-CD45 1:50 |
| Thermo Fisher Scientific | 14-0451-85 | Rat IgG2b kappa, marker komórek pan-hematopoetycznych, 1:500 | |
| przeciwciało anty-CD3 | Bio-Rad | MCA1477T | Szczur IgG1, marker komórek odpornościowych, przeciwciało 1:100 |
| anty-CD45R (B220) | Thermo Fisher Scientific | 14-0452 | Rat IgG2a kappa, marker komórek zapalnych, przeciwciało anty-GFP 1:200 |
| Thermo Fisher Scientific | A11122 | Poliklonalny królik, 1:300 | |
| Przeciwciało anty-GFP | Abcam | Ab13970 | Kurczak poliklonalny, 1:500 |
| Przeciwciało anty-β-gal | Cappel | 55976 | Królik poliklonalny, 1:5000 |
| Przeciwciało anty-RFP | Abcam | Ab62341 | Poliklonalne królika, 1:300 |
| Kozie przeciwciało anty-królicze IgG (H+L) Alexa 488 | Thermo Fisher Scientific | A11034 | Przeciwciało poliklonalne królika, 1:250 |
| Koza anty-chomik IgG (H+L) Alexa 647 | Jackson Badania immunologiczne | 127-605-160 | Przeciwciało wtórne poliklonalne chomika, 1:250 |
| Kozia anty-szczurza IgG (H + L) Alexa 594 | Jackson Badania immunologiczne | 112-585-167 | Szczurze poliklonalne przeciwciało wtórne, 1:250 |
| Kozioł anty-mysie IgG2a Alexa 633 | Thermo Fisher Scientific | A21136 | Mysie przeciwciało wtórne IgG2a, 1:250 |
Bibliografia
- Mukouyama, Y. S., Shin, D., Britsch, S., Taniguchi, M., Anderson, D. J. Sensory nerves determine the pattern of arterial differentiation and blood vessel branching in the skin. Cell. 109, 693-705 (2002).
- Mukouyama, Y. S., James, J., Nam, J., Uchida, Y. Whole-mount confocal microscopy for vascular branching morphogenesis. Methods Mol Biol. 843, 69-78 (2012).
- Li, W., Mukouyama, Y. S. Whole-mount immunohistochemical analysis for embryonic limb skin vasculature: a model system to study vascular branching morphogenesis in embryo. J Vis Exp. , (2011).
- Yamazaki, T., et al. Tissue Myeloid Progenitors Differentiate into Pericytes through TGF-beta Signaling in Developing Skin Vasculature. Cell Rep. 18, 2991-3004 (2017).
- Mukouyama, Y. S. Vessel-dependent recruitment of sympathetic axons: looking for innervation in all the right places. J Clin Invest. 124, 2855-2857 (2014).
- Li, W., et al. Peripheral nerve-derived CXCL12 and VEGF-A regulate the patterning of arterial vessel branching in developing limb skin. Dev Cell. 24, 359-371 (2013).
- Chang, H., Wang, Y., Wu, H., Nathans, J. Flat mount imaging of mouse skin and its application to the analysis of hair follicle patterning and sensory axon morphology. J Vis Exp. , e51749(2014).
- Salz, L., Driskell, R. R. Horizontal Whole Mount: A Novel Processing and Imaging Protocol for Thick, Three-dimensional Tissue Cross-sections of Skin. J Vis Exp. , (2017).
- Liakath-Ali, K., et al. Novel skin phenotypes revealed by a genome-wide mouse reverse genetic screen. Nat Commun. 5, 3540(2014).
- Gunawan, M., et al. The methyltransferase Ezh2 controls cell adhesion and migration through direct methylation of the extranuclear regulatory protein talin. Nat Immunol. 16, 505-516 (2015).
- Avci, P., et al. Animal models of skin disease for drug discovery. Expert Opin Drug Dis. 8, 331-355 (2013).
- Jin, H., He, R., Oyoshi, M., Geha, R. S. Animal models of atopic dermatitis. J Invest Dermatol. 129, 31-40 (2009).
- Wagner, E. F., Schonthaler, H. B., Guinea-Viniegra, J., Tschachler, E. Psoriasis: what we have learned from mouse models. Nat Rev Rheumatol. 6, 704-714 (2010).
- Nunan, R., Harding, K. G., Martin, P. Clinical challenges of chronic wounds: searching for an optimal animal model to recapitulate their complexity. Dis Model Mech. 7, 1205-1213 (2014).
- O'Brien, P. D., Sakowski, S. A., Feldman, E. L. Mouse models of diabetic neuropathy. ILAR J. 54, 259-272 (2014).
- Yamazaki, T., et al. Whole-Mount Adult Ear Skin Imaging Reveals Defective Neuro-Vascular Branching Morphogenesis in Obese and Type 2 Diabetic Mouse Models. Sci Rep. 8, (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
