Artykuł metodologiczny

Identyfikacja farmaceutyków w środowisku wodnym za pomocą HPLC-ESI-Q-TOF-MS i eliminacja erytromycyny poprzez degradację indukowaną światłem

DOI:

10.3791/57434

⸱

1 sierpnia 2018

 ,  , 
1Niederrhein University of Applied Sciences, 2University Duisburg-Essen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy protokół do analizy nieukierunkowanej, wykorzystujący spektrometrię mas czasu przelotu jako doskonałe narzędzie do identyfikacji farmaceutyków w wodach. Demonstrujemy zastosowanie promieniowania UV do ich eliminacji. Przedstawiono analizę obejmującą napromienianie, izolację związków, identyfikację i modelowanie kinetyczne profili degradacji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Monitorowanie farmaceutyków w całym cyklu wodnym staje się coraz ważniejsze dla środowiska wodnego, a ostatecznie dla zdrowia ludzkiego. Analiza ukierunkowana i nieukierunkowana to obecnie metody pierwszego wyboru. Chociaż ukierunkowana analiza zwykle przeprowadzana za pomocą spektrometru mas z potrójnym kwadrupolem może być bardziej czuła, można zidentyfikować tylko wcześniej wybrane związki. Najpotężniejsza analiza nieukierunkowana jest wykonywana za pomocą spektrometrów masowych czasu przelotu (TOF-MS) rozszerzonych o kwadrupolowy analizator masy (Q), używany w tym badaniu. Podejście nieukierunkowane, poprzedzone ekstrakcją do fazy stałej i wysokosprawną chromatografią cieczową (HPLC), pozwala na wykrycie wszystkich substancji jonizowalnych z wysoką czułością i selektywnością. Wykorzystując w pełni instrument Q-TOF-MS, eksperymenty z tandemową spektrometrią mas (MS/MS) przyspieszają i ułatwiają identyfikację, podczas gdy ukierunkowana metoda MS zwiększa czułość, ale opiera się na wzorcach referencyjnych do celów identyfikacji. Zademonstrowano identyfikację czterech farmaceutyków z wody rzeki Ren. Rzeka Ren ma swój początek w Tomasee w Gryzonii w Szwajcarii i wpada do Morza Północnego w pobliżu Zatoki Południowej w Holandii. Jego długość wynosi 1232,7 km. Ze względu na to, że skuteczne wyeliminowanie farmaceutyków z obiegu wody ma zasadnicze znaczenie, efekt promieniowania UV-C wykazano w skali laboratoryjnej. Metoda ta pozwala na szybką degradację farmaceutyków, co jest przykładowo pokazane dla antybiotyku makrolidowego erytromycyny. Korzystając z powyższej metody HPLC-Q-TOF-MS, uzyskuje się wykresy stężenie-czas dla leku macierzystego i jego produktów fotodegradacji. Po ustaleniu równań dla sekwencyjnych reakcji pierwszego rzędu, dopasowanie obliczeniowe pozwala na wyznaczenie parametrów kinetycznych, które mogą pomóc w przewidywaniu czasów i warunków napromieniowania, gdy potencjalnie są uważane za czwarty etap oczyszczania ścieków.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Farmaceutyki są regularnie znajdowane w środowisku wodnym1,2,3,4,5. Ważnym źródłem są ścieki z oczyszczalni ścieków (WWTP)6,7,8,9. Występowanie farmaceutyków w całym cyklu wodnym zostało wzorowo zbadane w dorzeczu rzeki Turia10. Antybiotyki stanowią między innymi szczególną niebezpieczną klasę leków, ponieważ często przechodzą przez biologiczną fazę oczyszczalni ścieków w niezmienionej postaci i mogą powodować oporność bakterii w środowisku11,12,13. Makrolidy stanowią klasę antybiotyków, które są stosowane zarówno w medycynie ludzkiej, jak iw weterynarii. Ich przedstawicieli stwierdzono w stężeniu do 1 μg/L w ściekach14,15,16,17,18,19. Jednym z nich jest erytromycyna (Ery)20,21. W wodach erytromycynie często towarzyszy anhydroerytromycyna A (Ery A - H2O), odwodniona22,23. Eliminacja wody z erytromycyny jest spowodowana niestabilnością kwasu. Stosunek erytromycyny do anhydroerytromycyny zależy od pH24,25,26,27.

Chemicznie, makrolidy zawierają makrocykliczny lakton, do którego przyłączone są różne ugrupowania cukrowe, np. dezoamina, kladynoza czy mikaminoza. Ponieważ makrolidy są chemicznie modyfikowanymi naturalnymi produktami z procesów fermentacji, często występują w postaci mieszanin. Gatunki określane jako A, B, C itd. różnią się podstawnikami cukru. Ugrupowania cukrowe i ich położenie przy laktonie są odpowiedzialne za sposób działania makrolidów28,29. W celu zminimalizowania zagrożenia dla środowiska pożądane jest całkowite zmineralizowanie farmaceutyków przed wejściem do środowiska wodnego27,30,31,32.

Pierwsza część tego badania dotyczy wykrywania substancji farmaceutycznych w wodach powierzchniowych, co jest ważne dla monitorowania zarówno ścieków, jak i wód otwartych. Aby wyszukać różne niezidentyfikowane substancje w zakresie mikrogramów w różnych matrycach, preferowaną metodą jest analiza nieukierunkowana20,33,34,35. W szczególności udowodniono, że wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC) z jonacją elektrorozpylaną i kwadrupolową spektrometrią mas czasu przelotu (HPLC-ESI-Q-TOF-MS) ma niezwykłą wartość ze względu na swoją specyficzność i czułość. Po zidentyfikowaniu substancji czułość można dodatkowo zwiększyć, stosując ukierunkowane podejście MS z kwadrupolem działającym w trybie wyboru i energią zderzenia w komórce zderzeniowej ustawioną na zero. W związku z tym jony docierają do detektora TOF w postaci nierozdrobnionej.

Drugim celem tej pracy jest eliminacja erytromycyny. Do eliminacji farmaceutyków stosuje się tak zwane zaawansowane procesy utleniania (AOP), np. rozpoczynające się od naświetlania światłem UV36,37,38. Niezbędne do degradacji jest tworzenie rodników hydroksylowych z wody przez naświetlanie VUV / UVC po równaniu 1.

H2O + hν(<200 nm) → H2O* → H. + .OH (1)

Rodniki hydroksylowe mają wysoki potencjał utleniania wynoszący 2,8 V, co pozytywnie przyczynia się do degradacji substancji36,37.

Tutaj opisano degradację erytromycyny za pomocą próżniowego promieniowania UV/UVC w wodzie, biorąc pod uwagę wpływ pH. Uważa się, że powstawanie jeszcze bardziej niebezpiecznych produktów jest wadą korzystania z AOPs39,40. Dlatego ważne jest, aby napromieniać aż do całkowitej mineralizacji farmaceutyków. Aby lepiej oszacować czas napromieniania, określa się model kinetyczny reakcji, stałe szybkości reakcji i okresy półtrwania zarówno dla leku początkowego, jak i dla jego fotodegradacji. W tym celu wykres stężenie-czas (c-t) wyprowadzono z pomiarów HPLC-ESI-Q-TOF-MS i porównano z modelami kinetyki chemicznej za pomocą MATLAB. Kinetyka degradacji przebiegała zgodnie z pierwszym porządkiem, a fotodegradaty opisano jako produkty pośrednie następującej po sobie lub następującej po sobie reakcji następczej27,41.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie próbki: Ekstrakcja do fazy stałej

  1. Zebrać około 1 l wody do przygotowania próbek.
  2. Przefiltrować próbkę przez filtr z niebieskim paskiem o wielkości porów 2 μm w celu usunięcia grubych cząstek.
  3. Zrównoważyć wkład SPE za pomocą 3 ml metanolu i 3 ml wody ultraczystej.
  4. Nanieść filtrat (1 l) na wkład SPE i zwiększyć prędkość przepływu przy użyciu umiarkowanego podciśnienia, np. pompy membranowej.
    UWAGA: Kilka wkładów SPE może być uruchamianych równolegle.
  5. Przemyć próbkę 3 ml ultraczystej wody.
  6. Eluować anality z sorbinianu wkładu za pomocą 3 ml metanolu.
  7. Zagęścić 3 ml eluatu do wyschnięcia za pomocą wyparki obrotowej.
  8. Pozostałość rozpuścić w 1 ml ultraczystej wody.
  9. Przefiltrować roztwór przez filtr strzykawkowy i przechowywać je w fiolce do analizy nieukierunkowanej za pomocą HPLC-ESI-Q-TOF-MS.

2. HPLC-ESI-Q-TOF-MS do analizy nieukierunkowanej i ukierunkowanej, oraz MS/MS

  1. Przenieść fiolkę do automatycznego podajnika próbek HPLC-ESI-Q-TOF-MS.
  2. Ustawić wszystkie istotne parametry (Tabela 1) dla HPLC-ESI-Q-TOF-MS.
    UWAGA: Jeśli używana jest skończona energia zderzenia, tj. energia zderzenia (CE) ≠ 0, jony zostaną rozdrobnione. Ten tryb odpowiada docelowej metodzie MS/MS.
  3. Rozpocznij pomiar.
  4. Przeanalizować otrzymane chromatogramy i widma masowe.

3. Eksperymenty z promieniowaniem UV

  1. Rozpuść związek antybiotykowy, np. erytromycynę (750 mg/l), w ultraczystej wodzie o końcowym stężeniu 20 mg/l.
  2. Napełnij fotoreaktor o pojemności 1 l, owinięty folią aluminiową, 750 ml roztworu.
  3. Wprowadzić do dławika lampę o mocy 15 W.
  4. Zastosować mieszadło magnetyczne przy 500 obr./min.
  5. Dostosuj wartość pH do żądanej wartości 3-4, 6-7 lub 8-9, dodając kroplami HCl (0,1 M) lub NH3 (0,1 M), jeśli to konieczne. Jako przykład posłużono się pH 6-7.
  6. Pobrać 2 ml roztworu reakcyjnego jako próbkę o czasie 0 za pomocą strzykawki i przenieść do szklanej fiolki o pojemności 2 ml.
  7. Włącz lampę UV i śledź upływający czas.
    UWAGA: Czas naświetlania wynoszący 10 minut jest często wystarczający. Jeśli pożądana jest kompletność fotoreakcji, może być konieczne zarejestrowanie drugiej serii eksperymentów przy użyciu wyników pierwszej serii.
    Uwaga: Promieniowanie UV może prowadzić do ślepoty.
  8. Pobieraj 2 ml próbki z roztworu co 30 s przez pierwsze 5 minut. Następnie pobieraj próbkę co 60 s do końca eksperymentu. Przenieść próbki do fiolek o pojemności 2 ml.
  9. Przechowywać fiolki do czasu analizy HPLC-ESI-Q-TOF-MS w temperaturze -4 °C.
  10. Przeanalizować 16 próbek za pomocą HPLC-ESI-Q-TOF-MS zgodnie z metodami opisanymi w kroku 2.

4. Analiza kinetyki

  1. Przygotuj odpowiednie oprogramowanie, takie jak zestaw narzędzi do dopasowywania krzywych MATLAB R2016b.
  2. Dopasuj dane dotyczące powierzchni masowej w funkcji czasu fotoindukowanej degradacji macierzystego związku antybiotykowego zgodnie z kinetyką pierwszego rzędu, patrz równanie 242,43
    figure-protocol-1 (2)
    Stężenie figure-protocol-2 odnosi się do początkowego stężenia eductu A, cA do rzeczywistego stężenia w czasie reakcji t ze stałą szybkości k1 od pierwszego etapu reakcji A do B.
  3. Dopasuj krzywe pola masowego w funkcji czasu degradacji za pomocą równania 3 i 4, ponieważ można je opisać jako produkty pośrednie następującej po sobie lub następującej po sobie reakcji następczej, tj. produkt B lub C zgodnie z modelem reakcji A →B → C → D.
    figure-protocol-3 (3)
    figure-protocol-4 (4)
    Stężenia cB i cC odnoszą się do produktów pośrednich B i C; i k2,k 3 do odpowiednich stałych szybkości B do C, C do D.
  4. Użyj równania 5, aby dopasować dane, jeśli czas naświetlania nie był wystarczający do zaobserwowania degradacji produktu fotograficznego. Degradacja ta może być traktowana jako produkt końcowy D o stężeniu CD w celu uzyskania stałych szybkości.
    figure-protocol-5 (5)
    1. Obliczyć stężenie B za pomocą równania 6 zamiast równania 3, jeśli reakcja kończy się na B. Jeżeli C jest produktem końcowym, należy obliczyć stężenie C zgodnie z równaniem 7 zamiast równania 4,
      figure-protocol-6 (6)
      figure-protocol-7 (7)
  5. Równanie 8 służy do oznaczania okresów półtrwania t1/2,
    figure-protocol-8 (8)

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W wyniku ekstrakcji do fazy stałej, we wszystkich przypadkach uzyskano roztwór od żółtawego do ciemnozielonego, co wskazywało na obecność substancji zawierających chlorofil (Rysunek 1). Farmaceutyki zawarte w tej próbce wody nie prowadziłyby do widocznego zabarwienia, ponieważ ich stężenie i absorbancja byłyby na ogół zbyt niskie. Zamiast tego występowanie farmaceutyków musi być analizowane za pomocą HPLC i spektrometrii mas o wysokiej rozdzielczości.

W analizie nieukierunkowanej, HPLC-ESI-Q-TOF-MS został użyty ze względu na jego wyjątkową dokładność masy, pozwalającą na uzyskanie dokładnej masy dla każdego jonu związku. Chromatogram z detekcją masy przeprowadzonej analizy został przedstawiony jako chromatogram piku podstawowego (BPC), który wyświetla najbardziej intensywny pik z każdego widma masowego zarejestrowanego w trakcie separacji chromatograficznej. Przykład pokazany w Rysunek 2 przedstawia BPC próbki wody z rzeki Ren.

BPC zawierał więcej niż dwadzieścia pięć pików odzwierciedlających różne wartości m/z, stąd różne związki, z których siedem było oznaczonych w BPC. Ponieważ substancje te były nieznane a priori, pierwszym krokiem do ich identyfikacji jest zwykle wyprowadzenie wzoru cząsteczkowego. Osiąga się to dzięki dokładnemu wzorowi masy i izotopu zapewnianemu przez detekcję TOF, chociaż wzór izotopowy może nie być obserwowany we wszystkich przypadkach ze względu na niskie stężenia próbek w próbkach środowiskowych. Dzięki publicznej bazie danych, takiej jak Pharmaceuticals in the Environment Niemieckiej Agencji Ochrony Środowiska (UBA), zawierającej około 630 związków, często udaje się wstępnie zidentyfikować niewielką grupę kandydatów. W celu uzyskania ostatecznego dowodu można przeprowadzić porównanie z dostępnymi na rynku wzorcami referencyjnymi lub rozważyć wzorce fragmentacji MS/MS (Rysunek 3).

W tej pracy porównanie z normami dotyczącymi czasu retencji przyczyniło się do identyfikacji farmaceutyków bardzo często znajdowanych w niemieckich wodach powierzchniowych. Substancje te obejmują metoprolol, β-bloker, karbamazepinę, lek przeciwbólowy oraz antybiotyk makrolidowy erytromycynę A i jej pochodną anhydroerytromycynę A. Erytromycyna służy jako przykład dalej badany w tym badaniu. Badana próbka rzeki Ren miała pH 7,6 i średnią temperaturę 16,5 °C. Przy tym pH oczekuje się, że anhydroerytromycyna będzie również obecna w próbce wody. W celu szczegółowej analizy wyekstrahowane chromatogramy jonowe (EIC) próbki wody porównano z wzorcami referencyjnymi (Rysunek 4).

Porównanie pokazuje dobrą zgodność między czasem retencji metoprololu, karbamazepiny i anhydroerytromycyny a obserwowanymi analitami. EIC wzorca referencyjnego anhydroerytromycyny wykazywał dwa piki, stąd dwa związki, w których odwodnienie nastąpiło w dwóch różnych miejscach erytromycyny. Jednak w próbce z rzeki Ren zidentyfikowano tylko jeden izomer anhydroerytromycyny. Sama erytromycyna była obecna tylko w śladowych ilościach. W związku z tym nie można było uzyskać widma MS/MS. Dokładne masy antybiotyku i jego odwodnienia podano w tabeli 2. Za pomocą EIC, a więc wartości m/z i czasu retencji, w próbce rzeki Ren można było zidentyfikować metoprolol, karbamazepinę, erytromycynę i anhydroerytromycynę.

Jeśli chodzi o środowisko wodne, ważne jest, aby zapobiec przedostawaniu się farmaceutyków przez oczyszczalnie ścieków i wód powierzchniowych. W poszukiwaniu skutecznej eliminacji przeprowadzono eksperymenty z napromieniowaniem UV-C przy różnych wartościach pH, na przykład dla erytromycyny. Wykresy stężenie-czas (c-t) zarejestrowano za pomocą wykresów pola masy w funkcji czasu pochodzących z EIC. Degradację opisano zgodnie z równaniem 2. Erytromycyna składa się z erytromycyny A i B oraz anhydroerytromycyny A, z dwoma izomerami tej ostatniej. Krzywe c-t erytromycyny A i ich dopasowania obliczeniowe są pokazane na Rysunek 5. Przy pH 7 zaobserwowano przyspieszoną degradację. Dotyczy to wszystkich czterech badanych związków, dane nie pokazane. W związku z tym fotoindukowana degradacja erytromycyny powinna odbywać się w okolicach neutralnego pH. W przypadku próbki z rzeki Ren dostosowanie pH nie było wymagane.

Fotodegradacje farmaceutyków zostały również zidentyfikowane przy wszystkich trzech wartościach pH. Przegląd tych fotodegradatów wraz z odpowiadającymi im propozycjami struktury przedstawiono w tabeli 3. Do analizy kinetycznej fotodegradacji jako przykład służy produkt o m/z = 720. Fotodegradaty można często opisać jako produkty pośrednie reakcji. W związku z tym fotodegradaty opisano w kategoriach następującej po sobie i następującej po sobie reakcji następczej. Decyzja między otrzymanymi rodzajami półproduktów opiera się na dobroci pasowania obliczonej za pomocą odpowiedniego oprogramowania, w którym jako kryteria przyjęto współczynnik determinacji (R2) i resztkowy błąd średniokwadratowy (RMSE). Ze względu na fakt, że erytromycyna jest niestabilna kwasowo, ulega degradacji, która nastąpiłaby po napromieniowaniu, była obecna przed napromienianiem. Wynikowym efektem dla równań 3 i 4 było skończone stężenie początkowe. W związku z tym do równań dodano współczynnik. Rysunek 6 pokazuje dane eksperymentalne i dopasowania obliczone zgodnie z równaniem 3 i 4.

Ten przykład produktu pośredniego pokazał wzrost stężenia wraz ze wzrostem sigmoidalnym, po którym następuje wykładniczy zanik. Wskazuje to na późniejszą reakcję następczą pośrednią. Kolejna reakcja pośrednia nie wykazuje wzrostu sigmoidalnego. Statystyczne parametry jakości wykazały również nieco lepszą zgodność dopasowania zgodnie z modelem późniejszej reakcji następczej. Współczynnik determinacji R2 kolejnej reakcji wynosił 0,9898, a zatem był niższy niż w przypadku kolejnej reakcji następczej wynoszący 0,9976. W związku z tym badany fotoprodukt został zinterpretowany jako produkt pośredni w stosunku do późniejszej reakcji następczej. Wartości k wynikały również z dopasowania obliczeniowego, okres połowicznego rozpadu obliczono zgodnie z równaniem 5. Wszystkie istotne parametry kinetyczne zebrano w tabeli 3.

Najszybszą degradację zaobserwowano przy pH 7, następnie pH 9, natomiast najwolniejszą degradację stwierdzono przy pH 3 (Rysunek 5). Odkrycie to odnosi się również do powstawania i degradacji produktów fotograficznych. Zaobserwowano trzy fotodegradacje. Ich wartości m/z wynosiły 750,46 odpowiadające Ery F, 720,45 Ery C i 192,12 DPEry192, glikozydowo wiązanemu cukrowi o strukturze erytromycyny (Ryc. 7). Nie zaobserwowano degradacji produktu fotograficznego dla DPEry192 przy pH 3 i 9 oraz dla Ery F przy pH 9. W tych przypadkach czas napromieniania nie był wystarczająco długi, aby zaobserwować całkowitą degradację produktu pośredniego. Niemniej jednak stałą szybkości formowania można wyznaczyć za pomocą równania 5, które odpowiada produktowi końcowemu.

figure-results-1
Rysunek 1. Porównanie próbek z rzeki Ren po uzdatnianiu SPE (po lewej) i wodzie ultraczystej (po prawej). Zielone zabarwienie wskazuje na substancje zawierające chlorofil. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2. BPC próbki wody po SPE mierzonej za pomocą HPLC-ESI-Q-TOF-MS. Wszystkie chromatogramy znormalizowano do najwyższego piku. Oznaczono przykładowe wartości m/z uzyskane z odpowiedniego widma MS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3. Widmo Q-TOF-MS erytromycyny A (na dole) i widmo MS/MS jonu m/z = 734,4689 (na górze). Widma pokazują quasi-molekularny jon erytromycyny A z jego wzorem izotopowym i fragmentami przy przyłożonej energii zderzenia 30 eV. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4. Znormalizowane EIC (A) metoprololu, (B) karbamazepiny, (C) erytromycyny A i (D) anhydroerytromycyny A w próbce rzeki Ren (niebieski) oraz w ultraczystej wodzie ze związków odniesienia (czerwony). Czasy retencji związków odniesienia i farmaceutyków w próbce wody są takie same. Stosunek sygnału do szumu metoprololu (A) i anhydroerytromycyny (D) jest wyższy niż karbamazepiny (B) i erytromycyny (C), co wskazuje, że te ostatnie były obecne tylko w śladowych ilościach. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5. Znormalizowane krzywe stężenie-czas fotodegradacji erytromycyny A przy pH 3 (czerwony), pH 7 (zielony) i pH 9 (niebieski). Roztwory napromieniano przez 10 min. Przy pH 7 erytromycyna została całkowicie usunięta z próbki. Krzywe stężenie-czas można opisać za pomocą równań kinetycznych pierwszego rzędu. Stałe szybkości kinetycznej wynosiły 0,10 (pH 3), 0,59 (pH 7) i =0,21 (pH 9). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 6. Porównanie dopasowań krzywych stężenie-czas fotoprodegradacji erytromycyny z m/z = 720 przy pH 9 zgodnie z równaniami 3 (A) i 4 (B). Dobroć dopasowania kolejnej reakcji (A): R2 = 0,9898, RMSE = 4,645E+04, oraz następującej po niej reakcji następczej (B): R2 = 09976, RMSE = 2,366E+04. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7. Struktura erytromycyny A, erytromycyny B i anhydroerytromycyny oraz produktów ich fotodegradacji. Rysunek ten został zmodyfikowany na podstawie Voigt et al. 27. Produkty zostały uformowane po 10 minutach naświetlania UVC i zidentyfikowane za pomocą HPLC-Q-TOF-MS i MS/MS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Chromatografia cieczowa kolumna: odwrócona faza C-18 kolumna: kolumna CoreShell; kolumna: 50 mm x 2,1 mm wymiary, wielkość cząstek 2,6 μm Temperatura kolumny 40 °C Objętość wtrysku: 5 μL płynąć: 0,3 ml/min Faza mobilna: Rozpuszczalnik A: woda zawierająca 0,1% kwasu mrówkowego Rozpuszczalnik B: metanol zawierający 0,1% kwasu mrówkowego Program gradientu: Czas /min 0 1 10 Rozdział 11.1 Rozdział 11.2 12 Stosunek rozpuszczalnika A:B 99:1 Godzina 70:30 godz. 25:75 1:99 1:99 99:1 Spektrometria mas źródło: Podwójny AJS ESI (tryb pozytywny) Gaz i źródło Temperatura gazu: 300 °C Gaz suszący: 8.0 L/min Nebulizatora: 14 psig Temperatura gazu w osłonie: 300 °C Przepływ gazu w osłonie: 8 l/min Zakres masy: 100 - 1000 m/z Szybkość pozyskiwania: 1 widma/s Czas akwizycji: 1000 ms/widmo Stan nieustalony/widmo 10014 Dla docelowej metody MS Energia zderzenia (CE): 0 eV Preferowana masa - tabela 734.4685 Dla MS/MS (zazwyczaj automatyczny tryb MS/MS) Energia zderzenia (CE): 30 eV Próg bezwzględny 3000 zliczeń Próg względny 0.01 % Zakres masy: 100 - 100 m/z Szybkość pozyskiwania: 1 widma/s Czas akwizycji: 1000 ms/widmo Stan nieustalony/widmo 9964 Dla docelowej metody MS/MS Preferowana masa - tabela 734.4685

Tabela 1. Warunki i parametry stosowane do analizy HPLC-ESI-Q-TOF-MS farmaceutyków w matrycach wodnych. Zaleca się wprowadzenie etapu płukania między seriami chromatograficznymi poprzez przetworzenie próbki czystej wody ultraczystej między dwiema analizami lub poprzez wydłużenie czasu trwania metody chromatograficznej w celu wymycia wszystkich substancji.

figure-results-8
Tabela 2. Farmaceutyki znalezione w próbce rzeki Ren wraz z ich czasem retencji, teoretycznym i obserwowanym [M+H]+ oraz ich strukturą. Tryb ESI został ustawiony na dodatni, tak aby wykryto jony [M+H]+. Czas przechowywania może się minimalnie różnić ze zwykłych znanych eksperymentalnie powodów.

Odczyn pH 3 Odczyn pH 3 Odczyn pH 7 Odczyn pH 7 Odczyn pH 7 Odczyn pH 7 Odczyn pH 7 Odczyn pH 7 Odczyn pH 9 Odczyn pH 9 Odczyn pH 9 Odczyn pH 9 produkt K1 [min-1] t1/2 [min] (k1) K1 [min-1] K2 [min-1] K3 [min-1] t1/2 [min] (k1) t1/2 [min] (k2) t1/2 [min] (k3) K1 [min-1] K2 [min-1] t1/2 [min] (k1) t1/2 [min] (k2) Ery: A 0,1 Godzina 6,81 0,59 pkt. - - Pytanie 1,18 - - 0,21 pkt. - Rejon 3,37 - Ery, B 0,05 Godzina 14.23 0,66 pkt. - - Klasa 1,04 - - 0,22 pkt. - Pytanie 3,21 - Ery A – H2Oa 0,11 Lokal 6,53 0,59 pkt. - - Pytanie 1,17 - - 0,19 pkt. - Pytanie 3,72 - Ery A – H2Ob 0,15 pkt. Z godziny 4,76 Pytanie 1.11 - - 0,63 pkt. - - 0,21 pkt. - Godzina 3,35 - Ery F Nie zaobserwowano - 0,89 pkt. 0,35 pkt. - 0,78 pkt. 1,98 - 1,09* - 0,64 pkt. - Ery C nie określono - 0,74 pkt. Norma 5,27 0,78 pkt. 0,94 pkt. 0,13 0,89 pkt. 0,17 pkt. 0,18 Norma 4.04 3,92 pkt. DPEry192 powiedział: 0,35* 1,97 pkt. Nie zaobserwowano - - - - - 0,30* - Godzina 2,34 - * Nie zaobserwowano dalszej degradacji

Tabela 3. Kinetyczne stałe szybkości i odpowiadające im okresy półtrwania degradacji erytromycyny i jej fotodegradacji zaadaptowane z Voigt et al.27. Erytromycyna składa się z erytromycyny A, erytromycyny B i dwóch form anhydroerytromycyny. Zaobserwowano trzy fotodegradacje. Są one określane jako Ery F, Ery C i DEry192.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przykład analizy nieukierunkowanej przedstawiony w niniejszym raporcie wykazał identyfikację farmaceutyków w wodach powierzchniowych przy użyciu HPLC-ESI-Q-TOF-MS, MS/MS i porównanie z wzorcami referencyjnymi jako ostateczny dowód. Siła analizy niecelowanej przy użyciu TOF-MS opiera się na wykrywaniu wszystkich jonów obecnych w danym czasie retencji i wysokiej dokładności masy, co prowadzi do przewidywania wstępnego wzoru cząsteczkowego. Jako alternatywę dla spektrometru masowego TOF, opisano zastosowanie orbitalnej pułapki jonowej do analizy zanieczyszczeń w wodzie44. Przewidywanie wzoru cząsteczkowego posłużyło jako punkt wyjścia do szybkiego wyboru wzorców referencyjnych. Zastosowanie metody celowanego MS w przyrządzie Q-TOF-MS pozwoliło na wykrycie określonych związków, ponieważ tylko wstępnie wyselekcjonowane jony przechodzą przez filtr kwadrupolowy. Ogólnie rzecz biorąc, analizę ukierunkowaną przeprowadza się przy użyciu spektrometru mas z potrójnym kwadrupolem, również w analizie wody45. W celu skompensowania odchylenia od masy teoretycznej spowodowanego niedoskonałościami instrumentalnymi można przeprowadzić porównanie chromatograficzne z wzorcem odniesienia. Do analizy identyfikacyjnej można również wybrać ukierunkowaną metodę MS/MS. Tutaj jony są selekcjonowane, fragmentowane, a ich fragmenty wykrywane. Ze względu na to, że MS/MS jest mniej czuły niż MS, stężenie farmaceutyków w badanych próbkach wody było zbyt niskie, aby uzyskać znaczące fragmenty. Jeśli jednak zostaną wykryte fragmenty, związki można zidentyfikować z większą pewnością. Niewystarczająca czułość może zostać przezwyciężona poprzez zagęszczenie większej początkowej objętości próbki wody. Ponadto pomiar powinien zostać przeprowadzony jak najszybciej po pobraniu próbek ze względu na potencjalną biodegradację 46,47,48,49. W przeciwnym razie próbki należy przechowywać w temperaturze -20 °C, aby wykluczyć degradację lub reakcję związku.

Czasami te same wartości m/z pojawiają się w różnych czasach przechowywania. Może to wynikać z tego, że izomery wymagają różnych technik analitycznych. Może się również zdarzyć, że w ogóle nie zostaną wykryte żadne związki, co niekoniecznie świadczy o ich braku. Mogą po prostu nie tworzyć jonów lub występować poniżej granicy wykrywalności. Rodzaj wody ma również wpływ na obecność farmaceutyków. Farmaceutyki rzadko przedostają się do wód źródłowych i gruntowych w porównaniu ze ściekami i ściekami z oczyszczalni ścieków 48,50,51,52,53.

W przypadku eksperymentów degradacji źródło napromieniowania powinno być wcześniej scharakteryzowane, ponieważ strumień fotonów lub szybkość fluencji fotonów lampy w znacznym stopniu przyczynia się do degradacji i mechanizmu degradacji. Do wstępnych prób wystarczy lampa VUV/UVC, prawdopodobnie niskoprężna lampa rtęciowa. Ogólnie rzecz biorąc, dodanie nadtlenku wodoru, H2O2, przyspiesza degradację 27,36,37,54. W przypadku stosowania innej lampy, np. lampy UVA, należy zapewnić powstawanie rodników hydroksylowych, np. poprzez dodanie dwutlenku tytanu 23,24,30,31. W przypadku wielu związków, takich jak erytromycyna, to rodniki OH, a nie fotoreaktywność samego farmaceutyku27, są gatunkami indukującymi degradację.

W celu określenia parametrów kinetycznych wykreśla się obszar sygnałów w chromatogramach z detekcją masy, reprezentujący stężenie, w funkcji czasu napromieniowania. Aby dopasować dane, zaleca się korzystanie z odpowiedniego oprogramowania. W tym przypadku wykorzystano narzędzie do dopasowywania krzywych MATLAB, które pozwoliło szybko obliczyć i dopasować dane do poprawnych równań. Kinetyka produktów pośrednich jest określana przez bardziej złożone równania. Parametry jakościowe pasowania, tj. R2 i RMSE, również były łatwo uzyskane.

Badanie to wykazało analizę wody rzecznej w celu wykrycia i identyfikacji zanieczyszczeń farmaceutycznych oraz fotodegradacji erytromycyny w wodzie ultraczystej. W wodach środowiskowych, takich jak wody powierzchniowe, uzyskano by różne prędkości degradacji i stałe szybkości ze względu na substancje pochłaniające światło, takie jak huminy. Z doświadczenia autorów wynika, że degradacja często zachodzi wolniej, ale czasami w porównywalnym tempie 41,56.

Ogólnoświatowy problem farmaceutyków, zwłaszcza antybiotyków, w środowisku wodnym i wynikające z niego zagrożenia wciąż narastają1. Ze względu na różnorodność i różnorodność substancji chemicznych, metabolitów i ich degradacji, analiza nieukierunkowana stanie się najważniejszą bronią analityczną dla ich odkrycia w środowisku57. Aby skutecznie wyeliminować, konieczne będzie zaprojektowanie nowych etapów w oczyszczalniach ścieków w oparciu o zaawansowane procesy utleniania, których częścią może być promieniowanie UV.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Melanie Voigt jest wdzięczna za stypendium z Promotionskolleg Uniwersytetu Nauk Stosowanych w Niederrhein. Autorzy dziękują swojej instytucji za dalsze wsparcie finansowe.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Metanol do chromatografii cieczowej LiChrosolvMerck1060181000
kwas mrówkowyFluka94318
HClRiedel-de Haen
NH3Riedel-de Haen
Simplicity 185 System oczyszczania wodyEMD Milliporedo produkcji MilliQ-wody
ErytromycynaBioChemica AppliChemA2275,0005
Filtr Rotilabo-filter, Typ 113ARothAP78.1
SPE-Cartridges Oasis HLB 3cc (60mg)WodyWAT094226
BAKER SPE-12GJ.T. Baker
Pompa membranowa PC3001 VarioPro Vacuubrand
; Wydajna strzykawka Laborota 4000Heidolph Instruments
, 2 mlTerumo
Nylon Filtry strzykawkowe Target2Thermo Scientific10301345
C-18 CoreShell wymiary 50 mm x 2,1 mm, 2,6 μ m wielkość cząstekThermo Scientific
HPLC 1200Agilent
ESI-Q-ToF-MS 6530Fotoreaktor Agilent
, System reaktora pracy UV 3Peschl Utraviolet GmbH
VUV/UVC-lampa, TNN 15/32, 15 WHeraeus
, pHenomenal pH 1100Lvwr662-1657
mieszadło magnetyczneHeidolph Instruments
MassHunter Workstation B.06.00Agilent
MATLAB R2016bMathworks
Parownik obrotowy pH-metr

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kümmerer, K. Antibiotics in the aquatic environment - a review - part I. Chemosphere. 75 (4), 417-434 (2009).
  2. Tijani, J. O., Fatoba, O. O., Petrik, L. F. A review of pharmaceuticals and endocrine-disrupting compounds: Sources, effects, removal, and detections. Water, Air, and Soil Pollution. 224 (11), (2013).
  3. Li, W. C. Occurrence, sources, and fate of pharmaceuticals in aquatic environment and soil. Environmental Pollution. 187, 193-201 (2014).
  4. Jones, O., Voulvoulis, N., Lester, J. N. Human pharmaceuticals in the aquatic environment a review. Environmental technology. 22 (12), 1383-1394 (2001).
  5. Carmona, E., Andreu, V., Picó, Y. Multi-residue determination of 47 organic compounds in water, soil, sediment and fish-Turia River as case study. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 146, 117-125 (2017).
  6. Kostich, M. S., Batt, A. L., Lazorchak, J. M. Concentrations of prioritized pharmaceuticals in effluents from 50 large wastewater treatment plants in the US and implications for risk estimation. Environmental Pollution. 184, 354-359 (2014).
  7. Chiffre, A., Degiorgi, F., Buleté, A., Spinner, L., Badot, P. -M. Occurrence of pharmaceuticals in WWTP effluents and their impact in a karstic rural catchment of Eastern France. Environmental Science and Pollution Research. 23 (24), 25427-25441 (2016).
  8. Gros, M., Petrovic, M., Barceló, D. Wastewater treatment plants as a pathway for aquatic contamination by pharmaceuticals in the Ebro river basin (northeast spain). Environmental Toxicology and Chemistry. 26 (8), 1553-1562 (2007).
  9. Ibáñez, M., Borova, V., et al. UHPLC-QTOF MS screening of pharmaceuticals and their metabolites in treated wastewater samples from Athens. Journal of Hazardous Materials. 323, 26-35 (2017).
  10. Carmona, E., Andreu, V., Picó, Y. Occurrence of acidic pharmaceuticals and personal care products in Turia River Basin: From waste to drinking water. Science of the Total Environment. 484 (1), 53-63 (2014).
  11. Martínez, J. L. Antibiotics and Antibiotic Resistance Genes in Natural Environments. Science Mag. 321, 365-368 (2008).
  12. World Health Organization Antimicrobial resistance - Global Report on Surveillance. Bulletin of the World Health Organization. World Health Organization. 61 (3), 383-394 (2014).
  13. Proia, L., Von Schiller, D., Alexandre, S., Balc, L. Occurrence and persistence of antibiotic resistance genes in river bio fi lms after wastewater inputs in small rivers. Environmental Pollution. 210, 121-128 (2016).
  14. Karthikeyan, K. G., Meyer, M. T. Occurrence of antibiotics in wastewater treatment facilities in Wisconsin, USA. Science of the Total Environment. 361 (1-3), 196-207 (2006).
  15. Prieto-Rodriguez, L., Miralles-Cuevas, S., Oller, I., Agüera, A., Puma, G. L., Malato, S. Treatment of emerging contaminants in wastewater treatment plants (WWTP) effluents by solar photocatalysis using low TiO2 concentrations. Journal of Hazardous Materials. 211, 131-137 (2012).
  16. Dela Cruz, N., Giménez, J., Esplugas, S., Grandjean, D., de Alencastro, L. F., Pulgarín, C. Degradation of 32 emergent contaminants by UV and neutral photo-fenton in domestic wastewater effluent previously treated by activated sludge. Water research. 46 (6), 1947-1957 (2012).
  17. Zuccato, E., Castiglioni, S., Bagnati, R., Melis, M., Fanelli, R. Source, occurrence and fate of antibiotics in the Italian aquatic environment. Journal of Hazardous Materials. 179 (1-3), 1042-1048 (2010).
  18. Castiglioni, S., Bagnati, R., Fanelli, R., Pomati, F., Calamari, D. Removal of Pharmaceuticals in Sewage Treatment Plants in Italy. Environmental Science and Technology. 40 (1), 357-363 (2006).
  19. Watkinson, J., Murby, E. J., Costanzo, S. D. Removal of antibiotics in conventional and advanced wastewater treatment: implications for environmental discharge and wastewater recycling. Water research. 41 (18), 4164-4176 (2007).
  20. López-Serna, R., Petrović, M., Barceló, D. Development of a fast instrumental method for the analysis of pharmaceuticals in environmental and wastewaters based on ultra high performance liquid chromatography (UHPLC)-tandem mass spectrometry (MS/MS). Chemosphere. 85 (8), 1390-1399 (2011).
  21. Christian, T., Schneider, R. J., Färber, H. A., Skutlarek, D., Meyer, M. T., Goldbach, H. E. Determination of Antibiotic Residues in Manure, Soil, and Surface Waters. Acta hydrochimica et hydrobiologica. 31, 36-44 (2003).
  22. Sacher, F., Thomas, F. Pharmaceuticals in groundwaters Analytical methods and results of a monitoring program in Baden-Württemberg, Germany. Journal of Chromatography. 938, 199-210 (2001).
  23. Kasprzyk-Hordern, B., Dinsdale, R. M., Guwy, J. Multi-residue method for the determination of basic/neutral pharmaceuticals and illicit drugs in surface water by solid-phase extraction and ultra performance liquid chromatography-positive electrospray ionisation tandem mass spectrometry. Journal of chromatography. A. 1161 (1-2), 132-145 (2007).
  24. Zuckerman, J. M. Macrolides and ketolides: azithromycin, clarithromycin, telithromycin. Infectious Disease Clinics of North America. 18 (3), 621-649 (2004).
  25. Hassanzadeh, A., Helliwell, M., Barber, J. Determination of the stereochemistry of anhydroerythromycin A, the principal degradation product of the antibiotic erythromycin A. Organic & biomolecular chemistry. 4 (6), 1014-1019 (2006).
  26. Hassanzadeh, A., Barber, J., Morris, G., Gorry, P. Mechanism for the degradation of erythromycin A and erythromycin A 2'-ethyl succinate in acidic aqueous solution. Journal of Physical Chemistry A. 111 (4), 10098-10104 (2007).
  27. Voigt, M., Jaeger, M. On the photodegradation of azithromycin, erythromycin and tylosin and their transformation products - A kinetic study. Sustainable Chemistry and Pharmacy. 5, 131-140 (2017).
  28. Delaforge, M., Jaouen, M., Mansuy, D. Dual effects of macrolide antibiotics on rat liver cytochrome P-450. Biochemical Pharmacology. 32 (15), 2309-2318 (1983).
  29. Hansen, J. L., Ippolito, J., Ban, N., Nissen, P., Moore, P. B., Steitz, T. The structures of four macrolide antibiotics bound to the large ribosomal subunit. Molecular Cell. 10 (1), 117-128 (2002).
  30. Xekoukoulotakis, N. P., Xinidis, N., et al. UV-A/TiO2 photocatalytic decomposition of erythromycin in water: Factors affecting mineralization and antibiotic activity. Catalysis Today. 151 (1-2), 29-33 (2010).
  31. Yuan, F., Hu, C., Hu, X., Wei, D., Chen, Y., Qu, J. Photodegradation and toxicity changes of antibiotics in UV and UV/H(2)O(2) process. Journal of hazardous materials. 185 (2-3), 1256-1263 (2011).
  32. Monteagudo, J. M., Durán, A., San Martín, I. Mineralization of wastewater from the pharmaceutical industry containing chloride ions by UV photolysis of H2O2/Fe(II) and ultrasonic irradiation. Journal of Environmental Management. 141, 61-69 (2014).
  33. Malik, A. K., Blasco, C., Picó, Y. Liquid chromatography-mass spectrometry in food safety. Journal of chromatography. A. 1217 (25), 4018-4040 (2010).
  34. Hu, C., Xu, G. Mass-spectrometry-based metabolomics analysis for foodomics. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 52, 36-46 (2013).
  35. Castro-Puyana, M., Herrero, M. Metabolomics approaches based on mass spectrometry for food safety, quality and traceability. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 52, 74-87 (2013).
  36. Parsons, S. Advanced Oxidation Processes for Water and Wastewater Treatment. , IWA Publishing. London. (2004).
  37. Oppenländer, T. Photochemical Purification of Water and Air: Advanced Oxidation Processes (AOPs): Principles, Reaction Mechanisms, Reactor Concepts (Chemistry). , Wiley-Vch Verlag. Weinheim. (2003).
  38. Giannakis, S., Gamarra Vives, F. A., Grandjean, D., Magnet, A., De Alencastro, L. F., Pulgarin, C. Effect of advanced oxidation processes on the micropollutants and the effluent organic matter contained in municipal wastewater previously treated by three different secondary methods. Water Research. 84, 295-306 (2015).
  39. Fatta-Kassinos, D., Vasquez, M. I., Kümmerer, K. Transformation products of pharmaceuticals in surface waters and wastewater formed during photolysis and advanced oxidation processes - degradation, elucidation of byproducts and assessment of their biological potency. Chemosphere. 85 (5), 693-709 (2011).
  40. Vasconcelos, T. G., Henriques, D. M., König, A., Martins, A. F., Kümmerer, K. Photo-degradation of the antimicrobial ciprofloxacin at high pH: Identification and biodegradability assessment of the primary by-products. Chemosphere. 76 (4), 487-493 (2009).
  41. Voigt, M., Savelsberg, C., Jaeger, M. Photodegradation of the antibiotic spiramycin studied by high-performance liquid chromatography-electrospray ionization-quadrupole time-of-flight mass spectrometry. Toxicological & Environmental Chemistry. 99 (4), 624-640 (2017).
  42. Mauser, H. Formale Kinetik. Experimentelle Methoden der Physik und der Chemie. , Bertelsmann-UniversitĂtsverlag. Düsseldorf. (1974).
  43. Connors, K. A. Chemical Kinetics The Study of Reaction Rates in Solution. , VCH Verlagsgesellschaft. (1990).
  44. Comtois-Marotte, S., Chappuis, T., et al. Analysis of emerging contaminants in water and solid samples using high resolution mass spectrometry with a Q Exactive orbital ion trap and estrogenic activity with YES-assay. Chemosphere. 166, 400-411 (2017).
  45. Gago-Ferrero, P., Borova, V., Dasenaki, M. E., Thomaidis, N. S. Simultaneous determination of 148 pharmaceuticals and illicit drugs in sewage sludge based on ultrasound-assisted extraction and liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Analytical and bioanalytical chemistry. 407 (15), 4287-4297 (2015).
  46. Yang, C., Hsiao, W., Chang, B. Chemosphere Biodegradation of sulfonamide antibiotics in sludge. Chemosphere. 150, 559-565 (2016).
  47. Gartiser, S., Urich, E., Alexy, R., Kümmerer, K. Ultimate biodegradation and elimination of antibiotics in inherent tests. Chemosphere. 67 (3), 604-613 (2007).
  48. Guerra, P., Kim, M., Shah, a, Alaee, M., Smyth, S. Occurrence and fate of antibiotic, analgesic/anti-inflammatory, and antifungal compounds in five wastewater treatment processes. The Science of the total environment. 473, 235-243 (2014).
  49. Jelic, A., Gros, M., et al. Occurrence, partition and removal of pharmaceuticals in sewage water and sludge during wastewater treatment. Water Research. 45 (3), 1165-1176 (2011).
  50. Lin, A. Y. -C., Tsai, Y. -T. Occurrence of pharmaceuticals in Taiwan's surface waters: Impact of waste streams from hospitals and pharmaceutical production facilities. Science of The Total Environment. 407 (12), 3793-3802 (2009).
  51. Sun, J., Luo, Q., Wang, D., Wang, Z. Occurrences of pharmaceuticals in drinking water sources of major river watersheds, China. Ecotoxicology and Environmental Safety. 117, 132-140 (2015).
  52. Nikolaou, A., Meric, S., Fatta, D. Occurrence patterns of pharmaceuticals in water and wastewater environments. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 387 (4), 1225-1234 (2007).
  53. Gao, P., Ding, Y., Li, H., Xagoraraki, I. Occurrence of pharmaceuticals in a municipal wastewater treatment plant: Mass balance and removal processes. Chemosphere. 88 (1), 17-24 (2012).
  54. Andreozzi, R., Caprio, V., Insola, A., Marotta, R. Advanced oxidation processes (AOP) for water purification and recovery. Catalysis Today. 53, 51-59 (1999).
  55. Fernández, C., Callao, M. P., Larrechi, M. S. Kinetic analysis of C.I. Acid Yellow 9 photooxidative decolorization by UV-visible and chemometrics. Journal of hazardous materials. 190 (1-3), 986-992 (2011).
  56. Voigt, M., Bartels, I., Nickisch-Hartfiel, A., Jaeger, M. Photoinduced degradation of sulfonamides, kinetic, and structural characterization of transformation products and assessment of environmental toxicity. Toxicological & Environmental Chemistry. 99 (9-10), 1304-1327 (2017).
  57. Hoff, R., Mara, T., Diaz-Cruz, M. Trends in Environmental Analytical Chemistry Trends in sulfonamides and their by-products analysis in environmental samples using mass spectrometry techniques. Trends in Environmental Analytical Chemistry. 9, 24-36 (2016).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Farmaceutyki w rodowisku wodnymHPLC ESI QTOF MSekstrakcja do fazy sta ejna wietlanie UV Cdegradacja erytromycynyanaliza nietargetowatandemowa spektrometria maskinetyka pierwszego rz duanaliza wody rzecznej

Powiązane artykuły