Method Article

Badanie bioindykacyjne przydatności środowiska strumienia dla młodych perłoródków słodkowodnych przy użyciu metod ekspozycji in situ

DOI:

10.3791/57446

⸱

September 5th, 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague, 2T. G. Masaryk Water Research Institute, 3Department of Zoology and Fisheries, Faculty of Agrobiology, Food and Natural Resources, Czech University of Life Sciences Prague

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wskazania biologiczne in situ umożliwiają określenie przydatności środowiska dla zagrożonych gatunków małży. Opisujemy dwie metody oparte na narażeniu młodocianych małży perłowodnych w klatkach na oligotroficzne siedliska rzeczne. Obie metody są stosowane w wariantach dla środowisk wód otwartych i hiporeicznych.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiedza na temat przydatności siedlisk dla małży słodkowodnych jest ważnym krokiem w ochronie tej zagrożonej grupy gatunków. Opisano protokół przeprowadzania badań narażenia in situ na młodociane osobniki w oligotroficznych zlewniach rzecznych w okresach jednego miesiąca i trzech miesięcy. Przedstawiono dwie metody (w obu modyfikacjach) służące do oceny wskaźnika wzrostu i przeżywalności osobników młodocianych. Metody i modyfikacje różnią się wartością dla biowskazania lokalizacji, a każda z nich ma swoje zalety, ale i ograniczenia. Metoda klatki piaszczystej działa z dużą grupą osobników, ale tylko niektóre osobniki są mierzone, a wyniki są oceniane zbiorczo. W metodzie klatki siatkowej osobniki są trzymane i mierzone oddzielnie, ale ocenia się niską liczbę osobników. Modyfikacja ekspozycji na otwarte wody jest stosunkowo łatwa do zastosowania; Pokazuje potencjał wzrostu młodocianych miejsc i może być również skuteczny w testach toksyczności wody. Modyfikacja ekspozycji wewnątrz podłoża wymaga dużego nakładu pracy, ale jest bliższa warunkom naturalnego środowiska młodocianych osobników i jest lepsza do zgłaszania rzeczywistej przydatności miejsc. Z drugiej strony, w tej modyfikacji potrzeba więcej replikacji ze względu na jej wysoką hiporeiczną zmienność środowiska.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ekspozycja organizmów doświadczalnych in situ wraz z późniejszą oceną ich stanu jest jednym z możliwych sposobów uzyskania informacji o jakości środowiska i (zwłaszcza) przydatności miejsca dla gatunku. W przypadku zwierząt takie wskazanie biologiczne ma zastosowanie przede wszystkim do małych bezkręgowców, które są zdolne do życia na ograniczonej przestrzeni. Młode stadia małży (Bivalvia) są jedną z takich odpowiednich grup organizmów1.

Małże z rodziny Unionidae są bardzo ważnym składnikiem ekosystemów wodnych2. Jednak gatunki te są często krytycznie zagrożone, zwłaszcza w strumieniach i rzekach. Niektóre z nich są charakteryzowane jako "gatunki parasolowe", których ochrona jest ściśle związana z ochroną całego biotopu strumienia i które wymagają kompleksowego podejścia3. Cykl życia tych zwierząt jest związany z wieloma składnikami środowiska, od składu chemicznego wody4,5 do zmian w populacjach ryb, które służą jako żywiciele larw małży6. Ze względu na to, że młode osobniki omułków często stanowią krytyczną fazę cyklu życiowego omułków, odpowiednie miejsce do ich rozwoju na tym etapie ma kluczowe znaczenie dla pomyślnego rozwoju populacji gatunku na danym obszarze.

Perłoródka słodkowodna (FWPM, Margaritifera margaritifera; Unionida, Bivalvia) to krytycznie zagrożony małż występujący w oligotroficznych strumieniach europejskich. Ich liczebność drastycznie spadła wXX wieku na całym obszarze występowania. Wydaje się, że obecny spadek reprodukcji gatunków w większości populacji Europy Środkowej jest spowodowany przede wszystkim bardzo niską lub zerową przeżywalnością młodych osobników w pierwszych latach ich życia. Zakłada się, że młodociane FWPM żyją przez wiele lat w płytkiej strefie hiporeicznej7, której warunki i zmienność nie są jeszcze dobrze opisane. Co więcej, do drugiego roku życia młode osobniki mają wymiar tylko do około 1 mm, więc bardzo trudno jest je znaleźć w dużych ilościach osadów w warunkach naturalnych8. Dlatego eksperymenty z młodocianymi osobnikami w niewoli są niezbędne do badania ich ekologii.

W ramach Czeskiego Planu Działania dla Perłowców Słodkowodnych9, co roku powstają tysiące młodych osobników z półnaturalnego programu hodowlanego. Niemniej jednak pojawia się pytanie, które stanowiska i siedliska są odpowiednie do skutecznego wspierania populacji przez te młode osobniki lub do ewentualnej reintrodukcji gatunków. Biowskazania in situ stanowią sposób na znalezienie odpowiedzi na to pytanie.

Pomimo faktu, że niespójne wskaźniki przeżywalności młodych małży w klatkach ekspozycyjnych zostały zaobserwowane w niektórych wcześniejszych pracach, które kwestionowały przydatność młodych małży jako biowskaźników10, kilka ostatnich badań potwierdziło możliwość zastosowania metod ekspozycji na młode małże do badania jakości wody11,12,13. Ponadto wykazano, że przy interpretacji wyników tych konkretnych badań należy wziąć pod uwagę kilka czynników, takich jak pochodzenie stada14 i utrzymujące się skutki warunków larwalnych15.

Pojawia się pytanie, jak zainstalować eksperymentalne młode osobniki w badanych miejscach i jak najskuteczniej ocenić ich stan. Pierwsze rygorystyczne zastosowanie metod ekspozycji in situ z młodocianymi FWPM zostało opublikowane przez Buddensiek16. Młodociane osobniki FWPM trzymano w klatkach z blachy, wystawiano na działanie swobodnie płynącej wody strumieni, a ich przeżywalność i wzrost określono ilościowo po kilku tygodniach ekspozycji. Podejście to zostało pierwotnie opracowane jako metoda hodowli półsztucznej, ale autor podkreślił również jego przydatność do oceny wymagań siedliskowych i jakości wody. Chociaż przeżywalność młodych osobników z FWPM jest naturalnie bardzo niska w skali miesięcy/lat i tylko bardzo mała liczba zwierząt przeżyje, wskaźnik przeżywalności może być dobrym wskaźnikiem wpływu na środowisko w skali kilku tygodni16. Przez lata badań opracowano metody ekspozycji, aby utrzymać eksperymentalne siedliska młodocianych małży w strumieniu oraz ocenić ich wskaźniki wzrostu i przeżywalności; Należą do nich piaskowe skrzynki17, silosy na małże oparte na zasadzie upwellingu18 i różne inne klatki ekspozycyjne (podsumowane przez Guma i współpracowników)11. Ponieważ młode osobniki występują naturalnie w płytkiej strefie hiporeicznej7, zastosowanie eksperymentalnych urządzeń na dnie strumienia jest bardzo pożądane.

W naszym artykule opisujemy użycie dwóch urządzeń do ekspozycji na FWPM: i) zmodyfikowane klatki z blachy Buddensiek ("klatki siatkowe") umożliwiające również badania bioindykacyjne w warunkach hipoferyjnych; oraz ii) Hruška piaszczyste skrzynie ("klatki piaszczyste"). W protokole opisano zastosowanie obu metod w wodach otwartych i w warunkach hiporeicznych (tj. opisano cztery warianty ekspozycji). Metody te były stopniowo modyfikowane i rozszerzane przez ponad 15 lat stosowania w ramach Czeskiego Planu Działania dla Perłoułka słodkowodnego9 i zweryfikowane za pomocą zestawu eksperymentów.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Klatka siatkowa

Uwaga: Zobacz Rysunek 1.

  1. Przygotowanie materiału
    1. Przygotuj materiał do części laboratoryjnej eksperymentu: ~1 - 2 L wody rzecznej na klatkę siatkową, klatki siatkowe (1 korpus główny z tworzywa sztucznego, 2 osłony z tworzywa sztucznego, 2 arkusze specjalnych sit technicznych z porami 340 μm, 4 i 4 nakrętki na klatkę), szczypce, klucz, pipety Pasteura, sitko, aparat cyfrowy, trójokularowy mikroskop stereoskopowy z zoomem preparacyjnym, siatka kalibracyjna (wyposażenie mikroskopu), 5 szalek Petriego o średnicy 50 mm, zlewki, 2 plastikowe naczynia (~25 cm x 15 cm x 3 - 5 cm) oraz plastikowe pudełko.
    2. Aby wykonać instalację hiporeftalną, przygotuj gumowy wąż i siatkę o porach 100 μm oraz butelkę ze spryskiwaczem. Aby zapoznać się z budową urządzenia, patrz Plik uzupełniający 1: S.1. Konstrukcja koszyków siatkowych.
  2. Zamontuj dolną i środkową część klatek siatkowych. Zmontuj część klatki, w której znajdują się osoby. Najpierw włóż jedną plastikową osłonę, następnie jeden arkusz plastikowego sita, a na końcu główny korpus na górze. Użyj czterech, aby go zabezpieczyć.
  3. Przygotowanie materiału biologicznego
    1. Włóż siatkową klatkę do plastikowego naczynia zawierającego wodę rzeczną. Upewnij się, że komory są wypełnione do połowy. Weźmy na przykład młodociane osobniki z FWPM (patrz Plik Uzupełniający 1: S.6. materiału biologicznego) z izolowanego termicznie pudełka i umieścić je na szalce Petriego.
      Uwaga: Upewnij się, że nagłe zmiany temperatury nie przekraczają ~2 °C.
    2. Używając butelki ze spryskiwaczem i sitka, przesiej młode osobniki, aby usunąć detrytus.
  4. Ustaw mikroskop i kamerę. Przeprowadzić kalibrację przyrządów (patrz Plik uzupełniający 1: S. 5. Mikroskop i fototechnika). Umieść szalkę Petriego zawierającą niewielką ilość wody pod mikroskopem.
  5. Umieścić młode osobniki w klatkach (eksperymentalne prace laboratoryjne)
    1. Za pomocą pipety Pasteura usuń jedną osobę z szalki Petriego i ostrożnie umieść ją na szalce Petriego pod mikroskopem.
    2. Sprawdź kondycję danej osoby, patrząc w okular (powiększenie ~40x).
      Uwaga: "Dobra" kondycja oznacza, że dana osoba porusza się, obraca z boku na bok, wypycha stopę ze skorupy itp. Usuń martwe lub słabe osoby za pomocą pipety Pasteura i umieść je na oddzielnej szalce Petriego (młodociane FWPM z otwartą skorupą, bez ruchu, stopa nie jest wyciągnięta, rozdrobniona skorupa, młodociane, które w niekontrolowany sposób unoszą się w wodzie, widoczny rozkład skorupy, częściowe odwapnienie).
    3. Zrób dwa zdjęcia osoby z FWPM wykazującej dobrą kondycję, używając stałego powiększenia ~80X. Patrz plik uzupełniający 1: S.5. Mikroskop i fototechnika. Zapisz zdjęcia.
      Uwaga: Aby dobrze zmierzyć jego długość, młodociany osobnik musi być ułożony wzdłuż (widok z boku). Głównym celem jest wykonanie wysokiej jakości zdjęcia o maksymalnej długości skorupy, które jest na tyle dobre, aby umożliwić późniejszą analizę obrazu.
    4. Włóż młodocianego do odpowiedniej komory w klatce, gdy tylko zostaną zrobione zdjęcia. Zapisz numery zdjęć i komory.
    5. Powtórz ten krok dla każdej osoby dla wszystkich używanych komór w klatce siatkowej.
      Uwaga: patrz plik uzupełniający 1: S.1. Konstrukcja koszyków siatkowych.
    6. Gdy we wszystkich używanych komorach znajdują się małże, połóż plastikowe sitko na klatce, a następnie delikatnie załóż plastikową osłonę i zabezpiecz wszystkie części razem z nakrętkami.
    7. W przypadku instalacji w strefie hiporeicznej należy przeciągnąć jeden z końców węża przez jedną z komór i zamocować go w tej pozycji, a następnie wziąć siatkę zapobiegającą zatykaniu i związać ją na dolnym końcu (patrz plik uzupełniający 1: S.1. Konstrukcja koszyków siatkowych).
  6. Przechowuj młodociane
    1. Włóż klatkę do plastikowego pudełka z wodą z rzeki, tak aby młode osobniki były całkowicie zanurzone, i trzymaj ją w termoboksie. Przed montażem należy pozwolić młodym osobnikom przyzwyczaić się do temperatury wody w rzece in situ w miejscu instalacji (stopniowe chłodzenie, maks. 5 °C w ciągu 24 godzin).
  7. Zainstaluj klatki siatkowe
    1. Przygotuj materiał polowy, w tym klatki siatkowe z młodymi osobnikami, stalowymi kolcami, i metalowymi nakrętkami, kluczem, rejestratorami temperatury w terenie (patrz Tabela materiałów i Plik uzupełniający 1: S.4.2. pomiar wody), sznurek, kamerę, protokół polowy, młotek i łopatę.
    2. Młodociane osobniki z FWPM należy przetransportować na miejsce w polowej skrzyni termicznej (pudełko izolowane), utrzymując stabilną temperaturę wody przy wahaniach < ~2 °C. Umieść termobox z klatkami siatkowymi w rzece na miejscu, aby umożliwić młodocianym osobnikom przystosowanie się do lokalnych warunków środowiskowych (pH, przewodność itp.).
    3. Zainstaluj klatkę siatkową.
      1. Wyjmij siatkową klatkę z termoboxa polowego. Wyposaż go w dwa stalowe kolce i przymocuj rejestrator danych terenowych. Zakotwiczyć klatkę w siedlisku, w którym panują warunki typowe dla FWPM na badanym obszarze (np. na skraju głównego strumienia, nie przy bezpośrednim przepływie wody, nie w wodzie stojącej, nie w bezpośrednim świetle słonecznym).
        1. W przypadku wód otwartych, za pomocą pary stalowych kolców, przymocuj klatkę do dna rzeki; połóż ją na boku i wyrównaj z dnem rzeki, w dół rzeki pod kątem 45° do przepływu rzeki, w kierunku środka rzeki. Dolna krawędź pozioma powinna znajdować się około 10 - 15 cm nad powierzchnią dna rzeki. Należy zachować minimalną odległość 2 m między każdą klatką w jednym miejscu (patrz plik uzupełniający 1: S.4. Konserwacja klatek).
        2. W przypadku strefy hiporeicznej klatki należy wkopać w dno rzeki w pozycji prostopadłej do krajobrazu, prostopadle do strumienia wody, tak aby górna pozioma krawędź klatki była równoległa do powierzchni dna rzeki, a komory znajdowały się na głębokości hiporeicznej, którą należy zbadać. Wyjąć górny koniec gumowego węża ponad dolną powierzchnię, aby umożliwić pobieranie próbek wody podczas doświadczenia (patrz Plik Uzupełniający 1: S.4.2. Pomiar wody).
          Uwaga: Zaleca się przeprowadzanie regularnych przeglądów i konserwacji koszyków (patrz plik uzupełniający 1: S. 4. Konserwacja klatek).
  8. Zdemontuj klatki i przetransportuj młode osobniki po ekspozycji. W tym celu wyciągnij klatki z wody, oczyść je z drobnego osadu, a także z dryfującego materiału i włóż je do termoboxu polowego wypełnionego wodą rzeczną. Klatki należy natychmiast przetransportować do laboratorium i rozpocząć ocenę śmiertelności i tempa wzrostu.
    Uwaga: Patrz plik uzupełniający 1: S.3. Czas ekspozycji. W przypadku różnicy temperatur między klatkami a środowiskiem laboratoryjnym większej niż 5 °C, należy najpierw pozwolić na wyrównanie temperatury.
  9. Oceń eksperyment, sprawdzając życie/kondycję każdego młodego osobnika (patrz kroki 1.5.2 i 1.5.3) i zrób 2 zdjęcia każdego żywego osobnika na szalce Petriego, używając stałego powiększenia ~80X. Zapisz sprawność i numery zdjęć i komór.
  10. Ukończ eksperyment (wspólne dla wszystkich metod)
    1. Wykonaj pomiary w oprogramowaniu do analizy obrazu. Użyj oprogramowania do analizy obrazu, aby określić rozmiar ciała każdego ocenianego młodego osobnika zarówno na obrazach wejściowych (krok 1.5.3), jak i na obrazach wyjściowych (krok 1.9). Użyj maksymalnej całkowitej długości skorupy zarejestrowanej na obu zdjęciach jako wartości rozmiaru ciała zarówno na wejściu, jak i na wyjściu.
    2. Wprowadzić zmierzone wartości do procesora tabeli i obliczyć przyrost wzrostu (%) dla każdego młodego osobnika, który przeżył.
    3. Oszacuj wskaźnik przeżywalności (%) na klatkę siatkową, stosując stosunek liczby osobników, które przeżyły, do wszystkich osobników doświadczalnych w klatce siatkowej.
      Uwaga: Po eksperymencie przywróć ocalałe do programu hodowlanego
      (patrz plik uzupełniający 1: S.6. Materiał biologiczny).

2. Piaszczysta klatka

Uwaga: Zobacz Rysunek 2.

  1. Przygotowanie materiału
    1. Przygotuj materiał do części laboratoryjnej eksperymentu: 2 szalki Petriego (średnica ~8,5 cm), pipety Pasteura, sitko, 25 l wody rzecznej, plastikowe pudełko, sitka (rozmiar oczek 1 i 2 mm), duże plastikowe pudełko (25 l), piaszczysta klatka (patrz plik uzupełniający 1: S.2. Konstrukcja klatek piaszczystych), aparat cyfrowy, trójokularowy mikroskop stereoskopowy z zoomem, siatka kalibracyjna (wyposażenie mikroskopu), posortowany piasek rzeczny z badanego obszaru (patrz krok 2.1.3) oraz protokół. Patrz tabela materiałów i plik uzupełniający 1: s. 2. Budowa klatek piaszczystych.
    2. Przygotuj materiał do procesu izolacji: okrągłe pojemniki (po 1 na każdą klatkę plus 1 dodatkowy), 2 szalki Petriego (średnica ~14 cm), pipeta Pasteura, szkła powiększające i 1 l wody rzecznej.
    3. Przesiej piasek rzeczny przez sito o średnicy 2 mm, a następnie przez sito o średnicy 1 mm, aby uzyskać uziarnienie o wielkości 1 - 2 mm. Wysusz piasek i zachowaj go w suchej formie, aż będzie potrzebny.
  2. Weźmy na przykład osobniki młodociane (patrz Plik Uzupełniający 1: S.6. Materiał biologiczny) z termoboxa i umieścić je na szalce Petriego. Używając butelki ze spryskiwaczem i sitka, przesiej młode osobniki, aby usunąć detrytus.
  3. Ustawić mikroskop i kamerę (patrz Plik uzupełniający 1: S.5. Mikroskop i fototechnika).
  4. Umieszczanie młodocianych osobników w klatkach (eksperymentalne prace laboratoryjne)
    1. Umieść piaszczystą klatkę w plastikowym pudełku. Rozsypać posortowany piasek (patrz krok 2.1.3) do jednej trzeciej wysokości klatki piaszczystej. Wlej wodę do pudełka. Upewnij się, że powierzchnia piasku znajduje się około 10 mm poniżej poziomu wody. Włóż piaszczystą klatkę do 25-litrowego pojemnika z wodą rzeczną i wystawij ją na działanie tej samej temperatury, co młodociane FWPM (patrz plik uzupełniający 1: S.6.2. Przechowywanie materiału biologicznego) przez 12 godzin. Unikaj wystawiania piasku na działanie promieni słonecznych.
    2. Weź szalkę Petriego z przygotowanymi młodocianymi osobnikami FWPM.
    3. Sprawdź kondycję fizyczną osoby, patrząc w okular (patrz krok 1.5.2).
    4. Dokumentację fotograficzną należy wykonać w następujący sposób. Zrób jedno zdjęcie wszystkich odkrytych osobników (patrz krok 1.5.3) i wybierz 10 największych osobników. Alternatywnie, zrób zdjęcia wszystkich młodych osobników razem w małym powiększeniu (~40X), aby uzyskać ocenę masową i wybierz 10 największych osobników. Zapisz wszystkie zdjęcia i zapisz ich numery.
    5. Za pomocą butelki ze spryskiwaczem przenieś młode osobniki FWPM do przygotowanej piaszczystej klatki.
  5. Przechowuj młodociane
    1. Włóż klatkę do dużego plastikowego pudełka z wodą rzeczną, tak aby klatka była całkowicie zanurzona i trzymaj ją w termoboxie. Pozwól młodym osobnikom przyzwyczaić się do temperatury wody w rzece in situ (stopniowe chłodzenie, maks. 5 °C przez 24 godziny) przed instalacją.
  6. Zainstaluj klatki piaszczyste
    1. Przygotuj materiał do instalacji w terenie: klatki piaszczyste, termobox polowy o pojemności ~25 litrów, płaski kamień (minimalna waga 1 kg), siatka (rozmiar oczek 10 x 10 mm), butelka ze spryskiwaczem, rejestratory temperatury w terenie (patrz Tabela materiałów i plik uzupełniający 1: S.4.2. pomiar wody), łopatę i protokół terenowy.
    2. Klatki z młodymi osobnikami należy przetransportować na miejsce w termoboksie polowym, utrzymując stabilną temperaturę wody (zmiana ~2 °C). Umieść termobox polowy z piaszczystymi klatkami w rzece na terenie, aby umożliwić młodym osobnikom FWPM przystosowanie się do lokalnych warunków środowiskowych (pH, przewodność itp.).
    3. Klatki piaszczyste należy montować w siedliskach, w których panują warunki typowe dla FWPM (np. na skraju głównego przepływu strumienia w meandrach, a nie w bezpośrednim przepływie wody, nie w wodach stojących, nie w bezpośrednim świetle słonecznym).
      1. W przypadku otwartej wody przymocuj piaszczyste klatki do płaskiego kamienia za pomocą siatki i umieść ją na dnie rzeki. Upewnij się, że większa strona koszyka tworzy kąt 45° wraz z przepływem.
      2. W przypadku Hyporheal wkop klatki w dno rzeki prostopadle do przepływu wody, tak aby pokrywa klatki znajdowała się na poziomie powierzchni dna rzeki.
        Uwaga: Zaleca się przeprowadzanie regularnych przeglądów i konserwacji koszyków (patrz plik uzupełniający 1: S. 4. 1. Kontrole na miejscu).
  7. Zdemontować klatki i przetransportować młode osobniki po ekspozycji
    Uwaga: patrz plik uzupełniający 1: S.3. Czas ekspozycji.
    1. Wyciągnij klatki z wody, oczyść je z dryfującego materiału i włóż do termoboxu polowego wypełnionego wodą z rzeki.
    2. Przetransportować klatki do laboratorium i rozpocząć ocenę śmiertelności i tempa wzrostu.
      Uwaga: W przypadku różnicy temperatur między klatkami a środowiskiem laboratoryjnym większej niż 5 °C, konieczne jest dopuszczenie do wyrównania temperatur.
  8. Oddziel młode osobniki FWPM od piasku
    1. Przygotuj okrągły pojemnik o głębokości wody 50 mm (dla każdej klatki osobno) i jeden dodatkowy okrągły pojemnik. Przenieś piasek z klatki do okrągłego pojemnika. Użyj ruchu wirowego, aby wypłukać lżejsze cząsteczki do dodatkowego pojemnika.
    2. Stopniowo pobieraj próbki zawartości z tego pojemnika i szukaj młodych osobników krok po kroku za pomocą pipety Pasteura i szkła powiększającego. Umieść młode osobniki na szalce Petriego za pomocą pipety Pasteura. Powtarzaj ten krok, aż zostanie znaleziony ostatni młodociany, a następnie kolejne 10 razy po pierwszym negatywnym wyniku. Po każdym etapie mycia dodaj czystą wodę rzeczną do oryginalnego pojemnika z piaskiem.
      Uwaga: Szczególnie po pierwszym wypłukaniu należy odpowiednio zbadać zawartość i oczyścić ją z balastu, takiego jak drobny osad i inne aluvia.
  9. Oceń eksperyment
    1. Sprawdzić stan zdrowia każdego młodocianego (patrz kroki 2.4.3 i 1.5.2) i policzyć liczbę osobników, które przeżyły.
    2. Zrób zdjęcie (patrz krok 2.4.4.) każdej osoby z osobna, chociaż oznacza to, że nie ma jasnej tożsamości każdej osoby. Alternatywnie, zrób zdjęcia zbiorcze i wybierz podzbiór 10 najlepiej wyrośniętych osobników z ostatecznych wyników.
      Uwaga: Obie możliwości mają podobną wartość raportowania. Opcja 1 ma ograniczenie w postaci większego nakładu pracy, ale także korzyści w postaci największego powiększenia zdjęć, a tym samym większej dokładności.
  10. Ukończ eksperyment
    1. Wykonuj pomiary w oprogramowaniu do analizy obrazu. Przeprowadzić doświadczenie tak, jak przeprowadzono je w klatkach siatkowych (patrz krok 1.10) z następującym wyjątkiem: nie oceniaj tempa wzrostu (%) każdego młodego osobnika, ale oceń grupę jako całość w eksperymencie z klatką piaszczystą.
      Uwaga: Po eksperymencie osoby, które przeżyły, powinny zostać zwrócone do programu hodowlanego
      (zob. plik uzupełniający S.6.1. Selekcjamateriału biologicznego).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cztery metody bioindykacji (klatki piaszczyste na wodach otwartych, klatki z piasku w łożu, klatki z siatki na wodach otwartych i klatki z siatki w łożu) zostały zastosowane w celu zbadania przydatności warunków środowiskowych dla FWPM w górnym dorzeczu Wełtawy (Las Bohemian, Czechy). Rzeka ta reprezentuje jedną pozostałą lokalizację FWPM w Europie Środkowej19. Poniżej prezentujemy specjalnie dobrany zestaw wyników ilustrujących najważniejsze aspekty czterech metod...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czas naświetlania:

Nawet jednomiesięczne odsłonięte klatki siatkowe wykazują widoczny wzrost odzwierciedlający różnice między lokalizacjami (ryc. 3), dzięki czemu są bardzo użyteczne do szybkiego i łatwego wykrywania charakterystyki lokalizacji. Niemniej jednak znaczenie wyników zależy od krótkoterminowego stanu warunków, które mogą się wahać. W szczególności pewną rolę mogą odgrywać krótkie opady deszczu. Z kolei nieprzewidywalne zanieczyszczenia epizodyczne nie zaw...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Michal Bílý i Ondřej P. Simon byli wspierani przez granty z Czeskiego Uniwersytetu Przyrodniczego [Wewnętrzna Agencja Grantowa Wydziału Nauk o Środowisku, CULS Praga (42110 1312 3175 (20164236))]. Wsparcie dla Karela Doudy pochodziło od Czeskiej Fundacji Naukowej (13-05872S). Dane na temat biowskazań i obecnego występowania perłoród zostały zebrane w trakcie realizacji Czeskiego Planu Działania na rzecz Słodkowodnych Małży Perłowych zarządzanego przez Agencję Ochrony Przyrody Republiki Czeskiej, który jest finansowany przez rząd Republiki Czeskiej i jest dostępny pod adresem

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
biologiczny materiał konserwacja i pielęgnacja
Słodkowodne młode małże perłowedowolneNAz programu hodowlanego FWPM
plastikowe pudełkadowolnaNA
thermoboxMERCI212,070,600,030Możliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
termobox polowy (ca25 l)dowolnyNAchłodnia (skrzynka izolowana) powszechnie stosowany do transportu żywności
rzecznadowolnaNA
szalki PetriegodowolnaNA
plastikowe pipety Pasteura z bańką balonową (zakraplacze)dowolnaśrednica otworu NA:1 mm
nadtlenek wodorudowolny NA,
ok. 50 l) do wody rzecznejdowolne
dowolneNApowszechnie stosowane w budowie klatek kuchennych
< mocnych>siatkowych< / mocnych>
głównych korpusów z tworzywa sztucznegowszelkieNA
pokrywającewszelkie
340 i mikro; mJedwab & ProgressUHELON 20 T
specjalne sita techniczne 100 µ mJedwab & WążUHELON 67 M
(średnica 5,5 mm)dowolna
dowolna
dowolny kluczNA
dowolneNA
dowolneNA
Plastikowe naczynia NA
(ok. 25x15x3-5cm)dowolna
, dowolne
protokoły polaNAdowolna
, dowolnyz
dowolnyNA
, dowolny
dowolnyNA,
klatki piaszczyste budowa i zastosowanie
sito 1 mmdowolneNA
2 mmdowolneNA
specjalne sita techniczne 340 µ mJedwab & ProgressUHELON 20 T
plastikowe pudełka z ciasno przylegającą pokrywądowolnyklej
dowolneNA
plastikowe pudełko (ok. 250 x 150 x 100 cm)
duże pudełko plastikowe (ok. 25 l)dowolneNA
nettodowolnaNA
piasek rzecznydowolne
dowolne
CarsonCarson CP 60Możliwości jest wiele. To jest tylko jeden przykład
>< instalacja i konserwacja klatek < / >
pola rejestratory temperaturyONSETUA-001-64http://www.onsetcomp.com/products/data-loggers/ua-001-64
dowolna
dowolnaocenaeksperymentu NA
strong>
trójokularowy zoom preparacyjny mikroskop stereoskopowyOptyka BresserICD 10x-160xMożliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
aparat cyfrowy/ okular elektronicznyBresser optykaMikroCamLab 5MMożliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
Kalibracjapasa Am ScopeSKU: MR100Możliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
zewnętrzne źródło zasilania z dwoma ruchomymi światłowodamiArsenałK1309010150021Możliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
Oprogramowanie do obrazowaniaOprogramowanieMożliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
procesor stołowyMS excelMożliwości jest wiele. To tylko jeden z przykładów.
woda pojemnik z tworzywa sztucznego ( plastikowe sitko do herbaty NA, , tworzywa sztuczne , specjalne sita techniczne NA, gumowy Progress śruba ze stali NA nakrętki stalowe NA dowolne kolce stalowe NA szczypce zlewki dowolne butelka ze spryskiwaczem NA, papeteria NA pojemnik tworzywa sztucznego NA, ciąg młotek NA, sito topliwy NA płaskie kamienie dowolne NA okrągłe pojemniki NA szkła powiększające NA szczoteczka do zębów NA < ImageJ

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goldberg, E. D. The mussel watch-a first step in global marine monitoring. Marine Pollution Bulletin. 6 (7), 111-114 (1975).
  2. Vaughn, C. C. Ecosystem services provided by freshwater mussels. Hydrobiologia. , In Press (2017).
  3. Lopes-Lima, M., et al. Conservation status of freshwater mussels in Europe: state of the art and future challenges. Biological Reviews. 92 (1), 572-607 (2017).
  4. Strayer, D. L., Malcom, H. M. Causes of recruitment failure in freshwater mussel populations in southeastern New York. Ecological Applications. 22 (6), 1780-1790 (2012).
  5. Douda, K. Effects of nitrate nitrogen pollution on Central European unionid bivalves revealed by distributional data and acute toxicity testing. Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (2), 189-197 (2010).
  6. Modesto, V., et al. Fish and mussels: importance of fish for freshwater mussel conservation. Fish and Fisheries. , In Press (2017).
  7. Ecology and evolution of the freshwater mussels Unionoida. Bauer, G., Wächtler, K. 145, Ecological Studies. 1-394 (2001).
  8. Neves, R. J., Widlak, J. C. Habitat ecology of juvenile fresh-water mussels (Bivalvia, Unionidae) in a headwater stream in Virginia. American Malacological Bulletin. 5, 1-7 (1987).
  9. Švanyga, J., Simon, O. P., Mináriková, T., Spisar, O., Bílý, M. Záchranný program pro perlorodku říční v ČR (Action plan for the endangered freshwater pearl mussel in the Czech Republic). , NCA CR. Prague, Czech Republic. (2013).
  10. Schmidt, C., Vandré, R. Ten years of experience in the rearing of young freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera). Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 20 (7), 735-747 (2010).
  11. Gum, B., Lange, M., Geist, J. A critical reflection on the success of rearing and culturing juvenile freshwater mussels with a focus on the endangered freshwater pearl mussel (Margaritifera margaritifera L.). Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems. 21 (7), 743-751 (2011).
  12. Denic, M., Taeubert, J. E., Lange, M., Thielen, F., Scheder, C., Gumpinger, C., Geist, J. Influence of stock origin and environmental conditions on the survival and growth of juvenile freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera) in a cross-exposure experiment. Limnologica. 50, 67-74 (2015).
  13. Černá, M., Simon, O. P., Bílý, M., Douda, K., Dort, B., Galová, M., Volfová, M. Within-river variation in growth and survival of juvenile freshwater pearl mussels assessed by in situ exposure methods. Hydrobiologia. , In Press (2017).
  14. Denic, M., Taeubert, J. E. Trophic relationships between the larvae of two freshwater mussels and their fish hosts. Invertebrate Biology. 134 (2), 129-135 (2015).
  15. Douda, K. Host-dependent vitality of juvenile freshwater mussels: implications for breeding programs and host evaluation. Aquaculture. 445, 5-10 (2015).
  16. Buddensiek, V. The culture of juvenile freshwater pearl mussels Margaritifera margaritifera L. in cages: a contribution to conservation programmes and the knowledge of habitat requirements. Biological Conservation. 74 (1), 33-40 (1995).
  17. Hruška, J. Experience of semi-natural breeding program of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmaßnahmen. , Albert-Ludwigs Universität: Freiburg. Kongressband. WWA Hof 69-75 (2001).
  18. Barnhart, M. C. Buckets of muckets: a compact system for rearing juvenile freshwater mussels. Aquaculture. 254 (1), 227-233 (2006).
  19. Simon, O. P., Vaníčková, I., Bílý, M., Douda, K., Patzenhauerová, H., Hruška, J., Peltánová, A. The status of freshwater pearl mussel in the Czech Republic: several successfully rejuvenated populations but the absence of natural reproduction. Limnologica. 50, 11-20 (2015).
  20. R Core Team. A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. Available from: https://www.r-project.org/ (2013).
  21. Hastie, L. C., Yang, M. R. Conservation of the freshwater pearl mussel I: captive breeding techniques. 2, Natural England. Peterborough, UK. Conserving Natura 2000 Rivers Conservation Techniques Series No. 2 (2003).
  22. Hruška, J. Nahrungsansprüche der Flußperlmuschel und deren halbnatürliche Aufzucht in der Tschechischen Republik. Heldia. 4 (6), 69-79 (1999).
  23. Scheder, C., Lerchegger, B., Jung, M., Csar, D., Gumpinger, C. Practical experience in the rearing of freshwater pearl mussels (Margaritifera margaritifera): advantages of a work-saving infection approach, survival, and growth of early life stages. Hydrobiologia. 735 (1), 203-212 (2014).
  24. Braun, A., Auerswald, K., Geist, J. Drivers and spatio-temporal extent of hyporheic patch variation: implications for sampling. PLoS ONE. 7 (7), e42046(2012).
  25. Franken, R. J. M., Storey, R. G., Williams, D. D. Biological, chemical and physical characteristics of downwelling and upwelling zones in the hyporheic zone of a north-temperate stream. Hydrobiologia. , 183-195 (2001).
  26. Roley, S. S., Tank, J. L. Pore water physicochemical constraints on the endangered clubshell mussel (Pleurobema clava). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 73 (12), 1712-1722 (2016).
  27. Larson, J. H., Eckert, N. L., Bartsch, M. R. Intrinsic variability in shell and soft tissue growth of the freshwater mussel Lampsilis siliquoidea. PLoS ONE. 9 (11), e112252(2014).
  28. Lavictoire, L., Moorkens, E., Ramsey, A. D., Sinclair, W., Sweeting, R. A. Effects of substrate size and cleaning regime on growth and survival of captive-bred juvenile freshwater pearl mussels, Margaritifera (Linnaeus, 1758). Hydrobiologia. 766 (1), 89-102 (2015).
  29. Hruška, J. Experience of semi-natural breeding programme of freshwater pearl mussel in the Czech Republic. Die Flussperlmuschel in Europa: Bestandssituation und Schutzmassnahmen. , 69-75 (2000).
  30. Bayne, B. L. Physiological components of growth differences between individual oysters (Crassostrea gigas) and a comparison with Saccostrea commercialis. Physiological and Biochemical Zoology. 72 (6), 705-713 (1999).
  31. Tamayo, D., Azpeitia, K., Markaide, P., Navarro, E., Ibarrola, I. Food regime modulates physiological processes underlying size differentiation in juvenile intertidal mussels Mytilus galloprovincialis. Marine Biology. 163 (6), (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Freshwater Pearl MusselsIn Situ ExposureJuvenile GrowthSurvival RateSandy Cage MethodMesh Cage MethodHyporheic ZoneOpen Water ExposureWithin Bed ExposureRiver Bottom Installation

Related Articles