Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wsteczne wstrzyknięcie nanocząstek do mysiego gruczołu podżuchwowego

10K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57521

⸱

3 maja 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Rochester, 2Department of Otolaryngology Head and Neck Surgery, University of Rochester Medical Center, 3Center for Oral Biology, University of Rochester Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Miejscowe dostarczanie leków do gruczołów podżuchwowych jest interesujące dla zrozumienia biologii gruczołów ślinowych i dla rozwoju nowych terapii. Przedstawiamy zaktualizowany i szczegółowy protokół iniekcji retrodukcyjnej, zaprojektowany w celu poprawy dokładności podawania i odtwarzalności eksperymentalnej. Przedstawione w niniejszym artykule zastosowanie polega na dostarczaniu nanocząstek polimerowych.

Streszczenie

Dwa wspólne cele terapii gruczołów ślinowych to zapobieganie i leczenie dysfunkcji tkanek po urazie autoimmunologicznym lub popromiennym. Poprzez miejscowe dostarczanie związków bioaktywnych do gruczołów ślinowych, można bezpiecznie osiągnąć większe stężenia w tkankach w porównaniu z podawaniem ogólnoustrojowym. Co więcej, wpływ pozagruczołowej akumulacji materiału na tkanki docelowe może być znacznie zmniejszony. W związku z tym wstrzyknięcie retroductalne jest szeroko stosowaną metodą badania zarówno biologii, jak i patofizjologii gruczołów ślinowych. Wykazano, że retroductywne podawanie czynników wzrostu, komórek pierwotnych, wektorów adenowirusowych i leków małocząsteczkowych wspomaga funkcję gruczołów w przypadku urazu. Wcześniej wykazaliśmy skuteczność strategii retrodukcyjnie wstrzykiwanej nanocząstki-siRNA w celu utrzymania funkcji gruczołu po napromieniowaniu. W tym miejscu szczegółowo opisano wysoce skuteczną i powtarzalną metodę podawania nanomateriałów do mysiego gruczołu podżuchwowego przez przewód Whartona (ryc. 1). Opisujemy dostęp do jamy ustnej i nakreślamy kroki niezbędne do kaniulacji przewodu Whartona, z dalszymi obserwacjami służącymi jako kontrole jakości podczas całej procedury.

Wprowadzenie

Dysfunkcja gruczołów ślinowych ma wiele etiologii, w tym zespół Sjögrena, autoimmunologiczną utratę funkcjonalnej tkanki wydzielniczej oraz hipoślinotok wywołany promieniowaniem (RIH), częsty następstwo radioterapii raka głowy i szyi1. Utrata funkcji śliny spowodowana którymkolwiek ze schorzeń predysponuje osoby do infekcji jamy ustnej i ogólnoustrojowej, próchnicy zębów, zaburzeń trawienia i połykania, zaburzeń mowy i poważnej depresji1,2,3. W rezultacie znacząco pogarsza się jakość życia, a interwencje ograniczają się do łagodzenia objawów, a nie do leczenia4. Aby zbadać nowe terapie in vivo, interesujące jest podawanie związków bioaktywnych bezpośrednio do gruczołu ślinowego.

Retroductal injection jest cenną metodą dostarczania związków bioaktywnych bezpośrednio do gruczołów ślinowych i testowania skuteczności w chorobie, urazie lub przy normalnej homeostazie tkanek. Trzy główne gruczoły ślinowe to ślinianka przyuszna (PG), ślinianka podżuchwowa (SMG) i gruczoł podjęzykowy (SLG), z których wszystkie opróżniają się do jamy ustnej przez przewody wydalnicze. Anatomia mysiego pistoletu maszynowego umożliwia bezpośredni dostęp poprzez kaniulację przewodu Whartona, znajdującego się w dnie jamy ustnej pod językiem5. Po kanelacji leki solwatowane mogą być podawane bezpośrednio do pistoletu maszynowego. Po dostarczeniu wstecznym, dyfuzja pozagruczołowa jest ograniczona przez otaczającą torebkę tkankową, która reguluje wymianę materiału z otaczającymi strukturami6. SMG i jego przewód mają podobną strukturę u ludzi i są rutynowo dostępne podczas operacji SMG i sialoendoskopii7. U ludzi i myszy PG jest również dostępny przez przewód Stensena w błonie śluzowej policzka8.

W mysich modelach RIH, wstrzyknięcie retroductal SMG zostało wykorzystane do dostarczania środków terapeutycznych, w tym czynników wzrostu, komórek pierwotnych, wektorów adenowirusowych, cytokin i związków przeciwutleniających, aby modulować odpowiedź komórkową na uraz i zmniejszać wynikowe uszkodzenia tkanek5,9,10,11,12,13,14,15,16. Najbardziej znaczącym sukcesem klinicznym iniekcji retroductal jest podanie wektora adenowirusowego do bezpośredniej ekspresji kanału wodnego (Aquaporin 1; AQP1) u pacjentów po radioterapii z powodu raka głowy i szyi17.

Poprzednio opracowaliśmy i pokazaliśmy skuteczność systemu nanocząsteczek i siRNA wstrzykiwanego wstecznie w celu ochrony funkcji gruczołów ślinowych przed RIH11,18,19,20. Jako rozszerzenie naszej wcześniejszej pracy, tutaj demonstrujemy nasz protokół retroductal SMG injection za pomocą fluorescencyjnie znakowanej nanocząstki (NP) zdolnej do ładowania i dostarczania słabo rozpuszczalnych leków21,22,23.

Zsyntetyzowaliśmy NP z kopolimeru diblokowego składającego się z bezwodnika poli(styreno-alt-maleinowego)-b-poli(styrenu) (PSMA) poprzez polimeryzację odwracalnego fragmentacji łańcucha addycji (RAFT), jak opisano wcześniej21. Poprzez wymianę rozpuszczalnika, polimery te spontanicznie samoorganizują się w struktury NP miceli o hydrofobowym wnętrzu i hydrofilowym wyglądzie zewnętrznym21. Nanocząsteczki są znakowane fluoroforem Texas-Red, aby umożliwić weryfikację dostarczenia NP do gruczołów bez poświęcania zwierzęcia. Obrazowanie na żywych zwierzętach i immunohistochemia SMG są pokazane po 1 godzinie i 1 dniu po wstrzyknięciu.

Ten zaktualizowany i powtarzalny protokół kaniulacji powinien umożliwić innym osiągnięcie iniekcji retrodukcyjnej. Oczekujemy, że ta udoskonalona technika stanie się kluczowa dla badań in vivo i rozwoju terapeutycznego24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury in vivo opisane poniżej zostały zatwierdzone przez Uniwersytecką Komisję ds. Zasobów Zwierzęcych na Uniwersytecie Rochester, Rochester, NY.

1. Przygotowanie

  1. Używając rurki cewnika wewnątrzczaszkowego 32G z wkładką drucianą, odetnij 3 cm rurki, aby utworzyć ścięty koniec, około 45° do długiej osi. Upewnij się, że drut jest co najmniej 1 cm dłuższy niż rurka.
  2. Załaduj 50 μl roztworu nanocząstek PSMA (Rysunek 1) lub innego materiału iniekcyjnego do strzykawki Hamiltona. Aby zmniejszyć prawdopodobieństwo wystąpienia barotraumy podczas wstrzyknięcia, należy przymocować rurkę cewnika z usuniętym trzpieniem do strzykawki i usunąć martwą objętość.
  3. Należy sprawdzić roztwór do wstrzykiwań, aby upewnić się, że nanocząstka jest w pełni rozpętniowana, aby zapobiec niedrożności przewodów po podaniu.
  4. Przygotować roztwór atropiny w stężeniu 0,1 mg/ml.
    UWAGA: Ponieważ atropina jest wrażliwa na światło i ulega degradacji z czasem, roztwór ten należy przygotować w dniu wstrzyknięcia i chronić przed światłem do momentu podania.

2. Dostęp i wizualizacja punktu wejściowego kanału

  1. Zważyć myszy C57/BL6 za pomocą wagi analitycznej.
  2. Za pomocą strzykawki o pojemności 0,5 ml z igłą 29G x 1/2" znieczulić myszy sterylnym roztworem soli fizjologicznej 100 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny. Przejdź do następnego kroku, gdy mysz przestaje reagować na bodźce, co zwykle następuje w ciągu 5 do 10 minut po wstrzyknięciu.
    UWAGA: Ta procedura może być również wykonywana pod izofluranem, ale będzie wymagała niestandardowego stożka nosowego, który umożliwia dostęp do jamy ustnej.
  3. Aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu, nałóż lubrykant na oczy i umieść mysz w pozycji leżącej na niestandardowym scenie.
    UWAGA: Aby utrzymać odpowiednie warunki do zabiegu wewnątrzustnego, narzędzia powinny być dezynfekowane lub sterylizowane przed każdym użyciem.
  4. Otwórz jamę ustną, zabezpieczając siekacze szczęki na metalowej belce i użyj elastycznej opaski, aby przyłożyć napięcie w dół za siekaczami żuchwy (Rysunek 2A).
  5. Ustaw mysz pod mikroskopem preparacyjnym tak, aby uwidocznić podstawę szczęki.
  6. Aby poszerzyć usta, użyj niestandardowego, zakrzywionego stalowego zwijacza, aby naprężyć obustronnie błonę śluzową policzka.
  7. Aby uwidocznić brodawki podżuchwowe, chwyć i delikatnie unieś język z dna jamy ustnej za pomocą kleszczy.
    UWAGA: Brodawki pojawią się jako dwa blade wypukłości pod językiem (Ryc. 2B).
  8. Aby ułatwić wizualizację i dalszą manipulację w obrębie jamy ustnej, umieść bawełnę między językiem a błoną śluzową policzka.

3. Kaniulacja kanałowa i umieszczenie linii

  1. Za pomocą cienkich, zakrzywionych kleszczyków chwyć rurkę cewnika z wkładką drucianą. Aby uzyskać optymalną kontrolę ręczną podczas kaniulacji, dopasuj rurkę do krzywizny kleszczy (Rysunek 3A).
  2. Za pomocą mikroskopu preparacyjnego przesuń kleszcze i drut w pole view.
    UWAGA: Drut powinien wystawać z rurki.
  3. Delikatnie dociśnij podstawę jednej brodawki podżuchwowej za pomocą wkładki drucianej, aby wykonać małe, powierzchowne nakłucie błony śluzowej (średnica 0,076 mm), które ułatwi późniejsze wprowadzenie rurki cewnika (średnica 0,25 mm). Jeśli napotkasz opór, odetnij świeże skośne końcówki zarówno na rurce, jak i na wstawce drutu ostrymi nożyczkami do preparowania.
  4. Po wprowadzeniu należy wyjąć sztyft i za pomocą mikroskopu preparacyjnego potwierdzić obecność śliny w miejscu nakłucia. Należy unikać mocnych lub nagłych ruchów (zarówno wyjęcia, jak i włożenia) trzpienia, które mogą spowodować krwawienie lub zagrozić integralności przewodowej.
  5. Wsuń trzpień w rurce (Rysunek 3B).
  6. Aby upewnić się, że rurka iniekcyjna będzie pasować do otworu kanału Whartona, włóż rurkę zawierającą spód jako sztywną prowadnicę do wcześniej wykonanego nakłucia (Rysunek 2C).
    UWAGA: Jeśli nie zostanie wykonany szybko, miejscowy obrzęk może uniemożliwić ponowne wprowadzenie.
  7. Aby zapobiec ciśnieniu wstecznemu spowodowanemu długotrwałą niedrożnością kanałową, należy wyciągnąć rurkę. Sprawdź, czy w brodawce podżuchwowej można zobaczyć otwór widoczny pod mikroskopem. Jeśli wystąpi widoczne krwawienie, usuń sztyft i spróbuj ponownie od kroku 3.2 na przeciwległych brodawkach podżuchwowych.
  8. Nie ruszając myszą, należy podać dootrzewnowe wstrzyknięcie roztworu atropiny w dawce 1 mg/kg mc., aby zmniejszyć wydzielanie śliny podczas zabiegu. Odczekaj 5 - 10 min.
  9. Chwyć koniec rurki strzykawki i włóż do otworu za pomocą mikroskopu preparacyjnego (Rysunek 3C). Jeśli napotkasz opór, odetnij świeży skośny koniec rurki i spróbuj ponownie.
  10. Gdy rurka znajdzie się na miejscu w brodawce podżuchwowej, powoli wsuń się 3-5 mm do kanału. Zdejmij rurkę z kleszczy.
  11. Aby poprawić szczelność między rurką a brodawką podżuchwową, osusz granicę fazy, delikatnie osuszając gazą przez 1 minutę.
  12. Sprawdź, aby upewnić się, że pozycja rurki nie zmieniła się podczas suszenia.

4. Wtrysk

  1. Wstrzyknąć materiał z szybkością 10 μl/min. Sprawdź, czy mysz pozostaje pod wpływem środków uspokajających i nie wykazuje oznak niepokoju (Rysunek 2D).
    UWAGA: Zastrzyki o objętości 15 - 50 μL są dobrze tolerowane. Wstrzyknięcie większych objętości może spowodować barotraumę.
  2. Po wstrzyknięciu należy utrzymać ciśnienie w strzykawce przez 5 minut, aby poprawić zatrzymywanie materiału w kanale Whartona i SMG (Rysunek 4). Okresowo sprawdzaj brodawkę podżuchwową, aby upewnić się, że rurka nie wychodzi z otworu przewodowego.
  3. Za pomocą cienkich kleszczy chwyć i delikatnie wyjmij rurkę z brodawek podżuchwowych.
    UWAGA: To normalne, że z brodawek wydostaje się pewien płyn
    4. .
  4. Wyjmij retraktor i bawełnę z jamy ustnej przed przeniesieniem myszy ze sceny.
    UWAGA: Zwierzę nie powinno być pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Ponadto upewnij się, że mysz nie jest trzymana z innymi myszami, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.

5. Weryfikacja i analiza

Uwaga: System obrazowania in vivo (IVIS) może być użyty do oceny retencji fluorescencyjnie znakowanych nanocząstek po wstrzyknięciu (jak pokazano 1 h i 24 h po wstrzyknięciu w Rysunek 5).

  1. Aby lepiej zobrazować sygnał fluorescencyjny w SMG przez skórę, usuń brzuszne futro pokrywające SMG poprzez golenie lub użycie depilacji chemicznej.
    Uwaga: Po eutanazji tkanka SMG może być również pobrana, utrwalona (przez noc w 4% paraformaldehydzie) i wybarwiona za pomocą immunohistochemii, aby potwierdzić trwałość fluorescencyjnie znakowanego NP jeden dzień po wstrzyknięciu (Ryc. 6).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wtryskiwanie wsteczne do przewodu wydzielniczego może być wykorzystane do podawania NP do mysich SMG (Rycina 1). W tym przypadku podajemy 50 µg NP PSMA znakowanych fluorochromem Texas Red.

Odpowiednie ułożenie myszy umożliwia łatwy dostęp i wizualizację dna jamy ustnej (Rysunek 2A-B). Brodawki podżuchwowe są identyfikowane jako dwa mięsiste wypukłości z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wstrzyknięcie wsteczne ma kluczowe znaczenie dla miejscowego dostarczania leku do gruczołu ślinowego. Technika ta ma zastosowanie w badaniach przesiewowych środków terapeutycznych w kierunku schorzeń, takich jak zespół Sjögrena i RIH 9,10,28. Bezpośrednie dostarczanie leku do SMG poprzez wstrzyknięcie wsteczne zapewnia kluczową przewagę nad podawaniem ogólnoustrojowym pod względem potencjału do zmniejszania efektów poza celem, w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Dental and Craniofacial Research (NIDCR) oraz National Cancer Institute (NCI) of the National Institutes of Health pod numerem nagrody R56 DE025098, UG3 DE027695 i F30 CA206296. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health. Prace te były również wspierane przez NSF DMR 1206219 oraz nagrodę IADR Innovation in Oral Care Award (2016).

Chcielibyśmy podziękować Jayne Gavrity za pomoc w przeprowadzaniu eksperymentów IVIS. Chcielibyśmy podziękować Karen Bentley za jej wkład i pomoc w wykonaniu EM. Chcielibyśmy podziękować Pei-Lun Wengowi za jego pomoc w IHC. Serdecznie dziękujemy Matthew Ingallsowi za pomoc w przygotowaniu figury. Chcielibyśmy podziękować dr Elaine Smolock i Emily Wu za krytyczną lekturę tego manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorowodorek pilokarpinySigma AldrichP6503Pilocarpine
Student Vannas Nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki o naukach91500-9Nożyczki sprężynowe do tracheostomii
Sterylny roztwór soli fizjologicznejMedlineRDI30296HSól
fizjologiczna Dumont #7Kleszcze Fine Science Tools11274-20Zakrzywione kleszcze
Dumont #5Fine Science Tools11251-10Kleszcze proste
Kleszcze o standardowym wzorzeNarzędzia do nauki11000-12kleszcze
Drobne nożyczki - narzędzia z węglika wolframuFine Science Tools14568-09Nożyczki preparacyjne
Mikrohematokryt Heparynizowane rurki kapilarneFisher Scientific22362566Rurki kapilarne
Smar Maśćdo oczuRefreshN/ARefresh Lacri-Lube
Goat poliklonalny anty-Nkcc1Santa Cruz BiotechSC-21545Nkcc1 Przeciwciało
DAPI (4',6-Diamidino-2-Fenyloindol, Dichlorowodorek)Thermo Fisher ScientificD1306DAPI
GraphPad PrismGraphPadver6.0Oprogramowanie statystyczne
Aplikator z bawełnianą końcówkąMedlineMDS202000Aplikator do maści do oczu
0,5 ml Strzykawka insulinowa, 29G x 1/2 "BD7629Strzykawka do wstrzykiwań dootrzewnowych
o wysokiej jakości

Bibliografia

  1. Miranda-Rius, J., Brunet-Llobet, L., Lahor-Soler, E., Farre, M. Salivary Secretory Disorders, Inducing Drugs, and Clinical Management. International Journal Of Medical Sciences. 12 (10), 811-824 (2015).
  2. Acauan, M. D., Figueiredo, M. A. Z., Cherubini, K., Gomes, A. P. N., Salum, F. G. Radiotherapy-induced salivary dysfunction: Structural changes, pathogenetic mechanisms and therapies. Archives of Oral Biology. 60 (12), 1802-1810 (2015).
  3. Dirix, P., Nuyts, S., Vander Poorten, V., Delaere, P., Van den Bogaert, W. The influence of xerostomia after radiotherapy on quality of life. Supportive Care in Cancer. 16 (2), 171-179 (2008).
  4. Vissink, A., et al. Clinical management of salivary gland hypofunction and xerostomia in head-and-neck cancer patients: successes and barriers. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 78 (4), 983-991 (2010).
  5. Delporte, C., et al. Increased fluid secretion after adenoviral-mediated transfer of the aquaporin-1 cDNA to irradiated rat salivary glands. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94 (7), 3268-3273 (1997).
  6. Samuni, Y., Baum, B. J. Gene delivery in salivary glands: from the bench to the clinic. Biochimica et Biophysica Acta. 1812 (11), 1515-1521 (2011).
  7. Beahm, D. D., et al. Surgical approaches to the submandibular gland: A review of literature. International Journal of Surgery. 7 (6), 503-509 (2009).
  8. Zheng, C., Shinomiya, T., Goldsmith, C. M., Di Pasquale, G., Baum, B. J. Convenient and reproducible in vivo gene transfer to mouse parotid glands. Oral diseases. 17 (1), 77-82 (2011).
  9. Zheng, C., et al. Prevention of Radiation-Induced Salivary Hypofunction Following hKGF Gene Delivery to Murine Submandibular Glands. Clinical Cancer Research. 17 (9), 2842-2851 (2011).
  10. Okazaki, Y., et al. Acceleration of rat salivary gland tissue repair by basic fibroblast growth factor. Archives of Oral Biology. 45 (10), 911-919 (2000).
  11. Arany, S., Benoit, D. S., Dewhurst, S., Ovitt, C. E. Nanoparticle-mediated gene silencing confers radioprotection to salivary glands in vivo. Molecular Therapy. 21 (6), 1182-1194 (2013).
  12. Cotrim, A. P., Sowers, A., Mitchell, J. B., Baum, B. J. Prevention of irradiation-induced salivary hypofunction by microvessel protection in mouse salivary glands. Molecular Therapy. 15 (12), 2101-2106 (2007).
  13. Redman, R. S., Ball, W. D., Mezey, E., Key, S. Dispersed donor salivary gland cells are widely distributed in the recipient gland when infused up the ductal tree. Biotechnic & Histochemistry. 84 (6), 253-260 (2009).
  14. Grundmann, O., Fillinger, J. L., Victory, K. R., Burd, R., Limesand, K. H. Restoration of radiation therapy-induced salivary gland dysfunction in mice by post therapy IGF-1 administration. BMC Cancer. 10, 417-417 (2010).
  15. Limesand, K. H., et al. Insulin-Like Growth Factor-1 Preserves Salivary Gland Function After Fractionated Radiation. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 78 (2), 579-586 (2010).
  16. Marmary, Y., et al. Radiation-induced loss of salivary gland function is driven by cellular senescence and prevented by IL-6 modulation. Cancer Research. , (2016).
  17. Baum, B. J., et al. Early responses to adenoviral-mediated transfer of the aquaporin-1 cDNA for radiation-induced salivary hypofunction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (47), 19403-19407 (2012).
  18. Arany, S., et al. Pro-apoptotic gene knockdown mediated by nanocomplexed siRNA reduces radiation damage in primary salivary gland cultures. Journal of Cellular Biochemistry. 113 (6), 1955-1965 (2012).
  19. Benoit, D. S. W., Henry, S. M., Shubin, A. D., Hoffman, A. S., Stayton, P. S. pH-responsive polymeric siRNA carriers sensitize multidrug resistant ovarian cancer cells to doxorubicin via knockdown of polo-like kinase 1. Molecular pharmaceutics. 7 (2), 442-455 (2010).
  20. Malcolm, D. W., Varghese, J. J., Sorrells, J. E., Ovitt, C. E., Benoit, D. S. W. The Effects of Biological Fluids on Colloidal Stability and siRNA Delivery of a pH-Responsive Micellar Nanoparticle Delivery System. ACS Nano. , (2017).
  21. Baranello, M. P., Bauer, L., Benoit, D. S. Poly(styrene-alt-maleic anhydride)-based diblock copolymer micelles exhibit versatile hydrophobic drug loading, drug-dependent release, and internalization by multidrug resistant ovarian cancer cells. Biomacromolecules. 15 (7), 2629-2641 (2014).
  22. Wang, Y., et al. Fracture-Targeted Delivery of β-Catenin Agonists via Peptide-Functionalized Nanoparticles Augments Fracture Healing. ACS Nano. 11 (9), 9445-9458 (2017).
  23. Baranello, M. P., Bauer, L., Jordan, C. T., Benoit, D. S. W. Micelle Delivery of Parthenolide to Acute Myeloid Leukemia Cells. Cellular and Molecular Bioengineering. 8 (3), 455-470 (2015).
  24. Kuriki, Y., et al. Cannulation of the Mouse Submandibular Salivary Gland via the Wharton's Duct. Journal of Visualized Experiments. (51), e3074(2011).
  25. Nair, R. P., Zheng, C., Sunavala-Dossabhoy, G. Retroductal Submandibular Gland Instillation and Localized Fractionated Irradiation in a Rat Model of Salivary Hypofunction. Journal of Visualized Experiments. (110), (2016).
  26. Wang, Y., Malcolm, D. W., Benoit, D. S. W. Controlled and sustained delivery of siRNA/NPs from hydrogels expedites bone fracture healing. Biomaterials. 139 (Supplement C), 127-138 (2017).
  27. Hoffman, M. D., Van Hove, A. H., Benoit, D. S. W. Degradable hydrogels for spatiotemporal control of mesenchymal stem cells localized at decellularized bone allografts. Acta Biomaterialia. 10 (8), 3431-3441 (2014).
  28. Nguyen, C. Q., Yin, H., Lee, B. H., Chiorini, J. A., Peck, A. B. IL17: potential therapeutic target in Sjogren's syndrome using adenovirus-mediated gene transfer. Laboratory Investigation. 91 (1), 54-62 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wstrzykni cie wsteczne do przewodukaniulacja przewodu Whartonadostarczanie nanocz steczekmodel mysiterapia gruczo w linowychnak ucie przewoduobrazowanie in vivoobrazowanie fluorescencyjnecytometria przep ywowa
Wsteczne wstrzyknięcie nanocząstek do mysiego gruczołu podżuchwowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.