Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model jagniąt z uduszeniem okołoporodowym: model resuscytacji noworodków

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57553

⸱

15 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of California Davis, 2Department of Pediatrics, University at Buffalo

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Inwazyjne oprzyrządowanie płodu jagniąt dostarcza dokładnych pomiarów fizjologicznych krążenia przejściowego w modelu, który ściśle naśladuje nowonarodzone niemowlę.

Streszczenie

Asfiksja okołoporodowa odpowiada za prawie milion zgonów na całym świecie każdego roku i jest jedną z głównych przyczyn wczesnej zachorowalności i śmiertelności noworodków. Wiele aspektów obecnych wytycznych dotyczących resuscytacji noworodków pozostaje kontrowersyjnych ze względu na trudności w przeprowadzaniu randomizowanych badań klinicznych ze względu na rzadką i często nieprzewidywalną potrzebę intensywnej resuscytacji. Większość badań nad resuscytacją noworodków wywodzi się z modeli manekinów, które nie odzwierciedlają w pełni zmian fizjologicznych lub modeli prosiąt, które oczyściły płyn płucny i zakończyły przejście z krążenia płodowego do noworodkowego. Niniejszy protokół zawiera szczegółowy opis krok po kroku, jak stworzyć okołoporodowy model uduszonego płodu jagnięcia. Proponowany model ma krążenie przejściowe i płuca wypełnione płynem, które naśladują ludzkie noworodki po porodzie, a zatem jest doskonałym modelem zwierzęcym do badania fizjologii noworodka. Ważnym ograniczeniem eksperymentów z jagnięciną jest wyższy związany z tym koszt.

Wprowadzenie

Zamartwica okołoporodowa występuje w około 4 na 1000 urodzeń w terminie w Stanach Zjednoczonych i jest odpowiedzialna za około 25% z 4 milionów zgonów noworodków na całym świecie1,2. W trakcie naturalnego rozwoju płodu podczas porodu i po urodzeniu musi zajść kilka adaptacji, aby umożliwić płynne przejście ze środowiska wewnątrzmacicznego do zewnątrzmacicznego, gdy płuca przejmują rolę łożyska jako narządu wymiany gazowej. Jakiekolwiek niepowodzenie noworodka w odpowiedniej tranzycji po urodzeniu dodatkowo utrudnia wysiłki reanimacyjne. Przypadki, w których usunięcie płuc płodu jest niepełne lub opóźnione3,4, oraz okoliczności, które skutkują utrzymującym się wysokim oporem naczyniowym płuc (PVR)5 wpływają na skuteczność wentylacji, która pozostaje najważniejszą interwencją w resuscytacji uduszonego noworodka6. Ponadto natychmiastowe zaciśnięcie pępowiny i usunięcie łożyska o niskim oporze może prowadzić do nagłych zmian w pojemności minutowej serca, które mogą powodować dysfunkcję mięśnia sercowego7,8.

Ze względu na rzadką potrzebę agresywnej resuscytacji (konieczność uciskania klatki piersiowej i/lub podawania epinefryny)1,9, brakuje mocnych dowodów z dużych randomizowanych badań klinicznych na poparcie obecnych wytycznych programu resuscytacji noworodków (NRP). Wiele badań translacyjnych w zakresie resuscytacji noworodków przeprowadza się przy użyciu postnatalnych modeli zwierzęcych (zwłaszcza prosiąt), które nie są w stanie odpowiednio zobrazować przejściowego krążenia płodu i wypełnionych płynem płuc właściwych dla noworodka na sali porodowej. Biorąc pod uwagę wyjątkowe wyzwania związane z przejściem z krążenia płodowego do krążenia noworodkowego, model okołoporodowego zatrzymania krążenia z zatrzymaniem krążenia u płodu jest idealny do badania fizjologii resuscytacji noworodków.

Badania Josepha Barcrofta na płodach jagniąt, przeprowadzone już w latach 30-tych, położyły podwaliny pod fizjologię płodu i noworodka10. W drugiej połowie XX wieku nowatorskie i skrupulatne eksperymenty Geoffreya Dawesa na modelach płodowych jagniąt, a później Abrahama Rudolpha, ogromnie przyczyniły się do poszerzenia wiedzy na temat fizjologii układu krążenia i płuc u płodu11,12. W ostatnich latach badania nad modelami płodów/noworodków jagniąt pozwoliły lepiej zrozumieć wpływ wentylacji na hemodynamikę13,14, wpływ natlenienia na PVR15,16, a także zmiany w krążeniu, które zachodzą podczas zaciskania pępowiny7,17. Wreszcie, w ubiegłym roku, nowonarodzone jagnię posłużyło jako nowy model do badania efektów hemodynamicznych podczas resuscytacji18,19,20. Przedstawiona zostanie narracja krok po kroku na tym, co wiąże się z przeprowadzeniem eksperymentu z jagnięciną, a także szczegółowy opis narzędzi chirurgicznych i metodologii eksperymentu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) przez State University of New York Buffalo. Ilustracja metodologii przedstawiającej monitorowanie inwazyjne i nieinwazyjne jest pokazana na Rysunek 1.

1. Zwierzęta

  1. Stosować datowane w czasie, seronegatywne, ciężarne owce (rasy mieszanej, rasy Suffolk-Dorset-Katahdin) z płodami jagniąt w 127–143 dniu ciąży.
    UWAGA: Ciąża owiec trwa 145 dni, a 127 jagniąt w ciąży zachowuje się jak skrajne wcześniaki.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Wstrzymaj się z jedzeniem od owcy na 12 godzin przed zabiegiem.
  2. Uspokoić owcę dożylnym (IV) diazepamem (0,25–1,5 mg/kg) i ketaminą (4 mg/kg).
  3. Poprowadź owcę do pozycji bocznej na wózku podnośnikowym.
  4. Przenieś owcę do pozycji leżącej grzbietowej na stół chirurgiczny w kształcie litery V.

3. Znieczulenie

UWAGA: Przed cesarskim cięciem, owca jest uspokojona diazepamem i ketaminą, a następnie intubowana, a następnie stale wdycha izofluran (1-4%). Adekwatność znieczulenia jest monitorowana poprzez ocenę napięcia mięśniowego i odruchów wzrokowych wraz z ciągłym monitorowaniem poziomu tlenu we krwi za pomocą pulsoksymetru i tętna. Podczas instrumentacji jagnięta będą pod wpływem znieczulenia matczynego, a także otrzymają znieczulenie miejscowe do miejsc instrumentacji.

  1. Zaintubuj owcę za pomocą rurki dotchawiczej z mankietem 10,0 mm (ETT). Przesuń ETT przez struny głosowe 1–2 cm poza mankiet. Napompuj mankiet ETT i zawiąż ETT wokół szczęki owcy, aby zabezpieczyć go na miejscu.
    1. Gdy reakcja powiekowa jest nieobecna, należy dostosować izofluran (zwykle wystarcza 2-3%).
    2. Zapewnij sztuczne oddychanie za pomocą konwencjonalnej wentylacji mechanicznej (CMV) z frakcją wdychanego tlenu (FIO2) wynoszącą 0,21. Ustaw wentylator tak, aby zapewniał objętość oddechową 10–15 ml/kg.
    3. Monitoruj w sposób ciągły nasycenie oksyhemoglobiną za pomocą pulsoksymetru umieszczonego na języku owcy.
    4. Zmierzyć end-tidal dwutlenku węgla (EtCO2) za pomocą kapnografu.
    5. Dostosuj FIO2 i CMV, aby utrzymać nasycenie oksyhemoglobiną w zakresie 90 - 97% i wydychany CO2 odpowiednio w zakresie 35-45 mm Hg.
  2. Przymocuj kończyny owcy do stołu chirurgicznego za pomocą wiązań chirurgicznych.
    1. Dostosuj stół chirurgiczny, aby odwrócić pozycję Trendelenburga, aby zmniejszyć nacisk na płód.
  3. Umieść rurkę ustno-żołądkową, aby odbarczyć i opróżnić zawartość żołądkową.
  4. Uzupełnij płyn dożylny (sól fizjologiczna lub roztwór Ringera z mleczanami) w ilości 10 ml/kg/h.
  5. Umieść sondę temperatury w odbycie, aby uzyskać ciągłą temperaturę rdzenia.

4. Chirurgia

UWAGA: Cesarskie cięcie i zabiegi płodu są uważane za ostre operacje, w których zwierzęta są poddawane eutanazji poprzez podanie pentobarbitalu sodu 100 mg/kg dożylnie. Owce są poddawane eutanazji po porodzie jagniąt, a jagnięta są poddawane eutanazji po zakończeniu eksperymentów. Eutanazja jest potwierdzana przez asystolię. Stosuje się również wtórną metodę obustronnej torakotomii lub wykrwawienia. W takim przypadku technika aseptyczna nie jest praktykowana podczas zabiegu. Personel nadal musi nosić odzież ochronną podczas kontaktu ze zwierzętami.

  1. Ogol wełnę z brzusznej części brzucha.
  2. Użyj kauteryzacji, aby wykonać 15–18 cm nacięcie na głębokość skóry brzucha nad kresą białą, aby odsłonić powięź.
    1. Utwórz mały otwór w jamie brzusznej, uciskając zakończeniem hemostatu.
    2. Utrzymuj ten otwór, wsuwając nożyczki z końcówką w ścianę brzucha.
    3. Użyj nożyczek, aby wykonać nacięcie linea alba.
  3. Zlokalizuj i zewnętrzizuj głowę płodu w macicy od brzucha.
    1. Przytrzymaj głowę płodu jedną ręką i użyj kauterium, aby wykonać 10-centymetrowe nacięcie przez ścianę macicy (nad czołem jagnięcia). Upewnij się, że unikasz liścieni.
    2. Użyj kleszczyków Babcocka, aby zacisnąć warstwy macicy i łożyska razem w czterech przeciwległych rogach.
    3. Odsłoń głowę jagnięcia przez macicę i na zewnątrz brzucha owcy.
    4. Pozostaw kleszcze Babcocka leżące na zewnątrz jamy brzusznej podczas operacji płodu.

5. Drogi oddechowe płodu

  1. Zaintubować częściowo odsłonięty płód jagniąt za pomocą mankietu ETT o średnicy 3,5–4,5 mm. Przesuń ETT przez struny głosowe 1 cm poza mankiet.
    1. Napompuj mankiet i zabezpiecz ETT, zawiązując taśmę pępowinową wokół rurki, a następnie wokół głowy.
    2. Pozwól, aby nadmiar płodowego płynu płucnego w ETT odpływał biernie, przechylając głowę na bok. Symuluje to wydostawanie się płynu płucnego podczas porodu.
    3. Okluzuj ETT, aby zapobiec wymianie gazowej podczas sapania w okresie uduszenia.

6. Oprzyrządowanie naczynia szyjnego

  1. Ogolić wełnę i naciekać 1-2 ml podskórnego chlorowodorku bupiwakainy (0,25%) we wszystkich miejscach nacięć.
    1. Wykonaj dwa 3-centymetrowe nacięcia skóry po każdej stronie szyi (około 6 cm dystalnie do głowy) w pobliżu tchawicy. Nacięcia powinny przecinać szyję.
    2. Wykonaj nacięcie za pomocą kauteryzacji podczas napinania skóry, aby uniknąć uszkodzenia głębokiej tkanki.
  2. Oddziel powięź za pomocą zakrzywionych kleszczy Kelly'ego lub komarów.
  3. Odizoluj prawą żyłę szyjną wewnętrzną i prawą tętnicę szyjną wspólną.
    1. Umieść dwa jedwabne szwy o długości 20 cm, 0 pod obydwoma naczyniami.
    2. Pozostawić (od bliższej do dystalnej) przestrzeń 1 cm między szwami jedwabnymi.
    3. Delikatnie unieś każdy szew, który znajduje się wokół naczynia, powierzchownie, aby ograniczyć przepływ krwi i wykonaj 1-2 mm poprzeczne nacięcie w naczyniu za pomocą nożyczek chirurgicznych Iris.
  4. W przypadku tętnicy szyjnej wprowadzić jeden wstępnie przepłukany cewnik (15–17 G) do prawej tętnicy szyjnej doogonowo w kierunku łuku aorty w celu monitorowania ciśnienia krwi i pobrania próbki krwi.
    1. Użyj wiązania proksymalnego, aby całkowicie podwiązać tętnicę.
    2. Powtórz kroki 6.3.2 - 6.3.3.
    3. Włóż wstępnie przepłukany cewnik tętnicy szyjnej i użyj dystalnego jedwabnego szwu, aby zawiązać zarówno tętnicę, jak i cewnik za pomocą 3 węzłów.
  5. Stosując podobną technikę, należy wprowadzić jeden wstępnie przepłukany cewnik (14–16 G) do żyły szyjnej, powtórzyć kroki 6.3.2–6.3.3, przesunąć się o 7–10 cm doogonowo, aby spocząć we wlocie klatki piersiowej (w kierunku prawego przedsionka). Służy do podawania płynów i leków, a także do pomiarów ciśnienia żylnego.
    1. Sprawdź drożność cewnika za pomocą heparynizowanej soli fizjologicznej, a następnie zakończ wiązanie szwów wokół naczynia i cewnika (tylko szwem proksymalnym) z prędkością 2-3 węzłów.
    2. Wprowadzić drugi cewnik (14–16 G) w odległości około 5 cm od tyłu, aby pobrać krew z krążenia mózgowego. Użyj tego samego cięcia do umieszczenia obu cewników.
    3. Powtórz krok 6.5.1 w odniesieniu do dystalnego szwu i cewnika, a następnie zawiąż jedwabne szwy wokół przeciwległych linii cewnika, aby zabezpieczyć je na miejscu, aby zapobiec skręcaniu.
  6. Przedłuż wcześniej wykonane nacięcie w kształt litery T (1–2 cm) po lewej stronie.
    1. Podnieś lewą tętnicę szyjną za pomocą otwartych zakrzywionych hemostatów.
    2. Umieść sondę przepływu okołonaczyniowego o średnicy 2 mm wokół naczynia, aby zmierzyć przepływ krwi.
    3. Przykryj sondę przepływu elastyczną polimerową tuleją o długości 1 cm, aby ustabilizować sondę na miejscu.
    4. Umieść przewód kablowy sondy przepływu w nacięciu w kształcie litery T, umożliwiając bieg równolegle do naczynia.
    5. Zamknij nacięcie skóry. Zawiąż wokół i wokół pętli, aby uniknąć ograniczenia przepływu w przypadku pociągnięcia.

7. Wielkie oprzyrządowanie statków

  1. Wyciągnij płod jagnięcy, aby odsłonić klatkę piersiową i przykryj odsłoniętą skórę folią polietylenową, aby zapobiec utracie ciepła.
  2. Umieść jagnięcinę w pozycji leżącej po prawej stronie.
  3. Ustaw lewą kończynę przednią wokół szyi, aby odsłonić pole operacyjne.
  4. Naciekać 3 ml chlorowodorku bupiwakainy (0,25%) wzdłuż 4przestrzeni międzyżebrowej i wykonać 6 cm nacięcie skóry za pomocą kauteryzacji.
    1. Ostrożnie przebij mięsień międzyżebrowy zakrzywionymi kleszczami, zatoczyj koło pod 3. żebrem i wyjdź między następną przestrzenią międzyżebrową. Upewnij się, że nie uszkodzisz płuc ani serca.
    2. Otwórz zacisk na wstępnie przycięty kawałek jedwabiu 0 i przełóż go, aby otoczyć żebro.
    3. Powtórz kroki 7.4.1–7.4.2, aby zabezpieczyć szew pod czwartym żebrem.
    4. Zaciśnij opaski wokół każdego żebra. Delikatnie pociągnij do góry i włóż aplikator z bawełnianą końcówką do klatki piersiowej pod 4. przestrzenią międzyżebrową.
    5. Użyj aplikatora w sztyfcie, aby chronić zawartość klatki piersiowej podczas używania kauterium, aby otworzyć przestrzeń międzyżebrową w odległości 1 cm, aby uzyskać ostateczne otwarcie 6 - 8 cm. Upewnij się, że płuco nie zostało przytrzaśnięte do opasek żebrowych.
    6. Umieść rozpieracz żeber w otworze skrzyni. Otwarcie klatki piersiowej ujawni lewe górne płaty płuc, główną tętnicę płucną (PA) i przewód tętniczy.
  5. Użyj gazy 2 x 2 cale, aby owinąć płuco i delikatnie odepchnij odsłoniętą tkankę od obszaru operacyjnego.
    1. Użyj małego zwijacza ręcznego, aby poprawić pole widzenia (jeśli to konieczne).
    2. Umieść taśmę pępowinową (1/4 cala szerokości, 6 cali długości) wstępnie nasączoną owodnią wokół wielkich naczyń. Moczenie taśmy pępowinowej zmniejsza tarcie (i obrażenia) o ścianki naczynia.
  6. Za pomocą kleszczy podnieś osierdzie i przetnij wzdłuż głównej tętnicy płucnej, uważając, aby nie przeciąć nerwu błędnego. Użyj aplikatora w sztyfcie, aby prawy przedsionek nie kolidował z bocznym cięciem osierdzia wzdłuż nerwu błędnego.
  7. Używając kleszczyków Gemini, powoli przesuwaj kleszcze od wycięcia kanałowego/PA wokół i za lewym PA, aby "okrążyć" i wyłonić się po drugiej stronie lewego PA. Wiele delikatnych tkanek przebiega pod tym obszarem i postępuje tylko wtedy, gdy nie ma oporu.
    1. Kiedy zaobserwuje się końcówkę kleszczy, otwórz ją tylko na tyle mocno, aby chwycić jeden koniec wstępnie zwilżonej taśmy pępowinowej. Clamp z zaciśniętą tylko 1 pozycją na swoim miejscu. Możliwe jest, że otaczająca tkanka może również zostać złapana w kleszcze, a jeśli zostanie mocno zaciśnięta, tkanka może zostać złapana przez taśmę pępowinową, powodując uszkodzenie naczynia.
    2. Delikatnie wycofaj kleszcze, aby wciągnąć taśmę na miejsce. Służy to do otwarcia przestrzeni dla sondy przepływu i pomaga kierować wkładaniem sond przepływu (Rysunek 2). Dbałość o ochronę części karbowej każdego naczynia jest niezbędna, ponieważ jest to najbardziej delikatna część tkanki.
  8. Umieść sondę przepływu okołonaczyniowego o średnicy 4–6 mm, delikatnie podnosząc taśmę pępowinową i prowadząc metalową część sondy (L) wokół naczynia wzdłuż ustalonego otworu.
    1. Skieruj taśmę w kierunku tylnej części sondy, aby pomóc osadzić naczynie na miejscu i uwidocznić koniec wspornika L, umożliwiając w ten sposób zabezpieczenie przesuwnego zamknięcia.
    2. Upewnij się, że naczynie znajduje się > 75% rozmiaru sondy, aby zapewnić ścisłe dopasowanie i dokładne pomiary przepływu.
    3. Ostrożnie odetnij koniec taśmy pępowinowej blisko sondy i delikatnie pociągnij drugi koniec, aby usunąć taśmę z naczynia. Taśma będzie zakłócać pomiary, jeśli nie zostanie usunięta.
    4. Nałóż żel ultradźwiękowy i dostosuj położenie sondy i, aby poprawić intensywność i jakość sygnału.
  9. Powtórz kroki 7.6–7.7.4 dotyczące umieszczenia sondy przepływu okołonaczyniowego 6 - 8 mm wokół przewodu tętniczego.
  10. Usuń gazę ochronną 2 x 2 z klatki piersiowej i pozwól płucu na zmianę położenia.
  11. Umieść nową gazę 2 x 2 wokół każdego metalowego wspornika sondy przepływu, aby chronić płuca.
  12. Zamknij klatkę piersiową warstwami za pomocą stożkowej igły i syntetycznego szwu monofilamentowego 2,0. Przymocuj sond przepływu do zewnętrznej powłoki za pomocą pętli za pomocą igły tnącej i jedwabnego szwu 2.0.

8. Pomiar nieinwazyjny

  1. Załóż przewody EKG na prawej pachy, lewej pachy i prawej okolicy pachwinowej (EKG trójodprowadzeniowe). Wysycenie oksyhemoglobiny w tętnicach przed- i poprzewodowych (SpO2) monitoruje się za pomocą pulsoksymetru umieszczonego odpowiednio na prawej kończynie przedniej i tylnej. Przymocuj monitor spektroskopu bliskiej podczerwieni (NIRS) do czoła za pomocą szwów i nieprzezroczystego opatrunku.

9. Gromadzenie danych

  1. Zbieraj i rejestruj dane za pomocą oprogramowania do akwizycji danych. Rysunek 1 ilustruje parametry inwazyjne i nieinwazyjne, w tym: ciśnienie tętnicze i żyły centralnej, lewą tętnicę szyjną, lewy płucny i przewodowy przepływ krwi tętniczej, EKG, SpO2, NIRS, ETCO2.
    UWAGA: Konfiguracja oprogramowania i sprzętu do zbierania danych może się różnić i wykracza poza zakres tego artykułu.

10. Protokół eksperymentalny

  1. Zatkaj i przetnij pępowinę, a następnie przenieś jagnię z brzucha matki do promiennego cieplejszego miejsca.
  2. W okresie uduszenia należy wprowadzić cewnik do żyły pępowinowej w celu podania epinefryny (0,01–0,03 mg/kg dożylnie, zgodnie z zaleceniami NRP).
  3. Włóż cewnik do tętnicy pępowinowej, aby pobrać gazometrię krwi tętniczej po przewodu.
  4. Monitoruj jagnię pod kątem zbliżającej się asystolii, którą można zdefiniować jako brak wykrytego przepływu i ciśnienia w tętnicy szyjnej.
  5. Upewnij się, że dostępny jest odpowiedni personel i poświęć każdą osobę do następujących zadań: (1) zarządzanie wentylacją i drogami oddechowymi, (2) wykonywanie uciśnięć klatki piersiowej, (3) podawanie leków, (4) pobieranie próbek krwi, (5) prowadzenie kodu.
  6. Rozpocznij resuscytację od zapewnienia wentylacji nadciśnieniowej (PPV) za pomocą resuscytatora trójnika przy ciśnieniu 35/5 cm H2O. Zainicjuj 20-minutowy timer dla eksperymentalnego protokołu resuscytacji.
  7. Po 30 s wentylacji rozpocznij uciskanie klatki piersiowej, umieszczając kciuk i palce jednej ręki po przeciwnych stronach klatki piersiowej.
    1. Wykonaj uciskanie klatki piersiowej, ściskając palce i kciuk razem na głębokość około 1/3.
  8. Podawaj epinefrynę w odstępach 3-minutowych.
  9. Kontynuuj wysiłki resuscytacyjne do momentu powrotu spontanicznego krążenia lub do 20 minut.
  10. Po powrocie spontanicznego krążenia przez wcześniej założony cewnik do żyły szyjnej podaje się ciągłe płyny dożylne (5 cm³/kg/godz.) i fentanyl (0,5-2,0 μg/kg/godz.; miareczkowane do efektu). Po 20-minutowym okresie resuscytacji zwierzę zostaje poddane eutanazji. Jeśli jagnięta nie osiągną ROSC do 20 minut, należy przystąpić do eutanazji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po instrumentacji płodów owiec można rejestrować zmienne hemodynamiczne (Rysunek 3 i Rysunek 4), a następnie poddać je analizie i interpretacji (Rysunek 5). Możliwe jest częste pobieranie próbek krwi, a Rysunek 6 przedstawia dane dotyczące pH i PaCO2 z jednego z eksperymentów. Sporadycznie cewniki lub sondy przepływu mogą ulec awarii lub zostać przesunięte, w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model jagniąt jest porównywalny pod względem wielkości do ludzkich noworodków i pozwala na łatwe oprzyrządowanie do pomiaru inwazyjnych zmiennych hemodynamicznych. Model płodu/nowonarodzonego jagniątka jest nieocenionym narzędziem badawczym, które w znacznym stopniu przyczyniło się do zrozumienia krążenia przejściowego, a także fizjologii płuc i układu krążenia noworodka. Na przestrzeni lat stworzono kilka eksperymentalnych modeli jagniąt w celu zbadania optymalnych strategii wentylacji u wcześnia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kleszcze BabcockMiltex16-44
Przetwornik ciśnienia krwiBecton DickinsonP23XL-1Używany z kopułkami membranowymi wypełnionymi solą fizjologiczną
Nożyczki z końcówkąMiltex98SCS50-56
CapnographPhilips7900Używany z czujnikami przepływu dla noworodków
Ołówek kauterycznyValley Lab287879
Jednostka kauteryzacjiValley LabSSE2K
Zakrzywione kleszczeEverost711714
Oprogramowanie do akwizycji danychBiopac Systems Inc.
EKGBiopac Systems Inc.
Rurka dotchawicza z mankietemRusch111780035
Modulator przepływuTransonic Systems Inc. Sonda przepływu T403
Transonic Systems Inc. MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA
Zgłębnik żołądkowyJorgensen Labs Inc.J0106LEAby odbarczyć i opróżnić żołądek owcy
Maszynka do strzyżenia włosówAndis Company65340 # 40 Ostrze maszynki do strzyżenia
Podgrzewacz promiennik dla niemowlątGE healthcare7810
Cewniki dożylneBecton Dickinson381234
Nożyczki chirurgiczne IrisPatterson510585
Kelly ForecepsPatterson
Kleszczyki do komarówRICA Produkty chirurgiczne INC1-74
Spektroskopia bliskiej podczerwieniNonin Medical Inc. X-100MSensmart Equanox & Czujnik PureSAT
RSO2 NoninMedical Inc. 8004CB-NANoworodkowy 
Rękojeść i ostrze skalpelaEverost707203
Szwy -jedwab 2-0CovidienSS-695Służy do wiązania cewników do naczyń
Szwy -vicryl  2-0EthiconJ269HSłuży do zamykania torakotomii 
Reanimacja trójnikaNeo-TeeMCM1050812
Opaski pępowinoweJorgensen Labs Inc.
Zwijacz WeitlanderMiltex11-625
ACK100WECG100C510535J0025UA

Bibliografia

  1. Wyckoff, M. H., Berg, R. A. Optimizing chest compressions during delivery-room resuscitation. Semin Fetal Neonatal Med. 13 (6), 410-415 (2008).
  2. Black, R. E., et al. Global, regional, and national causes of child mortality in 2008: a systematic analysis. Lancet. 375 (9730), 1969-1987 (2010).
  3. Guglani, L., Lakshminrusimha, S., Ryan, R. M. Transient tachypnea of the newborn. Pediatr Rev. 29 (11), e59-e65 (2008).
  4. Brown, M. J., Olver, R. E., Ramsden, C. A., Strang, L. B., Walters, D. V. Effects of adrenaline and of spontaneous labour on the secretion and absorption of lung liquid in the fetal lamb. J Physiol. 344, 137-152 (1983).
  5. Lakshminrusimha, S., Saugstad, O. D. The fetal circulation, pathophysiology of hypoxemic respiratory failure and pulmonary hypertension in neonates, and the role of oxygen therapy. J Perinatol. 36 Suppl 2, S3-S11 (2016).
  6. Wyckoff, M. H., et al. Part 13: Neonatal Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132 (18 suppl 2), S543-S560 (2015).
  7. Bhatt, S., et al. Delaying cord clamping until ventilation onset improves cardiovascular function at birth in preterm lambs. J Physiol. 591 (Pt 8), 2113-2126 (2013).
  8. Katheria, A. C., Brown, M. K., Rich, W., Arnell, K. Providing a Placental Transfusion in Newborns Who Need Resuscitation). Front Pediatr. 5 (1), (2017).
  9. Kapadia, V. S., Wyckoff, M. H. Drugs during delivery room resuscitation--what, when and why? Semin Fetal Neonatal Med. 18 (6), 357-361 (2013).
  10. Barcroft, J. Researches on Pre-natal Life. 1, Blackwell Scientific Publications. 292(1946).
  11. Dawes, G. S. Foetal and Neonatal Physiosolgy. A Comparative Study of the Changes at Birth. , Yeark Book Medical Publishers. (1968).
  12. Rudolph, A. Congenital Diseases of the Heart: Clinical-Physiological Considerations. , Wiley-Blackwell. 1-24 (2009).
  13. Sobotka, K. S., et al. An initial sustained inflation improves the respiratory and cardiovascular transition at birth in preterm lambs. Pediatr Res. 70 (1), 56-60 (2011).
  14. Polglase, G. R., et al. Positive end-expiratory pressure differentially alters pulmonary hemodynamics and oxygenation in ventilated, very premature lambs. J Appl Physiol (1985). 99 (4), 1453-1461 (2005).
  15. Lakshminrusimha, S., et al. Oxygen concentration and pulmonary hemodynamics in newborn lambs with pulmonary hypertension. Pediatr Res. 66 (5), 539-544 (2009).
  16. Lakshminrusimha, S., et al. Pulmonary hemodynamics in neonatal lambs resuscitated with 21%, 50% and 100% oxygen. Pediatr Res. 62 (3), 313-318 (2007).
  17. Hooper, S. B., et al. Cardiovascular transition at birth: a physiological sequence. Pediatr Res. 77 (5), 608-614 (2015).
  18. Vali, P., et al. Evaluation of Timing and Route of Epinephrine in a Neonatal Model of Asphyxial Arrest. J Am Heart Assoc. 6 (2), (2017).
  19. Vali, P., et al. Continuous Chest Compressions During Sustained Inflations in a Perinatal Asphyxial Cardiac Arrest Lamb Model. Pediatr Crit Care Med. , (2017).
  20. Vali, P., et al. Hemodynamics and gas exchange during chest compressions in neonatal resuscitation. PLoS One. 12 (4), e0176478(2017).
  21. Tana, M., et al. Determination of Lung Volume and Hemodynamic Changes During High-Frequency Ventilation Recruitment in Preterm Neonates With Respiratory Distress Syndrome. Crit Care Med. 43 (8), 1685-1691 (2015).
  22. Morin, F. C. Ligating the ductus arteriosus before birth causes persistent pulmonary hypertension in the newborn lamb. Pediatr Res. 25 (3), 245-250 (1989).
  23. Morin, F. C., Egan, E. A. Pulmonary hemodynamics in fetal lambs during development at normal and increased oxygen tension. J Appl Physiol (1985). 73 (1), 213-218 (1992).
  24. Morin, F. C., Egan, E. A., Ferguson, W., Lundgren, C. E. Development of pulmonary vascular response to oxygen. Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).
  25. Rawat, M., et al. Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. , (2015).
  26. Chandrasekharan, P. K., et al. Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs. Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).
  27. Lakshminrusimha, S., et al. Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration. Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).
  28. Meuli, M., et al. In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida. Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).
  29. Meuli, M., et al. Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep. J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).
  30. Adzick, N. S., et al. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis. J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).
  31. Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth. Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).
  32. Turley, K., et al. Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model. Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).
  33. Reddy, V. M., et al. In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs. Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).
  34. Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations. Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).
  35. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M. Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins. Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).
  36. Solevåg, A. L., et al. Chest compressions in newborn animal models: A review. Resuscitation. 96, 151-155 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przejście z okresu płodowego w noworodkowyasfiksja okołoporodowaprocedura z otwartą klatką piersiowąperyvaskularna sonda przepływuintubacja endotrachealnakaniulacja pępowinymonitorowanie hemodynamiczneProgram Resuscytacji Noworodków
Model jagniąt z uduszeniem okołoporodowym: model resuscytacji noworodków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.