Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie powierzchni reaktywnych za pomocą pędzlowych i usieciowanych warstw kopolimerów blokowych funkcjonalizowanych azlaktonem

7.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57562

⸱

30 czerwca 2018

 ,  ,  , 
1Chemical Engineering Department, Kansas State University, 2Center for Nanophase Materials Sciences, Oak Ridge National Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

Opisano metody wytwarzania powierzchni do wzorzystego osadzania pędzli o grubości nanometrów lub usieciowanych warstw o grubości mikronów kopolimeru blokowego azlactonu. Omówiono krytyczne etapy eksperymentalne, reprezentatywne wyniki i ograniczenia każdej metody. Metody te są przydatne do tworzenia funkcjonalnych interfejsów z dostosowanymi cechami fizycznymi i przestrajalną reaktywnością powierzchni.

Streszczenie

W tym artykule przedstawiono metody wytwarzania, które generują nowe powierzchnie przy użyciu kopolimeru blokowego na bazie azlactonu, poli (metakrylanu glicydylu)-block-poly (azlakton winylu-dimetylu) (PGMA-b-PVDMA). Ze względu na wysoką reaktywność grup azlaktonowych w stosunku do grup aminowych, tiolowych i hydroksylowych, powierzchnie PGMA-b-PVDMA mogą być modyfikowane cząsteczkami wtórnymi w celu stworzenia chemicznie lub biologicznie funkcjonalizowanych interfejsów do różnych zastosowań. Wcześniejsze doniesienia o wzorzystych interfejsach PGMA-b-PVDMA wykorzystywały tradycyjne techniki modelowania z góry na dół, które generowały niejednorodne filmy i słabo kontrolowane związki chemiczne tła. W tym miejscu opisujemy niestandardowe techniki modelowania, które umożliwiają precyzyjne osadzanie wysoce jednorodnych folii PGMA-b-PVDMA na tłach, które są chemicznie obojętne lub mają właściwości odpychające biomolekuły. Co ważne, metody te mają na celu osadzanie folii PGMA-b-PVDMA w sposób, który całkowicie zachowuje funkcjonalność azlaktonu na każdym etapie przetwarzania. Wzorzyste folie wykazują dobrze kontrolowane grubości, które odpowiadają szczotkom polimerowym (~90 nm) lub wysoce usieciowanym strukturom (~1-10 μm). Wzory szczotek są generowane przy użyciu opisanych metod unoszenia parylenu lub montażu kierowanego przez interfejs i są przydatne do precyzyjnej modulacji ogólnej reaktywności chemicznej powierzchni poprzez dostosowanie gęstości wzoru PGMA-b-PVDMA lub długości bloku VDMA. W przeciwieństwie do tego, grube, usieciowane wzory PGMA-b-PVDMA są uzyskiwane przy użyciu niestandardowej techniki druku mikrokontaktowego i oferują korzyść w postaci większego obciążenia lub wychwytywania materiału wtórnego dzięki wyższym stosunkom powierzchni do objętości. Omówiono szczegółowe etapy eksperymentu, krytyczne charakterystyki filmu i przewodniki rozwiązywania problemów dla każdej metody wytwarzania.

Wprowadzenie

Rozwijanie technik wytwarzania, które pozwalają na wszechstronną i precyzyjną kontrolę chemicznej i biologicznej funkcjonalności powierzchni, jest pożądane dla różnych zastosowań, od wychwytywania zanieczyszczeń środowiskowych po rozwój biosensorów nowej generacji, implantów i urządzeń do inżynierii tkankowej1,2. Polimery funkcjonalne są doskonałymi materiałami do dostrajania właściwości powierzchni za pomocą technik "szczepienia z" lub "szczepienia do" 3. Podejścia te pozwalają na kontrolę reaktywności powierzchni w oparciu o funkcjonalność chemiczną monomeru i masę cząsteczkową polimeru4,5,6. Polimery na bazie azlaktonu były intensywnie badane w tym kontekście, ponieważ grupy azlaktonowe szybko łączą się z różnymi nukleofilami w reakcjach otwierania pierścieni. Obejmuje to pierwszorzędowe aminy, alkohole, tiole i grupy hydrazynowe, zapewniając w ten sposób wszechstronną drogę do dalszej funkcjonalizacji powierzchni7,8. Folie polimerowe na bazie azlaktonu są wykorzystywane w różnych zastosowaniach środowiskowych i biologicznych, w tym w wychwytywaniu analitu9,10, hodowla komórkowa6,11 oraz powłoki przeciwporostowe/antyadhezyjne12. W wielu zastosowaniach biologicznych pożądane jest wzorowanie warstw polimerowych azlaktonu w skalach długości od nano do mikrometrów, aby ułatwić przestrzenną kontrolę prezentacji biomolekuł, interakcji komórkowych lub modulować interakcje powierzchniowe13,14,15,16,17,18. W związku z tym należy opracować metody wytwarzania, które zapewnią wysoką jednorodność wzoru i dobrze kontrolowaną grubość powłoki, bez uszczerbku dla funkcjonalności chemicznej19.

Niedawno, Lokitz i in. opracowali kopolimer blokowy PGMA-b-PVDMA, który był zdolny do manipulowania reaktywnością powierzchni. Bloki PGMA łączą się z powierzchniami zawierającymi tlenki, dając wysokie i przestrajalne gęstości powierzchni grup azlaktonowych20. Wcześniej opisywane metody modelowania tego polimeru w celu stworzenia biofunkcjonalnych interfejsów wykorzystywały tradycyjne podejścia fotolitografii odgórnej, które generowały niejednorodne warstwy polimerowe z obszarami tła zanieczyszczonymi resztkowym materiałem fotorezystu, powodując wysoki poziom niespecyficznych interakcji chemicznych i biologicznych21,22,23. W tym przypadku próby pasywacji obszarów tła powodowały reakcję krzyżową z grupami azlaktonowymi, pogarszając reaktywność polimeru. Biorąc pod uwagę te ograniczenia, niedawno opracowaliśmy techniki wzorzystego wzorzenia warstw pędzla (~90 nm) lub wysoce usieciowanych (~1-10 μm) PGMA-b-PVDMA na chemicznie lub biologicznie obojętne tła w sposób, który całkowicie zachowuje chemiczną funkcjonalność polimeru24. Przedstawione metody wykorzystują techniki lift-off parylenu, montażu sterowanego interfejsem (IDA) oraz niestandardowych technik druku mikrokontaktowego (μCP). Wysoce szczegółowe metody eksperymentalne dla tych podejść do wzorców, a także krytyczne charakterystyki filmów oraz wyzwania i ograniczenia związane z każdą techniką są przedstawione w formie pisemnej i wideo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Synteza PGMA-b-PVDMA20

  1. Synteza makrołańcuchowego czynnika przeniesienia PGMA (Macro-CTA)
    1. Należy użyć kolby reakcyjnej o dnie okrągłym o pojemności 250 mL wyposażonej w magnetyczny mieszadło z powłoką z politetrafluoroetylenu.
    2. W kolbie o dnie okrągłym, wolnej od powietrza, należy połączyć 14,2 g metakrylanu glicydylowego GMA (142,18 g/mol) z 490,8 mg 2-cyjano-2-propylowym dodecylotritiowęglanem (CPDT) (346,63 g/mol), 87,7 mg 2,2′-azobis(4-metoksy-2,4-dimetylowaloironitrylu) (V-70) (308,43 g/mol) (stosunek molowy CPDT: V-70 = 5:1) oraz benzenem (100 mL).
    3. Mieszaninę reakcyjną należy odgazować argonem i mieszać przez 30 min. Następnie roztwór należy umieścić w łaźni olejowej z kontrolą temperatury w 30 °C i prowadzić reakcję przez 18 h.
      UWAGA: Docelowa masa cząsteczkowa Macro-CTA wynosi 10 000 g/mol. Ustalono, że czas 18 godzin jest niezbędny do osiągnięcia odpowiedniego stopnia konwersji. Roztwór polimeru ma przezroczysty, jasnożółty kolor.
    4. Po 18 h reakcję należy przerwać, zanurzając kolbę o dnie okrągłym w ciekłym N2.
    5. Polimer należy wytrącić, wlewając jasnożółty roztwór polimeru w benzenie (~100 mL) do 400 mL heksanu.
    6. Mieszaninę należy mieszać przez 5 min. Osad osiądzie na dnie zlewki i zostanie odzyskany poprzez filtrację.
    7. Osad należy suszyć przez noc w próżni. Następnie należy go rozpuścić w 400 mL tetrahydrofuranu (THF) i ponownie wytrącić w heksanie.
    8. Nowy osad należy ponownie suszyć argonem przez noc.
      UWAGA: Macro-CTA to drobny żółty proszek. Wydajność produktu reakcji wyniesie ~43,8%. Mn dla PGMA Macro-CTA wynosi 7 990 g/mol przy polidyspersyjności (PDI) 1,506 (MW = 12 030 g/mol).
  2. Synteza PGMA-b-PVDMA
    1. VDMA należy poddać destylacji frakcyjnej pod zmniejszonym ciśnieniem, a do dalszego użytku zachować frakcję środkową (~70%).
      UWAGA: Jest to konieczne w celu usunięcia inhibitora polimeryzacji. Aparaturę do destylacji podłącza się do linii Schlenka, a zawór uszczelniający powietrze jest częściowo otwarty w stronę linii próżniowej. Za pomocą waristatu i płaszcza grzejnego stosuje się minimalne ogrzewanie, aż monomer VDMA zacznie destylować z prędkością 1 kropli na sekundę.
    2. Monomer 2-winylo-4,4-dimetyloazlaktonu (VDMA) (139,15 g/mol) (10,436 g) należy połączyć z PGMA-macroCTA (1,669 g), V-70 (14,5 mg; stosunek molowy PGMA-macroCTA: V-70 = 3:1) i benzenem (75,0 mL) w jednoszyjnej kolbie reakcyjnej o dnie okrągłym o pojemności 250 mL wyposażonej w magnetyczne mieszadło z powłoką teflonową.
      UWAGA: Informacje o masach cząsteczkowych: PVDMA: 139,15 g/mol, PGMA-macroCTA: 12 030 g/mol, benzen: 78,11 g/mol.
    3. Mieszaninę należy odgazować argonem o wysokiej czystości i mieszać przez 30 min, a następnie umieścić w łaźni olejowej w 32 °C na 18 h.
    4. Reakcję należy przerwać, zanurzając kolbę o dnie okrągłym w ciekłym N2.
    5. Polimer należy wytrącić trzykrotnie w heksanie i suszyć w temperaturze pokojowej w próżni.
    6. Masę cząsteczkową i PDI produktu należy określić za pomocą chromatografii wykluczania wielkości (S) (patrz Tabela materiałów) zgodnie z procedurą opisaną przez Lokitz et al.20. Chromatograf wykluczania wielkości (S) jest wyposażony w trzy kolumny PLgel 5 µm mixed-C (300 x 7,5 mm) połączone szeregowo, detektor współczynnika załamania światła (długość fali = 880 nm), detektor z matrycą fotodiod, detektor wielkokątowego rozpraszania światła (MALS) (długość fali = 660 nm) oraz wiskozymetr (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Wszystkie eksperymenty opisane w niniejszej pracy przeprowadzono z użyciem produktu o długościach bloków PGMA i PVDMA wynoszących odpowiednio 56 i 175. Masa cząsteczkowa kopolimeru blokowego wynosiła 37 620 g/mol, a PDI wynosiło 1,16.

2. Tworzenie wzorów szablonów z parylenu na podłożach krzemowych

  1. Powlekanie parylenem
    1. Poddać wafle krzemowe sonikacji w 50% masowych roztworze acetonu w wodzie przez 5 min, a następnie sonikacji w 50% masowych roztworze izopropanolu (IPA) w wodzie przez 5 min.
    2. Przepłukać wafle krzemowe wodą dejonizowaną (DI) i osuszyć strumieniem azotu.
    3. Nanieść warstwę parylenu N o grubości 80 nm i 1 µm na 4-calowe wafle krzemowe przy użyciu urządzenia do powlekania parylenem (patrz: Tabela materiałów).
      UWAGA: Grubość filmów parylenowych należy określić za pomocą profilometru powierzchniowego (patrz: Tabela materiałów).
      1. Zkalibrować grubość filmu parylenowego względem masy dimeru parylenu dla każdego systemu powlekania.
        UWAGA: W aktualnym systemie, w celu uzyskania grubości filmu odpowiednio 80 nm i 1 µm, wymagane było użycie odpowiednio ~80 mg i ~1000 mg dimeru parylenu N (na podstawie uzyskanej krzywej kalibracyjnej).
      2. Podczas pracy urządzenia do powlekania parylenem stosować następujące ustawienia: ciśnienie: 80 mTorr, czas trwania: 1 h, temperatura pieca: 690 °C, temperatura parownika: 160 °C.
  2. Fotolitografia
    1. Wygrzać wafle w piekarniku w temperaturze 100 °C przez 20 min, a następnie pozostawić je na kolejne 3 min w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Dodatkowy czas oczekiwania poprawia adhezję fotorezystu.
    2. Nanieść 2 mL pozytywnego fotorezystu (patrz: Tabela materiałów), dozując go na środek wafla powleczonego parylenem. Rozprowadzić fotorezyst metodą spin-coatingu przy 3000 rpm przez 30 s.
      UWAGA: Spin-coating musi być wykonywany w dygestorium.
    3. Odczekać 1 min, a następnie wygrzać wafel na płycie grzejnej w temperaturze 105 °C przez 1 min.
    4. Załadować fotomaskę do systemu wyrównywania masek (patrz: Tabela materiałów). Naświetlać wafle światłem UV (λ=325 nm) przez 10 s przy dawce 65 mJ/cm2.
    5. Pozostawić wafle na kolejne 5 min w temperaturze pokojowej.
    6. Wywołać wafle poprzez zanurzenie w roztworze wywoływacza (patrz: Tabela materiałów) na 2 min. Przepłukać wafle wodą dejonizowaną, a następnie osuszyć N2. Czynność tę należy wykonywać w dygestorium.
      UWAGA: Po wywołaniu fotorezyst wydaje się całkowicie usunięty z obszarów naświetlonych UV. Wafle należy zweryfikować za pomocą mikroskopu optycznego (patrz: Tabela materiałów).
  3. Reaktywne trawienie jonowe
    1. Użyć urządzenia do reaktywnego trawienia jonowego (RIE) (patrz: Tabela materiałów) w celu wytrawienia wywołanych wafli w plazmie tlenowej.
    2. Zastosować przepływ tlenu na poziomie 50 cm3/min przy ciśnieniu w komorze 20 mTorr.
    3. Dla grubości filmu parylenowego 1 µm, w celu usunięcia odsłoniętego parylenu z obszarów wzorowanych, zastosować moc RF 50 W i moc plazmy sprzężonej indukcyjnie (ICP) 500 W przez 100 s. Odpowiadało to szybkości trawienia parylenu wynoszącej 1,0-1,15 µm/min.
    4. Dla grubości parylenu 80 nm, w celu usunięcia odsłoniętego parylenu z obszarów wzorowanych, zastosować moc RF 50 W i moc ICP 200 W przez 55 s. Odpowiada to szybkości trawienia parylenu wynoszącej 570-620 nm/min.
      UWAGA: Aby zapewnić efektywne usunięcie parylenu, należy wyznaczyć szybkość trawienia parylenu dla każdego systemu RIE.
    5. Obejrzeć wytrawione podłoża pod mikroskopem optycznym. Powierzchnia krzemu będzie błyszcząca po całkowitym usunięciu parylenu z odsłoniętych obszarów.
    6. Zweryfikować głębokość trawienia za pomocą profilometru powierzchniowego (patrz: Tabela materiałów).

3. Procedura usuwania parylenu (Lift-off)

  1. Przygotowanie roztworów polimerów
    1. Rozpuścić PGMA-b-PVDMA w chloroformie (1% mas.). Chloroform powinien być bezwodny, aby zapobiec hydrolizie grup azlaktonowych.
      UWAGA: Chloroform jest preferowanym rozpuszczalnikiem, ponieważ wykazuje wysoki stopień rozpuszczalności polimeru, co pozwala na bardziej jednorodne osadzanie pojedynczych łańcuchów polimerowych na powierzchni w porównaniu z innymi rozpuszczalnikami organicznymi25.
  2. Czyszczenie szablonów z parylenu w oczyszczaczu plazmowym
    1. Włączyć zasilanie główne oczyszczacza plazmowego (patrz Tabela materiałów) i umieścić podłoża pokryte parylenem w komorze oczyszczacza plazmowego.
    2. Włączyć pompę próżniową i odessać powietrze z komory, aż manometr wskaże wartość poniżej 400 mTorr.
    3. Lekko otworzyć zawór dozujący i dopuścić powietrze do oczyszczacza plazmowego, aż manometr wskaże 800-1000 mTorr.
    4. Wybrać RF w trybie Hi i poddać podłoża działaniu plazmy przez 3 min.
    5. Po zakończeniu procesu wyłączyć zasilanie RF oraz pompę próżniową.
    6. Wyłączyć oczyszczacz plazmowy i wyjąć podłoża.
      UWAGA: Po oczyszczaniu plazmowym powierzchnia wykazuje właściwości hydrofilowe (Rysunek 1B). Kąty zwilżania wody dla gołych powierzchni krzemowych przed i po oczyszczaniu plazmowym wynoszą odpowiednio 27° ± 2° oraz 0°.
  3. Naniesienie PGMA-b-PVDMA metodą spin-coatingu, wyżarzanie i sonikacja na szablonach z parylenu
    1. Niezwłocznie nanieść na podłoża metodą spin-coatingu 100 µL 1% mas. roztworu PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie przy 1500 rpm przez 15 s, używając powlekarki rotacyjnej (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Proces spin-coatingu należy przeprowadzić w ciągu 1-2 s od naniesienia roztworu polimeru pipetą, aby zminimalizować niejednorodność filmu spowodowaną szybkim odparowaniem chloroformu.
    2. Wyżarzać filmy polimerowe w temperaturze 110 °C w piecu próżniowym (patrz Tabela materiałów) przez 18 h.
      UWAGA: Wyżarzanie umożliwia mikrofazową segregację polimeru i przytwierdzenie bloku GMA do powierzchni26.
      1. Po wyżarzaniu scharakteryzować powłokę polimerową poprzez pomiar kąta zwilżania podłoży. Powierzchnie wykazują kąt zwilżania 75°± 1° (Rysunek 1C)20.
    3. Poddać podłoża sonikacji w 20 mL acetonu lub chloroformu przez 10 min w celu usunięcia warstwy parylenu oraz ewentualnego polimeru fizysorbowanego.
      UWAGA: Należy zastosować następujące warunki sonikacji: moc ultradźwiękowa 284 W; częstotliwość pracy 40 kHz (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Parylen można również odkleić z podłoża, przykładając kawałek taśmy klejącej do krawędzi podłoża, a następnie gwałtownie odrywając taśmę27.
    4. Przechowywać podłoża w próżni w eksykatorem do czasu charakterystyki.

Schemat pomiaru kąta zwilżania z kątami 27°±2° i 75°±1°, skala 400 µm, analiza powierzchni.
Rysunek 1: Pomiary kąta zwilżania dla podłoży krzemowych poddanych obróbce. (A) Krzem niepowlekany, (B) Krzem oczyszczony plazmowo, (C) Krzem powlekany metodą spin-coatingu PGMA-b-PVDMA (po wyżarzaniu i sonikacji w chloroformie). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Procedura montażu kierowanego interfejsem PGMA-b-PVDMA

UWAGA: Procedurę tę można przeprowadzić na podłożach zawierających tło chemicznie obojętne (rozdział 4.1) lub tło biologicznie obojętne (rozdział 4.2), w zależności od zastosowania.

  1. Przygotowanie chemicznie obojętnego tła na podłożach krzemowych
    1. Użyć czyścika plazmowego tlenowego do oczyszczenia gołego krzemu (sekcja 3.2).
    2. Nanieść pipetą 100 µL trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silanu (TPS) na szalkę Petriego i umieścić podłoża krzemowe w eksykatorze próżniowym obok szalki Petriego.
    3. Zastosować próżnię (-750 Torr) przez 1 h w celu przeprowadzenia chemicznego osadzania z fazy gazowej (CVD).
      OSTROŻNIE: TPS jest silnie toksyczny, a proces CVD należy przeprowadzać w dygestorium.
      UWAGA: Po 1 h podłoże wykazuje właściwości hydrofobowe. Po procesie CVD typowo mierzy się kąt zwilżania wynoszący 109°± 3°. Grubość filmu TPS wynosi 1,5 ± 0,5 nm.
      UWAGA: TPS blokuje reakcję reaktywnego tlenku powierzchniowego z PGMA-b-PVDMA.
    4. Pokryć wafle parylenem (grubość 1 µm). Przeprowadzić fotolitografię i reaktywne trawienie jonowe w celu utworzenia wzorów z parylenu (sekcja 2) oraz wytrawienia warstwy TPS w odsłoniętych obszarach.
  2. Przygotowanie tła z glikolu polietylenowego (PEG) na podłożach krzemowych.
    1. Użyć czyścika plazmowego tlenowego przez 3 min w celu oczyszczenia gołych podłoży krzemowych (sekcja 3.2).
    2. Przeprowadzić CVD TPS przez 1 h (sekcja 4.1.2).
    3. Zanurzyć podłoża w 0,7% (masowych/objętościowych) roztworze Pluronic F-127 w wodzie ultraczystej na 18 h, aby utworzyć warstwę PEG na powierzchni28,29.
      UWAGA: Pluronic zawiera hydrofobowy blok polimerowy tlenku polipropylenu (PPO) pomiędzy dwoma łańcuchami PEG. Blok PPO kotwiczy polimer do powierzchni TPS, podczas gdy łańcuchy PEG są wystawione na działanie roztworu28.
    4. Przemyć i wypłukać podłoże przez 5 min przy użyciu 100 mL wody ultraczystej.
    5. Osadzić parylen N o grubości 80 nm i 1 µm na 4-calowych waflach krzemowych przy użyciu powlekarki do parylenu.
    6. Przeprowadzić fotolitografię i reaktywne trawienie jonowe w celu utworzenia wzorów z parylenu (sekcja 2).
  3. Sonikacja, spin-coating polimeru PGMA-b-PVDMA oraz wyżarzanie podłoży
    1. Sonikować chemicznie obojętne podłoża (TPS) (sekcja 4.1) lub podłoża funkcjonalizowane PEG (sekcja 4.2) przez 10 min w acetonie, aby usunąć warstwę parylenu.
    2. Nanieść metodą spin-coatingu na sonikowane podłoże 100 µL 1% (masowych) PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie przy 1500 rpm przez 15 s.
    3. Wyżarzać filmy polimerowe w temperaturze 110 °C w próżni przez 18 h.
    4. Sonikować podłoża w acetonie lub chloroformie przez 10 min, aby usunąć fizysorbowany polimer obecny w obszarach tła na powierzchni.
    5. Przechowywać podłoża w eksykatorze próżniowym do czasu dalszego użycia.

5. Mikro-druk kontaktowy (μCP) z użyciem spersonalizowanego kopolimeru PGMA-b-PVDMA

  1. Wytwarzanie stempli PDMS
    1. Wytworzyć matryce krzemowe zgodnie ze standardową procedurą fotolitografii30. Użyć procesu CVD (rozdział 4.1.2), aby osadzić antyadhezyjny TPS na matrycach krzemowych.
      UWAGA: Formę krzemową należy potraktować TPS-em przy pierwszym użyciu oraz ponownie po 5-10 zastosowaniach.
    2. Zastosować standardowe metody soft litografii do wytwarzania stempli (stosunek masowy prekursora PDMS do czynnika utwardzającego 10:1)31.
      UWAGA: Stemple użyte w tym badaniu składają się z macierzy mikrosłupków (średnica = 5-50 µm, wysokość = 20 µm).
    3. Wyciąć pojedynczy stempel. Oczyścić stempel, sonikując go przez 10 min w HCl (1 M), 5 min w acetonie, a następnie przez 5 min w etanolu.
    4. Wysuszyć stemple w piecu konwekcyjnym w temperaturze 80 °C przez 20 min w celu usunięcia pozostałości organicznego rozpuszczalnika.
  2. Mikrokontaktowy druk PGMA-b-PVDMA na podłożach krzemowych
    1. Osadzić TPS na powierzchni stempli PDMS za pomocą procesu CVD (rozdział 4.1.2).
      UWAGA: Warstwa TPS jest stosowana w celu zapobieżenia wiązaniu polimeru z powierzchnią stempla.
      UWAGA: Do charakteryzacji stempli po adsorpcji TPS można wykorzystać pomiary kąta zwilżania, jak pokazano na Rysunku 2 (Wstawka A, B).
    2. Rozpuścić polimer PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie do stężenia 0,25-1% mas.
    3. Zanurzyć stemple w 5 mL roztworu polimeru na 3 min.
    4. Oczyścić plazmowo czyste podłoża krzemowe o wymiarach 2×2 cm przez 3 min, aby przygotować powierzchnię do wiązania z blokami PGMA (rozdział 3.2).
    5. Wyjąć stemple pokryte polimerem z roztworu polimeru.
      UWAGA: Stemple należy wykorzystać do drukowania, dopóki są mokre i znajduje się na nich warstwa roztworu.
    6. Przył‌ożyć napełniony tuszem stempel bezpośrednio do podłoża krzemowego.
    7. Użyć ręcznego stojaka do wiertarki stołowej (patrz Tabela materiałów) (Rysunek 3), aby docisnąć stemple pokryte polimerem do powierzchni krzemowej w celu ułatwienia transferu wzoru. Przystąpić do aplikacji stempla na podłoże niezwłocznie (w ciągu 1-2 s) po wyjęciu pokrytych stempli z roztworu polimeru.
      UWAGA: Zarówno krzem, jak i stempel PDMS można umieścić na dwustronnej taśmie klejącej, aby zminimalizować odkształcenie stempla PDMS wynikające z nierównomiernego lub wysokiego nacisku podczas drukowania32.
    8. Zapewnić konformalny kontakt między stempliem z tuszem polimerowym a podłożem krzemowym przez 1 min. Do dociskania użyć szacunkowego ciśnienia 75 g/cm2(7,35 kPa).
    9. Ostrożnie oddzielić stempel od powierzchni krzemowej.
    10. Wydryglować nadrukowane podłoża krzemowe niezwłocznie w piecu próżniowym w temperaturze 110 °C przez 18 h.
    11. Sonikować nadrukowane podłoża krzemowe w acetonie lub chloroformie przez 10 min, aby usunąć fizycznie zaadsorbowany PGMA-b-PVDMA, a następnie wysuszyć strumieniem N2.
      1. Przeprowadzić analizę charakteryzacji powierzchni zarówno dla stempla PDMS (po etapie drukowania), jak i nadrukowanego krzemu (po etapach wygrzewania i sonikacji), aby zweryfikować pomyślny transfer PGMA-b-PVDMA.
        UWAGA: Do analizy nadrukowanego podłoża krzemowego i stempla PDMS można odpowiednio wykorzystać profilometr powierzchniowy oraz spektroskopię w podczerwieni z transformacją Fouriera z osłabionym całkowitym odbiciem (ATR-FTIR).
    12. Przechowywać podłoża w próżni w eksykatorze do momentu charakteryzacji.

Wykres spektroskopii FTIR; analiza kąta zwilżania PDMS, wyniki modyfikacji powierzchni, liczba falowa względem absorbancji.
Rycina 2: Pomiary ATR-FTIR dla poddanych obróbce stempli z PDMS (intensywność względna). (Wstawka A) Pomiary kąta zwilżania dla czystego stempla z PDMS. (Wstawka B) Pomiary kąta zwilżania dla stempla z PDMS poddanego obróbce TPS. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Konfiguracja prasy ręcznej do przygotowania próbek, z oznakowanymi komponentami A-D, z demonstracją obsługi ręcznej.
Rysunek 3: Konfiguracja μCP roztworów PGMA-b-PVDMA na podłożach krzemowych. Procedura obejmuje użycie (A) ręcznej wiertarki stołowej, (B) stempla z PDMS funkcjonalizowanego TPS, pokrytego polimerem PGMA-b-PVDMA, (C) oczyszczonego plazmowo podłoża krzemowego o wymiarach 2×2 cm oraz (D) taśmy dwustronnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomiary kąta zwilżania mogą być wykorzystane do oceny funkcjonalizacji krzemu za pomocą PGMA-b-PVDMA. Rycina 1 przedstawia kąt zwilżania podłoża krzemowego podczas poszczególnych etapów procesu. Zachowanie hydrofilowe podłoża krzemowego oczyszczonego plazmowo pokazano w Rycina 1BKąt zwilżania po nanoszeniu polimeru metodą spin coatingu i wyżarzaniu wynosi 75° ± 1°(Ryc. 1C) co jes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule przedstawiono trzy podejścia do wzorowania PGMA-b-PVDMA, z których każde ma swoje zalety i wady. Metoda lift-off parylenu jest uniwersalną metodą modelowania kopolimerów blokowych w rozdzielczości od mikro do nanoskali i była stosowana jako maska osadzania w innych systemach modelowania 33,34,35. Ze względu na stosunkowo słabą przyczepność powierzchni, szablon parylenu można łatwo usunąć z powierzchni prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Uniwersytet Stanowy Kansas. Część tych badań została przeprowadzona w Centrum Nauk o Materiałach Nanofazowych, które jest sponsorowane w Oak Ridge National Laboratory przez Scientific User Facilities Division, Office of Basic Energy Sciences i Departament Energii USA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał
etanol, ≥ 99.5%Sigma-Aldrich459844-HCL
, 1.019 N in H2OFluka Analytical
318949-aceton, ≥ 99.5%Sigma-Aldrich320110-Benzen
, ≥ 99.9%Sigma-Aldrich270709-
Izopropanol, odczynnik ACS, ≥ 99,5%Sigma-Aldrich190764
HexaneFisher ChemicalH292-4-Argon
Matheson Gas
G1901175-tetrahydrofuran (THF), ≥ 99,9%Sigma-Aldrich
401757-Pluronic F-127Sigma-Aldrich
(PDMS) Slygard 184Dow Corning4019862-trichloro
(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan (TPS), 97%Sigma-Aldrich448931Jest toksyczny. Pracuj z nim pod maską
Bezwodny chloroform, ≥ 99%Sigma-Aldrich372978-Positive
Photoresist AZ1512MicroChemicalsAZ 1512bursztynowo-czerwona ciecz, gęstość 1,083 g/cm3, etap wirowania należy wykonać pod maską
Developer AZ 300 MIFMicroChemicalsAZ300 MIFklarowna bezbarwna ciecz o lekkim zapachu aminowym i gęstości 1 g/cm3
1,2-Vinyl-4,4-dimetyloazlakton (VDMA)Isochem North America, LLC
dodecylu (CPDT)Sigma-Aldrich
723037-2,2′-Azobis (4metoksy-2,4-dimetylowaleronitryl) (V-70)Wako Specjalistyczne chemikalia NrCAS 15545-97-8, Nr EINECS 239-593-8-Parylene
NSpecjalistyczne systemy powłokowe15B10004-
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipment
ParyleneCoater Specjalistyczne systemy powlekaniaSCS Labcoater (PDS 2010)-
System wyrównywania maskiNeutronix QuintelNXQ8000-
Oxygen Plasma EtcherOxford InstrumentsPlasma Lab System 100-Surface
ProfilometerVeecoDektak 150Typ skanowania był standardowy. Czas trwania i siła skanowania wynosiły odpowiednio 120 s i 1 mg.
Mikroskop pionowy BrightfieldOlympus CorporationBX51-Plazma
tlenowa  CleanerHarrick PlasmaPDC-001-HP-Tłumiona
spektroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (ATR-FTIR)Perkin ElmerATR-FTIR 100-Mikroskopia
sił atomowych (AFM)Mikroskop sił atomowych PicoPlus WspornikiVeeco MLCT-E ze stałą sprężystości 0,5 N / m. Prędkości skanowania wahały się od 0,25 do 1 Hz.
Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)Hitachi Science Systems Ltd., Tokio, Japonia--
Stacja robocza narzędzi obrotowychDremelModel 220-01-Powlekarka
wirowaInteligentna powlekarkaSC100-Piec
próżniowyYamato Scientific Co.PCD-C6(5)000)-
Chromatografia wykluczania wielkości (SEC)Moduł separacji Waters Alliance 2695720004547EN-Detektor
indeksu refrakcji (RI)WatersModel 2414-Detektor
fotodiodowyWaters Model 2996,716001286-Detektor
wielokątowego rozpraszania światła (MALS)Wyatt TechnologyminiDAWN TREOS II-Wiskozymetr
Wyatt TechnologyViscostar-PLgel
5 & mikro; m kolumny mixed-C (300 x 7,5 mm)Agilent5 µ m mieszane kolumny
C-ElipsometrJ. A. Woollamalpha-SEmodel Cauchy'ego, warstwy PGMA i PVDMA miały współczynniki załamania światła 1,50 i 1,52 przy 632 nm
Ultradźwiękowy SonikatorFischer ScientificFS-110H-
P2443-Polidimetylosiloksan VDMA-2-cyjano-2-propylotritiowęglan Mikroskopia sił atomowych

Bibliografia

  1. Faia-Torres, A., Goren, T., Textor, M., Pla-Roca, M. Patterned Biointerfaces. Comprehensive biomaterials. , 1st edition, Elsevier publications. 181-201 (2017).
  2. Ogaki, R., Alexander, M., Kingshott, P. Chemical patterning in biointerface science. Materials Today. 13 (4), 22-35 (2010).
  3. Rungta, A., et al. Grafting bimodal polymer brushes on nanoparticles using controlled radical polymerization. Macromolecules. 45 (23), 9303-9311 (2012).
  4. Guyomard, A., Fournier, D., Pascual, S., Fontaine, L., Bardeau, J. Preparation and characterization of azlactone functionalized polymer supports and their application as scavengers. European Polymer Journal. 40 (10), 2343-2348 (2004).
  5. Zayas-Gonzalez, Y. M., Lynn, D. M. Degradable Amine-Reactive Coatings Fabricated by the Covalent Layer-by-Layer Assembly of Poly (2-vinyl-4, 4-dimethylazlactone) with Degradable Polyamine Building Blocks. Biomacromolecules. 17 (9), 3067-3075 (2016).
  6. Schmitt, S. K., et al. Peptide Conjugation to a Polymer Coating via Native Chemical Ligation of Azlactones for Cell Culture. Biomacromolecules. 17 (3), 1040-1047 (2016).
  7. Yu, Q., Cho, J., Shivapooja, P., Ista, L. K., López, G. P. Nanopatterned smart polymer surfaces for controlled attachment, killing, and release of bacteria. ACS Applied Materials & Interfaces. 5 (19), 9295-9304 (2013).
  8. Jones, M. W., Richards, S., Haddleton, D. M., Gibson, M. I. Poly (azlactone)s: versatile scaffolds for tandem post-polymerisation modification and glycopolymer synthesis. Pilymer Chemistry UK. 4 (3), 717-723 (2013).
  9. Barkakaty, B., et al. Amidine-Functionalized Poly (2-vinyl-4, 4-dimethylazlactone) for Selective and Efficient CO2 Fixing. Macromolecules. 49 (5), (2016).
  10. Cullen, S. P., Mandel, I. C., Gopalan, P. Surface-anchored poly (2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone) brushes as templates for enzyme immobilization. Langmuir. 24 (23), 13701-13709 (2008).
  11. Schmitt, S. K., et al. Polyethylene glycol coatings on plastic substrates for chemically defined stem cell culture. Advanced Healthcare Materials. 4 (10), 1555-1564 (2015).
  12. Yan, S., et al. Nonleaching Bacteria-Responsive Antibacterial Surface Based on a Unique Hierarchical Architecture. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (37), 24471-24481 (2016).
  13. Li, C., et al. Creating "living" polymer surfaces to pattern biomolecules and cells on common plastics. Biomacromolecules. 14 (5), 1278-1286 (2013).
  14. Brétagnol, F., et al. Surface functionalization and patterning techniques to design interfaces for biomedical and biosensor applications. Plasma Processes and Polymers. (6-7), 443-455 (2006).
  15. Thery, M. Micropatterning as a tool to decipher cell morphogenesis and functions. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4201-4213 (2010).
  16. Robertus, J., Browne, W. R., Feringa, B. L. Dynamic control over cell adhesive properties using molecular-based surface engineering strategies. Chemical Soceity Reviews. 39 (1), 354-378 (2010).
  17. Kane, R. S., Takayama, S., Ostuni, E., Ingber, D. E., Whitesides, G. M. Patterning proteins and cells using soft lithography. Biomaterials. 20 (23), 2363-2376 (1999).
  18. Cattani-Scholz, A., et al. PNA-PEG modified silicon platforms as functional bio-interfaces for applications in DNA microarrays and biosensors. Biomacromolecules. 10 (3), 489-496 (2009).
  19. Nie, Z., Kumacheva, E. Patterning surfaces with functional polymers. Nature Materials. 7 (4), (2008).
  20. Lokitz, B. S., et al. Manipulating interfaces through surface confinement of poly (glycidyl methacrylate)-block-poly (vinyldimethylazlactone), a dually reactive block copolymer. Macromolecules. 45 (16), 6438-6449 (2012).
  21. Kratochvil, M. J., Carter, M. C., Lynn, D. M. Amine-Reactive Azlactone-Containing Nanofibers for the Immobilization and Patterning of New Functionality on Nanofiber-Based Scaffolds. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (11), 10243-10253 (2017).
  22. Wancura, M. M., et al. Fabrication, chemical modification, and topographical patterning of reactive gels assembled from azlactone-functionalized polymers and a diamine. Journal of Polymer Science Part A1. 55 (19), 3185-3194 (2017).
  23. Hansen, R. R., et al. Lectin-functionalized poly (glycidyl methacrylate)-block-poly (vinyldimethyl azlactone) surface scaffolds for high avidity microbial capture. Biomacromolecules. 14 (10), 3742-3748 (2013).
  24. Masigol, M., Barua, N., Retterer, S. T., Lokitz, B. S., Hansen, R. R. Chemical copatterning strategies using azlactone-based block copolymers. Journal of Vacuum Science and TechnologyB. 35 (6), 06GJ01(2017).
  25. Lokitz, B. S., et al. Dilute solution properties and surface attachment of RAFT polymerized 2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone (VDMA). Macromolecules. 42 (22), 9018-9026 (2009).
  26. Aden, B., et al. Assessing Chemical Transformation of Reactive, Interfacial Thin Films Made of End-Tethered Poly (2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone)(PVDMA) Chains. Macromolecules. 50 (2), 618-630 (2017).
  27. Hansen, R. H., et al. Stochastic assembly of bacteria in microwell arrays reveals the importance of confinement in community development. Public Library of Science One. 11 (5), e0155080(2016).
  28. Vargis, E., Peterson, C. B., Morrell-Falvey, J. L., Retterer, S. T., Collier, C. P. The effect of retinal pigment epithelial cell patch size on growth factor expression. Biomaterials. 35 (13), 3999-4004 (2014).
  29. Tzvetkova-Chevolleau, T., et al. Microscale adhesion patterns for the precise localization of amoeba. Microelectronic Engineering. 86 (4), 1485-1487 (2009).
  30. Shelly, M., Lee, S., Suarato, G., Meng, Y., Pautot, S. Photolithography-Based Substrate Microfabrication for Patterning Semaphorin 3A to Study Neuronal Development. Semaphorin Signaling: Methods and Protocols. 1493, 321-343 (2017).
  31. McDonald, J. C., et al. Fabrication of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane). Electrophoresis. 21 (1), 27-40 (2000).
  32. Hansen, R. R., et al. High content evaluation of shear dependent platelet function in a microfluidic flow assay. Annals of Biomedical Engineering. 41 (2), 250-262 (2013).
  33. Segalman, R. A., Yokoyama, H., Kramer, E. J. Graphoepitaxy of spherical domain block copolymer films. Advanced Materials. 13 (15), 1152-1155 (2001).
  34. Stoykovich, M. P., et al. Directed assembly of block copolymer blends into nonregular device-oriented structures. Science. 308 (5727), New York, N.Y. 1442-1446 (2005).
  35. Craig, G. S., Nealey, P. F. Self-assembly of block copolymers on lithographically defined nanopatterned substrates. Journal of Polymer Science and Technology. 20 (4), 511-517 (2007).
  36. Kodadek, T. Protein microarrays: prospects and problems. Chemical Biology. 8 (2), 105-115 (2001).
  37. Atsuta, K., Suzuki, H., Takeuchi, S. A parylene lift-off process with microfluidic channels for selective protein patterning. Journal of Micromechanics and Microengineering. 17 (3), 496(2007).
  38. Ramanathan, M., Lokitz, B. S., Messman, J. M., Stafford, C. M., Kilbey, S. M. II Spontaneous wrinkling in azlactone-based functional polymer thin films in 2D and 3D geometries for guided nanopatterning. Journal of Material Chemistry C. 1 (11), 2097-2101 (2013).
  39. Suh, K. Y., Jon, S. Control over wettability of polyethylene glycol surfaces using capillary lithography. Langmuir. 21 (15), 6836-6841 (2005).
  40. Buck, M. E., Lynn, D. M. Layer-by-Layer Fabrication of Covalently Crosslinked and Reactive Polymer Multilayers Using Azlactone-Functionalized Copolymers: A Platform for the Design of Functional Biointerfaces. Advanced Engineering Materials. 13 (10), 343-352 (2011).
  41. Ma, L., et al. Trap Effect of Three-Dimensional Fibers Network for High Efficient Cancer-Cell Capture. Advanced Healthcare Materials. 4 (6), 838-843 (2015).
  42. Massad-Ivanir, N., Shtenberg, G., Tzur, A., Krepker, M. A., Segal, E. Engineering nanostructured porous SiO2 surfaces for bacteria detection via "direct cell capture". Analytical Chemistry. 83 (9), 3282-3289 (2011).
  43. Ilic, B., Craighead, H. Topographical patterning of chemically sensitive biological materials using a polymer-based dry lift off. Biomedical Microdevices. 2 (4), 317-322 (2000).
  44. Gates, B. D., et al. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques. Chemical Reviews. 105 (4), 1171-1196 (2005).
  45. Jonas, U., del Campo, A., Kruger, C., Glasser, G., Boos, D. Colloidal assemblies on patterned silane layers. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 99 (8), 5034-5039 (2002).
  46. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491-502 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Polimery funkcjonalizowane azlaktonemfilmy PGMA b PVDMAmetoda lift off parylenumonta kierowany interfejsemmikrodruk kontaktowytworzenie szczotek polimerowychsieciowane filmy polimerowefunkcjonalizacja powierzchniobr bka plazmowaspin coating
Wytwarzanie powierzchni reaktywnych za pomocą pędzlowych i usieciowanych warstw kopolimerów blokowych funkcjonalizowanych azlaktonem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.