Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie powierzchni reaktywnych za pomocą pędzlowych i usieciowanych warstw kopolimerów blokowych funkcjonalizowanych azlaktonem

DOI:

10.3791/57562

⸱

30 czerwca 2018

 ,  ,  , 
1Chemical Engineering Department, Kansas State University, 2Center for Nanophase Materials Sciences, Oak Ridge National Laboratory

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano metody wytwarzania powierzchni do wzorzystego osadzania pędzli o grubości nanometrów lub usieciowanych warstw o grubości mikronów kopolimeru blokowego azlactonu. Omówiono krytyczne etapy eksperymentalne, reprezentatywne wyniki i ograniczenia każdej metody. Metody te są przydatne do tworzenia funkcjonalnych interfejsów z dostosowanymi cechami fizycznymi i przestrajalną reaktywnością powierzchni.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule przedstawiono metody wytwarzania, które generują nowe powierzchnie przy użyciu kopolimeru blokowego na bazie azlactonu, poli (metakrylanu glicydylu)-block-poly (azlakton winylu-dimetylu) (PGMA-b-PVDMA). Ze względu na wysoką reaktywność grup azlaktonowych w stosunku do grup aminowych, tiolowych i hydroksylowych, powierzchnie PGMA-b-PVDMA mogą być modyfikowane cząsteczkami wtórnymi w celu stworzenia chemicznie lub biologicznie funkcjonalizowanych interfejsów do różnych zastosowań. Wcześniejsze doniesienia o wzorzystych interfejsach PGMA-b-PVDMA wykorzystywały tradycyjne techniki modelowania z góry na dół, które generowały niejednorodne filmy i słabo kontrolowane związki chemiczne tła. W tym miejscu opisujemy niestandardowe techniki modelowania, które umożliwiają precyzyjne osadzanie wysoce jednorodnych folii PGMA-b-PVDMA na tłach, które są chemicznie obojętne lub mają właściwości odpychające biomolekuły. Co ważne, metody te mają na celu osadzanie folii PGMA-b-PVDMA w sposób, który całkowicie zachowuje funkcjonalność azlaktonu na każdym etapie przetwarzania. Wzorzyste folie wykazują dobrze kontrolowane grubości, które odpowiadają szczotkom polimerowym (~90 nm) lub wysoce usieciowanym strukturom (~1-10 μm). Wzory szczotek są generowane przy użyciu opisanych metod unoszenia parylenu lub montażu kierowanego przez interfejs i są przydatne do precyzyjnej modulacji ogólnej reaktywności chemicznej powierzchni poprzez dostosowanie gęstości wzoru PGMA-b-PVDMA lub długości bloku VDMA. W przeciwieństwie do tego, grube, usieciowane wzory PGMA-b-PVDMA są uzyskiwane przy użyciu niestandardowej techniki druku mikrokontaktowego i oferują korzyść w postaci większego obciążenia lub wychwytywania materiału wtórnego dzięki wyższym stosunkom powierzchni do objętości. Omówiono szczegółowe etapy eksperymentu, krytyczne charakterystyki filmu i przewodniki rozwiązywania problemów dla każdej metody wytwarzania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwijanie technik wytwarzania, które pozwalają na wszechstronną i precyzyjną kontrolę chemicznej i biologicznej funkcjonalności powierzchni, jest pożądane dla różnych zastosowań, od wychwytywania zanieczyszczeń środowiskowych po rozwój biosensorów nowej generacji, implantów i urządzeń do inżynierii tkankowej1,2. Polimery funkcjonalne są doskonałymi materiałami do dostrajania właściwości powierzchni za pomocą technik "szczepienia z" lub "szczepienia do" 3. Podejścia te pozwalają na kontrolę reaktywności powierzchni w oparciu o funkcjonalność chemiczną monomeru i masę cząsteczkową polimeru4,5,6. Polimery na bazie azlaktonu były intensywnie badane w tym kontekście, ponieważ grupy azlaktonowe szybko łączą się z różnymi nukleofilami w reakcjach otwierania pierścieni. Obejmuje to pierwszorzędowe aminy, alkohole, tiole i grupy hydrazynowe, zapewniając w ten sposób wszechstronną drogę do dalszej funkcjonalizacji powierzchni7,8. Folie polimerowe na bazie azlaktonu są wykorzystywane w różnych zastosowaniach środowiskowych i biologicznych, w tym w wychwytywaniu analitu9,10, hodowla komórkowa6,11 oraz powłoki przeciwporostowe/antyadhezyjne12. W wielu zastosowaniach biologicznych pożądane jest wzorowanie warstw polimerowych azlaktonu w skalach długości od nano do mikrometrów, aby ułatwić przestrzenną kontrolę prezentacji biomolekuł, interakcji komórkowych lub modulować interakcje powierzchniowe13,14,15,16,17,18. W związku z tym należy opracować metody wytwarzania, które zapewnią wysoką jednorodność wzoru i dobrze kontrolowaną grubość powłoki, bez uszczerbku dla funkcjonalności chemicznej19.

Niedawno, Lokitz i in. opracowali kopolimer blokowy PGMA-b-PVDMA, który był zdolny do manipulowania reaktywnością powierzchni. Bloki PGMA łączą się z powierzchniami zawierającymi tlenki, dając wysokie i przestrajalne gęstości powierzchni grup azlaktonowych20. Wcześniej opisywane metody modelowania tego polimeru w celu stworzenia biofunkcjonalnych interfejsów wykorzystywały tradycyjne podejścia fotolitografii odgórnej, które generowały niejednorodne warstwy polimerowe z obszarami tła zanieczyszczonymi resztkowym materiałem fotorezystu, powodując wysoki poziom niespecyficznych interakcji chemicznych i biologicznych21,22,23. W tym przypadku próby pasywacji obszarów tła powodowały reakcję krzyżową z grupami azlaktonowymi, pogarszając reaktywność polimeru. Biorąc pod uwagę te ograniczenia, niedawno opracowaliśmy techniki wzorzystego wzorzenia warstw pędzla (~90 nm) lub wysoce usieciowanych (~1-10 μm) PGMA-b-PVDMA na chemicznie lub biologicznie obojętne tła w sposób, który całkowicie zachowuje chemiczną funkcjonalność polimeru24. Przedstawione metody wykorzystują techniki lift-off parylenu, montażu sterowanego interfejsem (IDA) oraz niestandardowych technik druku mikrokontaktowego (μCP). Wysoce szczegółowe metody eksperymentalne dla tych podejść do wzorców, a także krytyczne charakterystyki filmów oraz wyzwania i ograniczenia związane z każdą techniką są przedstawione w formie pisemnej i wideo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. PGMA-b-PVDMA Synteza20

  1. Synteza czynnika przenoszącego makrołańcuch PGMA (Macro-CTA)
    1. Użyć okrągłodennej kolby reakcyjnej o pojemności 250 ml wyposażonej w mieszadło magnetyczne pokryte politetrafluoroetylenem.
    2. Połączyć 14,2 g metakrylanu glicydylu GMA (142,18 g/mol) z 490,8 mg dodecylotriowęglanu 2-cyjano-2-propylu (CPDT) (346,63 g/mol) i 87,7 mg 2,2′-azobis (4-metoksy-2,4-dimetylowaleronitrylu) (V-70) (308,43 g/mol) (stosunek molowy CPDT: V-70 = 5:1) i benzenem (100 ml) w bezpowietrznej kolbie okrągłodennej.
    3. Mieszaninę reakcyjną odgazować za pomocą argonu i mieszać przez 30 minut. Następnie umieścić roztwór w łaźni olejowej o kontrolowanej temperaturze 30 °C i reagować przez 18 h.
      UWAGA: Docelowa masa cząsteczkowa dla Macro-CTA wynosi 10 000 g/mol. 18 godzin określono jako czas niezbędny do osiągnięcia rozsądnej konwersji. Kolor roztworu polimeru jest przezroczysty jasnożółty.
    4. Po 18 godzinach zakończyć reakcję, zanurzając kolbę okrągłodenną w cieczyN2.
    5. Wytrącić polimer, wlewając jasnożółty roztwór polimeru/benzenu (~100 ml) do 400 ml heksanu.
    6. Mieszaj mieszaninę przez 5 minut. Osad osadza się na dnie zlewki i jest odzyskiwany przez filtrację.
    7. Wysuszyć osad przez noc w próżni. Następnie rozcieńczyć go w 400 ml tetrahydrofuranu (THF). Ponownie wytrącić się w heksanie.
    8. Wysuszyć ten nowy osad ponownie argonem przez noc.
      UWAGA: Macro-CTA to drobny żółty proszek. Wydajność produktu reakcji wyniesie ~43,8%. Mn PGMA Macro-CTA wynosi 7 990 g/mol przy polidyspersyjności (PDI) 1,506 (MW = 12,030 g/mol).
  2. Synteza PGMA-b-PVDMA
    1. Frakcję należy destylować metodą frakcji VDMA pod zmniejszonym ciśnieniem, a środkową frakcję (~70%) zachować do użycia.
      UWAGA: Jest to wymagane do usunięcia inhibitora polimeryzacji. Aparat destylacyjny jest podłączony do przewodu Schlenka, a zawór uszczelnienia powietrznego jest częściowo otwarty do przewodu próżniowego. Minimalne ciepło jest stosowane za pomocą varistatu i płaszcza grzewczego, aż monomer VDMA zacznie destylować z szybkością 1 kropli na sekundę.
    2. Połączyć monomer 2-winylo-4,4-dimetyloazlaktonu (VDMA) (139,15 g/mol) (10,436 g) z PGMA-macroCTA (1,669 g), V-70 (14,5 mg; stosunek molowy PGMA-makroCTA: V-70 = 3:1) i benzenem (75,0 ml) w okrągłodennej kolbie reakcyjnej o pojemności 250 ml z pojedynczą szyjką, wyposażonej w mieszadło magnetyczne pokryte teflonem.
      UWAGA: Informacja o masie cząsteczkowej, PVDMA: 139,15 g/mol, PGMA-macroCTA: 12,030 g/mol, Benzen: 78,11 g/mol.
    3. Odgazować mieszaninę argonem o wysokiej czystości i mieszać przez 30 minut, a następnie umieścić w łaźni olejowej w temperaturze 32 °C na 18 godzin.
    4. Zakończyć reakcję, zanurzając kolbę okrągłodenną w cieczyN2.
    5. Wytnij polimer trzykrotnie w heksanie i wysusz go w temperaturze pokojowej w próżni.
    6. Scharakteryzować masę cząsteczkową i PDI produktu za pomocą chromatografii wykluczania wielkości (S) (patrz tabela materiałów) zgodnie z procedurą opisaną w Lokitz i wsp.20. Chromatograf wykluczający wielkość (S) jest wyposażony w trzy kolumny PLgel 5 μm zmieszane C (300 x 7,5 mm) połączone szeregowo, detektor indeksu refrakcji (długość fali = 880 nm), detektor matrycy fotodiodowej, detektor wielokątowego rozpraszania światła (MALS) (długość fali = 660 nm) oraz lepkościomierz (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: We wszystkich eksperymentach przeprowadzonych w tym manuskrypcie używano produktu o długościach bloków PGMA i PVDMA wynoszących odpowiednio 56 i 175. Masa cząsteczkowa kopolimeru blokowego wynosiła 37 620 g/mol, a PDI 1,16.

2. Generowanie wzorów szablonów parylenu na podłożach krzemowych

  1. Powłoka parylenowa
    1. Sonikować wafle krzemowe w acetonie o stężeniu 50% wag. w wodzie przez 5 minut, a następnie sonikować w 50% wag. izopropanolu (IPA) w wodzie przez 5 minut.
    2. Opłucz płytki krzemowe wodą dejonizowaną (DI) i wysusz suszarką z gazowym azotem.
    3. Osadzanie parylenu N o grubości 80 nm i 1 μm na 4-calowych płytkach krzemowych za pomocą powlekarki parylenowej (patrz Tabela materiałów).
      UWAGA: Scharakteryzować grubość warstw parylenu za pomocą profilometru powierzchni (patrz Tabela materiałów).
      1. Skalibruj grubość warstwy parylenu za pomocą masy dimerów parylenu dla każdego indywidualnego systemu powlekania parylenu.
        UWAGA: W obecnym systemie do uzyskania grubości warstwy odpowiednio 80 mg i ~1000 mg parylenu N wymagano ~80 mg i ~1000 mg grubości warstwy (na podstawie uzyskanej krzywej kalibracyjnej).
      2. Podczas pracy powlekarki parylenowej należy stosować następujące ustawienia: ciśnienie: 80 mTorr, czas trwania: 1 h, temperatura pieca: 690 °C, temperatura parownika: 160 °C.
  2. Fotolitografia
    1. Wafle pieczemy w piekarniku w temperaturze 100°C przez 20 minut, a następnie odstawiamy wafle na kolejne 3 minuty w temperaturze pokojowej.
      UWAGA: Dodatkowy czas oczekiwania poprawia przyczepność fotorezystu.
    2. Dodać 2 ml dodatniego fotorezystu (patrz Tabela Materiałów) i dozować na środek płytki pokrytej parylenem. Wiruj wafle z prędkością 3000 obr./min przez 30 s.
      UWAGA: Powłokę wirową należy wykonać pod maską.
    3. Odczekaj 1 min, piecz wafel na gorącym talerzu w temperaturze 105 °C przez 1 min.
    4. Załaduj fotomaskę do systemu wyrównywania maski (patrz Tabela materiałów). Wystaw wafle na działanie światła UV (λ=325 nm) przez 10 s w dawce 65 mJ/cm2.
    5. Pozostaw wafle na kolejne 5 minut w temperaturze pokojowej.
    6. Rozwijaj wafle, zanurzając je w roztworze wywoływacza (patrz tabela materiałów) na 2 minuty. Opłucz płytki wodą dejonizowaną, a następnie osuszN2. Zrób to pod maską.
      UWAGA: Po wywołaniu fotorezystor wydaje się całkowicie usunięty z obszarów wystawionych na działanie promieniowania UV. Użyj mikroskopu optycznego (patrz Tabela materiałów), aby zweryfikować płytki.
  3. Reaktywne trawienie jonowe
    1. Użyj narzędzia do reaktywnego wytrawiania jonowego (RIE) (patrz tabela materiałów), aby wytrawić rozwinięte płytki plazmą tlenową.
    2. Zastosuj natężenie przepływu tlenu 50 cm3/min przy ciśnieniu w komorze 20 mTorr.
    3. W przypadku warstwy parylenu o grubości 1 μm użycie mocy RF 50 W i plazmy sprzężonej indukcyjnie (ICP) o mocy 500 W przez 100 s miało na celu usunięcie odsłoniętego parylenu z obszarów wzorzystych. Odpowiadało to szybkości wytrawiania parylenu wynoszącej 1,0-1,15 μm/min.
    4. W przypadku grubości parylenu 80 nm użyj mocy RF 50 W i mocy ICP 200 W przez 55 s, aby usunąć odsłonięty parylen z obszarów wzorzystych. Odpowiada to szybkości wytrawiania parylenu wynoszącej 570-620 nm/min.
      UWAGA: Aby skutecznie usunąć parylen, należy określić szybkość wytrawiania parylenu dla każdego systemu RIE.
    5. Zbadaj wytrawione podłoża za pomocą mikroskopu optycznego. Powierzchnia krzemu będzie wyglądać na błyszczącą po całkowitym usunięciu parylenu z odsłoniętych obszarów.
    6. Sprawdź głębokość wytrawiania za pomocą profilometru powierzchni (patrz Tabela materiałów).

3. Procedura startu Parylene

  1. Przygotowanie roztworów polimerowych
    1. Rozpuścić PGMA-b-PVDMA w chloroformie (1% wag.). Chloroform powinien być bezwodny, aby zapobiec hydrolizie grup azlaktonowych.
      UWAGA: Chloroform jest preferowanym rozpuszczalnikiem, ponieważ ma wysoki stopień rozpuszczalności w polimerze, co pozwala na bardziej równomierne osadzanie powierzchni pojedynczych łańcuchów polimerowych w porównaniu z innymi rozpuszczalnikami organicznymi25.
  2. Czyszczenie szablonów parylenu za pomocą myjki plazmowej
    1. Włącz główne zasilanie myjki plazmowej (patrz Tabela Materiałów) i umieść podłoża pokryte parylenem w komorze czyszczenia plazmowego.
    2. Włącz pompę próżniową i opróżnij powietrze z komory, aż manometr spadnie poniżej 400 mTorr.
    3. Lekko otwórz zawór dozujący i pozwól, aby powietrze dostało się do myjki plazmowej, aż manometr pokaże 800-1000 mTorr.
    4. Wybierz RF z trybem Hi i naświetlaj podłoża przez 3 minuty.
    5. Pod koniec procesu wyłącz zasilanie RF i pompę próżniową.
    6. Wyłącz myjkę plazmową i usuń podłoża.
      UWAGA: Po oczyszczeniu plazmowym powierzchnia wykazuje zachowanie hydrofilowe (Rysunek 1B). Kąt zwilżania wody na gołych powierzchniach silikonowych przed i po czyszczeniu plazmowym wynosi odpowiednio 27° ± 2° i 0°.
  3. Powlekanie wirowe PGMA-b-PVDMA, wyżarzanie i sonikacja na szablonach parylenu
    1. Podłoża należy natychmiast wirować 100 μl 1% wag. PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie z prędkością 1500 obr./min, przez 15 s za pomocą powlekarki wirowej (patrz Tabela Materiałów).
      UWAGA: Wirowanie należy wykonać w ciągu 1-2 sekund od pipetowania roztworu polimeru, aby zminimalizować niejednorodność filmu spowodowaną szybkim odparowaniem chloroformu.
    2. Wyżarzanie folii polimerowych w temperaturze 110 °C w piecu próżniowym (patrz tabela materiałów) przez 18 godzin
      UWAGA: Wyżarzanie pozwala na segregację mikrofaz polimerowych i przyleganie powierzchni bloku GMA do powierzchni26.
      1. Po wyżarzaniu należy scharakteryzować powłokę polimerową, mierząc kąt zwilżania podłoży. Powierzchnie pokazują kąt zwilżania 75°± 1° (Rysunek 1C)20.
    3. Sonikować substraty w 20 ml acetonu lub chloroformu przez 10 minut, aby usunąć warstwę parylenu i wszelkie polimery fizysorbowane.
      UWAGA: Stosować następujące warunki sonikacji: moc ultradźwięków, 284 W; Częstotliwość pracy, 40 kHz (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Parylen można również oderwać od podłoża, nakładając kawałek taśmy klejącej na krawędź podłoża, a następnie odciągając taśmę27.
    4. Przechowywać substraty w próżni w eksykatorze do czasu charakterystyki.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Pomiary kąta zwilżania dla obrabianych podłoży krzemowych. (A) Czysty krzem, (B) Krzem oczyszczony plazmowo, (C) Krzem powlekany spinowo za pomocą PGMA-b-PVDMA (po wyżarzaniu i sonikacji w chloroformie). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. PGMA-b-PVDMA Procedura montażu sterowana interfejsem

UWAGA: Ta procedura może być wykonana na podłożach zawierających tło chemicznie obojętne (sekcja 4.1), lub biologicznie obojętne tło (sekcja 4.2), w zależności od zastosowania.

  1. Otrzymywanie chemicznie obojętnego tła na podłożach krzemowych
    1. Użyj tlenowego środka do czyszczenia plazmowego, aby wyczyścić nieizolowany silikon (sekcja 3.2).
    2. Pobrać pipetą 100 μl trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silanu (TPS) na szalkę Petriego i umieścić substraty krzemowe w eksykatorze próżniowym obok płytki Petriego.
    3. Stosować próżnię (-750 Torr) przez 1 godzinę do chemicznego osadzania z fazy gazowej (CVD).
      UWAGA: TPS jest wysoce toksyczny, a proces CVD powinien być przeprowadzany wewnątrz dygestorium.
      UWAGA: Po 1 h podłoże wykazuje zachowanie hydrofobowe. Kąt działania 109°± 3° jest zwykle mierzony po procesie CVD. Grubość folii TPS wynosi 1,5 ± 0,5 nm.
      UWAGA: TPS blokuje reakcję reaktywnego tlenku powierzchniowego z PGMA-b-PVDMA.
    4. Wafle pokryć parylenem (o grubości 1 μm). Wykonaj fotolitografię i reaktywne trawienie jonowe, aby wygenerować wzory parylenu (sekcja 2) i usunąć warstwę TPS w odsłoniętych obszarach.
  2. Przygotowanie tła z glikolu polietylenowego (PEG) na podłożach krzemowych.
    1. Użyj myjki plazmowej przez 3 minuty, aby oczyścić gołe podłoża silikonowe (rozdział 3.2).
    2. Wykonać CVD TPS przez 1 godzinę (punkt 4.1.2).
    3. Zanurz podłoża w 0,7% wag./v roztworze Pluronic F-127 w ultraczystej wodzie na 18 godzin, aby wytworzyć warstwę PEG na powierzchni28,29.
      UWAGA: Pluronic zawiera hydrofobowy blok polimerowy tlenku polipropylenu (PPO) pomiędzy dwoma łańcuchami PEG. Blok PPO zakotwicza polimer do powierzchni TPS, podczas gdy łańcuchy PEG są wystawione na działanie solution28.
    4. Podłoże myć i płukać przez 5 minut 100 ml ultraczystej wody.
    5. Osadzaj parylen N o grubości 80 nm i 1 μm na 4-calowych płytkach krzemowych za pomocą powlekarki parylenowej.
    6. Wykonaj fotolitografię i reaktywne trawienie jonowe, aby wygenerować wzory parylenu (sekcja 2).
  3. Sonikacja, wirowanie polimeru PGMA-b-PVDMA i wyżarzanie podłoży
    1. Sonikować chemicznie obojętne (TPS) podłoża (sekcja 4.1) lub substraty funkcyjne PEG (sekcja 4.2) przez 10 minut w acetonie w celu usunięcia warstwy parylenu.
    2. Przędzić sonikowany substrat 100 μl 1% wag. PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie przy 1500 obr./min przez 15 s.
    3. Wyżarzać folie polimerowe w temperaturze 110 °C w próżni przez 18 godzin.
    4. Sonikować substraty w acetonie lub chloroformie przez 10 minut, aby usunąć fizjosorbowany polimer obecny w obszarach tła na powierzchni.
    5. Przechowywać podłoża w eksykatorze próżniowym do czasu dalszego użycia.

5. Niestandardowy druk mikrokontaktowy PGMA-b-PVDMA (μCP)

  1. Produkcja znaczków PDMS
    1. Wyprodukuj wzorce krzemowe zgodnie ze standardową procedurą fotolitografii30. Za pomocą procesu CVD (sekcja 4.1.2) nanieść antyadhezyjny TPS na wzorce silikonowe.
      UWAGA: Formę silikonową należy potraktować TPS przy pierwszym użyciu i ponownie nałożyć po użyciu 5-10 razy.
    2. Wykonaj standardowe metody miękkiej litografii do wytwarzania stempli (stosunek masy prekursora PDMS do utwardzacza 10:1)31.
      UWAGA: Stemple użyte w tym badaniu składają się z tablic mikrofilarowych (średnica = 5-50 μm, wysokość = 20 μm).
    3. Wytnij pojedynczą pieczęć. Oczyść stempel przez sonikację przez 10 minut w HCl (1 M), 5 minut w acetonie, a następnie 5 minut w etanolu.
    4. Suszyć stemple w piecu konwekcyjnym w temperaturze 80 °C przez 20 minut, aby usunąć pozostałości rozpuszczalnika organicznego.
  2. Druk mikrokontaktowy PGMA-b-PVDMA na podłożach silikonowych
    1. Osadzać TPS na powierzchni stempli PDMS w procesie CVD (sekcja 4.1.2).
      UWAGA: Warstwa TPS służy do zapobiegania sprzężeniu polimeru z powierzchnią stempla.
      UWAGA: Pomiary kąta zwilżania mogą być wykorzystane do scharakteryzowania stempli po adsorpcji TPS, jak pokazano na Rysunek 2 (wstawka A, B).
    2. Rozpuścić polimer PGMA-b-PVDMA w bezwodnym chloroformie o stężeniu 0,25-1% wag.
    3. Zanurz stemple w 5 ml roztworu polimeru na 3 minuty.
    4. Plazmowo wyczyść 2×2 cm gołe podłoża silikonowe przez 3 minuty, aby oczyścić powierzchnię do sprzężenia z blokami PGMA (rozdział 3.2).
    5. Wyjmij stemple pokryte polimerem z roztworu polimeru.
      UWAGA: Stemple muszą być używane do drukowania, gdy są jeszcze mokre i znajduje się na nich warstwa roztworu.
    6. Umieść stempel atramentowy bezpośrednio na podłożu silikonowym.
    7. Użyj ręcznego stojaka wiertarki (patrz Tabela materiałów) (Rysunek 3), aby docisnąć stemple pokryte polimerem do powierzchni krzemu, aby ułatwić przenoszenie wzoru. Stempel należy natychmiast przyłożyć do podłoża (w ciągu 1-2 s) po wyjęciu powlekanych stempli z roztworu polimeru.
      UWAGA: Zarówno stempel silikonowy, jak i stempel PDMS można umieścić na dwustronnym podkładzie taśmy, aby zminimalizować deformację stempla PDMS spowodowaną niejednorodnym lub tłoczeniem pod wysokim ciśnieniem32.
    8. Stosować konforemny kontakt między stemplem z tuszem polimerowym a podłożem silikonowym przez 1 minutę. Do prasowania należy użyć szacowanego ciśnienia 75 g/cm2 (7,35 kPa).
    9. Delikatnie oddziel stempel od powierzchni silikonu.
    10. Zadrukowane podłoża silikonowe należy natychmiast wyżarzać w piecu próżniowym w temperaturze 110 °C przez 18 godzin.
    11. Poddać sonifikacji wydrukowanych podłoży silikonowych w acetonie lub chloroformie przez 10 minut, aby usunąć wszelkie fizycznie zaadsorbowane PGMA-b-PVDMA, a następnie wysuszyć za pomocą N2.
      1. Wykonaj analizę charakterystyki powierzchni zarówno dla stempla PDMS (po etapie drukowania), jak i drukowanego krzemu (po etapach wyżarzania i sonikacji), aby zweryfikować pomyślne przeniesienie PGMA-b-PVDMA.
        UWAGA: Profilometr powierzchni i analiza spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera (ATR-FTIR) przy całkowitym współczynniku odbicia mogą być wykorzystane do analizy odpowiednio podłoża z drukowanego krzemu i stempla PDMS.
    12. Przechowywać substraty w próżni w eksykatorze do czasu charakterystyki.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Pomiary ATR-FTIR dla poddanych działaniu PDMS znaczków (intensywność względna). (Wstawka A) Pomiary kąta zwilżania dla gołego stempla PDMS. (Wstawka B) Pomiary kąta zwilżania dla pieczęci PDMS poddanej obróbce TPS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Konfiguracja dla μCP roztworów PGMA-b-PVDMA na podłożach krzemowych. Procedura obejmuje użycie (A) wiertarki ręcznej, (B) stempla PDMS funkcjonalizowanego TPS pokrytego polimerem PGMA-b-PVDMA, (C) oczyszczonego plazmowo podłoża silikonowego o grubości 2×2 cm oraz (D) taśmy dwustronnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pomiary kąta zwilżania mogą być wykorzystane do oceny funkcjonalności krzemu za pomocą PGMA-b-PVDMA. Rysunek 1 przedstawia kąt zwilżania podłoża krzemowego podczas różnych etapów przetwarzania. Hydrofilowe zachowanie oczyszczonego plazmowo podłoża krzemowego pokazano na rysunku Rysunek 1B. Kąt zwilżania po powlekaniu i wyżarzaniu polimerowym wynosi 75° ± 1° (rysunek 1C), co jest ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule przedstawiono trzy podejścia do wzorowania PGMA-b-PVDMA, z których każde ma swoje zalety i wady. Metoda lift-off parylenu jest uniwersalną metodą modelowania kopolimerów blokowych w rozdzielczości od mikro do nanoskali i była stosowana jako maska osadzania w innych systemach modelowania 33,34,35. Ze względu na stosunkowo słabą przyczepność powierzchni, szablon parylenu można łatwo usunąć z powierzchni prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez Uniwersytet Stanowy Kansas. Część tych badań została przeprowadzona w Centrum Nauk o Materiałach Nanofazowych, które jest sponsorowane w Oak Ridge National Laboratory przez Scientific User Facilities Division, Office of Basic Energy Sciences i Departament Energii USA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiał
etanol, ≥ 99.5%Sigma-Aldrich459844-HCL
, 1.019 N in H2OFluka Analytical
318949-aceton, ≥ 99.5%Sigma-Aldrich320110-Benzen
, ≥ 99.9%Sigma-Aldrich270709-
Izopropanol, odczynnik ACS, ≥ 99,5%Sigma-Aldrich190764
HexaneFisher ChemicalH292-4-Argon
Matheson Gas
G1901175-tetrahydrofuran (THF), ≥ 99,9%Sigma-Aldrich
401757-Pluronic F-127Sigma-Aldrich
(PDMS) Slygard 184Dow Corning4019862-trichloro
(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan (TPS), 97%Sigma-Aldrich448931Jest toksyczny. Pracuj z nim pod maską
Bezwodny chloroform, ≥ 99%Sigma-Aldrich372978-Positive
Photoresist AZ1512MicroChemicalsAZ 1512bursztynowo-czerwona ciecz, gęstość 1,083 g/cm3, etap wirowania należy wykonać pod maską
Developer AZ 300 MIFMicroChemicalsAZ300 MIFklarowna bezbarwna ciecz o lekkim zapachu aminowym i gęstości 1 g/cm3
1,2-Vinyl-4,4-dimetyloazlakton (VDMA)Isochem North America, LLC
dodecylu (CPDT)Sigma-Aldrich
723037-2,2′-Azobis (4metoksy-2,4-dimetylowaleronitryl) (V-70)Wako Specjalistyczne chemikalia NrCAS 15545-97-8, Nr EINECS 239-593-8-Parylene
NSpecjalistyczne systemy powłokowe15B10004-
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Equipment
ParyleneCoater Specjalistyczne systemy powlekaniaSCS Labcoater (PDS 2010)-
System wyrównywania maskiNeutronix QuintelNXQ8000-
Oxygen Plasma EtcherOxford InstrumentsPlasma Lab System 100-Surface
ProfilometerVeecoDektak 150Typ skanowania był standardowy. Czas trwania i siła skanowania wynosiły odpowiednio 120 s i 1 mg.
Mikroskop pionowy BrightfieldOlympus CorporationBX51-Plazma
tlenowa  CleanerHarrick PlasmaPDC-001-HP-Tłumiona
spektroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (ATR-FTIR)Perkin ElmerATR-FTIR 100-Mikroskopia
sił atomowych (AFM)Mikroskop sił atomowych PicoPlus WspornikiVeeco MLCT-E ze stałą sprężystości 0,5 N / m. Prędkości skanowania wahały się od 0,25 do 1 Hz.
Skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM)Hitachi Science Systems Ltd., Tokio, Japonia--
Stacja robocza narzędzi obrotowychDremelModel 220-01-Powlekarka
wirowaInteligentna powlekarkaSC100-Piec
próżniowyYamato Scientific Co.PCD-C6(5)000)-
Chromatografia wykluczania wielkości (SEC)Moduł separacji Waters Alliance 2695720004547EN-Detektor
indeksu refrakcji (RI)WatersModel 2414-Detektor
fotodiodowyWaters Model 2996,716001286-Detektor
wielokątowego rozpraszania światła (MALS)Wyatt TechnologyminiDAWN TREOS II-Wiskozymetr
Wyatt TechnologyViscostar-PLgel
5 & mikro; m kolumny mixed-C (300 x 7,5 mm)Agilent5 µ m mieszane kolumny
C-ElipsometrJ. A. Woollamalpha-SEmodel Cauchy'ego, warstwy PGMA i PVDMA miały współczynniki załamania światła 1,50 i 1,52 przy 632 nm
Ultradźwiękowy SonikatorFischer ScientificFS-110H-
P2443-Polidimetylosiloksan VDMA-2-cyjano-2-propylotritiowęglan Mikroskopia sił atomowych

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Faia-Torres, A., Goren, T., Textor, M., Pla-Roca, M. Patterned Biointerfaces. Comprehensive biomaterials. , 1st edition, Elsevier publications. 181-201 (2017).
  2. Ogaki, R., Alexander, M., Kingshott, P. Chemical patterning in biointerface science. Materials Today. 13 (4), 22-35 (2010).
  3. Rungta, A., et al. Grafting bimodal polymer brushes on nanoparticles using controlled radical polymerization. Macromolecules. 45 (23), 9303-9311 (2012).
  4. Guyomard, A., Fournier, D., Pascual, S., Fontaine, L., Bardeau, J. Preparation and characterization of azlactone functionalized polymer supports and their application as scavengers. European Polymer Journal. 40 (10), 2343-2348 (2004).
  5. Zayas-Gonzalez, Y. M., Lynn, D. M. Degradable Amine-Reactive Coatings Fabricated by the Covalent Layer-by-Layer Assembly of Poly (2-vinyl-4, 4-dimethylazlactone) with Degradable Polyamine Building Blocks. Biomacromolecules. 17 (9), 3067-3075 (2016).
  6. Schmitt, S. K., et al. Peptide Conjugation to a Polymer Coating via Native Chemical Ligation of Azlactones for Cell Culture. Biomacromolecules. 17 (3), 1040-1047 (2016).
  7. Yu, Q., Cho, J., Shivapooja, P., Ista, L. K., López, G. P. Nanopatterned smart polymer surfaces for controlled attachment, killing, and release of bacteria. ACS Applied Materials & Interfaces. 5 (19), 9295-9304 (2013).
  8. Jones, M. W., Richards, S., Haddleton, D. M., Gibson, M. I. Poly (azlactone)s: versatile scaffolds for tandem post-polymerisation modification and glycopolymer synthesis. Pilymer Chemistry UK. 4 (3), 717-723 (2013).
  9. Barkakaty, B., et al. Amidine-Functionalized Poly (2-vinyl-4, 4-dimethylazlactone) for Selective and Efficient CO2 Fixing. Macromolecules. 49 (5), (2016).
  10. Cullen, S. P., Mandel, I. C., Gopalan, P. Surface-anchored poly (2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone) brushes as templates for enzyme immobilization. Langmuir. 24 (23), 13701-13709 (2008).
  11. Schmitt, S. K., et al. Polyethylene glycol coatings on plastic substrates for chemically defined stem cell culture. Advanced Healthcare Materials. 4 (10), 1555-1564 (2015).
  12. Yan, S., et al. Nonleaching Bacteria-Responsive Antibacterial Surface Based on a Unique Hierarchical Architecture. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (37), 24471-24481 (2016).
  13. Li, C., et al. Creating "living" polymer surfaces to pattern biomolecules and cells on common plastics. Biomacromolecules. 14 (5), 1278-1286 (2013).
  14. Brétagnol, F., et al. Surface functionalization and patterning techniques to design interfaces for biomedical and biosensor applications. Plasma Processes and Polymers. (6-7), 443-455 (2006).
  15. Thery, M. Micropatterning as a tool to decipher cell morphogenesis and functions. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4201-4213 (2010).
  16. Robertus, J., Browne, W. R., Feringa, B. L. Dynamic control over cell adhesive properties using molecular-based surface engineering strategies. Chemical Soceity Reviews. 39 (1), 354-378 (2010).
  17. Kane, R. S., Takayama, S., Ostuni, E., Ingber, D. E., Whitesides, G. M. Patterning proteins and cells using soft lithography. Biomaterials. 20 (23), 2363-2376 (1999).
  18. Cattani-Scholz, A., et al. PNA-PEG modified silicon platforms as functional bio-interfaces for applications in DNA microarrays and biosensors. Biomacromolecules. 10 (3), 489-496 (2009).
  19. Nie, Z., Kumacheva, E. Patterning surfaces with functional polymers. Nature Materials. 7 (4), (2008).
  20. Lokitz, B. S., et al. Manipulating interfaces through surface confinement of poly (glycidyl methacrylate)-block-poly (vinyldimethylazlactone), a dually reactive block copolymer. Macromolecules. 45 (16), 6438-6449 (2012).
  21. Kratochvil, M. J., Carter, M. C., Lynn, D. M. Amine-Reactive Azlactone-Containing Nanofibers for the Immobilization and Patterning of New Functionality on Nanofiber-Based Scaffolds. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (11), 10243-10253 (2017).
  22. Wancura, M. M., et al. Fabrication, chemical modification, and topographical patterning of reactive gels assembled from azlactone-functionalized polymers and a diamine. Journal of Polymer Science Part A1. 55 (19), 3185-3194 (2017).
  23. Hansen, R. R., et al. Lectin-functionalized poly (glycidyl methacrylate)-block-poly (vinyldimethyl azlactone) surface scaffolds for high avidity microbial capture. Biomacromolecules. 14 (10), 3742-3748 (2013).
  24. Masigol, M., Barua, N., Retterer, S. T., Lokitz, B. S., Hansen, R. R. Chemical copatterning strategies using azlactone-based block copolymers. Journal of Vacuum Science and TechnologyB. 35 (6), 06GJ01(2017).
  25. Lokitz, B. S., et al. Dilute solution properties and surface attachment of RAFT polymerized 2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone (VDMA). Macromolecules. 42 (22), 9018-9026 (2009).
  26. Aden, B., et al. Assessing Chemical Transformation of Reactive, Interfacial Thin Films Made of End-Tethered Poly (2-vinyl-4, 4-dimethyl azlactone)(PVDMA) Chains. Macromolecules. 50 (2), 618-630 (2017).
  27. Hansen, R. H., et al. Stochastic assembly of bacteria in microwell arrays reveals the importance of confinement in community development. Public Library of Science One. 11 (5), e0155080(2016).
  28. Vargis, E., Peterson, C. B., Morrell-Falvey, J. L., Retterer, S. T., Collier, C. P. The effect of retinal pigment epithelial cell patch size on growth factor expression. Biomaterials. 35 (13), 3999-4004 (2014).
  29. Tzvetkova-Chevolleau, T., et al. Microscale adhesion patterns for the precise localization of amoeba. Microelectronic Engineering. 86 (4), 1485-1487 (2009).
  30. Shelly, M., Lee, S., Suarato, G., Meng, Y., Pautot, S. Photolithography-Based Substrate Microfabrication for Patterning Semaphorin 3A to Study Neuronal Development. Semaphorin Signaling: Methods and Protocols. 1493, 321-343 (2017).
  31. McDonald, J. C., et al. Fabrication of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane). Electrophoresis. 21 (1), 27-40 (2000).
  32. Hansen, R. R., et al. High content evaluation of shear dependent platelet function in a microfluidic flow assay. Annals of Biomedical Engineering. 41 (2), 250-262 (2013).
  33. Segalman, R. A., Yokoyama, H., Kramer, E. J. Graphoepitaxy of spherical domain block copolymer films. Advanced Materials. 13 (15), 1152-1155 (2001).
  34. Stoykovich, M. P., et al. Directed assembly of block copolymer blends into nonregular device-oriented structures. Science. 308 (5727), New York, N.Y. 1442-1446 (2005).
  35. Craig, G. S., Nealey, P. F. Self-assembly of block copolymers on lithographically defined nanopatterned substrates. Journal of Polymer Science and Technology. 20 (4), 511-517 (2007).
  36. Kodadek, T. Protein microarrays: prospects and problems. Chemical Biology. 8 (2), 105-115 (2001).
  37. Atsuta, K., Suzuki, H., Takeuchi, S. A parylene lift-off process with microfluidic channels for selective protein patterning. Journal of Micromechanics and Microengineering. 17 (3), 496(2007).
  38. Ramanathan, M., Lokitz, B. S., Messman, J. M., Stafford, C. M., Kilbey, S. M. II Spontaneous wrinkling in azlactone-based functional polymer thin films in 2D and 3D geometries for guided nanopatterning. Journal of Material Chemistry C. 1 (11), 2097-2101 (2013).
  39. Suh, K. Y., Jon, S. Control over wettability of polyethylene glycol surfaces using capillary lithography. Langmuir. 21 (15), 6836-6841 (2005).
  40. Buck, M. E., Lynn, D. M. Layer-by-Layer Fabrication of Covalently Crosslinked and Reactive Polymer Multilayers Using Azlactone-Functionalized Copolymers: A Platform for the Design of Functional Biointerfaces. Advanced Engineering Materials. 13 (10), 343-352 (2011).
  41. Ma, L., et al. Trap Effect of Three-Dimensional Fibers Network for High Efficient Cancer-Cell Capture. Advanced Healthcare Materials. 4 (6), 838-843 (2015).
  42. Massad-Ivanir, N., Shtenberg, G., Tzur, A., Krepker, M. A., Segal, E. Engineering nanostructured porous SiO2 surfaces for bacteria detection via "direct cell capture". Analytical Chemistry. 83 (9), 3282-3289 (2011).
  43. Ilic, B., Craighead, H. Topographical patterning of chemically sensitive biological materials using a polymer-based dry lift off. Biomedical Microdevices. 2 (4), 317-322 (2000).
  44. Gates, B. D., et al. New approaches to nanofabrication: molding, printing, and other techniques. Chemical Reviews. 105 (4), 1171-1196 (2005).
  45. Jonas, U., del Campo, A., Kruger, C., Glasser, G., Boos, D. Colloidal assemblies on patterned silane layers. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 99 (8), 5034-5039 (2002).
  46. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491-502 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Polimery funkcjonalizowane azlaktonemfilmy PGMA b PVDMAmetoda lift off parylenumonta kierowany interfejsemmikrodruk kontaktowytworzenie szczotek polimerowychsieciowane filmy polimerowefunkcjonalizacja powierzchniobr bka plazmowaspin coating

Powiązane artykuły