Ogólnym celem tych procedur jest ustanowienie, utrzymanie i odświeżenie populacji Eristalis tenax w warunkach badawczych.
Artykuł metodologiczny
Hodowla i długotrwała hodowla bzygów Eristalis tenax do badań naukowych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Szacuje się, że na całym świecie występuje około 6000 gatunków, bzygi są ekologicznie ważne jako alternatywne zapylacze dla udomowionych pszczół miodnych. Są one jednak również użytecznym modelem naukowym do badania widzenia ruchu i dynamiki lotu w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych. Ponieważ larwy rozwijają się w wodzie zanieczyszczonej organicznie, są użytecznymi modelami do badania inwestycji w odporność mikrobiologiczną. Chociaż hodowla komercyjna na dużą skalę dla rolnictwa już ma miejsce, nie ma ustandaryzowanych protokołów utrzymywania populacji w niewoli do badań naukowych. Jest to ważne, ponieważ komercyjne programy hodowli w niewoli koncentrujące się na masowej produkcji w szczytowych okresach zapylania mogą nie zapewnić populacji, która jest stała, stabilna i silna przez cały rok, co jest często potrzebne do innych celów badawczych. W związku z tym potrzebna jest metoda ustanowienia, utrzymania i odświeżenia populacji badawczej na własną rękę. W tym miejscu opisujemy wykorzystanie cyklu sztucznej hibernacji, oprócz wymagań żywieniowych i mieszkaniowych, do długotrwałego utrzymania Eristalis tenax. Korzystając z tych metod, znacznie zwiększyliśmy zdrowie i długowieczność populacji E. tenax żyjących w niewoli w porównaniu z poprzednimi doniesieniami. Ponadto omawiamy metody chowu na małą skalę i opcje optymalizacji plonów i manipulowania demografią populacji.
Wprowadzenie
Heastflies stają się użytecznymi modelami do badania szeregu zagadnień naukowych, w tym zachowania podczas lotu1, mechanizmy neuronalne leżące u podstaw widzenia ruchu2, efektywność zapylania3,4,5,6 i odporność mikrobiologiczna7. Jednak w przeciwieństwie do niektórych innych modeli muchówek, takich jak Drosophila8, nie ma ustandaryzowanych protokołów hodowli bzygowatych do wykorzystania w badaniach naukowych. Rzeczywiście, nawet jeśli obecna literatura opisuje metody hodowli bzygowatych Eristalis tenax, wiele z nich zostało opracowanych do masowej hodowli bzygowatych w celu zapylania upraw, biodegradacji odpadów organicznych lub badań anatomicznych9,10,11. W związku z tym nie zaspokajają potrzeby łatwego protokołu, który zapewnia stałą podaż zdrowych, wytrzymałych bzygów, przy jednoczesnym utrzymaniu sprawności genetycznej populacji.
Po pszczołach i trzmielach, bzygowate są jedną z najważniejszych dzikich grup zapylaczy12,13. Na całym świecie istnieje około 6000 gatunków bzygów14,15, z ponad 300 gatunkami w 75 rodzajach w Szwecji16 i ponad 300 gatunków w 69 rodzajach w Indiach17,18,19. Na przykład ważna dla rolnictwa bzygowatość marmoladowa Episyrphus balteatus i mucha trutni, Eristalis tenax, na której się tutaj skupiamy, występują w Europie, Ameryce i Azji6,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25. Bzygi nie są jednakowo aktywne przez cały rok, ani przez cały dzień. Rzeczywiście, nie tylko pora roku i pora dnia, ale także wahania natężenia światła, temperatury, wilgotności i prędkości wiatru wpływają na wzorce aktywności bzygów26,27. W klimacie śródziemnomorskim Eristalis można znaleźć o każdej porze roku11, ale liczba aktywnych bzygów jest znacznie niższa zimą. I odwrotnie, w zimnym klimacie umiarkowanym, Eristalis hibernują zimą i nie zachowują się aktywnie na polu od około października do marca28.
Swobodnie latające bzygowate można zbierać, umieszczając je w siatce na polu. Rzeczywiście, w klimacie umiarkowanym występują w największej obfitości od połowy do późnego ranka, w spokojne słoneczne dni, pod koniec lata i przez całą jesień26,27. Alternatywnie, dojrzałe larwy E. tenax, drugiego lub trzeciego stadium rozwojowego, można zidentyfikować i zebrać z rozkładającej się materii organicznej, takiej jak hałdy obornika lub organicznie zanieczyszczone strumienie10,11. Rzeczywiście, wszystkie opublikowane techniki hodowli laboratoryjnej E. tenax opierają się na hodowli larw w organicznie zanieczyszczonej wodzie, za pomocą jakiejś formy wegetatywu lub kału9,10,29,30,31,32,33. Jednak zbieranie larw jest ograniczone przez porę roku i jest użytecznym narzędziem do zbierania tylko od późnej wiosny do początku jesieni11. Ponadto na liczebność larw mają wpływ lokalne wzorce pogodowe, ponieważ zmiany temperatury otoczenia mogą wpływać zarówno na występowanie składania jaj, jak i tempo rozwoju larw9,28.
Dlatego potrzebne są strategie utrzymania zdrowych stad bzygowatych poprzez hodowlę larw i jaj w laboratorium, aby zapewnić możliwość przeprowadzania eksperymentów przez cały rok, niezależnie od pory roku czy lokalnych zjawisk pogodowych. Co ważne, opisana tutaj technika polega na rozmnażaniu bzygowatych wyłącznie z dziko żyjących samic. Jest to o tyle ważne, że badania przeprowadzone przez Francuskiego i wsp.10 stwierdził, że różnorodność genetyczna populacji bzygowatych hodowanej w laboratorium, pierwotnie utworzonej ze 120 dojrzałych larw, została szybko utracona. W związku z tym zasugerowali, że aby utrzymać różnorodność genetyczną w koloniach, które mają być wykorzystywane do celów komercyjnego zapylania upraw, muszą one być uzupełniane, a nawet całkowicie przywracane, za pomocą osobników zbieranych na polu każdej wiosny10.
Podczas pracy nad wzrokiem lub innymi zmysłami używanymi w zalotach i kojarzeniu się, zalecamy utrzymanie różnorodności genetycznej, czy to poprzez ponowne założenie kolonii, czy też poprzez regularne uzupełnianie kolonii osobnikami zebranymi na polu. Jest to ważne, ponieważ dobór płciowy wpływa na dryf genetyczny populacji. Rzeczywiście, w naturze samce bzygów muszą identyfikować i przechwytywać odpowiednich partnerów, a także rywalizować z innymi samcami o prawa do krycia, broniąc swoich terytoriów34. Proces ten zapewnia, że samce z najlepszym wzrokiem i uwagą przestrzenną prawdopodobnie odniosą największy sukces w kryciu, a zatem cechy te są przekazywane następnemu pokoleniu. Wynikowy efekt tych zachodzących procesów jest częściowo wykazany przez obecność dymorfizmów płciowych w szlaku wzrokowym bzygów35,36. W niewoli samce nie mają takich samych przeszkód w udanym kryciu, jak w terenie: po pierwsze, samice są łatwo dostępne, a po drugie, mały, zamknięty wybieg neguje wpływ zachowań terytorialnych, które działają zniechęcając do dostępu do krycia innym konkurencyjnym samcom. Wykazano, że eksperymentalne usunięcie doboru płciowego u Drosophila melanogaster ma znaczący wpływ na populacje żyjące w niewoli ze spadkiem ogólnej wielkości ciała, wielkości jąder i produkcji plemników37 oraz zmniejszonymi wskaźnikami męskich zachowań godowych38. Tak więc program hodowli w niewoli, bez uwzględnienia doboru płciowego, może mieć głęboki wpływ zarówno na badania wizualne, jak i behawioralne prowadzone później.
Opisujemy tutaj proste i opłacalne rozwiązanie, które zapewnia stały dopływ zdrowych bzygów. Protokół jest elastyczny i łatwy do ponownego uruchomienia i/lub skalowania, w zależności od wymagań badawczych.
Protokół
1. Założenie kolonii E. tenax w niewoli
- Założenie kolonii poprzez zebranie dojrzałych larw (krok 1.2) lub alternatywnie poprzez zebranie swobodnie latających bzygów (krok 1.3).
- Kolekcja dojrzałych larw
- Zbieraj larwy drugiego i trzeciego stadium rozwojowego z dołów na gnojowicę na fermach bydła.
UWAGA: Dojrzałe larwy najłatwiej znaleźć na początku fazy migracji, ponieważ aktywnie poszukują ciemnego, suchego środowiska do przepoczwarzania się. Zwykle znajduje się to w pobliżu granic dołów na gnojowicę, gdzie wilgotny obornik znajduje się w pobliżu bardziej suchych obszarów zawierających duże ilości słomy. Zebraliśmy za pozwoleniem z farmy bydła w pobliżu Uppsali w Szwecji. - Tylne dojrzałe larwy w oborniku krowim, jak opisano w kroku 3.2.
- Zbieraj larwy drugiego i trzeciego stadium rozwojowego z dołów na gnojowicę na fermach bydła.
- Kolekcja dzikich bzygów
- Zbieraj dzikie bzygowate, rzucając siatkę na polu, zwykle z ogrodów botanicznych i parków, w których jest mnóstwo kwitnących roślin.
UWAGA: Zebraliśmy za zgodą z kilku lokalizacji, w tym z jednego z trzech Ogrodów Botanicznych w Adelajdzie, farmy mlecznej w Myponga w Australii Południowej oraz z różnych ogrodów botanicznych i parków w całej Uppsali w Szwecji. - Na polu domowym zebrano bzygowate, jak opisano w kroku 2.
- Zbieraj dzikie bzygowate, rzucając siatkę na polu, zwykle z ogrodów botanicznych i parków, w których jest mnóstwo kwitnących roślin.
2. Trzymanie i długoterminowa konserwacja bzygów
- Bzygi domowe unoszą się w plastikowych workach o wymiarach 30 cm x 45 cm dla grup do 20 osób lub w klatce do hodowli owadów (25 cm x 25 cm x 25 cm) dla większych grup.
- Dostarczaj pokarm i wodę ad libitum, w postaci 10-20 ziaren pyłku pszczelego i 2-3 ml miodu umieszczonych na wierzchu kilku wilgotnych wacików.
UWAGA: W przypadku trzymania w plastikowych torbach ważne jest, aby waciki były wilgotne, ale nie nadmiernie nasycone, ponieważ nagromadzenie wody wewnątrz torby może być szkodliwe dla wskaźników przeżycia. I odwrotnie, w przypadku trzymania w klatkach do hodowli owadów, boki siatki pozwalają na znaczne parowanie. Waciki należy zatem umieścić w płytkim pojemniku i być w pełni nasycone.- Pozostaw bzygowe na żer przez 6 godzin w temperaturze pokojowej.
- Bzygowate umieszczać z jedzeniem i wodą w obudowie, w lodówce w temperaturze 8-10 °C i przechowywać w całkowitej ciemności.
UWAGA: Przechowywanie bzygów w temperaturze 8-10 °C w ciemności powoduje, że bzygowate przechodzą w stan hibernacji, ze zmniejszeniem aktywności i tempa metabolizmu.
- Co 3-4 dni wyjmuj bzygi z lodówki, przerywając w ten sposób sztuczną hibernację i umożliwiając zarówno karmienie, jak i pielęgnację.
- Przenieś bzygowate do nowej plastikowej torby lub czystej klatki na owady ze świeżym jedzeniem i wodą. Ten transfer można wykonać ręcznie, w przypadku małej liczby much, lub za pomocą fototaksówek, w przypadku większych liczb.
- Aby skorzystać z fototaksówek, dołącz czystą klatkę na owady do starej, upewnij się, że jest otwór, przez który bzygowate mogą swobodnie poruszać się między nimi bez ucieczki. Przykryj starą klatkę na owady nieprzezroczystą tkaniną. Bzygowate będą poruszać się w kierunku światła i do czystej klatki dla owadów.
- Pozwól bzygom żerować i pielęgnować w temperaturze pokojowej przez 6 godzin.
- Bzygowate muchy z jedzeniem i wodą w obudowie należy włożyć do lodówki w temperaturze 8-10 °C w całkowitej ciemności. To wznawia sztuczną hibernację bzygów.
- Kontynuuj cykliczne przerywanie hibernacji co 3-4 dni, aby zapewnić zdrowie i długowieczność bzygowatych na czas ich niewoli.
3. Hodowla laboratoryjna E. tenax
- Hodowla dojrzałych larw pobranych z gospodarstw hodowlanych (etap 3.2) lub alternatywnie jaja złożone przez grawitujące dziko schwytane samice (etap 3.3).
- Laboratoryjny odchów dojrzałych larw z ferm bydła
- Larwy zebrane w oborniku krowim z gospodarstw hodowlanych umieść w wiadrach o pojemności 30 litrów.
- Umieść wiadro zawierające dojrzałe larwy w większym pudełku lub torbie (minimalna objętość 50-60 l) i umieść 20-30 l wiórów drzewnych do wysokości krawędzi wiadra.
UWAGA: Dzięki temu larwy z 3stopnia rozwojowego mogą wpełzać do wiórów drzewnych i przepoczwarzać się. - Zawieś dwuwarstwową moskitierę pod sufitem, tak aby mogła się udrapować na pudełkach i/lub torbach, zapewniając, że ani larwy, ani pojawiające się bzygi nie mogą uciec.
UWAGA: Na wszelki wypadek można użyć dwustronnej taśmy klejącej do otoczenia zestawu, ponieważ wszelkie uciekające larwy utkną i przepoczwarzą się na tej taśmie. Jeśli tak się stanie, usuń poczwarki przed ekluzją. - Zarówno larwy, jak i poczwarki należy przechowywać w temperaturze pokojowej (21,5 ± 2,5 °C) i wystawiać na pośrednie działanie promieni słonecznych, a także światła w pomieszczeniu w godzinach pracy lub utrzymywać w cyklu światło: ciemność 12 godzin światła: 12 godzin ciemności.
UWAGA: Ekspozycja na światło 24 godziny może być szkodliwa dla wskaźników przeżycia. W przypadku larw zebranych z ferm bydła czas przepoczwarzania będzie się wahał od 1 do 20 dni po pobraniu, w zależności od ich dojrzałości w momencie zbioru. - Zapewnij jedzenie i wodę w wiszącej obudowie moskitiery (przygotowanej w kroku 2.2) przed przewidywaną datą wygięcia i wymieniaj co 2-3 dni. Eklozja nastąpi 7-10 dni po przepoczwarzeniu.
- Pozwól pojawiającym się bzygom żerować przez 6 godzin w temperaturze pokojowej przed umieszczeniem ich w pomieszczeniu, jak opisano w kroku 2.
- Laboratoryjny odchów jaj składanych przez dziko żyjące samice
- Sprawdź trzymanie bzygów pod kątem jaj, zarówno przed zmianą kurnika (Krok 2), jak i przed włożeniem ich do lodówki. Składanie jaj przez dziko żyjące samice odbywa się zarówno w temperaturze 8–10 °C, jak i w temperaturze pokojowej.
- Umieść jaja na szalce Petriego o wymiarach 100 mm x 20 mm zawierającej 70 ml wody z kranu i przechowuj w temperaturze pokojowej do momentu wyklucia, zwykle 2-3 dni po złożeniu jaj.
- Wyklute larwy należy umieścić w wiadrze o pojemności 2,3 litra zawierającym 1 litr świeżych odchodów królika i 1 l wody z kranu.
- Sprawdzaj gnojowicę co 2-3 dni i w razie potrzeby dodawaj więcej wody z kranu, aby upewnić się, że gnojowica nie wyschnie przed pojawieniem się larw w trzecim stadium rozwojowym.
- Umieścić wiadro zawierające larwy w gnojowicy z kału królika w większym pojemniku (minimalna objętość 30 l) zawierającym 20 litrów wiórów drzewnych. Upewnij się, że wióry drewniane sięgają do wysokości krawędzi wiadra.
UWAGA: Dzięki temu larwy z 3stopnia rozwojowego mogą wpełzać do wiórów drzewnych i przepoczwarzać się.- Umieść dwuwarstwową moskitierę na pudełku, aby upewnić się, że ani larwy, ani pojawiające się bzygi nie mogą uciec.
- Zarówno larwy, jak i poczwarki należy przechowywać w temperaturze pokojowej (21,5 ± 2,5 °C) i wystawiać na pośrednie działanie promieni słonecznych, a także światła w pomieszczeniu w godzinach pracy lub utrzymywać w cyklu światło: ciemność 12 godzin światła: 12 godzin ciemności.
UWAGA: Ekspozycja na światło 24 godziny może być szkodliwa dla wskaźników przeżycia. - Spodziewaj się, że przepoczwarzenie nastąpi po 15-20 dniach. Zbierz poczwarki i umieść je w klatce dla owadów, pozwalając bzygom się tam zamknąć.
- Dostarczyć pokarm i wodę (zgodnie z przygotowaniami w kroku 2.2) przed przewidywaną datą eklozji - eklozja nastąpi 6-10 dni po przepoczwarzeniu - i wymieniać co 2-3 dni.
- Pozwól pojawiającym się bzygom żerować przez 6 godzin w temperaturze pokojowej przed umieszczeniem ich w obudowie, jak opisano w kroku 2.
UWAGA: Zarówno przepoczwarzenie larw, jak i wykwit poczwarek mogą być opóźnione przez przechowywanie w ciemności w temperaturze 8-10 °C. W tym celu przechowuj larwy w gnojowicy z kału królika, a poczwarki w wiórach drzewnych.
- Sprawdź trzymanie bzygów pod kątem jaj, zarówno przed zmianą kurnika (Krok 2), jak i przed włożeniem ich do lodówki. Składanie jaj przez dziko żyjące samice odbywa się zarówno w temperaturze 8–10 °C, jak i w temperaturze pokojowej.
Wyniki
Opracowaliśmy trzystopniową strategię pozwalającą na utrzymanie zdrowej populacji do badań wizualnych i behawioralnych (podsumowano na Rysunku 1). Nasza metoda rozpoczyna się od odłowu bzyków w naturze (Krok 1, Rysunek 1). W laboratorium bzyki są przetrzymywane w klatkach dla owadów lub plastikowych workach, w warunkach sztucznego cyklu hibernacji (Krok 2, Rysunek 1), co znacznie przedłuża ich czas przeżycia. W celu zwiększenia liczebności populacji, potomstwo może być hodowane z samic zapłodnionych w naturze (Krok 3, Rysunek 1).
Stwierdziliśmy, że odławianie ogromnej liczby dzikich bzygowców jest przedsięwzięciem czasochłonnym, nawet w sprzyjających warunkach środowiskowych. W przeciwieństwie do tego, skuteczna hodowla dojrzałych larw pozyskanych z dołków gnojowych w gospodarstwach bydlęcych jest znacznie wydajniejszym sposobem pozyskiwania dużych ilości dzikich bzygowców (Krok 1, Rysunek 1); zebraliśmy do 700 larw w 0,03 m3 obornika). Ponadto nasze techniki hodowli jaj złożonych przez schwytane zapłodnione samice okazały się skuteczne (Krok 3, Rysunek 1). Samice schwytane w klimacie śródziemnomorskim (Adelaide) w miesiącach jesiennych i zimowych zniosły kilka partii jaj, z czego zaobserwowano 24 klastry od 19 samic w okresie 20 tygodni. Z tych partii jaj 10 umieszczono w wodzie; wszystkie były zapłodnione i doprowadziły do wyklucia się larw. Następnie 3 grupy larw przeniesiono na kolejny etap i umieszczono w zawiesinie z odchodów króлика, co zaowocowało pojawieniem się 163 ± 34 (średnia ± SD, N=3) bzygowców, bez zaobserwowanej dysproporcji płciowej (Rysunek 2).
Stan zdrowia tych hodowanych laboratoryjnie bzygowatych określono poprzez porównanie masy ciała i aktywności lokomotorycznej samic z osobnikami odłowionymi w terenie. Ogólną aktywność lokomotoryczną oceniono za pomocą systemu monitorowania aktywności lokomotorycznej (LAMS), zgodnie z wcześniejszym opisem39. Po 4 miesiącach w niewoli, w warunkach naszego sztucznego cyklu hibernacji, nie zaobserwowano istotnych różnic w masie ciała (Rycina 3A) ani w aktywności (Rycina 3B) pomiędzy bzygowatymi hodowanymi laboratoryjnie a tymi odłowionymi z natury. W przypadku utrzymywania E. tenax w laboratorium bez zastosowania sztucznego cyklu hibernacji odnotowano znaczny spadek długości życia, która wynosiła od 2,5 do 3 miesięcy (73 ± 7 dni dla 5 samic i 79 ± 4 dni dla 1 samców). Gdy bzygowate były utrzymywane w sztucznej hibernacji, mogły żyć ponad 12 miesięcy.
Dodatkowo, wpływ długoterminowej hodowli przy użyciu opisanych przez nas metod oceniono poprzez porównanie masy ciała w czasie dla obu płci bzygow hodowanych w warunkach laboratoryjnych. Zaobserwowano istotny wzrost masy ciała w okresie 4 miesięcy u obu płci, przy czym samice konsekwentnie ważyły więcej niż samce (p < 0.01, dwuczynnikowa ANOVA, N=12, Rysunek 4).
Rycina 1: Schemat blokowy przedstawiający metody utrzymania zdrowej populacji w niewoliของ *E. tenax*. (1Opisana tutaj procedura rozpoczyna się od zebrania dojrzałych larw z odchodów krów (Krok 1.2) lub wolno latających bzykowatych (Krok 1.3).2Muchówki z rodziny bzygowatych są utrzymywane w klatkach dla owadów lub plastikowych workach, w zależności od ich liczby. Są one utrzymywane w sztucznym cyklu hibernacji w temperaturze 8-10 °C, który jest rozbijany co 3-4 dni. (3) Zebrane larwy utrzymuje się w odchodach bydlęcych (Krok 3.2). Jaja złożone w laboratorium umieszcza się w zawiesinie z odchodów królika (Krok 3.3). Po osiągnięciu dojrzałości, 3rd larwy w tym stadium wczołgają się do otaczających je trocin, gdzie przechodzą przepoczwarczenie. Wyklucie następuje po 6–10 dniach, a wyklute bzy są przenoszone do klatki (Krok 2). Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.
Rysunek 2: Liczba i stosunek płci *E. tenax* wyhodowano z poszczególnych partii jaj. Dane przedstawiają liczby E. tenax które wykluły się z poczwarek powstałych z trzech partii jaj złożonych w naszym laboratorium. Jaja zostały złożone przez samice odłowione w naturze. Dane są zakodowane kolorami w zależności od płci much. Nie stwierdzono istotnych różnic w stosunku płci.
Rysunek 3: Ocena stanu zdrowia populacji samic bzygowatych hodowanych w laboratorium i zebranych w terenie po długotrwałej niewoli. (A) Porównanie masy ciała samic bzyków hodowanych w laboratorium i odłowionych w terenie po 4 miesiącach w niewoli podczas sztucznej hibernacji (N=12). (B) Poziomy aktywności samic bzygowatych hodowanych w laboratorium i odłowionych w terenie po 4 miesiącach w niewoli w warunkach sztucznej hibernacji. Aktywność lokomotoryjna bzygów była mierzona za pomocą systemu monitorowania aktywności lokomotorycznej (Locomotor Activity System) poprzez przerywanie wiązki podczerwieni podczas ruchu. Podobnie jak poprzednio, wyciągnięto średnią aktywności z okresu 6,7 godziny w środku dnia, w drugim pełnym dniu przebywania w systemie monitorowania aktywności lokomotorycznej.39 (Nodłowione w terenie=9, Nhodowane w laboratorium=12). Centralna kreska każdego wykresu pudełkowego oznacza medianę, a krawędzie pudełka 25th do 75th percentyle danych, a wąsy rozciągają się od wartości minimalnej do maksymalnej.
Rysunek 4: Porównanie wpływu długotrwałego utrzymania na masę ciała hodowanych w warunkach laboratoryjnych bzygów obu płci. Dane przedstawiają masę muchówek z rodzaju *Syrphus* w funkcji czasu przebywania w niewoli w warunkach sztucznej hibernacji. Ponieważ wszystkie muchówki zostały wyhodowane z jaj złożonych w naszym laboratorium (N=12 dla każdego punktu danych), a t=0 oznacza moment wykluucia się z poczwarki, czas przebywania w niewoli jest równy wiekowi zwierząt. Centralna kreska każdego wykresu pudełkowego wskazuje medianę, a krawędzie pudełka 25.th do 75thpercentyle danych, a wąsy rozciągają się od wartości minimalnej do maksymalnej.
Dyskusja
Stosując nasze techniki (ryc. 1), bzygowe były utrzymywane w laboratorium przez okres ponad 1 roku i z powodzeniem wykorzystywane w eksperymentach behawioralnych po 7 miesiącach w niewoli39. Rzeczywiście, nawet jeśli wydaje się to sprzeczne z intuicją, trzymanie bzygów w bardziej naturalnym środowisku, w 12 godzinach światła i ciemności przez 12 godzin, w temperaturze pokojowej, znacznie skraca ich oczekiwaną długość życia do 2-3 miesięcy. Utrzymanie E. tenax w naszym cyklu sztucznej hibernacji przez ponad rok jest znacznie dłuższe niż poprzednie próby przy użyciu różnych protokołów (77 dni33, 4 miesiące9, 18 tygodni30). Głównym czynnikiem wpływającym na tę zwiększoną trwałość jest prawdopodobnie stosowanie sztucznej hibernacji w temperaturze 8-10 °C. Poprzez cykliczne przerywanie hibernacji, co 3-4 dni (Krok 2, Rysunek 1), pozwalamy bzygom zarówno na żerowanie, jak i samodzielną pielęgnację, utrzymując w ten sposób stan odżywienia i dobre samopoczucie bzygów, o czym świadczy obserwowany wzrost masy ciała (Rysunek 4) i brak zmian w aktywności lokomotorycznej nawet po długich okresach w niewoli (Rysunek 3 i patrz39). Rzeczywiście, doniesienia w literaturze o nieudanych próbach sztucznej hibernacji nie przerywają cyklu hibernacji, prowadząc w ten sposób do zwiększonej śmiertelności i obecności pleśni9.
Ponadto w literaturze istnieją pewne kontrowersje dotyczące dostarczania pyłku jako źródła pożywienia. W wielu pracach stwierdza się, że pyłek pszczeli nie jest wystarczający, szczególnie do składania jaj, i tylko dostarczanie suchego lub świeżego pyłku jest odpowiednie 9,29. Nasze odkrycia wskazują, że uzupełniając pyłek pszczeli miodem i wodą, obserwujemy zarówno długowieczność, jak i składanie jaj, nawet po długich okresach niewoli, ze wzrostem masy ciała obserwowanym u obu płci (ryc. 4), a składanie jaj nadal występuje u samic po ponad 5 miesiącach w niewoli39. Ta zwiększona długowieczność pozwala nam badać zachowania bzygów na wszystkich etapach życia.
Na polu samice bzygów są zapładniane przed sezonową hibernacją i pozostają w diapauzie rozrodczej, gdzie przechowywane są plemniki, a oocyty pozostają słabo rozwinięte, do wiosny28 roku. Biorąc pod uwagę, że typowa samica jest w stanie złożyć 3000 jaj w ciągu 60 dni29, hodowla tych jaj jest zatem szybkim i skutecznym sposobem na zwiększenie naszej populacji w niewoli. Jednak nasza obecna wiedza na temat czynników, które prowadzą do rozwoju oocytów po okresie hibernacji, jest ograniczona. Sugeruje się, że temperatura, wilgotność, natężenie światła i stan odżywienia odgrywają rolę w kontrolowaniu diapauzy rozrodczej28,40. Eksperymentalna manipulacja takimi czynnikami może prowadzić do lepszego zarządzania czasem składania jaj i szybkością składania jaj.
Podobnie, udało nam się opóźnić rozwój larw, a także eklozja poczwarek, poprzez przechowywanie w ciemności w temperaturze 8-10 °C przez 2 tygodnie, chociaż żywotność może być znacznie dłuższa. Rzeczywiście, Heal30 odnotował wydłużenie czasu trwania poczwarki do 37 dni, gdy temperatura poczwarki spadła z 25 °C do 10 °C. Zastosowanie tych strategii i opóźnienie produkcji jaj i/lub rozwoju poczwarek pozwoliłoby na większą manipulację demografią populacji żyjącej w niewoli.
Podczas gdy czasowa stałość dostaw ma znacznie większe znaczenie dla naszych wymagań niż duże plony, może to być ważniejsze w przypadku innych zastosowań, takich jak zapylanie w szklarniach. Odkryliśmy, że stosując naszą technikę z odchodami królików, otrzymaliśmy 163 ± 34 zamknięte bzygowate z każdego lęgu jaj (N = 3). Biorąc pod uwagę, że typowa samica składa do 200 jaj40, możemy być w stanie zwiększyć tę wydajność poprzez zmniejszenie przeludnienia i konkurencji pokarmowej lub poprzez dostosowanie temperatury, ponieważ sugeruje się, że mają one znaczący wpływ na wzrost larw 9,31,40,41. Nic jednak nie wskazuje na to, że podłoże podłoża ma duży wpływ na plon32. Ponadto, w przeciwieństwie do kału innych kręgowców 29,30,31,42, odchody królika są stosunkowo wolne od zapachu, co pozwala na utrzymanie kolonii w normalnych warunkach laboratoryjnych bez konieczności dodatkowej wentylacji. Zmniejszenie zagęszczenia larw w pożywce lub dodanie suplementów diety, takich jak drożdże, a także utrzymanie stałej temperatury w zakresie 20-25 °C, jest prawdopodobnie wystarczające do pełnej optymalizacji plonów 31,32,40.
Praktyczne aspekty zbierania wystarczającej liczby swobodnie latających bzygów lub utrzymywania genetycznie zróżnicowanej populacji w niewoli są zarówno niepraktyczne, jak i ograniczone czasowo w przypadku projektów badawczych na małą skalę. W związku z tym wychowywanie potomstwa dziko żyjących samic i uzupełnianie zapasów poprzez zbieranie dojrzałych larw7 pozwala na najbardziej praktyczne opcje całorocznego stosowania E. tenax w warunkach badawczych. Ponieważ metody te są ograniczone przez pory roku, w których może odbywać się zbieranie, istnieje potrzeba zarówno zapewnienia długowieczności dorosłych bzygów, jak i wychowywania jaj złożonych przez schwytane samice ciężarne.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Badania w naszym laboratorium są obecnie finansowane przez Australijską Radę ds. Badań Naukowych (ARC, DP170100008 i DP180100144), Biuro Badań Naukowych Sił Powietrznych USA (AFOSR, FA9550-15-1-0188) oraz Stiftelsen Olle Engkvist Byggmästare (2016/348). Dziękujemy byłym członkom laboratorium, którzy przyczynili się do rozwoju stad bzygów, Cederholms Lantbruk i C M & T L Green & Son za dostęp do krowiego i bzygowatych na ich farmach, a także Ogrodom Botanicznym w Adelajdzie i Uppsali za pozwolenia na zbieranie i ciągłe wsparcie.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Pyłek pszczeli | Forest Super Foods | Każda marka pyłku pszczelego jest odpowiednia | |
| Honey | Bramwells | Każda marka płynnego miodu jest | |
| odpowiednia Kał | można zastąpić obornikiem krowim lub świńskim przerobionym na gnojowicę | ||
| BugDome | Australia Entomological Supplies | EM42222 | |
| Plastikowe torby | Marka domowa Woolworths | ||
| Moskitiera | Clas Ohlson | 34-1113 | |
| Cotton Balls | Woolworths Select | ||
| Lodówka | Lodówka Hisense | musi utrzymywać stabilne 8-10& C | |
| Wiadra (2-3L) | |||
| Duże plastikowe wanny (30L) | |||
| Wióry drzewne | Pollards Materiały do trocin | MaxiFlake (75) | |
| Klipsy do toreb | IKEA | Bevara 303.391.70 | |
| szalka Petriego (100mm x 20mm) | Corning 430167 |
Bibliografia
- Goulard, R., Julien-Laferriere, A., Fleuriet, J., Vercher, J. L., Viollet, S. Behavioural evidence for a visual and proprioceptive control of head roll in hoverflies (Episyrphus balteatus). Journal of Experimental Biology. 218 (Pt 23), 3777-3787 (2015).
- Dyakova, O., Lee, Y. J., Longden, K. D., Kiselev, V. G., Nordström, K. A higher order visual neuron tuned to the spatial amplitude spectra of natural scenes. Nature Communications. 6, 8522(2015).
- Jauker, F., Bondarenko, B., Becker, H. C., Steffan-Dewenter, I. Pollination efficiency of wild bees and hoverflies provided to oilseed rape. Agricultural and Forest Entomology. 14 (1), 81-87 (2012).
- Gladis, T. Bees versus flies? Rearing methods and effectiveness of pollinators in crop germplasm regeneration. ActaHortic. , 235-238 (1997).
- Ssymank, A., Kearns, C. A., Pape, T., Thompson, F. C. Pollinating flies (Diptera): A major contribution to plant diversity and agricultural production. Biodiversity (Ottawa). 9 (1-2), 86-89 (2008).
- Nordström, K., et al. In situ modeling of multimodal floral cues attracting wild pollinators across environments. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 114 (50), 13218-13223 (2017).
- Altincicek, B., Vilcinskas, A. Analysis of the immune-inducible transcriptome from microbial stress resistant, rat-tailed maggots of the drone fly Eristalis tenax. BMC Genomics. 8, 326(2007).
- Stocker, H., Gallant, P. Getting started : an overview on raising and handling Drosophila. Methods in Molecular Biology. 420, 27-44 (2008).
- Gladis, T. Establishment and utilization of a mass rearing of Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae) in the Gatersleben genebank. Insecta Berlin. 1, 287-294 (1994).
- Francuski, L., et al. Shift in phenotypic variation coupled with rapid loss of genetic diversity in captive populations of Eristalis tenax (Diptera: Syrphidae): consequences for rearing and potential commercial use. Journal of Economic Entomology. 107 (2), 821-832 (2014).
- Pérez-Bañón, C., Hurtado, P., García-Gras, E., Rojo, S. SEM studies on immature stages of the drone flies (diptera, syrphidae): Eristalis similis (Fallen 1817) and Eristalis tenax (Linnaeus, 1758). Microscopy Research and Technique. 76, 853-861 (2013).
- Fruend, J., Linsenmair, K. E., Bluethgen, N. Pollinator diversity and specialization in relation to flower diversity. Oikos. 119 (10), 1581-1590 (2010).
- Biesmeijer, J. C., et al. Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands. Science. 313 (5785), 351-354 (2006).
- Pape, T., Evenhuis, N. L. Systema Dipterorum, Version 1.5. , (2013).
- Miranda, G. F. G., et al. Key to the genera of Nearctic Syrphidae. Canadian Journal of Arthropod Identification. 23, 1-351 (2013).
- Nationalnyckeln. Nationalnyckeln till Sveriges flora och fauna. Tvåvingar: Blomflugor: Syprhidae: Syrphinae. , SLU. Artdatabanken. (2009).
- Mitra, B., Roy, S., Imam, I., Ghosh, M. A review of the hover flies (Syrphidae: Diptera) from India. International Journal of Fauna and Biological Studies. 2 (3), 61-73 (2015).
- Sengupta, J., et al. An updated distributional account of indian hover flies (Insecta: Diptera: Syrphidae). Journal of Entomology and Zoology Studies. 4 (6), 381-396 (2016).
- Shah, G. M., Jan, U., Wachkoo, A. A. A checklist of hoverflies (Diptera: Syrphidae) in the western Himalaya, India . Acta Zool Acad Scient Hung. 60 (4), 283-305 (2014).
- Francuski, L., Djurakic, M., LUDOŠKI, J., MILANKOV, V. Landscape genetics and spatial pattern of phenotypic variation of Eristalis tenax across Europe. Journal of Zoological Systematics and Evolutionary Research. 51 (3), 227-238 (2013).
- Thomson, F. C. Revision of the Eristalis flower flies (Diptera: Syrphidae) of the Americas south of the United States. Proceedings of the Entomological Society of Washington. 99 (2), 209-237 (1997).
- Hull, F. M. A Review of the Genus Eristalis Latreille in North America. Part II. Ohio Journal of Science. 25 (6), 285-312 (1925).
- Osburn, R. C. Studies in Syrphidæ-IV. Species of Eristalis New to America, with Notes on Others. Journal of the New York Entomological Society. 23 (2), 139-145 (1915).
- Bankowska, R. Notes on syrphid flies (Diptera, Syrphidae) of Japan. Fragmenta Faunistica. 43 (16), 203-207 (2000).
- Brower, J., Brower, L. Experimental studies of mimicry. 8. Further investigations of honeybees (Apis mellifera) and their dronefly mimics (Eristalis spp). The American Naturalist. 99, 173-187 (1965).
- Gilbert, F. S. Diurnal activity patterns in hoverfies (Diptera, Syphidae). Ecological Entomology. 10, 385-392 (1985).
- Ottenheim, M. M. Annual and diurnal rhythms of Eristalis species (Diptera: Syrphidae). Proceedings of the Section Experimental and Applied Entomology of the Netherlands Entomological Society (N.E.V.). 11, 169-174 (2000).
- Kendall, D. A., Stradling, D. J. Some observations on over wintering of the drone fly Eristalis tenax Syrphidae. Entomologist. 105 (1311), 229-230 (1972).
- Dolley, J. W., Hassett, C., Bowen, W., Phillies, G. Culture methods for invertebrate animals. Needham, J. G. 550, (1937).
- Heal, J. R. Variation and seasonal changes in hoverfly species: interactions between temperature, age and genotype. Biological Journal of the Linnean Society. 36, 251-269 (1989).
- Ottenheim, M. M., Holloway, G. J. The effect of diet and light and larval and pupal development of laboratory-reared Eristalis arbustorum (Diptera: Syprhidae). Netherlands Journal of Zoolog. (3-4), 305-314 (1995).
- Hurtado, P. Estudio del ciclo de vida de sírfidos eristalinos (Diptera, Syrphidae) y bases para su cría artificial. , Universidad de Alicante. Spain. (2013).
- Dolley, W. L. Jr, White, J. D. The effect of illuminance on the reversal temperature in the drone fly, Eristalis tenax. Biological Bulletin. 100 (2), 84-89 (1951).
- Wellington, W., Fitzpatrick, S. Territoriality in the drone fly, Eristalis tenax (Diptera, Syrphidae). Canadian Entomologist. 113 (6), 695-704 (1981).
- Nordström, K., Barnett, P. D., Moyer de Miguel, I. M., Brinkworth, R. S. A., O'Carroll, D. C. Sexual dimorphism in the hoverfly motion vision pathway. Current Biology. 18 (9), 661-667 (2008).
- Collett, T. S., Land, M. F. Visual control of flight behaviour in the hoverfly, Syritta pipiens L. Journal of Comparative Physiology A. 99, 1-66 (1975).
- Pitnick, S., Miller, G., Reagan, J., Holland, B. Males' evolutionary responses to experimental removal of sexual selection. Proceedings of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 268, 1071-1080 (2001).
- Holland, B., Rice, W. Experimental removal of sexual selection reverses intersexual antagonists coevolution and removes a reproductive load. Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 96, 5083-5088 (1999).
- Thyselius, M., Nordström, K. Hoverfly locomotor activity is resilient to external influence and intrinsic factors. Journal of Comparative Physiology A. 202 (1), 45-54 (2016).
- Heal, J. Colour patterns of Syrphidae: 1. Genetic Variation in the dronefly Eristalis tenax. Heredity. 42 (2), 223-236 (1979).
- Ireland, S., Turner, B. The effects of larval crowding and food type on the size and development of the blowfly, Calliphora vomitoria. Forensic Science International. 159, 175-181 (2006).
- Dolley, W. L., Golden, L. H. Jr The effect of sex and age on the temperature at which reversal in reaction to light in Eristalis tenax occurs. Biology Bulletin. 92 (3), 178-186 (1947).
Przedruki i uprawnienia
