Artykuł metodologiczny

Izolacja, charakterystyka i wysokoprzepustowa analiza strumienia zewnątrzkomórkowego pierwotnych komórek nabłonka kanalików nerkowych myszy

DOI:

10.3791/57718

⸱

20 czerwca 2018

 ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Pharmacology, University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 2Interdisciplinary Stem Cell Institute, University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 3Department of Medicine, Division of Cardiology, University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 4Vascular Biology Institute, University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine, 5Peggy and Harold Katz Family Drug Discovery Center, University of Miami Leonard M. Miller School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół zapewnia efektywne kosztowo podejście do izolowania i charakteryzowania pierwotnych komórek kanalików nerkowych myszy, które następnie mogą być subhodowane w celu oceny funkcji biologicznych nerek ex vivo, w tym bioenergetyki mitochondrialnej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dysfunkcja mitochondriów w komórkach nabłonka kanalików nerkowych (TEC) może prowadzić do zwłóknienia nerek, głównej przyczyny przewlekłej choroby nerek (PChN). W związku z tym ocena funkcji mitochondriów w pierwotnych TEC może dostarczyć cennych informacji na temat statusu bioenergetycznego komórek, dostarczając informacji na temat patofizjologii PChN. Chociaż dostępnych jest wiele złożonych protokołów izolacji i oczyszczania kanalików proksymalnych u różnych gatunków, w tej dziedzinie brakuje opłacalnej metody zoptymalizowanej pod kątem izolacji komórek rurkowych bez konieczności oczyszczania. W tym miejscu zapewniamy protokół izolacji, który pozwala na badania koncentrujące się zarówno na pierwotnych proksymalnych, jak i dystalnych TEC nerek myszy. Oprócz opłacalnych odczynników i minimalnych procedur na zwierzętach wymaganych w tym protokole, izolowane komórki utrzymują wysoki poziom energii po izolacji i mogą być hodowane do czterech pasaży, co pozwala na ciągłe badania. Ponadto, za pomocą wysokowydajnego analizatora strumienia zewnątrzkomórkowego, oceniamy oddychanie mitochondrialne bezpośrednio w izolowanych TEC na 96-dołkowej płytce, dla której podajemy zalecenia dotyczące optymalizacji gęstości komórek i stężenia związków. Obserwacje te sugerują, że protokół ten może być stosowany w badaniach ex vivo kanalików nerkowych ze spójną, dobrze standaryzowaną produkcją TEC nerkowych. Protokół ten może mieć szersze zastosowanie w przyszłości do badania dysfunkcji mitochondriów związanych z zaburzeniami nerek w celu odkrywania leków lub ich charakteryzowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Funkcja komórek nabłonka kanalików nerkowych (TEC) jest silnie związana z ogólnym stanem zdrowia nerek. Patologiczna sygnalizacja w nerkach powoduje odróżnicowanie TEC, co odgrywa główną rolę w zwłóknieniu nerek i przewlekłej chorobie nerek (PChN)1,2. Jako wysoce energetyczny narząd, nerka jest drugim po sercu pod względem zużycia tlenu, głównie poprzez mitochondrialną fosforylację oksydacyjną3. Badania mikroskopią elektronową wykazały dodatnią korelację mitochondrialnych zmian morfologicznych ze zdarzeniami patologicznymi w kanalikach nerkowych4. Dysfunkcja mitochondriów w TEC powoduje zwłóknienie nerek poprzez przejście nabłonkowe do mezenchymalnego5 i wadliwe utlenianie kwasów tłuszczowych6. Zwłóknienie to postępująca patologia nerek, która prowadzi do PChN. Dlatego zrozumienie statusu energetycznego TEC nerek jest niezbędne do odkrycia patofizjologii PChN.

W dorosłym nerce występuje > 20 typów komórek7. Aby zbadać funkcję TEC, potrzebna jest pierwotna hodowla komórek nabłonka nerkowego jako platforma do zastosowań biologii molekularnej, takich jak leczenie chemiczne i manipulacje genetyczne. Co ważne, manipulacje genetyczne mogą być przeprowadzane in vivo u myszy poprzez transgenezę lub przy użyciu technik dostarczania genów AAV8, tak aby izolowane komórki pierwotne były już genetycznie manipulowane. Izolacja pierwotnych komórek kanalików nerkowych od myszy9,10, rats11,12,13, canines14, rabbits15,16, and people17,18 zgłaszano etapy oczyszczania w celu uzyskania czystych proksymalnych komórek kanalików. W tych wcześniej opublikowanych protokołach, które koncentrują się na izolacji proksymalnych komórek rurkowych, przeprowadzono eksperymenty z wirowaniem gradientowym i sortowaniem w celu oczyszczenia19. Chociaż protokoły te są cenne w badaniu kanalików proksymalnych, nie są wystarczające, gdy do zbadania potrzebne są zarówno kanaliki proksymalne, jak i dystalne. Na przykład nasze badanie zespołu Alporta wykazało, że zarówno proksymalne, jak i dystalne kanaliki nerkowe odgrywają ważną rolę w postępie choroby20, a zatem oba rodzaje kanalików nerkowych powinny być badane w hodowli. Niedawne badanie dotyczące toksyczności fluorku nerek wykazało również, że zmiany patologiczne zaszły zarówno w kanalikach proksymalnych, jak i dystalnych21. Dlatego ten protokół izolacji został zaprojektowany i zoptymalizowany zarówno dla proksymalnych, jak i dystalnych komórek kanalików z nerek myszy przy minimalnych kosztach odczynników i prostych procedurach. Alternatywnie, badacze mogą nadal postępować zgodnie z protokołem do kroku 3.1 i dodać kroki oczyszczania9 od tego momentu do przodu w celu izolacji czystych proksymalnych komórek kanalikowych.

Izolowane komórki prezentują wysoki poziom energii i zachowują cechy nabłonka nerek po subkulturach do 4 pasaży. Korzystając z wysokoprzepustowego analizatora strumienia zewnątrzkomórkowego, oceniamy oddychanie mitochondrialne bezpośrednio w izolowanych TEC na 96-dołkowej płytce, co prowadzi do dalszych spostrzeżeń nad optymalizacją gęstości komórek. Obserwacje te sugerują, że protokół ten może być stosowany do badań ex vivo kanalików nerkowych ze spójną, dobrze standaryzowaną produkcją TEC nerkowych. Dodatkowym znaczeniem tego protokołu jest jego wykonalne zastosowanie jako wysokoprzepustowego narzędzia do charakterystyki ex vivo bioenergetyki mitochondrialnej w proksymalnych i dystalnych komórkach kanalików nerkowych. W związku z tym może służyć jako platforma do odkrywania leków lub charakterystyki zaburzeń nerek.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie w Miami, zgodnie z wytycznymi NIH.

1. Powlekanie płytek i przygotowanie odczynników

  1. Przygotuj powłokę kolagenową:
    1. Dodać 35 μl kolagenu I do 2 ml wstępnie przefiltrowanego 20 mM roztworu kwasu octowego na pojedynczą 60-milimetrową szalkę Petriego. Inkubuj go w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, wysusz na powietrzu i wystaw na działanie promieniowania UV.
    2. Umyj powłokę 3x PBS, aby usunąć wszelkie pozostałości kwasu i przechowuj ją w inkubatorze do hodowli komórkowych o temperaturze 37 °C bezCO2, aż komórki będą gotowe do wysiewu. Końcowe stężenie powłoki kolagenowej wynosi 5 μg/cm2.
  2. Przygotować bufor perfuzyjny: dodać 300 μl penicyliny-streptomycyny (P/S) do 30 ml PBS i ogrzać mieszaninę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C aż do rozpoczęcia izolacji.
  3. Przygotować bufor do wytrawiania: rozpuścić 3,9 mg kolagenazy typu 2 w 30 ml PBS, przefiltrować roztwór przez filtr butelkowy o wielkości 0,2 μm i ogrzać go w łaźni wodnej w temperaturze 37 °C, aż do rozpoczęcia izolacji.
  4. Przygotuj pożywkę do hodowli komórkowych:
    1. Doprowadź suplementy do temperatury pokojowej. Bez filtracji dodać suplement (0,05 ml płodowej surowicy cielęcej, 10 ng/ml naskórkowego czynnika wzrostu, 5 μg/ml insuliny, 0,5 μg/ml epinefryny, 36 ng/ml hydrokortyzonu, 5 μg/ml transferyny i 4 pg/ml trójjodo-L-tyroniny) do 500 ml podłoża podstawowego do wzrostu komórek nabłonka nerkowego 2.
    2. Podgrzej podłoże w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C, aż będzie gotowe do użycia.
  5. Przygotować związki: przygotować 50 mM FCCP, 10 mM rotenonu, 10 mM oligomycyny, 10 mM roztworów podstawowych antymycyny A, 50 mM L-karnityny i 50 mM roztworów podstawowych etomosypu w DMSO, podzielić je na porcje i przechowywać związki w temperaturze -20 °C.
  6. Przygotować 2,5 mM palmitynianu sodu w 220 ml 150-mM roztworu NaCl i ogrzać roztwór w łaźni wodnej o temperaturze 75 °C, aż palmitynian całkowicie się rozpuści.
  7. Przygotować albuminę surowicy bydlęcej (BSA): przygotować 0,34 mM beztłuszczowego BSA w 250 ml 150 mM NaCl. Kontrolny BSA służy jako kontrola ujemna dla roztworu palm-BSA, którą można przygotować, wykonując krok 1.8.
  8. Sprzężenie palmitynianu z BSA (Palm-BSA):
    1. Roztwór palmitynianu dodawać stopniowo do roztworu BSA, gdy jest jeszcze gorący. Następnie dostosuj pH do 7,4 i mieszaj je w temperaturze 37 °C przez co najmniej 1 godzinę, aby zakończyć koniugację.
    2. Po zakończeniu koniugacji dodać kolejne 150 ml 150 mM NaCl do roztworu, dobrze wymieszać i zachować podwielokrotności w temperaturze -20 °C. Końcowy roztwór zawiera 1 mM palmitynianu sodu i 0,17 mM BSA i będzie stosowany jako substrat kwasów tłuszczowych dla komórek w teście strumienia zewnątrzkomórkowego na bazie kwasów tłuszczowych.
  9. Przygotować oznaczenie strumienia zewnątrzkomórkowego podłoża podstawowego:
    1. Dodaj 1 torebkę proszku DMEM i 20 ml 200 mM L-glutaminy (4 mM final) do 1 l autoklawizowanego dH2O i delikatnie wymieszaj.
    2. W dniu eksperymentu bioenergetycznego dodać 100 μM pirogronianu sodu do przygotowanych pożywek podstawowych w celu późniejszego przygotowania pożywki do oznaczania strumienia zewnątrzkomórkowego, która ma być użyta w teście oddychania opartym na glukozie lub kwasach tłuszczowych.
  10. Przygotuj pożywkę na bazie glukozy:
    1. Aby zmierzyć zdolność oddychania komórkowego poprzez glikolizę, dodaj 17,5 mM glukozy w proszku, 100 μM kontrolnego BSA (jak opisano w kroku 1.7) i 20 μM etomosiru (w celu zahamowania utleniania kwasów tłuszczowych) do podłoża podstawowego opisanego powyżej w kroku 1.9.
    2. Rozgrzać podłoże w temperaturze 37 °C, dostosować pH do 7,4 i przechowywać je w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C do czasu użycia w teście przepływu zewnątrzkomórkowego.
  11. Przygotuj pożywki na bazie kwasów tłuszczowych:
    1. Aby zmierzyć zdolność oddychania komórkowego poprzez utlenianie kwasów tłuszczowych, dodaj 10 mM 2D-glukozy w proszku (analog glukozy hamujący glikolizę), 100 μM Palm-BSA (jak opisano w kroku 1.8) i 100 μM L-karnityny do podłoża podstawowego opisanego powyżej w kroku 1.9.
    2. Rozgrzać pożywkę w temperaturze 37 °C, dostosować pH do 7,4 i przechowywać w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C do czasu użycia w teście strumienia zewnątrzkomórkowego.

2. Perfuzja, trawienie i pobieranie nerek od myszy

  1. Znieczulij mysz przepływem izofluranu i unieruchomij ją w pozycji leżącej. Upewnij się, że izolacja rozpoczyna się dopiero po tym, jak zwierzę straci odruchy prostowania, a głębokość znieczulenia jest monitorowana za pomocą oceny szczypania za pomocą atraumatycznych kleszczy przed i w trakcie zabiegu22.
  2. Usuń sierść za pomocą kremu do depilacji z klatki piersiowej myszy do jej brzucha, zdezynfekuj ją jodem i wytrzyj pozostałości jodu.
  3. Wykonaj nacięcie w klatce piersiowej, przetnij skórę, aby otworzyć cały obszar brzucha i odsłoń serce i nerki.
  4. Ustaw pompę perfuzyjną na 32 ml/min i usuń wszelkie pęcherzyki z rurki przed rozpoczęciem perfuzji.
  5. Włóż igłę 27-G do lewej komory przez wierzchołek serca, gdy tylko bufor wypełni serce, i szturchnij prawy przedsionek, aby utworzyć wyjście, aby bufor perfuzyjny krążył podczas pompowania serca i ostatecznie został usunięty z wyjścia prawego przedsionka.
  6. Po perfuzji zmień prędkość pompy na 30 ml/min w celu roztrawienia.
  7. Po przeprowadzeniu 20 ml buforu trawiennego przez wierzchołek, usuń obie nerki w celu izolacji komórek kanalików.

3. Przetwarzanie tkanek i izolacja pierwotnych komórek kanalików

  1. Wyjąć torebki nerkowe i rdzeń, zmielić obie nerki na drobne kawałki i inkubować je w 10 ml buforu wytrawiającego w suszarce o temperaturze 37 °C, delikatnie obracając przez 5 minut.
  2. Usuń wszelkie niestrawione tkanki nerkowe, przepuszczając bufor przez filtr 70 μm. Dodaj 10 ml pożywki hodowlanej, aby zatrzymać trawienie.
  3. Aby zebrać komórki rurkowe, należy odwirować przefiltrowaną zawiesinę komórkową o sile 50 x g przez 5 minut, aby zebrać pierwsze osady. Przenieść supernatant do nowej probówki i dodać 5 ml pożywki hodowlanej, odwirować go przy 50 x g przez 5 minut, aby upewnić się, że wszystkie komórki rurkowe zostały zebrane do drugiej osadki.
    Wirowanie odbywa się z mniejszą prędkością, aby przede wszystkim granulować ciężkie rurki. Później, po tym, jak komórki odzyskają siły po izolacji, czysta kultura rurkowa jest odwirowywana z większą prędkością podczas subkultur.
  4. Ponownie zawiesić pierwszy osad w 20 ml pożywki hodowlanej i odwirować go przy 50 x g przez 5 minut, aby zebrać trzeci osad.
  5. Zawiesić drugie i trzecie osadki w 1 ml pożywki hodowlanej. Zmieszać 10 μl zawiesiny komórek z 10 μl błękitu trypanowego, załadować mieszaninę do komory A na szkiełku liczącym i zapisać żywotność komórek z automatycznego licznika komórek (patrz Tabela materiałów).
  6. Wysiewaj do 107 komórek (niejednorodna populacja) na pojedynczym 60-milimetrowym naczyniu wstępnie pokrytym kolagenem i pozwól komórkom rurkowym przyczepić się przez noc.

4. Subkultura i charakterystyka pierwotnych komórek rurkowych

  1. W 1 dniu po izolacji zebrać pożywkę hodowlaną i odwirować ją przy 50 x g przez 5 minut, aby otulić wszelkie pływające kanaliki. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 4 ml świeżej pożywki hodowlanej i umieścić go z powrotem w tym samym naczyniu hodowlanym.
  2. W 4 dniu po izolacji usuń stare pożywki hodowlane i dodaj nowe podłoża.
  3. W 7 dniu po izolacji odłączyć komórki, inkubując je w temperaturze 37 °C w 2 ml 0,25% trypsyny-EDTA przez 5 minut. Dodać 3 ml pożywki hodowlanej, aby zatrzymać reakcję i zebrać komórki przez odwirowanie przy 250 x g przez 5 minut.
  4. Aby przeprowadzić subkulturę i scharakteryzować komórki od P0 do P1, wysiewaj 5,000 komórek na studzienkę na 24-dołkową płytkę pokrytą kolagenem I, jak opisano powyżej.
  5. 24 godziny po kroku 4.4 utrwal komórki w P1 za pomocą 4% PFA przez 10 minut, przepuszczaj je 0,2% Triton X-100 przez 3 minuty i blokuj je 10% surowicą osła (DS) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  6. Rozcieńczyć w stosunku 1:100 w 10% s.m. każde z następujących białek: proksymalne markery kanalikowe angiotensynogen (AGT) i akwaporyna 1 (AQP1), dystalny marker kanalikowy E-kadheryna, marker mezangialny CD90/Thy1 oraz markery makrofagów EGF-podobny moduł zawierający receptor podobny do hormonu mucynopodobnego 1 (F4/80) i klaster różnicowania 68 (CD68) i inkubować je z komórkami przez noc w temperaturze 4 °C.
  7. Następnego dnia wykryj wszelkie zabarwienia za pomocą 1:200 fluorescencyjnych przeciwciał drugorzędowych przeciwko królikowi, myszy lub szczurowi przez 45 minut. Wykonaj zdjęcia pod mikroskopią konfokalną, aby potwierdzić ekspresję markerów, jak pokazano na rysunku 2A.
  8. W dniu 3 po subhodowli P1 odłącz komórki do subkultury i charakterystyki w P2 poprzez barwienie markerów rurkowych, mezangialnych i makrofagów opisanych w kroku 4.5. Zobrazuj barwienie pod mikroskopią konfokalną, aby potwierdzić ekspresję markerów, jak pokazano na rysunku 2A.
  9. W dniu 3 po subkulturze P2 odłącz komórki do subkultury i charakterystyki w P3 poprzez barwienie markerów kanalikowatych, mezangialnych i makrofagów opisanych w kroku 4.5. Zobrazuj barwienie pod mikroskopią konfokalną, aby potwierdzić ekspresję markerów, jak pokazano na rysunku 2A.
  10. Przygotuj barwienie tkanki:
    1. Suche na powietrzu mrożone preparaty typu dzikiego i Col4a3-/- nerki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej i utrwalać je 4% PFA przez 10 minut. Przepuszczaln je 0,2% Triton X-100 przez 10 minut i blokuj je 10% surowicą osła (DS) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Dodać przeciwciała przeciwko białkom markerowym opisanym w kroku 4.5 w stosunku 1:200 i inkubować je w temperaturze 4 °C przez noc.
    2. Następnego dnia wykryj wszelkie zabarwienia fluorescencyjnymi przeciwciałami drugorzędowymi przeciwko królikom, myszom lub szczurom w skali 1:200 przez 45 minut. Wykonaj zdjęcia pod mikroskopem konfokalnym, aby potwierdzić ekspresję markerów, jak pokazano na rysunkach 2B i 2C.

5. Test bioenergetyczny mitochondriów

  1. Wysiewaj komórki rurkowe P1 w 20 000, 30 000 lub 40 000 komórek na studzienkę w 100 μl pożywki hodowlanej na 96-dołkowej mikropłytce wstępnie pokrytej 5 μg /cm2 kolagenu I na dzień przed testami strumienia zewnątrzkomórkowego.
  2. W celu nawodnienia wkładu czujnika należy podnieść wkład czujnika i napełnić każdą studzienkę płytki 200 μl roztworu kalibracyjnego. Ostrożnie załaduj wkład z powrotem, aby zanurzyć czujniki w roztworze kalibracyjnym. Umieść wkład w piekarniku o temperaturze 37 °C bez CO2 na co najmniej 7 godzin przed użyciem.
    Aby uzyskać najlepsze rezultaty, zaleca się nawodnienie wkładu przez noc.
  3. Przygotuj związki: przygotuj 8 μM oligomycyny, 9 μM FCCP i mieszaninę 20 μM rotenonu/antymycyny A zarówno w pożywce do oznaczania strumienia zewnątrzkomórkowego glukozy (opisanej w kroku 1.10), jak i kwasów tłuszczowych (opisanej w kroku 1.11).
  4. Zmienić pożywkę: odessać pożywkę do hodowli komórkowych, dodać 175 μl pożywki do oznaczania glukozy lub kwasów tłuszczowych (w zależności od związku, w którym się pracuje, patrz krok 5.3) i inkubować je przez 1 godzinę w inkubatorze wolnym odCO2 w temperaturze 37 °C.
  5. Załaduj porty kartridży 25 μL następujących związków: 8 μM oligomycyny dla portu A, aby osiągnąć końcowe stężenie 1 μM (uwaga: ponieważ każda studzienka będzie zawierać 175 μL pożywki, związek zostanie rozcieńczony 8x), 9 μM FCCP w porcie B, aby osiągnąć końcowe stężenie 1 μM (uwaga: ponieważ każda studzienka będzie zawierała 175 μL pożywki plus 25 μL roztworu wstrzykniętego z portu A, związek zostanie rozcieńczony 9x) i 20 μM rotenonu/antymycyny A w porcie C, aby osiągnąć końcowe stężenie 2 μM dla każdego związku (uwaga: ponieważ każda studzienka będzie zawierać 175 μL pożywki plus 50 μL roztworu wstrzykniętego z portów A i B, Związek zostanie rozcieńczony 10x).
  6. Dodaj wodę do wszystkich studni w porcie D i wszystkich innych portów studni tła (bez komórek). Inkubować wkład w inkubatorze wolnym od CO2 w temperaturze 37 °C przez 10 minut.
  7. Włącz analizator strumienia zewnątrzkomórkowego i sterownik.
  8. Otwórz oprogramowanie Analyzer i wprowadź następujący protokół:
    1. Wybierz test standardowy. Naciśnij przycisk Kreator testów. Korzystając z karty Związki, przypisz układ złożony i użyj karty Grupy i etykiety, aby oznaczyć etykiety grup eksperymentalnych. Pamiętaj, aby przypisać puste studnie (bez komórek) jako tło.
    2. W zakładce Protokół ustaw następujące cykle mieszania i mierzenia, korzystając z dostępnych poleceń, jak wskazano w Tabeli 1: kalibrować, mieszać przez 2 min, odczekać 2 minuty i mierzyć przez 3 min (powtórzyć ten cykl 2 - 3x); wstrzyknąć port A, mieszać przez 2 min, odczekać 2 min, mierzyć przez 3 min (powtórzyć ten cykl 2 - 3 razy); wstrzyknąć port B, mieszać przez 2 min, odczekać 2 min, mierzyć przez 3 min (powtórzyć ten cykl 2 - 3x); wstrzyknąć port C, mieszać przez 2 min, odczekać 2 min, mierzyć przez 3 min (powtórzyć ten cykl 2 - 3 razy). Naciśnij przycisk End Wizard (Zakończ kreator). Możliwe jest również zapisanie bieżącego szablonu do wykorzystania w przyszłości.
    3. Naciśnij Start, aby rozpocząć kalibrację. Następnie analizator automatycznie wysuwa uchwyt płytki i prosi o włożenie płytki kasety.
  9. Po zakończeniu etapu kalibracji (zwykle w ciągu 20 - 25 minut) naciśnij polecenie prompt, aby zmienić płytkę wkładu na płytkę ogniwa i kontynuować pracę.
  10. Po zakończeniu cyklu przenieś dane i wyjmij 96-dołkową płytkę. Dodać Hoechsta (1:1 000) do każdego z dołków testowych i inkubować je przez 5 minut w temperaturze 37 °C. Znormalizować dane OCR do liczby komórek poprzez pomiar odczytu fluorescencji Hoechsta przy wzbudzeniu 355 nm i emisji 460 nm.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Perfuzja i trawienie nerek dają wysoce żywotne komórki nabłonka kanalików:
Mysie komórki nabłonka kanalików nerkowych izolowano zgodnie z krokami opisanymi w sekcjach 1 - 3 protokołu opisanego powyżej.

Po trawieniu, niejednorodna populacja komórek nerkowych, niekompletnie strawionych kanalików i innych szczątków tkankowych, które są mniejsze niż 70 μm, została posieciona na szalce hodowlanej w dniu izolacji. Zwykle oczekuje się, że zmiany od dnia 0 do dnia 1 po izolacji będą widoczne tylko w przyczepieniu komórki, a nie we wzroście komórki. Patrząc przez pływającą heterogeniczną populację, tylko kilka komórek rurkowych było przyłączonych w pierwszym dniu (Rysunek 1A). Ponowne zebranie komórek w pierwszym dniu, odwirowanie i ponowne posiew pomogły usunąć lekkie zanieczyszczenia i osadzić małe kawałki kanalików w celu uwolnienia komórek rurkowych. Od dnia 1 do dnia 3 oczekiwano zmian nie tylko w lepszym przyczepieniu komórek, ale także w znacznie lepszym tempie wzrostu komórek, które zaobserwowano przy potrojonej gęstości komórek w porównaniu z dniem 1 (Rysunek 1A). W początkowej fazie wzrostu komórki utworzyły kilka kolonii i zasiedliły wokół nich. Od tego momentu wyizolowane komórki zostały w pełni odzyskane i wykazywały zdrową proliferację. Do 5 dnia komórki znajdowały się w 80-90% zbiegu na 60-milimetrowej szalce Petriego z pewnymi odstępami między komórkami i od kolonii do kolonii (Ryc. 1A).

Subkultura i charakterystyka izolowanych komórek rurkowych:
Izolowane komórki nabłonka kanalików nerkowych poddano subhodowli w celu charakterystyki zgodnie z krokami opisanymi w sekcji 4 protokołu opisanego powyżej.

Od 5 dnia, komórki w pełni wyzdrowiały po izolacji i zaczęły się energicznie namnażać. Tydzień po izolacji komórki zrosły się do zbiegu na 60-milimetrowej szalce Petriego. Po 1 tygodniu w hodowli w pasażu 0 komórki były gotowe do podhodowli do pasażu 1, a następnie do 2 kolejnych pasaży. Podobne wzorce wzrostu zaobserwowano w pasażu 1 i pasażu 2. Zwykle potrzeba mniej niż tydzień, aby komórki w pasażu 1 i 2 zrosły do konfluencji dla kolejnych subkultur (Rysunek 1B). Ciągła hodowla zlewających się komórek od przejścia 0 do przejścia 2 wykazała rozległą formację kopuły23,24 (Rysunek 1B), co sugeruje, że izolowane komórki utrzymywały zdrowy stan, w którym wydzielały płyny podobne do stanu in vivo. Spowodowało to, że monowarstwa ogniw oderwała się od płytki, ale pozostała połączona za pomocą ścisłych połączeń.

Aby scharakteryzować komórki w hodowli, przeprowadziliśmy barwienie immunofluorescencyjne w hodowanych komórkach od przejścia 1 do przejścia 4, a także w linii komórek kontrolnych - ludzkich komórek HK-2 proksymalnego nabłonka nerkowego. Markery kanalikowe proksymalne, akwaporyna 1 (AQP1)25 i angiotensynogen (AGT)9, dystalny marker rurkowy E-kadheryna25, marker nabłonkowy aktyny mięśni gładkich (SMA)26,27,28, markery makrofagów F4/8029 i CD6830, oraz marker mezangialny tymocyt różnicowanie antygen 1 (Thy1/CD90)9 użyto do badań charakteryzacyjnych. Oba proksymalne białka kanalikowe AQP1 i AGT ulegały konsekwentnie silnej ekspresji w izolowanych komórkach kanalików od pasażu 1 do pasażu 4, a także w komórkach nabłonka proksymalnej kontroli pozytywnej HK-2 (Figura 2A). Dystalne białko kanalikowe E-kadheryna uległo ekspresji w izolowanych komórkach kanalików poprzez pasaż 4 i zaobserwowano je również w komórkach HK-2 (Figura 2A). SMA ulegało obfitej ekspresji w izolowanych komórkach rurkowych i w kontrolnych komórkach HK-2, zgodnie z opublikowanymi raportami26,27. Z drugiej strony, białko mezangialne Thy1 i białko makrofagów F4/80 były nieobecne zarówno w izolowanych komórkach kanalikowych, jak i w kontrolnych komórkach HK-2 (Rysunek 2A). CD68 wykazał minimalną ekspresję w komórkach HK-2 i w izolowanych komórkach rurkowych w pasażu 1 i pasażu 2, a następnie jego ekspresja stała się niewykrywalna od przejścia 3 przez przejście 4 (Figura 2A). Wyniki sugerują, że komórki wyizolowane zgodnie z tym protokołem są mieszanką proksymalnych i dystalnych komórek kanalikowatych. Aby porównać ekspresję tych białek markerowych in vivo, przeprowadziliśmy barwienie w zamrożonych tkankach nerkowych. Markery rurkowe, w tym AQP1, AGT i E-kadheryna, oraz białko mezangialne Thy1 stwierdzono wysoką ekspresję w nerkach pobranych od zdrowej myszy typu dzikiego (Figura 2B). Niskie ekspresje F4/80 i CD68 zaobserwowano w nerkach typu dzikiego, ale w dużym stopniu ulegały ekspresji w nerkach pobranych od myszy Col4a3-/-, u której rozwinęła się niewydolność nerek z infiltracją makrofagów20,31 (Rysunek 2C).

Mitochondrialny test bioenergetyczny na izolowanych pierwotnych komórkach rurkowych:
Etapy testu oddychania mitochondrialnego są opisane w sekcji 5 protokołu opisanego powyżej.

Oddychanie mitochondrialne izolowanych pierwotnych komórek rurkowych jest mierzone za pomocą analizy strumienia zewnątrzkomórkowego wskaźnika zużycia tlenu (OCR) przy różnych gęstościach poszycia. Aby miareczkować gęstość posiewu, 20 000, 30 000 i 40 000 pierwszorzędowych TEC na studzienkę wysiano na 96-dołkową mikropłytkę XF96 dzień wcześniej (około 20 godzin przed) testem strumienia zewnątrzkomórkowego (Rysunek 3A). Po analizie strumienia zewnątrzkomórkowego pomiary OCR zostały następnie znormalizowane do liczby komórek poprzez kwantyfikację barwienia Hoechsta. Posiewanie TEC przy 20 000, 30 000 lub 40 000 komórek/studnię dało średni podstawowy OCR wynoszący odpowiednio 25, 45 lub 50 pmol/min (Rysunek 3A). Co więcej, obrazy mikroskopowe posianych komórek ujawniły, że 40 000 komórek/studzienkę pokrywało całą powierzchnię dna studzienek mikropłytki lepiej niż inne gęstości posiewu (Rysunek 3B). Mimo że maksymalny OCR nie wzrósł przy użyciu 40 000 komórek w porównaniu z gęstością 30 000 komórek, zalecamy gęstość komórek około 40 000 komórek / studnię w celu uzyskania optymalnych interakcji między komórkami i związkami.

Ponadto, w naszych eksperymentach, optymalne stężenie związków hamujących/rozprzęgających okazało się wynosić 1 μM oligomycyny, 1 μM FCCP i 2 μM rotenonu/antymycyny-A (protokoły testu strumienia zewnątrzkomórkowego i iniekcji portów są wymienione w Tabeli 1; eksperymenty optymalizacyjne nie są pokazane). Zaleca się jednak, aby wszyscy użytkownicy przeprowadzili wstępny test z różnymi stężeniami tych związków, najlepiej niższymi i wyższymi niż opublikowane wartości, aby zagwarantować najlepsze wyniki.

Test przepływu zewnątrzkomórkowego dostarcza wielu ważnych parametrów do oceny bioenergetyki TEC nerek. Na przykład, ponieważ wykazano, że utlenianie kwasów tłuszczowych jest specyficznie wadliwe w TEC, zastosowanie pożywki zawierającej substrat kwasu tłuszczowego (palmitynian) wraz z inhibitorem glikolizy (2DG) może służyć jako użyteczne narzędzie do bezpośredniej oceny utleniania kwasów tłuszczowych w TEC w pasażach 1 i 2 (Rysunek 3C). W przypadku zwłóknienia nerek oczekuje się, że ogólna zdolność oddychania komórek będzie niższa niż w przypadku zdrowej nerki, mimo że podłoża oparte na glukozie mogą nie wykazywać żadnych różnic.

Podsumowując, test przepływu zewnątrzkomórkowego, szczególnie do oceny zdolności utleniania kwasów tłuszczowych, może być wykorzystany jako miara informacyjna do oceny stanu energetycznego TEC nerek, w których patologiczne zmiany wpływające na profil bioenergetyczny odgrywają główną rolę w zwłóknieniu nerek i progresji do niewydolności nerek.

KrokiCzas (min)
kalibrować
Równowaga:00:12:00
Pomiar 13 pętle
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
Wstrzyknąć port A (1 μM oligomycyny)2 pętle
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
Wstrzykiwanie portu B (1 μM FCCP)2 pętle
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
Wstrzyknąć port C (2 μM rotenon/antymycyna)2 pętle
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00
mieszać00:02:00
czekać00:02:00
miara00:03:00

Tabela 1. Ustandaryzowany protokół analizy strumienia zewnątrzkomórkowego dla optymalnych pomiarów OCR w pierwotnych komórkach rurkowych.

figure-results-1
Rysunek 1. Hodowla komórkowa izolowanych pierwotnych komórek kanalikowatych. (A) Izolowane pierwotne komórki rurkowe przyczepiają się wcześnie w 1. dniu i rosną silnie od 3. do 5. dnia. Zdjęcia są wykonywane pod obiektywami 10X i 20X. (B) Ten panel pokazuje subkulturę izolowanych pierwotnych komórek rurkowych od pasażu 0 do pasażu 3. Obrazy są wykonywane pod obiektywami 10X i 20X dla wizji kopuł komórek oraz pod obiektywem 40X dla wizji zmian morfologicznych w przejściach. Podziałka = 100 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2. Charakterystyka izolowanych pierwotnych komórek kanalikowych. (A) Barwienie immunologiczne przeciwciałami przeciwko białkom kanalików proksymalnych (AQP1, AGT), białku kanalików dystalnych (E-kadheryna), białku nabłonkowemu (SMA), białku mezangialnemu (Thy1) i białkom makrofagów (F4/80, CD68) pokazują, że izolowane pierwotne komórki kanalikowe i kolejne subkultury są czystymi komórkami kanalików proksymalnych i dystalnych. (B) Ten panel pokazuje barwienie kanalika proksymalnego, kanalika dystalnego i białek mezangialnych w tkankach nerkowych od zdrowej myszy typu dzikiego jako kontrola pozytywna i kontrola ujemna bez pierwotnej kontroli. (C) Ten panel pokazuje barwienie białek makrofagów F4 / 80 i CD68 w tkance nerkowej pobranej od myszy Col4a3-/- jako kontrola pozytywna. Podziałka liniowa = 20 μm. DAPI jest pokazany na niebiesko. Białka markerowe są pokazane na zielono. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3. Test strumienia zewnątrzkomórkowego w izolowanych pierwotnych komórkach rurkowych o różnej gęstości posiewu. (A) Zwiększenie gęstości posiewu komórkowego zwiększa podstawowy poziom oddychania w pierwotnych komórkach kanalików, testowany w pasażu 3. (B) Ten panel pokazuje mikroskopowe obrazy pierwotnych komórek rurkowych hodowanych na mikropłytce XF96 wysiewanej w gęstościach 20 000, 30 000 i 40 000 komórek/studzienki. Podziałka liniowa = 100 μm. (C) Ten panel pokazuje test przepływu zewnątrzkomórkowego na bazie kwasów tłuszczowych lub glukozy w pierwotnych komórkach kanalików w przejściach 2 i 1. Dane są średnie ± SEM. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zoptymalizowaliśmy protokół, który pozwala na skuteczną izolację mysich komórek nabłonka kanalików nerkowych (TEC) i wykazaliśmy, że komórki mogą być hodowane w celu analizy strumienia zewnątrzkomórkowego w celu oceny oddychania mitochondrialnego w obecności substratów na bazie kwasów tłuszczowych i/lub glukozy. Protokół ten jest przeznaczony do badań koncentrujących się zarówno na proksymalnych, jak i dystalnych komórkach kanalików i służy jako rama, za pomocą której można budować bardziej złożone eksperymenty w celu zrozumienia chorób nerek związanych z patologią TEC. W porównaniu z poprzednio opublikowanymi protokołami 9,10,19, metoda ta nie wymaga separacji gradientowej z długimi czasami wirowania ani dużego użycia przeciwciał do sortowania, a zatem stanowi bardziej wydajny i zoptymalizowany przewodnik dla badaczy zajmujących się polem metabolicznym kanalików nerkowych. W tym protokole znajduje się kilka krytycznych etapów, w tym trawienie, ponowne zbieranie i posiewanie gęstości oraz optymalizacja związków do testu strumienia zewnątrzkomórkowego.

Wybór odpowiedniego rodzaju kolagenazy i optymalnego stężenia jest kluczem do udanego trawienia i dysocjacji komórek kanalików nerkowych od tkanek nerkowych. W porównaniu z innymi typami kolagenaz, kolagenaza typu 2 zawiera stosunkowo wyższy poziom aktywności proteazy, zdolnej do dysocjacji zwartych struktur nerkowych. Aby zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia w wyniku wydłużonego czasu perfuzji i trawienia, 0,013% kolagenazy typu 2 perfuzjono w tempie 30 ml/min. Torebka nerkowa została usunięta dopiero po pobraniu obu nerek od zwierzęcia i przeniesieniu do wysterylizowanego kaptura do hodowli komórkowych. Nerki zostały zmielone na drobne kawałki i kontynuowały ich inkubację z 10 ml buforu wytrawiającego przez kolejne 5 minut w celu całkowitego trawienia i maksymalnego uwolnienia komórek kanalików.

Chociaż po trawieniu zawiesina tkankowa jest przepuszczana przez filtr o średnicy 70 μm w celu usunięcia bardzo dużych kawałków tkanki, nadal będą istnieć niestrawione kanaliki, które przechodzą przez filtr i pozostają w zawiesinie komórkowej i zostają posiane na szalce hodowlanej. Potrzeba więcej czasu niż normalnie, aby te kanaliki uwolniły komórki rurkowe i mocno przylgnęły do szalki hodowlanej. Dlatego bardzo ważne jest, aby zebrać zawiesinę komórkową i odwirować ją w celu osadzenia nieprzyłączonych kanalików i komórek na drugi dzień po posiewie komórek. Ten etap wirowania z niską prędkością dodatkowo usuwa inne typy komórek, które są lżejsze niż komórki rurkowe i pozwala na osadzanie się nieprzyłączonych kanalików i komórek rurkowych.

Identyfikacja prawidłowej gęstości komórek jest pierwszym i kluczowym krokiem do udanego testu strumienia zewnątrzkomórkowego. Wyniki wykazały, że 40 000 komórek na studzienkę na mikropłytce XF96 jest idealne dla pierwotnych komórek rurkowych zarówno w teście oddychania opartym na kwasie tłuszczowym, jak i glukozie (Figura 3C). W tym protokole wyizolowane komórki rurkowe wykorzystano do testu strumienia zewnątrzkomórkowego w pasażach 1 i 2. Komórki były hodowane do pasażu 3, chociaż zachowały ekspresję markerów rurkowych (ryc. 2) i przyzwoitą wydajność w testach bioenergetycznych (ryc. 3A) i wykazały obniżony poziom oddychania podstawowego w porównaniu z pasażem 2 (pokazane przez porównanie OCR w skrajnych prawych panelach ryciny 3A z figurą 3C). Spadek ten może nie wpływać na zasadniczo zdrowe komórki rurkowe (na przykład te wyizolowane od młodych myszy typu dzikiego). Jednak w przypadku badań na komórkach wyizolowanych z mysich modeli PChN, które mają już zmniejszone oddychanie mitochondrialne, wyższe pasaże komórek mogą powodować dalsze zmniejszenie oddychania podstawowego, co wpłynęłoby na wyniki testu przepływu zewnątrzkomórkowego. W przeprowadzonych tutaj badaniach komórki zarówno z pasażu 1, jak i pasażu 2 wykazywały wysoki poziom oddychania podstawowego. Dlatego, postępując zgodnie z tym protokołem, zalecamy wykorzystanie tych dwóch wczesnych fragmentów do badań oddychania mitochondrialnego z komórkami wyizolowanymi zarówno od zdrowych, jak i chorych zwierząt. Komórki z pasażu 2 powinny być nadal brane pod uwagę, jeżeli subkultura pasażu 1 nie daje wystarczającej liczby komórek do oznaczenia strumienia. Oprócz badań bioenergetycznych, nasze poprzednie badania pokazują, że pierwotne TEC w pasażu 3 mogą być niezwykle przydatne w leczeniu związkami, a następnie w badaniach białek i RNA (dane nie pokazane). Biorąc to pod uwagę, sugerujemy, aby badacze korzystający z tego protokołu do izolowania komórek rurkowych starannie wybrali optymalne przejście dla różnych zastosowań badawczych.

Zasada działania analizy strumienia zewnątrzkomórkowego opiera się na oddziaływaniach między wstrzykiwanymi związkami a kompleksami łańcucha oddechowego oraz na wpływie rozprzęgacza. Oligomycyna jest inhibitorem kompleksu V (syntazy ATP) i służy do rozróżnienia zużycia tlenu związanego z ATP i zużycia tlenu, które jest wymagane do pokonania regularnego wycieku protonów przez wewnętrzną błonę mitochondriów32. FCCP oddziela zużycie tlenu od produkcji ATP poprzez zakłócenie potencjału błony mitochondrialnej. W ten sposób zapewnia pomiar maksymalnej zdolności oddechowej, ponieważ omija ograniczoną zdolność wypływu jonów protonowych przez syntazę ATP, umożliwiając transport protonów przez membranę. Antymycyna-A, inhibitor kompleksu III, i rotenon, bloker kompleksu I, są stosowane w połączeniu do wyłączenia całego oddychania mitochondrialnego, umożliwiając różnicowanie między mitochondrialnym a niemitochondrialnym zużyciem tlenu w komórkach. Związki te powinny być zawsze miareczkowane dla określonego typu komórki przed testem strumienia zewnątrzkomórkowego w celu określenia optymalnych stężeń, które dają optymalne krzywe OCR. W tym przypadku zalecamy 1 μM oligomycyny, 1 μM FCCP i 2 μM rotenonu/antymycyny A do testu strumienia zewnątrzkomórkowego na pierwotnych TEC.

Podsumowując, protokół ten zapewnia prosty i opłacalny sposób izolowania pierwotnych komórek nabłonka kanalików nerkowych proksymalnych i dystalnych, które można wykorzystać do oceny bioenergetyki mitochondriów ex vivo. Chociaż protokół ten może być przydatny w szerokim zakresie badań biologii molekularnej badających biologiczną funkcję komórek nabłonka kanalików nerkowych, zdajemy sobie sprawę z jego ograniczeń, gdy stosujemy go do badań wymagających czystych kanalików proksymalnych lub dystalnych. Na przykład badania nad zespołem Lowe'a, selektywną dysfunkcją kanalików proksymalnych33 lub badania nad kwasicą dystalnych kanalików nerkowych, dysfunkcją dystalnych kanalikównerkowych 34, wymagałyby bardziej wyrafinowanego protokołu izolacji i oczyszczania komórek. Jednak w przypadku większości badań, które porównują kanaliki i kłębuszki nerkowe, a także w przypadku badań przesiewowych potencjalnych regulatorów oddychania mitochondrialnego w komórkach kanalików w ogóle, protokół zapewnia wykonalne podejście o wysokiej przepustowości. W związku z tym protokół ten może mieć szerokie zastosowanie w badaniu dysfunkcji mitochondriów związanych z zaburzeniami nerek w celu odkrycia leku lub walidacji celu.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została wsparta następującymi grantami dla Liny A. Shehadeh: National Institute of Health (R56HL132209 i 1R01HL140468) oraz Miami Heart Research Institute.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kolagen I Białko szczura, ogonThermoFisher ScientificA1048301
Kwas octowyJ.T.Baker9508
Kolagenaza typu IIWorthingtonLS004176
PBSSigmaD8537
Trypsyna-EDTA (0,25%)Gibco25200056
Zestaw do wzrostu komórek nabłonka nerek 2PromoCellC-26130
2-Deoxy glukozaSigmaD6134
GlukozaSigmaG8270
L-karnitynaSigmaC0283
EtomoxirSigmaE-1905
OligomycynaSigma75351
4-(trifluorometoksy)fenylohydrazon karbonylu cyjanku karbonylu (FCCP)SigmaC2920
RotenonSigmaR8875
Antimycin-ASigmaA8674
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)SigmaA7030
Palmitynian soduSigmaP9767
NaClSigmaS7653
Pirogronian soduSigmaP5280
L-Glutamina 200mM roztwórSigmaG7513
DMEM w proszkuSigmaD5030-1L
Hoechst 33342LifeTechnologiesH3570
Barwienie niebieskim trypanem (0,4%)LifeTechnologiesT10282
Szkiełka zliczająceBio-Rad145-0011
Mikrokleszcze preparacyjneRobozRS-5101
Automatyczny licznik komórek TC10Bio-Rad506BR2119
MINIPULS 3 Pompa perystaltycznaGilson Inc.GM3P
Seahorse XFe96 AnalyzerSeahorse BioscienceS7800A
Seahorse XFe96 FluxPack (zawiera wkłady z czujnikami, mikropłytki i kaliber)Seahorse Bioscience10260-100

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bielesz, B., et al. Epithelial notch signaling regulates interstitial fibrosis development in the kidneys of mice and humans. Journal of Clinical Investigation. 120 (11), 4040-4054 (2010).
  2. Fabian, S. L., et al. Hedgehog-Gli pathway activation during kidney fibrosis. American Journal of Pathology. 180 (4), 1441-1453 (2012).
  3. Forbes, J. M. Mitochondria-power players in kidney function. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (7), 441-442 (2016).
  4. Suzuki, T., Furusato, M., Takasaki, S., Ishikawa, E. Giant mitochondria in the epithelial cells of the proximal convoluted tubules of diseased human kidneys. Laboratory Investigation. 33 (6), 578-590 (1975).
  5. Yuan, Y., et al. Mitochondrial dysfunction accounts for aldosterone-induced epithelial-to-mesenchymal transition of renal proximal tubular epithelial cells. Free Radical Biology & Medicine. 53 (1), 30-43 (2012).
  6. Kang, H. M., et al. Defective fatty acid oxidation in renal tubular epithelial cells has a key role in kidney fibrosis development. Nature Medicine. 21 (1), 37-46 (2015).
  7. Al-Awqati, Q., Oliver, J. A. Stem cells in the kidney. Kidney International. 61 (2), 387-395 (2002).
  8. Rocca, C. J., Ur, S. N., Harrison, F., Cherqui, S. rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Therapy. 21 (6), 618-628 (2014).
  9. Kamiyama, M., Garner, M. K., Farragut, K. M., Kobori, H. The establishment of a primary culture system of proximal tubule segments using specific markers from normal mouse kidneys. International Journal of Molecular Sciences. 13 (4), 5098-5111 (2012).
  10. Terryn, S., et al. A primary culture of mouse proximal tubular cells, established on collagen-coated membranes. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), F476-F485 (2007).
  11. Tang, M. J., Suresh, K. R., Tannen, R. L. Carbohydrate metabolism by primary cultures of rabbit proximal tubules. American Journal of Physiology. 256, C532-C539 (1989).
  12. Gesek, F. A., Wolff, D. W., Strandhoy, J. W. Improved separation method for rat proximal and distal renal tubules. American Journal of Physiology. 253, F358-F365 (1987).
  13. Vinay, P., Gougoux, A., Lemieux, G. Isolation of a pure suspension of rat proximal tubules. American Journal of Physiology. 241 (4), F403-F411 (1981).
  14. Taub, M., Chuman, L., Saier, M. H., Sato, G. Growth of Madin-Darby canine kidney epithelial cell (MDCK) line in hormone-supplemented, serum-free medium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (7), 3338-3342 (1979).
  15. Chung, S. D., Alavi, N., Livingston, D., Hiller, S., Taub, M. Characterization of primary rabbit kidney cultures that express proximal tubule functions in a hormonally defined medium. Journal of Cell Biology. 95 (1), 118-126 (1982).
  16. Rubera, I., et al. Chloride currents in primary cultures of rabbit proximal and distal convoluted tubules. American Journal of Physiology. 275, F651-F663 (1998).
  17. Inoue, C. N., et al. Use of cultured tubular cells isolated from human urine for investigation of renal transporter. Clinical Nephrology. 53 (2), 90-98 (2000).
  18. Van der Hauwaert, C., et al. Isolation and characterization of a primary proximal tubular epithelial cell model from human kidney by CD10/CD13 double labeling. PLoS One. 8 (6), e66750(2013).
  19. Helbert, M. J., Dauwe, S. E., Van der Biest, I., Nouwen, E. J., De Broe, M. E. Immunodissection of the human proximal nephron: flow sorting of S1S2S3, S1S2 and S3 proximal tubular cells. Kidney International. 52 (2), 414-428 (1997).
  20. Wen Ding, K. Y., et al. Osteopontin deficiency ameliorates Alport pathology by preventing tubular metabolic deficits. JCI Insight. 3 (6), (2018).
  21. Quadri, J. A., et al. Fluoride-associated ultrastructural changes and apoptosis in human renal tubule: a pilot study. Human & Experimental Toxicology. , (2018).
  22. Kawai, S., Takagi, Y., Kaneko, S., Kurosawa, T. Effect of three types of mixed anesthetic agents alternate to ketamine in mice. Experimental Animals. 60 (5), 481-487 (2011).
  23. Condorelli, L., et al. Effect of fluid shear stress on tubular kidney epithelial cell structure. World Congress on Medical Physics and Biomedical Engineering. 25 (10), 50-52 (2009).
  24. Aschauer, L., et al. Delineation of the key aspects in the regulation of epithelial monolayer formation. Molecular and Cellular Biology. 33 (13), 2535-2550 (2013).
  25. George, S. K., et al. Potential use of autologous renal cells from diseased kidneys for the treatment of renal failure. PLoS One. 11 (10), e0164997(2016).
  26. Elberg, G., et al. MKL1 mediates TGF-beta1-induced alpha-smooth muscle actin expression in human renal epithelial cells. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 294 (5), F1116-F1128 (2008).
  27. Elberg, G., Guruswamy, S., Logan, C. J., Chen, L., Turman, M. A. Plasticity of epithelial cells derived from human normal and ADPKD kidneys in primary cultures. Cell and Tissue Research. 331 (2), 495-508 (2008).
  28. Cai, Q., et al. Toxicity of acetaminophen, salicylic acid, and caffeine for first-passage rat renal inner medullary collecting duct cells. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 306 (1), 35-42 (2003).
  29. Zhao, Y., et al. Isolation and epithelial co-culture of mouse renal peritubular endothelial cells. BMC Cell Biology. 15, 40(2014).
  30. Barros, M. H., Hauck, F., Dreyer, J. H., Kempkes, B., Niedobitek, G. Macrophage polarisation: An immunohistochemical approach for identifying M1 and M2 macrophages. PLoS One. 8 (11), e80908(2013).
  31. Kim, M., et al. Progression of Alport kidney disease in Col4a3 knock out mice is independent of sex or macrophage depletion by clodronate treatment. PLoS One. 10 (11), e0141231(2015).
  32. Linnett, P. E., Beechey, R. B. Inhibitors of the ATP synthethase system. Methods in Enzymology. 55, 472-518 (1979).
  33. Bockenhauer, D., et al. Renal phenotype in Lowe Syndrome: a selective proximal tubular dysfunction. Clinical Journal of the American Society of Nephrology. 3 (5), 1430-1436 (2008).
  34. Ranawaka, R., Dayasiri, K., Gamage, M. A child with distal (type 1) renal tubular acidosis presenting with progressive gross motor developmental regression and acute paralysis. BMC Research Notes. 10 (1), 618(2017).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Renal Tubular Epithelial CellsExtracellular Flux AnalysisMitochondrial RespirationCell Isolation ProtocolCollagen Coated PlatesHigh Throughput ScreeningFatty Acid OxidationOligomycin FCCP AssayCell Density OptimizationExtracellular Flux Analyzer

Powiązane artykuły