Artykuł metodologiczny

Dwuwymiarowa angiografia rentgenowska do badania drobnych struktur naczyniowych przy użyciu mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego

DOI:

10.3791/57732

⸱

7 stycznia 2019

 ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Seoul National University College of Medicine, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Hanyang University Medical Center, Hanyang University College of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie przedstawia prostą dwuwymiarową metodę angiograficzną do badania drobnych struktur naczyniowych za pomocą mieszanki do wstrzykiwania kauczuku silikonowego i systemu rentgenowskiego tkanek miękkich.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Angiografia jest niezbędnym narzędziem do badania struktur naczyniowych w różnych dziedzinach badań. Celem pracy jest wprowadzenie prostej metody angiograficznej do badania drobnej struktury naczyniowej nieutrwalonej, świeżej tkanki za pomocą masy iniekcyjnej z kauczuku silikonowego i systemu rentgenowskiego tkanek miękkich. Badanie to koncentruje się w szczególności na obszarach płatów stosowanych w chirurgii rekonstrukcyjnej. W badaniu wykorzystano angiografię z użyciem mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego w różnych warunkach eksperymentalnych na szczurach Sprague-Dawley. Najpierw miesza się 15 ml związku MV i 15 ml rozcieńczalnika. Następnie przygotowuje się 1,5 ml utwardzacza i kaniuluje cewnik 24G w tętnicy szyjnej wspólnej szczura. Trójdrożny kran jest następnie podłączany do cewnika, a środek nieprzepuszczający promieni rentgenowskich, po zmieszaniu z przygotowanym utwardzaczem, jest natychmiast wstrzykiwany bez rozlewania. Na koniec, gdy czynnik zastyga, pobiera się próbkę i uzyskuje się obraz angiograficzny za pomocą systemu rentgenowskiego tkanek miękkich. Metoda ta wskazuje, że wysokiej jakości angiografia pokazująca drobne struktury naczyniowe może być łatwo i prosto uzyskana w krótkim czasie.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie struktur naczyniowych, takich jak tętnice i żyły, jest ważnym obszarem zainteresowania, szczególnie w chirurgii rekonstrukcyjnej. W tej dziedzinie szeroko wykonuje się chirurgię płatową. Dlatego obrazowanie angiograficzne jest aktywnie wykorzystywane do badania terytorium płata, angiosomu i naczyniowego zaopatrzenia świeżej tkanki1. W szczególności podjęto ciągłe wysiłki w celu obserwacji cienkiego układu naczyniowego, w tym drobnych naczyń, takich jak perforatory (naczynia wychodzące z głębokich naczyń docierających do skóry) i naczynia dławiące (łączące naczynia między sąsiednimi angiosomiami)2. Te dwa typy naczyń są ważne w dziedzinie rekonstrukcji klap perforatorów i są głównym przedmiotem badań3,4.

W angiografii używane są różne materiały. Po pierwsze, jest atrament indyjski, który jest pomocny w obserwacji ogólnej anatomii naczyń krwionośnych. Jest jednak przezierny dla promieni rentgenowskich, więc nie można uzyskać obrazów angiograficznych. Częściej stosowanymi materiałami nieprzepuszczającymi promieni rentgenowskich są tlenek ołowiu i bar. Jednak toksyczność jest kluczową wadą tlenku ołowiu i jest niewygodny w użyciu po zmieszaniu z wodą ze względu na jego sproszkowaną postać. Bar jest wolny od toksyczności; Nie jest to jednak zbyt wykonalne, ponieważ należy go stosować po rozcieńczeniu. Oba te materiały nieprzepuszczające promieni rentgenowskich nie mogą przenikać przez naczynia włosowate; Dlatego, jeśli konieczna jest analiza całej struktury naczyniowej, konieczne jest wstrzyknięcie ich do tętnicy i żyły oddzielnie5. Ponadto oba materiały powodują wyciek barwnika podczas sekcji anatomicznej, dlatego należy je łączyć z żelatyną. Mieszaniny tlenku ołowiu, żelatyny i baru i żelatyny potrzebują co najmniej jednego dnia, aby zestalić się1,6,7.

Angiografia tomografii komputerowej (CT) jest kolejną powszechnie stosowaną metodą i może pomóc w oglądaniu trójwymiarowych (3D) struktur8. Jednak żył nie można skutecznie zwizualizować5. W tej modalności wyraźna wizualizacja drobnych elementów naczyniowych, takich jak żyły dławiące, jest trudna, z wyjątkiem korzystania z określonego sprzętu. Niedogodnością może być konieczność posiadania droższego sprzętu, dlatego angiografia TK nie może być stosowana we wszystkich laboratoriach. Z kolei system rentgenowski tkanek miękkich jest stosunkowo tani i może działać łatwiej. System ten jest optymalny do oglądania tkanek miękkich i może zapewnić wyższą jakość obrazów tkanek miękkich niż prosty system rentgenowski. Chociaż sam system rentgenowski tkanek miękkich nie może wyświetlać obrazów 3D, może pomóc w wyraźniejszej wizualizacji drobnych struktur naczyniowych niż angiografia CT. Dlatego wykorzystaliśmy system rentgenowski tkanek miękkich w wielu eksperymentach, szczególnie w różnych modelach płatów i podstawowej anatomii2,9.

Na koniec, zastosowanie angiografii z mieszanki iniekcyjnej z kauczuku silikonowego ma wiele zalet. Ponieważ przygotowywane są różne środki barwiące, można je wstrzykiwać i wyświetlać charakterystyczne kolory, takie jak atrament indyjski. Dlatego możliwe jest jednoczesne studiowanie anatomii ogólnej i angiografii. Może zarówno przechodzić przez naczynia włosowate, jak i umożliwiać wizualizację żył, umożliwiając badania drobnych struktur naczyniowych. W przeciwieństwie do mieszaniny żelatyny, mieszanka iniekcyjna z kauczuku silikonowego krzepnie w krótkim czasie, około 15 minut, bez żadnych dodatkowych zabiegów. Cały proces jest podsumowany na schemacie w Rysunek 1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury, w tym tematy dotyczące zwierząt, zostały zatwierdzone przez Instytucjonalne Komitety ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Seulu (IACUC nr 10-0184). Protokół ten jest zoptymalizowany pod kątem badań nad unaczynieniem płatów. Ten przykład jest oparty na modelu klapy z czterema obszarami w naszych poprzednich raportach.

1. Ustalanie warunku klapy

UWAGA: Ważne jest, aby wygenerować zmianę naczyniową w modelu płata szczura na 4 do 5 dni przed widocznym oszacowaniem6,7.

  1. Użyj 7-tygodniowych samców szczurów Sprague-Dawley o wadze 200 - 250 g.
  2. Znieczulenie szczurów za pomocą izofluranu w dawce 3 - 5% w celu indukcji i 2 - 2,5% w celu podtrzymania. Wykonaj test odbicia odbicia przy odstawieniu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca. Wstrzyknąć meloksykam 5 mg/kg podskórnie w celu złagodzenia bólu.
  3. Ogol tułów za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i kremu do depilacji (kwas tioglikolowy, 80%). Przygotuj sterylne pole operacyjne z 10% jodowidonem i sterylną serwetą, aby utrzymać sterylny stan przez cały czas trwania zabiegów. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Utrzymuj wszystkie narzędzia w sterylnym stanie.
  4. Ustalić odpowiedni stan klapy.
    1. Zaznacz obwodowy płat skóry od dolnej części brzucha do tyłu, o wymiarach 4 x 12 cm. Zlokalizuj środek płata w połowie drogi między wyrostkiem mieczykowatym a prąciem (Ryc. 1).
    2. Wykonaj nacięcie zgodnie z zaznaczonymi za pomocą ostrza chirurgicznego.
    3. Wypreparuj płat nożyczkami, w tym skórę i panniculus carnosus.
    4. Wypreparuj wokół szypułki naczyniowej [obustronne naczynia głęboko okrężne biodrowe (DCI) i obustronne powierzchowne dolne naczynia nadbrzusza (SIE)] w dolnej części brzucha i odsłonić szypułkę naczyniową za pomocą lupy chirurgicznej i narzędzi mikrochirurgicznych.
    5. Utrzymuj lub podwiązuj naczynia w zależności od pożądanych warunków.
    6. Podziel płat wzdłuż grzbietowej linii środkowej za pomocą ostrza chirurgicznego lub nożyczek.
    7. Połóż klapkę w pierwotnej pozycji i przymocuj ją za pomocą zszywacza do skóry.
    8. Nakładać miejscowo maść na ranę pooperacyjną przez 3 dni i zapewnić znieczulenie pooperacyjne, podając meloksykam w dawce 5 mg/kg doustnie raz dziennie przez 3 dni.
    9. Upewnij się, że szczur odzyskuje wystarczającą przytomność, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Włóż szczura z powrotem do klatki i przenieś go do pomieszczenia inwentarskiego. Zastosuj obrożę elżbietańską do każdego szczura.

2. Przygotowanie instrumentów

  1. Przygotuj cewnik 24G i zawór trójdrożny.
  2. Przygotuj kleszcze do komarów, małe nożyczki, skalpel chirurgiczny i ostrze chirurgiczne.
  3. Przygotować środek angiograficzny (masa iniekcyjna z kauczuku silikonowego).
    1. Zmieszać związek środka barwiącego z rozcieńczalnikiem w sterylnym kubku na próbki. Zapewnić równą ilość wagowo: 15 ml związku barwnika i 15 ml rozcieńczalnika MV na jednego szczura (szczur Sprague-Dawley, 200 - 250 g).
    2. Dodać utwardzacz na 5% masy lub objętości roztworu mieszaniny bezpośrednio przed wstrzyknięciem: 1,5 ml utwardzacza na jednego szczura (szczur Sprague-Dawley, 200 - 250 g).

3. Przygotowanie tętnicy szczura

  1. Użyj izofluranu do znieczulenia szczurów (3 - 5% do indukcji i 2 - 2,5% do leczenia podtrzymującego). Wykonaj test odbicia odbicia przy odstawieniu szczypania palców u stóp, aby potwierdzić, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca.
  2. Ogol szyję za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i kremu do depilacji (kwas tioglikolowy, 80%).
  3. Odsłoń tętnicę szyjną wspólną10.
    1. Wykonaj 2-centymetrowe nacięcie w linii środkowej między łopatkami.
    2. Analizuj głębiej za pomocą kleszczy do komarów i nożyczek, aż kompleks gruczołów ślinowych zostanie odsłonięty.
    3. Cofnij gruczoł ślinowy i tępo wypreparuj mięsień omohyoidalny wzdłużnie.
    4. Przeprowadź sekcję wokół wspólnej tętnicy szyjnej.
  4. Zaczep stronę głowową i ogonową wspólnej tętnicy szyjnej czarnym jedwabiem i przymocuj ją.
    1. Zawiąż szew proksymalny i utrzymuj przyczepność, aby utrzymać obrzęk tętnicy.
    2. Przygotuj jeden jedwabny szew po stronie ogonowej do zabezpieczenia cewnika 24G.

4. Kaniulacja

  1. Kankaluj przygotowaną tętnicę szyjną za pomocą cewnika 24G.
  2. Zacisnąć wcześniej przygotowaną opaskę po stronie ogonowej i uważać, aby nie usunąć cewnika podczas wstrzykiwania.
  3. Przygotować utwardzacz (krok 1.3.2).
  4. Podłącz bezpiecznie trójdrożny kran do wprowadzonego cewnika.
    1. Potwierdź zwróconą krew do cewnika, dodając podciśnienie za pomocą pustej strzykawki.

5. Wtrysk

  1. Wstrzykiwać masę wtryskową z kauczuku silikonowego, aż zmieni się kolor oka i stopy.
    UWAGA: Zmiana koloru powinna pojawić się wraz z postępem wstrzykiwanego płynu (ilość wstrzyknięcia wynosi około 25 - 30 ml dla każdego szczura).
  2. Zablokować zawór trójdrogowy i poczekać, aż środek zastygnie.
    1. Należy uważać, aby nie zanieczyścić środkiem, zwłaszcza podczas wyjmowania strzykawki z kranu trójdrożnego. Użyj bariery ochronnej, takiej jak gaza lub winyl, aby oddzielić przestrzeń iniekcji od otoczenia.
      UWAGA: Wszelkie zanieczyszczenia utrudniają analizę obrazu angiograficznego, ponieważ związek jest nieprzezroczysty dla promieni rentgenowskich.
    2. Potwierdź ustanie bicia serca i oddychania. Przerwij znieczulenie.
    3. Obserwuj szybkość twardości z pozostałym środkiem jako odniesieniem (potrzebne około 15 minut).

6. Pobieranie próbek

  1. Wykonaj nacięcie za pomocą ostrza chirurgicznego do panniculus carnosus 1 cm na zewnątrz płata, aby zapobiec uszkodzeniu jakiejkolwiek struktury naczyniowej wewnątrz płata.
  2. Rozciąć wzdłuż wcześniej wypreparowanej płaszczyzny z kroku 1.4 (pod płaszczyzną panniculus carnosus) i pobrać tkankę, w tym płat i szypułkę naczyniową, za pomocą nożyczek (struktura naczyniowa jest zawarta w płatze).
  3. Podkleić szypułkę płata za pomocą jedwabnego szwu 5-0 i oddzielić klapę od ciała. Uważaj, aby nie uszkodzić struktury naczyniowej.

7. Przechwytywanie obrazu angiograficznego

  1. Rozłóż próbkę, upewniając się, że się nie składa, i delikatnie połóż ją na serwety chirurgicznej za pomocą kleszczy.
  2. Wykonaj zdjęcie radiologiczne.
    1. Przenieść próbkę leżącą na kasecie z folią do przestrzeni ładowania próbki.
    2. Ustaw system rentgenowski tkanek miękkich na 60 kVp, 5 mA i 5 s ekspozycji.
  3. Wywołaj film w ciemni za pomocą automatycznej maszyny do wywoływania.
  4. Zeskanuj film w najwyższej możliwej rozdzielczości.

8. Analiza obrazu6,7,11

  1. Rozróżnij tętnice i żyły na podstawie ciągłości przepływu i średnicy.
    1. Zacznij od dopływu tętnicy przeznasadowej i skup się na badanym naczyniu docelowym.
    2. Zmierz średnice za pomocą oprogramowania, najpierw otwierając obraz.
      1. Kliknij przycisk Prosty i narysuj linię na pasku skali o tej samej długości.
      2. Otwórz punkt menu Analiza | Ustaw menu skali i wprowadź wartość paska skali w polu Znana odległość.
      3. Kliknij przycisk Prosty i narysuj linię na naczyniu, którego średnicę należy zmierzyć.
      4. Otwórz punkt menu Analiza | Zmierz menu i potwierdź długość.
  2. Przeanalizuj wzorzec naczyniowy, biorąc pod uwagę obszar przeżycia płata.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Stosując się do tego protokołu, zbadano unaczynienie płatów szczura Sprague-Dawley. Obwodowy płat skóry od podbrzusza do pleców o wymiarach 4 x 12 cm został oznaczony na podstawie naszych poprzednich raportów. Każdy egzemplarz był w innym stanie naczyniowym.

Wszystkie płaty zostały podniesione w oparciu o głęboką tętnicę biodrową obwodową (DCIA) i żyłę, a następnie doładowane tętnicami z różnych lokalizacji. Grupa 1 była kontrol...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Angiografia z użyciem kauczuku silikonowego może być łatwo wykonana, nie wymaga drogiego sprzętu i ma wiele zalet. W przeciwieństwie do przedoperacyjnej i śródoperacyjnej oceny pacjentów, eksperymenty na zwierzętach i zwłokach mogą dostarczyć szczegółowych informacji na temat określonych schorzeń, umożliwiając bardziej zróżnicowane i dogłębne badania. Model płatowy z wykorzystaniem szczurów jest szczególnie cenny dla klinicystów, ponieważ zmiany w różnych kontekstach można zaobserwować przed zastosowaniem klinicznym

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca (2017R1A2B1006403) była wspierana przez Mid-Career Researcher Program poprzez grant Narodowej Fundacji Badawczej finansowany przez rząd koreański (Ministerstwo Nauki i ICT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-112Biały środek barwiący
MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-117Środek o barwie pomarańczowej
MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-120Niebieski środek barwi
MICROFIL Mieszanki wtryskowe kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-122Żółty środek barwiący
MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-130Czerwony środek barwiący
MICROFIL Związki wtryskowe kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-132Przezroczysty środek
MICROFIL Mieszanki iniekcyjne kauczuku silikonowegoFlow Tech Inc.MV-DiluentDiluent
MICROFIL CP-101 do preparatów antykorozyjnych odlewówFlow Tech Inc.CP-101Utwardzacz
Sprzęt inspekcyjny do fotografowania filmów rentgenowskich SOFTEXCMB-2System rentgenowski tkanek miękkich
Film Przemysłowa klisza rentgenowska Fujifilm (FR 12x16,5cm)
Automatyczna maszyna wywoływaczaFujifilmFPM 2800
Rat Szczur Sprague-Dawley o wadze 200-250 g
Trójdrożny cewnik
https://imagej.nih.gov/ij/
z 24-krotnym kranem Zdjęcie J National Institutes of Health 

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Taylor, G. I., Minabe, T. The Angiosomes of the Mammals and Other Vertebrates. Plastic and Reconstructive Surgery. 89 (2), 181-215 (1992).
  2. Taylor, G. I., Palmer, J. H. The vascular territories (angiosomes) of the body: experimental study and clinical applications. British Journal of Plastic Surgery. 40 (2), 113-141 (1987).
  3. Geddes, C. R., Morris, S. F., Neligan, P. C. Perforator flaps: evolution, classification, and applications. Annals of Plastic Surgery. 50 (1), 90-99 (2003).
  4. Saint-Cyr, M., Schaverien, M. V., Rohrich, R. J. Perforator Flaps: History, Controversies, Physiology, Anatomy, and Use in Reconstruction. Plastic and Reconstructive Surgery. 123 (4), 132-145 (2009).
  5. Lie, K. H., Taylor, G. I., Ashton, M. W. Hydrogen peroxide priming of the venous architecture: a new technique that reveals the underlying anatomical basis for venous complications of DIEP, TRAM, and other abdominal flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 133 (6), 790-804 (2014).
  6. Chang, H., Nobuaki, I., Minabe, T., Nakajima, H. Comparison of Three Different Supercharging Procedures in a Rat Skin Flap Model. Plastic and Reconstructive Surgery. 113 (1), 277-283 (2004).
  7. Chang, H., Minn, K. W., Imanishi, N., Minabe, T., Nakajima, H. Effect of Venous Superdrainage on a Four-Territory Skin Flap Survival in Rats. Plastic and Reconstructive Surgery. 119 (7), 2046-2051 (2007).
  8. Rozen, W. M., Stella, D. L., Ashton, M. W., Phillips, T. J., Taylor, G. I. Three-dimensional CT angiography: a new technique for imaging microvascular anatomy. Clinical Anatomy. 20 (8), 1001-1003 (2007).
  9. Taylor, G. I., Chubb, D. P., Ashton, M. W. True and "choke" anastomoses between perforator angiosomes: part i. anatomical location. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (6), 1447-1456 (2013).
  10. Feng, J., Fitz, Y., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), e51881(2015).
  11. Park, S. O., Cho, J., Imanishi, N., Chang, H. Effect of distal venous drainage on the survival of four-territory flaps with no pedicle vein: Results from a rat model. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 71 (3), 410-415 (2018).
  12. Park, S. O., Chang, H., Imanishi, N. The free serratus anterior artery perforator flap-A case report and anatomic study. Microsurgery. 36 (4), 339-344 (2016).
  13. Imanishi, N., Nakajima, H., Minabe, T., Chang, H., Aiso, S. Anatomical relationship between arteries and veins in the paraumbilical region. British Journal of Plastic Surgery. 56 (6), 552-556 (2003).
  14. Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Rohrich, R. J. Three- and four-dimensional arterial and venous anatomies of the thoracodorsal artery perforator flap. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1578-1587 (2008).
  15. Schaverien, M., Saint-Cyr, M., Arbique, G., Hatef, D., Brown, S. A., Rohrich, R. J. Three- and Four-Dimensional Computed Tomographic Angiography and Venography of the Anterolateral Thigh Perforator Flap. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (5), 1685-1696 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

RTG tkanek mi kkichstan p ata naczyniowegocewnikowanie t tnicy szyjnej wsp lnejkurek tr jdro nyakwizycja obrazu angiograficznegoanaliza obszaru unaczynienia p atawizualizacja naczy d awi cych choke vesselsmodel szczura Sprague Dawleyoperacja uniesienia perforatora

Powiązane artykuły