Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Elastyczny, niedrogi system hydroponiczny do oceny reakcji roślin na małe cząsteczki w sterylnych warunkach

11K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57800

⸱

25 sierpnia 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Brazilian Bioethanol Science and Technology Laboratory (CTBE), Brazilian Center for Research in energy and materials (CNPEM), 2University of Campinas (UNICAMP), 3University of Viçosa (UFV), 4CTBE, CNPEM, 5Brazilian Bioethanol Science and Technology Laboratory (CTBE/CNPEM), Max Planck Partner Group

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Prosty, wszechstronny i tani system hydroponiczny in vitro został pomyślnie zoptymalizowany, umożliwiając eksperymenty na dużą skalę w sterylnych warunkach. System ten ułatwia stosowanie substancji chemicznych w roztworze i ich efektywne wchłanianie przez korzenie do badań molekularnych, biochemicznych i fizjologicznych.

Streszczenie

Szeroki zakres badań z zakresu biologii roślin jest przeprowadzany przy użyciu kultur hydroponicznych. W niniejszej pracy przedstawiono hydroponiczny system wzrostu in vitro przeznaczony do oceny reakcji roślin na chemikalia i inne substancje będące przedmiotem zainteresowania. System ten jest bardzo skuteczny w uzyskiwaniu jednorodnych i zdrowych sadzonek modelowych gatunków C3 i C4 odpowiednio Arabidopsis thaliana i Setaria viridis. Sterylna uprawa pozwala uniknąć zanieczyszczenia glonami i mikroorganizmami, które są znanymi czynnikami ograniczającymi normalny wzrost i rozwój roślin w hydroponice. Ponadto system ten jest skalowalny, co umożliwia zbiór materiału roślinnego na dużą skalę z niewielkimi uszkodzeniami mechanicznymi, a także zbiór poszczególnych części rośliny w razie potrzeby. Dostarczony jest szczegółowy protokół pokazujący, że system ten ma łatwy i tani montaż, ponieważ wykorzystuje stojaki na pipety jako główną platformę do uprawy roślin. Wykonalność tego systemu została zweryfikowana przy użyciu sadzonek rzodkiewnika w celu oceny działania leku AZD-8055, chemicznego inhibitora docelowego kinazy rapamycyny (TOR). Hamowanie TOR zostało skutecznie wykryte już po 30 minutach od zabiegu AZD-8055 w korzeniach i pędach. Co więcej, rośliny poddane działaniu AZD-8055 wykazywały oczekiwany fenotyp nadmiaru skrobi. Zaproponowaliśmy ten system hydroponiczny jako idealną metodę dla badaczy roślin, którzy chcą monitorować działanie induktorów lub inhibitorów roślin, a także oceniać przepływy metaboliczne za pomocą związków znakujących izotopy, co generalnie wymaga użycia drogich odczynników.

Wprowadzenie

Zalety uprawy roślin przy użyciu hydroponiki zostały powszechnie uznane w produkcji dużych i jednolitych roślin, umożliwiając powtarzalne eksperymenty1,2,3. W tym systemie skład pożywki może być odpowiednio kontrolowany i poddawany recyklingowi na wszystkich etapach wzrostu i rozwoju roślin. Ponadto korzenie nie są narażone na stresy abiotyczne, które mogą wystąpić w przypadku roślin uprawianych w glebie, takie jak głód składników odżywczych i niedobór wody4. Ponieważ rośliny uprawiane hydroponicznie wykazują cechy morfologiczne i fizjologiczne dość podobne do tych hodowanych w glebie, system ten jest szeroko stosowany w badaniach, ponieważ umożliwia monitorowanie wzrostu korzeni/pędów i ich zbioru bez urazów2,5.

Ze względu na możliwość zmiany składu i stężenia roztworu odżywczego, przeprowadzono większość badań z wykorzystaniem warunków hydroponicznych w celu scharakteryzowania funkcji mikro- i makroelementów1,3,6,7,8. Jednak system ten okazał się bardzo przydatny w szerokim zakresie zastosowań w biologii roślin, takich jak wyjaśnienie funkcji hormonów i substancji chemicznych w roślinach. Na przykład, odkrycie strigolaktonów jako nowej klasy hormonów9 i fenotyp przyspieszonego wzrostu wywołany aplikacją brasinosteroidów10 przeprowadzono w warunkach hydroponicznych. Co więcej, system ten umożliwia eksperymenty z izotopami znakowanymi (np. 14N/15N i 13CO2 )11,12 w celu oceny ich włączenia do białek i metabolitów za pomocą spektrometrii mas.

Biorąc pod uwagę znaczenie tego systemu w badaniach roślin, w ciągu ostatnich kilku lat zaprojektowano dużą liczbę kultur hydroponicznych, w tym systemy wykorzystujące (i) przenoszenie sadzonek z płytek do pojemników hydroponicznych3,13; (ii) wełna mineralna, która ogranicza dostęp do wczesnych etapów rozwoju korzeni2,14,15; (iii) granulat polietylenu jako ciało pływające, co utrudnia jednorodne stosowanie małych cząsteczek/zabiegów16; lub (iv) zmniejszona liczba roślin9,17. Objętość zbiorników hydroponicznych opisana w wielu z tych protokołów jest zwykle duża (małe objętości od 1 do 5 litrów, do 32 litrów)18, co sprawia, że stosowanie chemikaliów jest niezwykle drogie. Chociaż niewiele badań opisuje uprawę hydroponiczną w warunkach aseptycznych8,19, montaż systemu jest zwykle dość pracochłonny, polegający na idealnym dopasowaniu siatek nylonowych do plastikowych lub szklanych pojemników5,8,17,20.

Ze względu na znaczenie Arabidopsis thaliana jako rośliny modelowej, większość systemów hydroponicznych została zaprojektowana dla tego gatunku1,2,8,14,18,19,20. Niemniej jednak istnieje kilka badań opisujących hydroponiczne cechy wzrostu innych gatunków roślin ze wstępnym traktowaniem nasion w celu poprawy ich szybkości kiełkowania i synchronizacji in vitro8,16. Aby pracować na dużą skalę, opracowaliśmy protokół tworzenia prostego i taniego w utrzymaniu systemu hydroponicznego, który umożliwia sterylne warunki uprawy roślin, w tym A. thaliana i innych gatunków, takich jak trawa Setaria viridis. Opisana tutaj metoda jest odpowiednia dla różnych eksperymentów, ponieważ wzrost sadzonek można zmaksymalizować, zsynchronizować i łatwo monitorować. Ponadto system ten ma wiele zalet, ponieważ: (i) jego montaż jest prosty, a jego elementy można ponownie wykorzystać; (ii) umożliwia łatwe nakładanie różnych substancji chemicznych do ciekłego medium; (iii) siewki kiełkują i rosną bezpośrednio w pożywce hodowlanej bez konieczności przenoszenia do systemu hydroponicznego; (iv) rozwój/wzrost pędów i korzeni może być ściśle nadzorowany, a siewki są zbierane bez uszkodzeń; oraz (v) umożliwia pracę na dużą skalę, przy zachowaniu warunków fizjologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie płynnych i stałych pożywek hodowlanych

  1. Przygotować płynną pożywkę, używając pożywki Murashige i Skoog (MS) o połowie mocy z witaminami [0,0125 mg/L pięciowodnego chlorku kobaltu(II), 0,0125 mg/l pięciowodnego siarczanu miedzi(II), 18,35 mg/l etylenodiaminotetraoctanu żelaza sodu, 3,10 mg/l kwasu borowego, 0,415 mg/l jodku potasu, 8,45 mg/l jednowodnego siarczanu manganu, 0,125 mg/l dwuwodnego molibdenianu sodu, 4,30 mg/L siarczanu siedmiowodnego, 166,01 mg/L chlorku wapnia, 85 mg/L diwodorofosforanu potasu, 950 mg/L azotanu potasu, 90,27 mg/L siarczanu magnezu, 825 mg/L azotanu amonu, 1 mg/L glicyny, 50 mg/L mio-inozytolu, 0,25 mg/L kwasu nikotynowego, 0,25 mg/L chlorowodorku pirydoksyny, i 0,05 mg/l chlorowodorku tiaminy] uzupełnione 0,25 g/l MES i dostosować pH do 5,8 za pomocą 10 M KOH.
  2. Dodać 10 g/l agaru, aby uzyskać pożywkę MS-solid o połowie mocy. Przed użyciem należy sterylizować pożywkę w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 20 minut.

2. Montaż systemu hydroponicznego

UWAGA: Te kroki powinny być skrupulatnie przestrzegane, aby zbudować system hydroponiczny.

  1. Sterylizacja materiału
    1. Zapakuj w torbę do autoklawu stojaki na końcówki do pipet (bez osłon), które będą używane jako minizbiorniki. Autoklawuj stojaki w temperaturze 121 °C przez 20 min, 15 psi.
      UWAGA: Używany przez nas polipropylenowy stojak na końcówki do pipet miał następujące wymiary: 120 mm (długość) x 89 mm (szerokość) x 55 mm (wysokość). Płaska powierzchnia końcówki pipety musi mieć miejsce na dodanie pożywki hodowlanej. Można użyć innych stojaków na końcówki (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Podczas całej procedury montażu systemu hydroponicznego konieczne jest użycie okapu z przepływem laminarnym, który przed użyciem należy wyczyścić i zdezynfekować 70% etanolem. Eksperymentator musi nosić fartuch laboratoryjny, umyć ręce i odsłoniętą skórę oraz zdezynfekować je 70% etanolem. Rękawice są opcjonalne, z wyjątkiem aplikacji leków.
    2. Wyczyść wszystkie opisane powyżej akcesoria (jednorazowe plastikowe pudełka, taśmę klejącą, pipety, nożyczki i pęsetę) 70% etanolem przed wejściem do okapu z przepływem laminarnym. Jeśli okap na to pozwala, włącz światło UV na 10 minut przed montażem systemu hydroponicznego, aby odkazić miejsce pracy.
  2. Montaż minizbiornika
    1. Uszczelnij górną powierzchnię końcówki pipety na płasko taśmą samoprzylepną (Rysunek 1B). Jeśli to możliwe, pozostaw go w świetle UV na 10 minut.
    2. Dodaj 180 μl stopionej pożywki hodowlanej MS (lekko ciepłej) do każdej studzienki za pomocą pipety wielokanałowej (Rysunek 1C).
      UWAGA: Przygotowując wiele zbiorników, użyj płyty grzejnej, aby zapobiec zestaleniu się podłoża MS.
    3. Pozostaw podłoże do całkowitego zestalenia się (przez około 30 minut).
      UWAGA: W okresie krzepnięcia można włączyć światło UV.
    4. Całkowicie napełnij stojak na końcówki pipet płynnym podłożem hodowlanym MS (Rysunek 1D) i upewnij się, że istnieje bliski kontakt między ciałem stałym a płynnym medium.
    5. Usuń taśmy samoprzylepne z górnej powierzchni końcówki pipety na płasko i ostrożnie przymocuj ją do stojaka. System hydroponiczny jest teraz gotowy do przyjęcia wysterylizowanych nasion.

3. Sterylizacja nasion

  1. Umieść 500 nasion Arabidopsis w mikroprobówce o pojemności 1,5 ml. Użyj tylu mikroprobówek, ile to konieczne, w zależności od liczby roślin wymaganych do eksperymentu.
  2. Umyj nasiona 70% etanolem przez 2 minuty z delikatnym mieszaniem. Pozwól nasionom się uspokoić, a następnie ostrożnie usuń etanol.
  3. Dodać 1 ml 10% roztworu podchlorynu sodu zawierającego 2 μl detergentu polisorbatowego 20. Mieszać roztwór przez 5 minut. Ostrożnie usuń roztwór.
  4. Opłucz nasiona sterylną wodą destylowaną, aż wszystkie pozostałości wybielacza zostaną całkowicie usunięte (około 5x).
    UWAGA: Po sterylizacji powierzchniowej nasiona zanurzono w sterylnej wodzie destylowanej i rozwarstwiono w temperaturze 4 °C w ciemności przez 5 dni, aby zsynchronizować kiełkowanie.
    UWAGA: Nasiona Setaria viridis (akces A10.1) były wstępnie inkubowane w stężonym kwasie siarkowym przez 15 minut (w celu przerwania fizycznego spoczynku), dokładnie umyte w sterylnej wodzie destylowanej, a następnie odynczone 5% roztworem podchlorynu sodu zawierającym 0,1% polisorbatu 20 przez 5 minut z delikatnym mieszaniem21. Pozostałe etapy sterylizacji były identyczne z tymi opisanymi dla nasion rzodkiewnika.

4. Aplikacja nasion

  1. Lekko odetnij koniec końcówki o pojemności 200 μl za pomocą sterylnego skalpela.
  2. Odpipetować nasiona rzodkiewnika do stałej pożywki hodowlanej na górnej powierzchni końcówki pipety płasko. Uważaj, aby podłoże nie poluzowało się z mieszkania; w przeciwnym razie nasiona będą zacienione, a sadzonki nie będą rosły prawidłowo (Rysunek 1E).
    UWAGA: Użyj sterylnej pęsety do nasion Setaria (z zarodkiem skierowanym do góry).
  3. Przechowuj jak najwięcej minizbiorników w jednorazowym plastikowym pudełku, aby utrzymać wysoką wilgotność i chronić środowisko przed mikroorganizmami (Rysunek 1F).
  4. Dokładnie zamknij jednorazowe plastikowe pudełko za pomocą taśmy klejącej, aby uniknąć zanieczyszczenia.
  5. Umieść systemy hydroponiczne w komorze wzrostowej o odpowiednich warunkach wzrostu dla interesującej Cię rośliny.
    UWAGA: W pracy wykorzystano następujące warunki: 75% wilgotności i 150 μmol m-2 s-1 natężenia promieniowania oraz warunki równonocne 12 h światła (21 °C)/12 h ciemności (19 °C) dla Arabidopsis, lub 300 μmol m-2 s-1 natężenia promieniowania i 12 h światła (28 °C)/12 h ciemności (25 °C) dla Setarii (Rysunek 1G i 1H).

5. Walidacja użycia tego systemu hydroponicznego do hamowania celu kinazy rapamycynowej

Uwaga: Ten system hydroponiczny został początkowo opracowany, aby ułatwić podawanie chemikaliów roślinom, które, ogólnie rzecz biorąc, są bardzo drogie do zastosowania w eksperymentach na dużą skalę. Jako dowód słuszności koncepcji, inhibitor kompetycyjny ATP AZD-8055, o którym wiadomo, że jest specyficznie ukierunkowany na miejsce wiązania ATP kinazy białkowej TOR 22, został wykorzystany do śledzenia tłumienia aktywności TOR w siewkach A. thaliana Columbia-0 (The Nottingham Arabidopsis Stock Centre, NASC ID: N22681). W tym miejscu pokrótce opisano zastosowany protokół.

  1. Nasiona uprawiać hydroponicznie do etapu 1.04 zgodnie z BBCH scale23 (przez około 11 dni) w warunkach klimatycznych opisanych powyżej. Zastąp pożywkę świeżą pożywką zawierającą 0,05% DMSO (kontrola), 2 μM AZD-8055 (inhibitor TOR) rozcieńczoną w DMSO lub bez leczenia (imitacja), pod koniec nocy (EN).
  2. Po zabiegu zbierz kilka sadzonek w różnych punktach czasowych i podziel je na korzenie i pędy. Próbki należy zamrozić w ciekłym azocie, zmielić na drobny proszek w młynku automatycznym (patrz tabela materiałów) i przechowywać proszek w temperaturze -80 °C do momentu użycia.
  3. Immunoblot przeciwko ufosforylowanym i nieufosforylowanym formom białka rybosomalnego 40S S6 (RPS6) według Dobrenel i wsp.24.
  4. Wybielaj nienaruszone sadzonki w celu depigmentacji próbki, umyj je w wodzie destylowanej, zanurz w roztworze jodu na 5 min25 i sfotografuj sadzonki w mikroskopie stereoskopowym (obiektyw 0,63x, przybliżenie 20x i magnituda 7,5x) w celu jakościowej oceny zawartości skrobi.
  5. Określ ilościowo skrobię po enzymatycznej degradacji i pomiarze uwolnionej glukozy spektrofotometrycznie, sprzężając ją z redukcją NADP+ do NADPH26,27.
  6. Wykonaj ekstrakcję całkowitego RNA, syntezę cDNA i ilościowe testy RT-PCR zgodnie z opisem Caldana i wsp.28, aby ocenić poziom ekspresji genów związanych z różnymi rodzajami stresu.
  7. Opcjonalnie sadzonki należy uprawiać na podłożu ogrodniczym w plastikowych doniczkach o pojemności 0,1 l w podobnych warunkach klimatycznych [60 % wilgotności, 150 μmol m-2 s-1 natężenia promieniowania i warunkach równonocy 12 h światła (21 °C)/12 h ciemności (19 °C)] w celu porównania ich z sadzonkami uprawianymi hydroponicznie.
    UWAGA: Geny docelowe użyte do testów ekspresji genów to ABF3 (At4g34000), ASN1 (At3g47340) i TPS5 (At4g17770), a ich poziomy ekspresji zostały znormalizowane przy użyciu metody delta-Ct29 przy użyciu ACT2 (At3g18780) lub PDF2 (At4g04890) jako wewnętrznych genów odniesienia, przy założeniu 100% skuteczności amplifikacji PCR we wszystkich próbkach. Pary oligonukleotydów użyte do ilościowej reakcji PCR to: ABF3 (GTTCTCAACCTGCAACACAGTGC; TCCAGGAGATACTGCTGCAACC), ASN1 (AGGTGCGGACGAGATCTTTG; GTGAAGAGCCTTGATCTTGC), TPS5 (CTGCTCTGATGCTCCTTCTTCC; AAGCTGGTTTCCAACGATGATG), ACT2 (CGTACAACCGGTATTGTGCTGG; CTCTCTCTGTAAGGATCTTCATG) oraz PDF2 (TAACGTGGCCAAAATGATGC; GTTCTCCACAACCGCTTGGT).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kinaza TOR jest głównym regulatorem, który integruje sygnały dotyczące składników odżywczych i energii w celu promowania proliferacji i wzrostu komórek u wszystkich eukariotów. Próby wyjaśnienia funkcji TOR u roślin obejmują tworzenie transgenicznych linii Arabidopsis zawierających warunkową represję TOR poprzez interferencję RNA lub sztuczne mikroRNA28,30,31, ze względu na letalny dla e...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Ta zoptymalizowana struktura hydroponiczna umożliwia udaną hodowlę roślin in vitro. Nasiona dobrze kiełkują na stałym podłożu na płaskiej powierzchni końcówki pipety, co stanowi znaczny zysk w porównaniu z systemami, w których nasiona są moczone w pożywce. Dużą zaletą tego systemu jest to, że podczas rozwoju sadzonek korzenie mają bezpośredni kontakt z płynnym podłożem bez konieczności przenoszenia. Co więcej, obróbkę chemiczną można łatwo zastosować w płynnym medium w zmniejszonej objętości. Wilgotność jest utr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Fundację Badawczą São Paulo (FAPESP; Grant 12/19561-0) oraz Towarzystwa Maxa Plancka. Elias F. Araújo (FAPEMIG 14/30594), Carolina C. Monte-Bello (FAPESP; Grant 14/10407-3), Valéria Mafra (FAPESP; Grant 14/07918-6) i Viviane C. H. da Silva (CAPES/CNPEM 24/2013) są wdzięczni za stypendium. Autorzy dziękują Christianowi Meyerowi z Instytutu Jean Pierre Bourgin (INRA, Wersal, Francja) za hojne dostarczenie przeciwciał przeciwko RPS6. Autorzy dziękują RTV UNICAMP i Edowi Paulo Aparecido de Souza Manoelowi za wsparcie techniczne podczas nagrywania dźwięku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
EtanolMerck100983
Roztwór podchlorynu soduSigma-Aldrich425044
Polisorbat 20   Sigma-AldrichP2287
Murashige and Skoog (MS) pożywka zawierająca witaminy Duchefa BiochemieM0222
Kwas 2-(N-morfolino)etanosulfonowy (MES) monohydratDuchefa BiochemieM1503
Agar Sigma-AldrichA7921
Wodorotlenek potasuSigma-Aldrich484016
Okap z przepływem laminarnymTelstarBH-100
Płyta grzejnaARECF20510011
Komora wzrostowaWeiss TechnikHGC 1514
Szklana szalka Petriego (150 mm x 25 mm)Uniglass189.006
200 & mu; L stojaki na końcówki do pipet KasviK8-200-5 *
300 μ L pipeta wielokanałowaEppendorf3122000060
300 μ L końcówki do pipetEppendorf30073088
200 μ Pipeta L Eppendorf3120000054
200 μ L końcówki do pipetEppendorf30000870
NożyczkiTramontina25912/108
PęsetaABC Instrumentos702915
Ostrze skalpelaSigma-AldrichS2771
Taśma samoprzylepna przezroczysta (45mm x 50m)Scotch 3M5803
Jednorazowe pudełka plastikowe, wymiary zewnętrzne: 353 mm (dł.) x 178 mm (szer.) x 121 mm ( H)Maxipac32771

Bibliografia

  1. Conn, S. J., et al. Protocol: Optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9, 4(2013).
  2. Gibeaut, D. M., Hulett, J., Cramer, G. R., Seemann, J. R. Maximal Biomass of Arabidopsis thaliana Using a Simple, Low-Maintenance Hydroponic Method and Favorable Environmental Conditions. Plant Physiology. 115, 317-319 (1997).
  3. Nguyen, N. T., McInturf, S. A., Mendoza-Cózatl, D. G. Hydroponics: A Versatile System to Study Nutrient Allocation and Plant Responses to Nutrient Availability and Exposure to Toxic Elements. Journal of Visualized Experiments. (113), e54317(2016).
  4. Koevoets, I. T., Venema, J. H., Elzenga, J. T. M., Testerink, C. Roots Withstanding their Environment: Exploiting Root System Architecture Responses to Abiotic Stress to Improve Crop Tolerance. Frontiers in Plant Science. 7, 1335(2016).
  5. Arteca, R. N., Arteca, J. M. A novel method for growing Arabidopsis thaliana plants hydroponically. Physiologia Plantarum. 108, 188-193 (2000).
  6. Wang, R., Okamoto, M., Xing, X., Crawford, N. M. Microarray analysis of the nitrate response in Arabidopsis roots and shoots reveals over 1,000 rapidly responding genes and new linkages to glucose, trehalose-6-phosphate, iron, and sulfate metabolism. Plant Physiology. 132, 556-567 (2003).
  7. Hirai, M. Y., et al. Integration of transcriptomics and metabolomics for understanding of global responses to nutritional stresses in Arabidopsis thaliana. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 10205-10210 (2004).
  8. Alatorre-Cobos, F., et al. An improved, low-cost, hydroponic system for growing Arabidopsis and other plant species under aseptic conditions. BMC Plant Biology. 14, 69(2014).
  9. Umehara, M., et al. Inhibition of shoot branching by new terpenoid plant hormones. Nature. 455, 195-200 (2008).
  10. Arteca, J. M., Arteca, R. N. Brassinosteroid-induced exaggerated growth in hydroponically grown Arabidopsis plants. Physiologia Plantarum. 112, 104-112 (2001).
  11. Bindschedler, L. V., Palmblad, M., Cramer, R. Hydroponic isotope labelling of entire plants (HILEP) for quantitative plant proteomics; an oxidative stress case study. Phytochemistry. 69, 1962-1972 (2008).
  12. Huege, J., et al. GC-EI-TOF-MS analysis of in vivo carbon-partitioning into soluble metabolite pools of higher plants by monitoring isotope dilution after 13CO2 labelling. Phytochemistry. 68, 2258-2272 (2007).
  13. Berezin, I., Elazar, M., Gaash, R., Avramov-Mor, M., Shaul, O. The Use of Hydroponic Growth Systems to Study the Root and Shoot Ionome of Arabidopsis thaliana. Hydroponics: A Standard Methodology for Plant Biological Researches. Asao, T. , InTechOpen. 135-152 (2012).
  14. Smeets, K., et al. Critical evaluation and statistical validation of a hydroponic culture system for Arabidopsis thaliana. Plant Physiology and Biochemistry. 46, 212-218 (2008).
  15. Huttner, D., Bar-zvi, D. An improved, simple, hydroponic method for growing Arabidopsis thaliana. Plant Molecular Biology Reporter. 21, 59-63 (2003).
  16. Battke, F., Schramel, P., Ernst, D. A novel method for in vitro culture of plants: Cultivation of barley in a floating hydroponic system. Plant Molecular Biology Reporter. 21, 405-409 (2003).
  17. Negi, M., Sanagala, R., Rai, V., Jain, A. Deciphering Phosphate Deficiency-Mediated Temporal Effects on Different Root Traits in Rice Grown in a Modified Hydroponic System. Frontiers in Plant Science. 7, 550(2016).
  18. Tocquin, P., et al. A novel high efficiency, low maintenance, hydroponic system for synchronous growth and flowering of Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biology. 3, 2(2003).
  19. Schlesier, B., Bréton, F., Mock, H. P. A hydroponic culture system for growing Arabidopsis thaliana plantlets under sterile conditions. Plant Molecular Biology Reporter. 21, 449-456 (2003).
  20. Norén, H., Svensson, P., Andersson, B. A convenient and versatile hydroponic cultivation system for Arabidopsis thaliana. Physiologia Plantarum. 121, 343-348 (2004).
  21. Martins, P. K., Ribeiro, A. P., da Cunha, B. A. D. B., Kobayashi, A. K., Molinari, H. B. C. A simple and highly efficient Agrobacterium-mediated transformation protocol for Setaria viridis. Biotechnology Reports. 6, 41-44 (2015).
  22. Montané, M. H., Menand, B. ATP-competitive mTOR kinase inhibitors delay plant growth by triggering early differentiation of meristematic cells but no developmental patterning change. Journal of Experimental Botany. 64, 4361-4374 (2013).
  23. Boyes, D. C., et al. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: a model for high throughput functional genomics in plants. The Plant Cell. 13, 1499-1510 (2001).
  24. Dobrenel, T., et al. The Arabidopsis TOR Kinase Specifically Regulates the Expression of Nuclear Genes Coding for Plastidic. Frontiers in Plant Science. 7, 1611(2016).
  25. Lunn, J. E., Furbank, R. T. Localisation of sucrose-phosphate synthase and starch in leaves of C4 plants. Planta. 202, 106-111 (1997).
  26. Hendriks, J. H. M., Kolbe, A., Gibon, Y., Stitt, M., Geigenberger, P. ADP-Glucose Pyrophosphorylase Is Activated by Posttranslational Redox-Modification in Response to Light and to Sugars in Leaves of Arabidopsis and Other Plant Species. Plant Physiology. 133, 838-849 (2003).
  27. Stitt, M., Lilley, R. M., Gerhardt, R., Heldt, H. W. Metabolite levels in specific cells and subcellular compartments of plant leaves. Methods in Enzymology. Fleischer, S., Fleischer, B. 174, Academic Press. Amsterdam, The Netherlands. 518-552 (1989).
  28. Caldana, C., et al. Systemic analysis of inducible target of rapamycin mutants reveal a general metabolic switch controlling growth in Arabidopsis thaliana. The Plant Journal. 73, 897-909 (2013).
  29. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCT method. Methods. 25, 402-408 (2001).
  30. Dobrenel, T., et al. Sugar metabolism and the plant target of rapamycin kinase: a sweet operaTOR? Frontiers in Plant Science. 4, 93(2013).
  31. Moreau, M., et al. Mutations in the Arabidopsis homolog of LST8/GβL, a partner of the target of Rapamycin kinase, impair plant growth, flowering, and metabolic adaptation to long days. The Plant Cell. 24, 463-481 (2012).
  32. Deprost, D., et al. The Arabidopsis TOR kinase links plant growth, yield, stress resistance and mRNA translation. EMBO Reports. 8, 864-870 (2007).
  33. Menand, B., et al. Expression and disruption of the Arabidopsis TOR (target of rapamycin) gene. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 6422-6427 (2002).
  34. Mahfouz, M. M., Kim, S., Delauney, A. J., Verma, D. P. Arabidopsis TARGET OF RAPAMYCIN Interacts with RAPTOR, Which Regulates the Activity of S6 Kinase in Response to Osmotic Stress Signals. The Plant Cell. 18, 477-490 (2006).
  35. Zhang, R., et al. ScFKBP12 bridges rapamycin and AtTOR in Arabidopsis. Plant Signaling & Behavior. 8, e26115(2013).
  36. Schepetilnikov, M., et al. TOR and S6K1 promote translation reinitiation of uORF-containing mRNAs via phosphorylation of eIF3h. The EMBO Journal. 32, 1087-1102 (2013).
  37. Schepetilnikov, M., et al. Viral factor TAV recruits TOR/S6K1 signalling to activate reinitiation after long ORF translation. The EMBO Journal. 30, 1343-1356 (2011).
  38. Xiong, Y., et al. Glucose-TOR signalling reprograms the transcriptome and activates meristems. Nature. 496, 181-186 (2013).
  39. Creff, A., Sormani, R., Desnos, T. The two Arabidopsis RPS6 genes, encoding for cytoplasmic ribosomal proteins S6, are functionally equivalent. Plant Molecular Biology. 73, 533-546 (2010).
  40. Turck, F., Zilbermann, F., Kozma, S. C., Thomas, G., Nagy, F. Phytohormones participate in an S6 kinase signal transduction pathway in Arabidopsis. Plant Physiology. 134, 1527-1535 (2004).
  41. Gibon, Y., et al. Adjustment of diurnal starch turnover to short days: Depletion of sugar during the night leads to a temporary inhibition of carbohydrate utilization, accumulation of sugars and post-translational activation of ADP-glucose pyrophosphorylase in the followin. Plant Journal. 39, 847-862 (2004).
  42. Smith, A. M., Stitt, M. Coordination of carbon supply and plant growth. Plant, Cell & Environment. 30, 1126-1149 (2007).
  43. Smith, A. M., Zeeman, S. C., Smith, S. M. Starch Degradation. Annual Review of Plant Biology. 56, 73-98 (2005).
  44. Orzechowski, S. Starch metabolism in leaves. Acta Biochimica Polonica. 55, 435-445 (2008).
  45. Gibon, Y., et al. Adjustment of growth, starch turnover, protein content and central metabolism to a decrease of the carbon supply when Arabidopsis is grown in very short photoperiods. Plant, Cell & Environment. 32 (7), 859-874 (2009).
  46. Kim, J. B., Kang, J. Y., Soo, Y. K. Over-expression of a transcription factor regulating ABA-responsive gene expression confers multiple stress tolerance. Plant Biotechnology Journal. 2, 459-466 (2004).
  47. Vishwakarma, K., et al. Abscisic Acid Signaling and Abiotic Stress Tolerance in Plants: A Review on Current Knowledge and Future Prospects. Frontiers in Plant Science. 8, 161(2017).
  48. Yoshida, T., et al. Four Arabidopsis AREB/ABF transcription factors function predominantly in gene expression downstream of SnRK2 kinases in abscisic acid signalling in response to osmotic stress. Plant, Cell & Environment. 38, 35-49 (2015).
  49. Koch, K. E. Carbohydrate-Modulated Gene Expression in Plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 47, 509-540 (1996).
  50. Price, J., Laxmi, A., St Martin, S. K., Jang, J. C. Global transcription profiling reveals multiple sugar signal transduction mechanisms in Arabidopsis. The Plant Cell. 16, 2128-2150 (2004).
  51. Thimm, O., et al. mapman: a user-driven tool to display genomics data sets onto diagrams of metabolic pathways and other biological processes. The Plant Journal. 37, 914-939 (2004).
  52. Bläsing, O. E., et al. Sugars and Circadian Regulation Make Major Contributions to the Global Regulation of Diurnal Gene Expression in Arabidopsis. The Plant Cell. 17, 3257-3281 (2005).
  53. Osuna, D., et al. Temporal responses of transcripts, enzyme activities and metabolites after adding sucrose to carbon-deprived Arabidopsis seedlings. The Plant Journal. 49, 463-491 (2007).
  54. Yadav, U. P., et al. The sucrose-trehalose 6-phosphate (Tre6P) nexus: specificity and mechanisms of sucrose signalling by Tre6P. Journal of Experimental Botany. 65, 1051-1068 (2014).
  55. Brutnell, T. P., et al. Setaria viridis: A Model for C4 Photosynthesis. The Plant Cell. 22, 2537-2544 (2010).
  56. Altman, N., Krzywinski, M. Points of Significance: Clustering. Nature Methods. 14, 545-546 (2017).
  57. Pratelli, R., Boyd, S., Pilot, G. Analysis of amino acid uptake and translocation in Arabidopsis with a low-cost hydroponic system. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 179, 286-293 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wzrost ro linArabidopsis thalianaSetaria viridisinhibicja TORAZD 8055fenotyp nadmiaru skrobistatywy na pipety
Elastyczny, niedrogi system hydroponiczny do oceny reakcji roślin na małe cząsteczki w sterylnych warunkach
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.