Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro

9.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57868

⸱

13 września 2018

 ,  ,  , 
1Research Center for Applied Sciences, Academia Sinica, 2Department of Civil Engineering, Tamkang University, 3College of Engineering, Chang Gung University

W tym artykule

Podsumowanie

Dostępnych jest kilka metod wytwarzania kanałów o przekrojach nieprostokątnych osadzonych w urządzeniach mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu. Większość z nich wiąże się z wieloetapową produkcją i rozległym wyrównaniem. W artykule przedstawiono jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnego trawienia na mokro polidimetylosiloksanu.

Streszczenie

Materiały z polidimetylosiloksanu (PDMS) są w znacznym stopniu wykorzystywane do produkcji urządzeń mikroprzepływowych przy użyciu technik formowania replik miękkich litografii. Indywidualne projekty układu kanałów są niezbędne dla określonych funkcji i zintegrowanej wydajności urządzeń mikroprzepływowych w licznych zastosowaniach biomedycznych i chemicznych (np. hodowla komórek, bioczujniki, synteza chemiczna i obsługa cieczy). Ze względu na charakter podejść do formowania przy użyciu płytek krzemowych z warstwami fotorezystu wzorowanymi przez fotolitografię jako formy wzorcowe, kanały mikroprzepływowe mają zwykle regularne przekroje prostokątnych kształtów o identycznych wysokościach. Zazwyczaj kanały o wielu wysokościach lub różnych przekrojach geometrycznych są zaprojektowane tak, aby pełniły określone funkcje i spełniały różne zastosowania mikroprzepływowe (np. hydroforeza jest używana do sortowania cząstek i w ciągłych przepływach do oddzielania komórek krwi6,7,8,9). W związku z tym włożono wiele wysiłku w konstruowanie kanałów o różnych przekrojach poprzez wieloetapowe podejścia, takie jak fotolitografia przy użyciu kilku warstw fotorezystu i montaż różnych cienkich arkuszy PDMS. Niemniej jednak takie wieloetapowe podejścia zwykle wiążą się ze żmudnymi procedurami i obszernym oprzyrządowaniem. Co więcej, wyprodukowane urządzenia mogą nie działać spójnie, a uzyskane dane eksperymentalne mogą być nieprzewidywalne. W tym przypadku opracowano jednoetapowe podejście do prostego wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro PDMS, które wprowadzają wytrawiacz do kanałów o planowanych układach jednowarstwowych osadzonych w materiałach PDMS. W porównaniu z istniejącymi metodami wytwarzania kanałów mikroprzepływowych PDMS o różnych geometriach, opracowane jednoetapowe podejście może znacznie uprościć proces wytwarzania kanałów o przekrojach innych niż prostokątne lub o różnych wysokościach. W związku z tym technika ta jest sposobem konstruowania złożonych kanałów mikroprzepływowych, które zapewniają rozwiązanie produkcyjne dla rozwoju innowacyjnych systemów mikroprzepływowych.

Wprowadzenie

Techniki mikroprzepływowe przyciągnęły uwagę w ciągu ostatnich dziesięcioleci ze względu na ich nieodłączne zalety dla różnych badań i zastosowań biomedycznych i chemicznych. Obecnie dostępnych jest kilka opcji wykorzystania materiałów do budowy chipów mikroprzepływowych, takich jak polimery, ceramika i materiały silikonowe. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, wśród materiałów mikroprzepływowych, PDMS jest najbardziej powszechny ze względu na odpowiednie właściwości materiału do różnych badań i zastosowań mikrofluidycznych, w tym jego kompatybilność optyczną i biologiczną z cząstkami, płynami i bardzo małymi organizmami żywymi1,2,3,4,5. Co więcej, właściwości chemiczne i mechaniczne struktury powierzchni materiałów PDMS można dostosować w celu ułatwienia badań mikroelektromechanicznych i mechanobiologicznych poprzez zastosowanie takich urządzeń mikroprzepływowych na bazie polimerów10,11,12. Jeśli chodzi o produkcję urządzeń mikroprzepływowych z zaprojektowanymi wzorami kanałów, metody formowania replik miękkiej litografii są zwykle stosowane do tworzenia kanałów mikroprzepływowych poprzez wykorzystanie odpowiadających im form głównych, które składają się z warstw fotorezystu z wzorem fotolitograficznym i podłoży wafli krzemowych12. Ze względu na charakter metod formowania przy użyciu płytek krzemowych z wzorzystymi warstwami fotorezystu, kanały mikroprzepływowe mają zwykle regularne przekroje prostokątnych kształtów o identycznych wysokościach.

Ostatnio badacze poczynili znaczne postępy w badaniach biomedycznych, które zajmują się, na przykład, sortowaniem cząsteczek i komórek za pomocą hydroforezy, rozdzielaniem osocza krwi i wzbogacaniem białych krwinek poprzez zastosowanie mikroprzepływowych chipów z kanałami o różnych wysokościach lub przekrojach geometrycznych6,7,8,9. Takie funkcje sortowania i rozdzielania mikrofluidyki do zastosowań biomedycznych są realizowane poprzez dostosowywanie kanałów o różnych przekrojach geometrycznych. Kilka badań poświęcono wytwarzaniu kanałów mikroprzepływowych o przekrojach poprzecznych o różnych cechach geometrycznych poprzez wytwarzanie form wzorcowych o określonych wzorach powierzchni o różnych wysokościach lub przekrojach nieprostokątnych. Badania nad wytwarzaniem form obejmują takie techniki, jak wieloetapowa fotolitografia, rozpływ fotorezystu i litografia w skali szarości13,14,15. Nieuniknione jest, że istniejące techniki obejmują precyzyjnie wykonane fotomaski lub precyzyjne wyrównanie w wieloetapowych procesach produkcyjnych, co może znacznie zwiększyć poziom złożoności odpowiedniego wytwarzania kanałów mikroprzepływowych. Do tej pory podjęto kilka prób jednoetapowych procesów wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach, ale odpowiednie techniki są ściśle ograniczone do określonych kształtów przekrojów kanałów16.

W ciągu ostatnich dwóch dekad, oprócz metod formowania do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych PDMS o różnych sekcjach, techniki trawienia do wzorowania kanałów PDMS z cechami geometrycznymi stały się produkcją z wyboru w różnych zastosowaniach mikroprzepływowych. Na przykład, trawienie na mokro PDMS jest wykorzystywane wraz z wielowarstwowym wiązaniem PDMS do konstruowania pneumatycznie uruchamianego urządzenia do hodowli komórek mikrofluidycznych z odtworzonymi funkcjami płuc na poziomie narządów17. Technika trawienia na mokro PDMS jest stosowana razem z odlewaniem PDMS na cylindrycznych mikrodołkach obrabianych przez komputerowo wspomagane systemy sterowania do wytwarzania matryc mikroigłowych 3D PDMS18. Wytrawianie na sucho PDMS służy do tworzenia mikrostruktur PDMS jako części siłowników mikroelektromechanicznych19,20. Porowate membrany PDMS z zaprojektowanym układem porów są również wytwarzane w procesach trawienia na sucho21. Zarówno techniki trawienia na mokro, jak i na sucho można zintegrować z wzorami folii PDMS o wyznaczonych kształtach geometrycznych22.

Jednak techniki trawienia do tworzenia struktur kanałów PDMS o skomplikowanych kształtach przekrojów nie były powszechnie stosowane ze względu na ich wewnętrzne ograniczenia w wytwarzaniu mikroprzepływów. Po pierwsze, podczas gdy techniki trawienia na mokro PDMS wykorzystujące laminarne przepływy chemikaliów do tworzenia kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach zostały ustalone, późniejsze tworzenie sekcji kanałów jest nadal ograniczone ze względu na podstawowe cechy izotropowych procesów trawienia chemicznego23. Ponadto, mimo że wydaje się, że istnieje rozsądna przestrzeń do kontrolowania geometrii sekcji kanału w produkcji mikrofluidycznej przy użyciu technik trawienia na sucho PDMS20, wymagany czas trawienia jest zwykle zbyt długi (w godzinach), aby był praktyczny dla produkcji chipów mikroprzepływowych. Ponadto selektywność trawienia między materiałami PDMS a odpowiadającymi im maskującymi warstwami fotorezystu może być ogólnie niska, a wynikające z tego głębokości trawienia kanałów są nie do przyjęcia20.

W tym artykule rozwijamy jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro PDMS (zwanych dalej SWEP). SWEP rozpoczyna się od urządzenia mikroprzepływowego PDMS z jednowarstwowymi kanałami. Dzięki różnym projektom układu kanałów, wytwarzanie kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych różnego rodzaju można osiągnąć poprzez sekwencyjne procesy trawienia. Wytrawianie sekwencyjne wymaga jedynie wprowadzenia wytrawiacza do określonych kanałów planowanych układów jednowarstwowych osadzonych w materiałach PDMS. W porównaniu z konwencjonalnymi procesami wytwarzania PDMS, SWEP wymaga tylko jednego dodatkowego kroku, aby wytworzyć kanały mikroprzepływowe o przekrojach innych niż prostokątne lub o różnych wysokościach. Proponowany SWEP zapewnia prosty i prosty sposób wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych sekcjach wzdłuż kierunku przepływu, co może znacznie uprościć procesy w wyżej wymienionych metodach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wykonanie urządzeń mikrofluidycznych z jednowarstwowym układem kanałów

UWAGA: W niniejszej pracy do wykonania urządzeń mikrofluidycznych z materiałów PDMS zastosowano metodę miękkiej litografii3, aby zademonstrować sposób wytwarzania kanałów o różnych przekrojach.

  1. Tworzenie matryc głównych dla warstwy PDMS z zaprojektowanymi cechami topologicznymi
    1. Zaprojektuj układy kanałów na warstwie PDMS dla pojedynczego procesu trawienia lub trawienia sekwencyjnego.
    2. Naszkicuj odwrócone cechy topologiczne zaprojektowanej warstwy PDMS przy użyciu programu do projektowania wspomaganego komputerowo.
    3. Przekaż plik ze szkicem do laboratorium fotolitografii w celu uzyskania wzorowanej fotomaski z wysokoprecyzyjnymi odwróconymi cechami topologicznymi układów kanałów nadrukowanymi na folii przezroczystej24.
    4. Użyj alkoholu izopropylowego (2-propanol (IPA), ≥ 99,9 %), acetonu (propan-2-on, ≥ 9,5 %) oraz buforowanego roztworu do trawienia tlenków (BOE, NH4F:HF (v/v) = 6:1) na powierzchniach 4-calowego wafla krzemowego, aby usunąć kurz lub pozostałości i uniknąć zanieczyszczeń.
    5. Użyj około 500 mL wody dejonizowanej do wypłukania wafla krzemowego w celu końcowego polerowania, a następnie zastosuj gazowy azot do wysuszenia wypłukanego wafla.
    6. Nanieś na wafel około 20 g negatywowego fotorezystu. Następnie poddaj wafel wirowaniu z prędkością 50 rpm przez 15 s oraz 20 rpm przez 30 s, aby uzyskać warstwę fotorezystu o grubości około 75 µm.
      UWAGA: Różne grubości fotorezystu można uzyskać, stosując fotorezysty negatywowe o różnych numerach katalogowych oraz stosując różne warunki wirowania, wygrzewania i wywoływania, zgodnie z instrukcjami obsługi25,26.
    7. Wykonać wstępne wygrzewanie wafla, podgrzewając go na płycie grzewczej w temperaturze 65 °C przez 3 min, a następnie w 95 °C przez 9 min.
    8. Umieść wafel w urządzeniu do wyrównywania fotomasek wraz z wzorowaną folią przezroczystą z kroku 1.1.3 w funkcji maski.
    9. W urządzeniu do wyrównywania zastosuj światło ultrafioletowe (UV) o dawce 30 mJ/cm2, aby naświetlić wafel przykryty folią.
    10. Po naświetlaniu światłem UV umieść wafel na płycie grzewczej w temperaturze 65 °C przez 2 min, a następnie w 95 °C przez 7 min w celu wykonania wygrzewania po naświetlaniu (PEB).
    11. Po etapie PEB intensywnie wstrząśnij wafelem zanurzonym w wywoływaczu fotorezystu negatywowego lub umieść zanurzony wafel w kąpieli ultradźwiękowej (37 kHz, moc efektywna 180 W) przez 7 min.
    12. Ponownie oczyść cały wafel alkoholem izopropylowym, aby usunąć wszelkie pozostałości wywoływacza z powierzchni wafla.
    13. Aby zapobiec niepożądanemu wiązaniu, przeprowadź silanizację powierzchni wafla, umieszczając wafel wraz z 10 µL 97% silanu (1H,1H,2H,2H-perfluorooctylotrichlorosilanu) w 6-centymetrowej płytce Petriego w deskrykatorze.
    14. Podłącz deskrykator do pompy próżniowej i ustaw ciśnienie próżni na 760 mmHg.
    15. Następnie włącz pompę na 15 min. Wyłącz ją, a następnie pozostaw wafel w próżni w deskrykatorze na 30 min.
      OSTRZEŻENIE: Odparowany silan jest niezwykle szkodliwy dla ludzi; dlatego cała procedura pasywacji powierzchni wafla musi być przeprowadzona w wyciągu chemicznym.
    16. Wyjmij silanizowany wafel po zakończeniu pasywacji powierzchni. Umieść wafel w 15-centymetrowej płytce Petriego do dalszego użytku.
      UWAGA: Wzorowany wafel jest gotowy do użycia jako matryca do odwrotnego replikowania zaprojektowanych układów kanałów za pomocą materiałów PDMS.
  2. Fabrykacja układów kanałów PDMS poprzez replikację odwróconej topologii z matryc
    1. Wlej bazowy PDMS (monomer) wraz z odpowiednim katalizatorem (czynnikiem sieciującym) w stosunku objętościowym 10:1 do czystego, jednorazowego plastikowego kubka.
    2. Wymieszaj homogenicznie mieszaninę prepolimeru PDMS (z kroku 1.2.1) za pomocą mieszadła elektrycznego.
    3. Umieść kubek w deskrykatorze podłączonym do pompy próżniowej na 60 min, aby usunąć uwięzione pęcherzyki powietrza z mieszaniny PDMS.
    4. Wlej 20 g (dla Sekcji 2) lub 8 g (dla Sekcji 3) mieszaniny prepolimeru PDMS na matrycę główną (wykonaną w kroku 1.1) z odwróconymi cechami topologicznymi zaprojektowanych układów kanałów, a następnie usuń wszelkie możliwe pęcherzyki wbudowane w materiały PDMS za pomocą deskryktora (przez 60 min).
    5. Umieść matrycę z mieszaniną PDMS w piekarniku w temperaturze 60 °C przez 4 h, aby utwardzić ciekłe materiały prepolimerowe na bazie silikonu.
    6. Po schłodzeniu wafla wraz z PDMS do temperatury pokojowej przez około 20 min, oddziel utwardzony PDMS od matrycy za pomocą skalpela i pęsety.
    7. Przytnij oddzieloną warstwę PDMS skalpelem do obszaru (około 6 x 6 cm2 dla Sekcji 2 lub 2 x 7,5 cm2 dla Sekcji 3) pokrywającego całe układy kanałów.
    8. Wykonaj otwory dostępu do kanałów (wloty i wyloty) za pomocą wycinaka biopsyjnego o średnicy 1,5 mm.
      UWAGA: Liczba i położenie wlotów oraz wylotów są zaprojektowane na podstawie procesów trawienia służących do fabrykacji konkretnych kanałów mikroprzepływowych.
    9. Wlej 30 g mieszaniny prepolimeru PDMS do płytki Petriego, a następnie usuń wszelkie możliwe pęcherzyki wbudowane w materiały PDMS za pomocą deskryktora (przez 60 min).
    10. Umieść płytkę Petriego z mieszaniną PDMS w piekarniku w temperaturze 60 °C przez ponad 4 h, aby utwardzić ciekłe materiały prepolimerowe.
    11. Po schłodzeniu płytki Petriego wraz z PDMS do temperatury pokojowej przez około 20 min, oddziel utwardzony PDMS od płytki za pomocą skalpela i pęsety.
    12. Używając skalpela, przytnij oddzieloną warstwę PDMS bez cech topologicznych do wymiarów odpowiadających wspomnianej wcześniej warstwie PDMS (około 6 x 6 cm2 dla Sekcji 2 lub 2 x 7,5 cm2 dla Sekcji 3).
    13. Aktywuj powierzchnie obu warstw PDMS (wykonanych w krokach 1.2.7 i 1.2.12) – tej z zaprojektowanymi układami kanałów oraz tej bez cech – wystawiając górne materiały PDMS na działanie plazmy tlenowej w urządzeniu do obróbki powierzchni przy mocy 90 W przez 40 s.
    14. Połącz obie warstwy PDMS, doprowadzając do kontaktu ich przetworzonych powierzchni bezpośrednio po aktywacji powierzchni plazmą tlenową. Następnie pozostaw połączone warstwy PDMS w piekarniku w temperaturze 60 °C przez ponad 30 min.
      UWAGA: Nie ma górnej granicy czasu pozostawienia połączonych warstw PDMS w piekarniku.
    15. Po ochłodzeniu dwóch połączonych warstw PDMS odetnij nadmiar materiału PDMS z wykonanego urządzenia przed późniejszą konfiguracją eksperymentalną.

2. Jednoetapowa metoda wytwarzania kanałów mikroprzepływowych z PDMS o różnych przekrojach

UWAGA: Aby scharakteryzować szybkość trawienia na mokro PDMS, sugeruje się wykorzystanie urządzenia mikrofluidycznego z jednowarstwowym, prostym kanałem o przekroju prostokątnym w celu określenia konkretnych szybkości trawienia odpowiadających określonym ustawieniom eksperymentalnym.

  1. Eksperymentalna charakterystyka mokrego trawienia PDMS
    1. Przygotować roztwór trawiący, mieszając fluorek tetra-n-butylammoniumu (TBAF, roztwór 1 M w tetrahydrofuranie (THF)) z 1-metylo-2-pyrrolidynoną (NMP) w stosunku objętościowym v:v = 1:10.
      UWAGA: NMP jest w stanie efektywnie rozpuścić pozostałości chemiczne wywołane przez środki trawiące. Ogólnie materiały PDMS ulegają jedynie niewielkiemu pęcznieniu pod wpływem NMP, a mikroprzepływowe urządzenia PDMS są w stanie zachować swoje kształty, objętości i warunki uszczelnienia.
    2. Naciągnąć zmieszany roztwór TBAF/NMP do strzykawki 10 mL połączonej ze stalową igłą tępą (16 G).
    3. Ustawić pompę strzykawkową jako kontroler cieczy tłoczonych pod ciśnieniem w kanałach.
    4. Podłączyć tępe igły strzykawek wypełnionych roztworem trawiącym do portu kanału wyżej wspomnianego prostego urządzenia i poprowadzić odpowiedni port z rurki wylotowej do pojemnika na odpady, jak pokazano na Rysunku 1.
    5. Uruchomić pompę strzykawkową ze strzykawkami zawierającymi zmieszany roztwór trawiący TBAF/NMP przy przepływie 150 µL/min w celu charakterystyki mokrego trawienia PDMS.
    6. Użyć mikroskopii w jasnym polu i upewnić się, że trawiony kanał wzdłuż kierunku przepływu ma jednolita szerokość, aby w konsekwencji potwierdzić, że objętościowy stosunek mieszania środków trawiących oraz szybkość przepływu są odpowiednie.
    7. Przechwycić obrazy czasowe przekroju poprzecznego kanału pod mikroskopem odwróconym przy powiększeniu 4X podczas procesu trawienia PDMS.
    8. Przeanalizować zapisane obrazy, stosując podstawową funkcję pomiarową w analizie 2D programu do przetwarzania obrazów, aby zebrać sekwencję czasową wartości szerokości kanału podczas procesu mokrego trawienia materiałów PDMS.
    9. Ocenić czasowe szybkości trawienia za pomocą równania przedstawionego na Rysunku 2, które polega na podzieleniu 50% zmiany szerokości kanału (ΔW / 2) przez czas trwania trawienia PDMS (t).
    10. Przeprowadzić regresję liniową zebranych punktów danych, aby oszacować całkowitą szybkość trawienia zmieszanych środków TBAF/NMP przy konkretnym stosunku mieszania objętościowego 1:10 dla materiałów PDMS, jak pokazano na Rysunku 2.
  2. Sekwencyjne mokre trawienie PDMS w celu wytworzenia kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych
    1. Zaprojektować układ wlotów środka trawiącego dla jednowarstwowego schematu kanału PDMS służący do kolejnych procesów trawienia, tak aby można było wytworzyć konkretny typ kanału o różnych kształtach przekroju poprzecznego, jak pokazano na Rysunku 3.
    2. Postępować zgodnie z procedurami opisanymi w krokach 2.1.1 - 2.1.7 dla metody mokrego trawienia PDMS.
      UWAGA: Szybkość przepływu ustawiono na 50 μL/min.
    3. Podczas przepływu środków TBAF/NMP kontrolować trawione kanały pod mikroskopem, aby sprawdzić, czy nie występują istotne problemy, takie jak zauważalna ilość pęcherzyków powietrza, pozostałości kilku substancji chemicznych wywołanych przez środki trawiące, wyciek środków trawiących lub przepływ środków trawiących po płaszczyźnie nachylonej.
    4. Obserwować zmianę grubości ścianek kanału mikroprzepływowego za pomocą mikroskopii odwróconej i kontrolować czas procesu mokrego trawienia, aby zapewnić uzyskanie odpowiedniej geometrii kanałów.

3. Projekt mikromieszalnika

UWAGA: Przedstawiono tutaj konstrukcję mieszalnika mikroprzepływowego, który potrafi efektywnie mieszać dwie odmienne ciecze, aby wykazać korzystne zastosowanie kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach.

  1. Wytwarzanie mieszalnika mikrofluidycznego z różnymi przekrojami kanałów
    1. Wykonaj urządzenie z PDMS z jednowarstwowym kanałem mikroprzepływowym o konstrukcji przedstawionej w Rycina 4 metodą odlewania replik w technice miękkiej litografii (sekcja 2).
    2. W układzie jednowarstwowego kanału mikrofluidycznego należy wprowadzić roztwór trawiący TBAF/NMP, przygotowany zgodnie z procedurami opisanymi w kroku 2.1.1, przez port oznaczony jako „outlet” w 20 µL/min przepływ wejściowy Rycina 4.
    3. Obserwuj pod mikroskopem zmiany grubości ścianek kanału mikroprzepływowego i kontroluj czas procesu trawienia na mokro, aby zapewnić odpowiednią geometrię kanałów, zgodnie z przedstawionym w Rysunek 5 zostają osiągnięte.
  2. Eksperymentalna charakterystyka mikromiksera mikroprzepływowego
    1. Po wykonaniu kanału mikroprzepływowego z sekcjami o różnych kształtach ułożonymi naprzemiennie, należy przepompować dwa odmienne płyny, w tym roztwór soli sodowej fluoresceiny posiadający 50 µg/mL stężenie i wodę destylowaną do 2 oddzielnych kanałów przy 20 µL/min przepływ
    2. Wykonać zdjęcia fluorescencyjne kanału w widoku z góry w pozycjach oznaczonych jako A, B, C i D przy użyciu mikroskopu odwróconego (powiększenie 4X), odpowiednio dla dwóch mikserów z jednolitymi (przed trawieniem) i różnymi przekrojami geometrycznymi (po 2 h SWEP) (Rycina 6).
      UWAGA: Obrazy z mikroskopu fluorescencyjnego są rejestrowane podczas stabilnego przepływu, w punkcie czasowym 5 min od momentu rozpoczęcia mieszania w kanałach mieszacza.
    3. Przeanalizuj wykonane obrazy fluorescencyjne za pomocą programu do przetwarzania obrazów, aby oszacować odpowiadające im wartości wydajności mieszania, które są definiowane przez pozostałość mieszania (MR, 0,5 = niemieszane, 0 = całkowicie wymieszane) w następującym równaniu27,28:
      Wzór matematyczny dla analizy średniej; równanie całkowe, badania, zastosowanie edukacyjne.
      Tutaj,
      t czas trawienia,
      L czy szerokość kanału w określonej pozycji jest istotna,
      S jest odcinem linii przecinającym kanał w danej pozycji, a
      I rozkład natężenia fluorescencji w funkcji S w t.
    4. Wykreśl rozkład intensywności fluorescencji w funkcji S w poprzek kanału w pozycjach oznaczonych jako A, B, C i D odpowiednio dla dwóch mieszalników z jednorodnymi (przed trawieniem) i różnymi przekrojami geometrycznymi (po 2 h SWEP). Oszacuj odpowiednią wartość MR zgodnie z przedstawionym na Rysunek 6.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ostatnio przeprowadzono dużą liczbę badań dotyczących wytwarzania urządzeń mikrofluidycznych z kanałami o różnych przekrojach metodą odlewania replik za pomocą litografii13,14,15 oraz techniką trawienia PDMS17,18,19,20,21,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ciągu ostatnich dziesięcioleci mikrofluidyka zaoferowała obiecujące środki, dzięki którym platformy eksperymentalne do badań chemicznych i biomedycznych mogą być systematycznie konstruowane 1,2,3,4,5. Platformy zaprezentowały również swoje możliwości w zakresie badania kilku funkcji komórkowych in vivo w fizjologicznych warunkach mikrośrodowiska za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Podziękowania

Autorzy dziękują za wsparcie udzielone przez Narodowe Instytuty Badań nad Zdrowiem (NHRI) na Tajwanie w ramach Innowacyjnego Grantu Badawczego (IRG) (EX106-10523EI), tajwańskie Ministerstwo Nauki i Technologii (MOST 104-2218-E-032-004, 104-2221-E-001-015-MY3, 105-2221-E-001-002-MY2, 105-2221-E-032-006, 106-2221-E-032-018-MY2) oraz Academia Sinica Career Development Award. Autorzy pragną podziękować Heng-Hua Hsu za korektę manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-metylo-2-pirolidynonTedia, Fairfield, OHME-1962NMP
10 ml strzykawkaBecton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ302151
150 mm szalka PetriegoDogger ScienceDP-43151
1H,1H,2H,2H- PerfluorooktylotrichlorosilanAlfa Aesar, Ward Hill, MAL1660697 % silanu 
4-calowy atrapa wafla krzemowaWollemi Technical, Taoyuan,Tajwan-Aceton
ECHO Chemical, Miaoli, TajwanAH3102-000000-72EC
AG Nakładka na maskę z podwójną ekspozycjąM& R Nano Technology, Taoyuan, TajwanAG500-4D-D-V-S-H
Biopsja PunchMiltex, Plainsboro, NJ33-31
igłaJensen Global, Santa Barbara, CAMiernik 16
Buforowane wytrawianie tlenkiemECHO Chemical, Miaoli, TajwanPH3101-000000-72EC
DesicattorA-VAC Industries, Anaheim, CA35.10001.01
Fluoresceina Sól sodowaWoda Sigma-Aldrich Co., St Louis, MOF6300
ImageJNational Institutes of Health, Bethesda, MDVer. 1.51Program przetwarzania obrazowania 
Odwrócony mikroskop fluorescencyjny Leica Microsystems, Wetzlar, NiemcyDMI 6000 B
Alkohol izopropylowy (IPA)ECHO Chemical, Miaoli, TajwanCMOS112-00000-72EC
Pakiet aplikacji Leica Leica Microsystems GmbHLAS X
MATLABMathWorks, Natick, MAR2015bProgramowanie do oceny MR
Mechaniczny piec konferencyjnyThermoFisher Scientific, Waltham, MALindberg Blue M MO1450C
System Tretmentu plazmowegoNordson MARCH, Concord CAPX-250Plazmowa obróbka powierzchni tlenową
Polidimehtylsiloksan (PDMS) Dow Corning, Midland, MISYLGARD 184
Rurki polietylenoweBecton-Dickinson and Company, Sparks, MD427446PE 205, 10'spin
coaterELS Technology, Hsinchu, TajwanELS 306MA
Fotorezystor o ujemnym tonie MicroChem, Westborough, MASU-8 2050
Deweloper fotorezystu o ujemnym tonieMicroChem, Westborough, MAY020100SU-8 Developer
Surgical BladeFeather, Osaka, Japonia5005093do cięcia PDMS
Chemyx, Houston, TXFusion 400
Fluorek tetra-n-butyloamonu (TBAF)Alfa Aesar, Ward Hill, MAA10588
Pompa strzykawkowa

Bibliografia

  1. Tung, Y. -C., et al. Optofluidic Detection for Cellular Phenotyping. Lab on a Chip. 12, 3552-3565 (2012).
  2. Lu, Y., Yang, L., Wei, W., Shi, Q. Microchip-based Single-cell Functional Proteomics for Biomedical Applications. Lab on a Chip. 17, 1250-1263 (2017).
  3. Jensen, K. F., Reizman, B. J., Newman, S. G. Tools for Chemical Synthesis in Microsystems. Lab on a Chip. 14, 3206-3212 (2014).
  4. Chang, C. -W., et al. A Polydimethylsiloxane-polycarbonate Hybrid Microfluidic Device Capable of Generating Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients for Cell Culture Studies. Lab on a Chip. 14, 3762-3772 (2014).
  5. Mosadegh, B., et al. Integrated Elastomeric Components for Autonomous Regulation of Sequential and Oscillatory Flow Switching in Microfluidic Devices. Nature Physics. 6, 433-437 (2010).
  6. Choi, S., Park, J. -K. Tuneable Hydrophoretic Separation Using Elastic Deformation of Poly(Dimethylsiloxane). Lab on a Chip. 9, 1962-1965 (2009).
  7. Choi, S., Song, S., Choi, C., Park, J. -K. Microfluidic Self-Sorting of Mammalian Cells to Achieve Cell Cycle Synchrony by Hydrophoresis. Analytical Chemistry. 81, 1964-1968 (2009).
  8. VanDelinder, V., Groisman, A. Separation of Plasma from Whole Human Blood in a Continuous Cross-Flow in a Molded Microfluidic Device. Analytical Chemistry. 78, 3765-3771 (2006).
  9. VanDelinder, V., Groisman, A. Perfusion in Microfluidic Cross-Flow: Separation of White Blood Cells from Whole Blood and Exchange of Medium in a Continuous Flow. Analytical Chemistry. 79, 2023-2030 (2007).
  10. Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J., Whitesides, G. M. Rapid Prototyping of Microfluidic Systems in Poly(dimethylsiloxane). Analytical Chemistry. 70 (23), 4974-4984 (1998).
  11. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Annual Review of Material Science. 28, 153-184 (1998).
  12. Mello, A. Plastic Fantastic? Lab on a Chip. 2, 31N-36N (2002).
  13. Choi, S., Park, J. -K. Two-step Photolithography to Fabricate Multilevel Microchannels. Biomicrofluidics. 4, 046503(2010).
  14. Zhong, K., Gao, Y., Li, F., Zhang, Z., Luo, N. Fabrication of PDMS Microlens Array by Digital Maskless Grayscale Lithography and Replica Molding Technique. Optik. 125, 2413-2416 (2013).
  15. Brower, K., White, A. K., Fordyce, P. M. Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices. Journal of Visualized Experiments. (119), e55276(2017).
  16. Lai, D., et al. Simple Multi-level Microchannel Fabrication by Pseudo-grayscale Backside Diffused Light Lithography. RSC Advances. 3, 19467-19473 (2013).
  17. Huh, D., et al. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328, 1662-1668 (2010).
  18. Deng, Y. -L., Juang, Y. -J. Polydimethyl Siloxane Wet Etching for Three-Dimensional Fabrication of Microneedle Array and High-Aspect-Ratio Micropillars. Biomicrofluidics. 8, 026502(2014).
  19. Tung, Y. -C., Kurabayashi, K. Nanoimprinted Strain-controlled Elastomeric Gratings for Optical Wavelength Tuning. Applied Physics Letters. 86, 161113(2005).
  20. Tung, Y. -C., Kurabayashi, K. A Single-Layer PDMS-On-Silicon Hybrid Microactuator with Multi-Axis Out-Of-Plane Motion Capabilities-Part II: Fabrication and Characterization. Journal of Microelectromechanical Systems. 14, 558-566 (2005).
  21. Chen, W., Lam, R. H. W., Fu, J. Photolithographic Surface Micromachining of Polydimethylsiloxane (PDMS). Lab on a Chip. 12, 391-395 (2012).
  22. Balakrisnan, B., Patil, S., Smela, E. Patterning PDMS Using a Combination of Wet and Dry Etching. Journal of Micromechanics and Microengineering. 19, 047002(2009).
  23. Takayama, S., et al. Topographical Micropatterning of Poly(dimethylsiloxane) Using Laminar Flows of Liquids in Capillaries. Advanced Materials. 13, 570-574 (2001).
  24. Friend, J., Yeo, L. Fabrication of Microfluidic Devices Using Polydimethylsiloxane. Biomicrofluidics. 4, 026502(2010).
  25. NANO SU-8 2000 Negative Tone Photoresist formulations 2002-2025. , MicroChem Corporation. Newton, MA. Available from: https://www.seas.upenn.edu/~nanosop/documents/SU8_2002-2025.pdf (2000).
  26. NANO SU-8 2000 Negative Tone Photoresist formulations 2035-2100. , MicroChem Corporation. Newton, MA. Available from: https://www.seas.upenn.edu/~nanosop/documents/SU8_2035-2100.pdf (2000).
  27. Hardt, S., Schönfeld, F. Laminar Mixing in Different Interdigital Micromixers: II. Numerical Simulations. AIChE Journal. 49, 578-584 (2003).
  28. Hessel, V., Löwe, H., Schönfeld, F. Micromixers-A Review on Passive and Active Mixing Principles. Chemical Engineering Science. 60, 2479-2501 (2005).
  29. Damiati, S., Kompella, U., Damiati, S., Kodzius, R. Microfluidic Devices for Drug Delivery Systems and Drug Screening. Genes. 9, 103(2018).
  30. Wang, C. -K., et al. Single Step Sequential Polydimethylsiloxane Wet Etching to Fabricate a Microfluidic Channel with Various Cross-Sectional Geometries. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27, 115003(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikroprzepływowe kanały z PDMSjednoczynnikowe wytwarzaniegeometryczne przekroje poprzecznewytwarzanie urządzeń mikroprzepływowychproces mokrego trawienia PDMStrawienie TBAF NMPwiązanie w plazmie tlenowejtrawienie za pomocą pompy strzykawkowejtrawienie kanałów mikroprzepływowych
Jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.