Artykuł metodologiczny

Jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro

DOI:

10.3791/57868

⸱

13 września 2018

 ,  ,  , 
1Research Center for Applied Sciences, Academia Sinica, 2Department of Civil Engineering, Tamkang University, 3College of Engineering, Chang Gung University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dostępnych jest kilka metod wytwarzania kanałów o przekrojach nieprostokątnych osadzonych w urządzeniach mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu. Większość z nich wiąże się z wieloetapową produkcją i rozległym wyrównaniem. W artykule przedstawiono jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnego trawienia na mokro polidimetylosiloksanu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Materiały z polidimetylosiloksanu (PDMS) są w znacznym stopniu wykorzystywane do produkcji urządzeń mikroprzepływowych przy użyciu technik formowania replik miękkich litografii. Indywidualne projekty układu kanałów są niezbędne dla określonych funkcji i zintegrowanej wydajności urządzeń mikroprzepływowych w licznych zastosowaniach biomedycznych i chemicznych (np. hodowla komórek, bioczujniki, synteza chemiczna i obsługa cieczy). Ze względu na charakter podejść do formowania przy użyciu płytek krzemowych z warstwami fotorezystu wzorowanymi przez fotolitografię jako formy wzorcowe, kanały mikroprzepływowe mają zwykle regularne przekroje prostokątnych kształtów o identycznych wysokościach. Zazwyczaj kanały o wielu wysokościach lub różnych przekrojach geometrycznych są zaprojektowane tak, aby pełniły określone funkcje i spełniały różne zastosowania mikroprzepływowe (np. hydroforeza jest używana do sortowania cząstek i w ciągłych przepływach do oddzielania komórek krwi6,7,8,9). W związku z tym włożono wiele wysiłku w konstruowanie kanałów o różnych przekrojach poprzez wieloetapowe podejścia, takie jak fotolitografia przy użyciu kilku warstw fotorezystu i montaż różnych cienkich arkuszy PDMS. Niemniej jednak takie wieloetapowe podejścia zwykle wiążą się ze żmudnymi procedurami i obszernym oprzyrządowaniem. Co więcej, wyprodukowane urządzenia mogą nie działać spójnie, a uzyskane dane eksperymentalne mogą być nieprzewidywalne. W tym przypadku opracowano jednoetapowe podejście do prostego wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro PDMS, które wprowadzają wytrawiacz do kanałów o planowanych układach jednowarstwowych osadzonych w materiałach PDMS. W porównaniu z istniejącymi metodami wytwarzania kanałów mikroprzepływowych PDMS o różnych geometriach, opracowane jednoetapowe podejście może znacznie uprościć proces wytwarzania kanałów o przekrojach innych niż prostokątne lub o różnych wysokościach. W związku z tym technika ta jest sposobem konstruowania złożonych kanałów mikroprzepływowych, które zapewniają rozwiązanie produkcyjne dla rozwoju innowacyjnych systemów mikroprzepływowych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Techniki mikroprzepływowe przyciągnęły uwagę w ciągu ostatnich dziesięcioleci ze względu na ich nieodłączne zalety dla różnych badań i zastosowań biomedycznych i chemicznych. Obecnie dostępnych jest kilka opcji wykorzystania materiałów do budowy chipów mikroprzepływowych, takich jak polimery, ceramika i materiały silikonowe. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, wśród materiałów mikroprzepływowych, PDMS jest najbardziej powszechny ze względu na odpowiednie właściwości materiału do różnych badań i zastosowań mikrofluidycznych, w tym jego kompatybilność optyczną i biologiczną z cząstkami, płynami i bardzo małymi organizmami żywymi1,2,3,4,5. Co więcej, właściwości chemiczne i mechaniczne struktury powierzchni materiałów PDMS można dostosować w celu ułatwienia badań mikroelektromechanicznych i mechanobiologicznych poprzez zastosowanie takich urządzeń mikroprzepływowych na bazie polimerów10,11,12. Jeśli chodzi o produkcję urządzeń mikroprzepływowych z zaprojektowanymi wzorami kanałów, metody formowania replik miękkiej litografii są zwykle stosowane do tworzenia kanałów mikroprzepływowych poprzez wykorzystanie odpowiadających im form głównych, które składają się z warstw fotorezystu z wzorem fotolitograficznym i podłoży wafli krzemowych12. Ze względu na charakter metod formowania przy użyciu płytek krzemowych z wzorzystymi warstwami fotorezystu, kanały mikroprzepływowe mają zwykle regularne przekroje prostokątnych kształtów o identycznych wysokościach.

Ostatnio badacze poczynili znaczne postępy w badaniach biomedycznych, które zajmują się, na przykład, sortowaniem cząsteczek i komórek za pomocą hydroforezy, rozdzielaniem osocza krwi i wzbogacaniem białych krwinek poprzez zastosowanie mikroprzepływowych chipów z kanałami o różnych wysokościach lub przekrojach geometrycznych6,7,8,9. Takie funkcje sortowania i rozdzielania mikrofluidyki do zastosowań biomedycznych są realizowane poprzez dostosowywanie kanałów o różnych przekrojach geometrycznych. Kilka badań poświęcono wytwarzaniu kanałów mikroprzepływowych o przekrojach poprzecznych o różnych cechach geometrycznych poprzez wytwarzanie form wzorcowych o określonych wzorach powierzchni o różnych wysokościach lub przekrojach nieprostokątnych. Badania nad wytwarzaniem form obejmują takie techniki, jak wieloetapowa fotolitografia, rozpływ fotorezystu i litografia w skali szarości13,14,15. Nieuniknione jest, że istniejące techniki obejmują precyzyjnie wykonane fotomaski lub precyzyjne wyrównanie w wieloetapowych procesach produkcyjnych, co może znacznie zwiększyć poziom złożoności odpowiedniego wytwarzania kanałów mikroprzepływowych. Do tej pory podjęto kilka prób jednoetapowych procesów wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach, ale odpowiednie techniki są ściśle ograniczone do określonych kształtów przekrojów kanałów16.

W ciągu ostatnich dwóch dekad, oprócz metod formowania do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych PDMS o różnych sekcjach, techniki trawienia do wzorowania kanałów PDMS z cechami geometrycznymi stały się produkcją z wyboru w różnych zastosowaniach mikroprzepływowych. Na przykład, trawienie na mokro PDMS jest wykorzystywane wraz z wielowarstwowym wiązaniem PDMS do konstruowania pneumatycznie uruchamianego urządzenia do hodowli komórek mikrofluidycznych z odtworzonymi funkcjami płuc na poziomie narządów17. Technika trawienia na mokro PDMS jest stosowana razem z odlewaniem PDMS na cylindrycznych mikrodołkach obrabianych przez komputerowo wspomagane systemy sterowania do wytwarzania matryc mikroigłowych 3D PDMS18. Wytrawianie na sucho PDMS służy do tworzenia mikrostruktur PDMS jako części siłowników mikroelektromechanicznych19,20. Porowate membrany PDMS z zaprojektowanym układem porów są również wytwarzane w procesach trawienia na sucho21. Zarówno techniki trawienia na mokro, jak i na sucho można zintegrować z wzorami folii PDMS o wyznaczonych kształtach geometrycznych22.

Jednak techniki trawienia do tworzenia struktur kanałów PDMS o skomplikowanych kształtach przekrojów nie były powszechnie stosowane ze względu na ich wewnętrzne ograniczenia w wytwarzaniu mikroprzepływów. Po pierwsze, podczas gdy techniki trawienia na mokro PDMS wykorzystujące laminarne przepływy chemikaliów do tworzenia kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach zostały ustalone, późniejsze tworzenie sekcji kanałów jest nadal ograniczone ze względu na podstawowe cechy izotropowych procesów trawienia chemicznego23. Ponadto, mimo że wydaje się, że istnieje rozsądna przestrzeń do kontrolowania geometrii sekcji kanału w produkcji mikrofluidycznej przy użyciu technik trawienia na sucho PDMS20, wymagany czas trawienia jest zwykle zbyt długi (w godzinach), aby był praktyczny dla produkcji chipów mikroprzepływowych. Ponadto selektywność trawienia między materiałami PDMS a odpowiadającymi im maskującymi warstwami fotorezystu może być ogólnie niska, a wynikające z tego głębokości trawienia kanałów są nie do przyjęcia20.

W tym artykule rozwijamy jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro PDMS (zwanych dalej SWEP). SWEP rozpoczyna się od urządzenia mikroprzepływowego PDMS z jednowarstwowymi kanałami. Dzięki różnym projektom układu kanałów, wytwarzanie kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych różnego rodzaju można osiągnąć poprzez sekwencyjne procesy trawienia. Wytrawianie sekwencyjne wymaga jedynie wprowadzenia wytrawiacza do określonych kanałów planowanych układów jednowarstwowych osadzonych w materiałach PDMS. W porównaniu z konwencjonalnymi procesami wytwarzania PDMS, SWEP wymaga tylko jednego dodatkowego kroku, aby wytworzyć kanały mikroprzepływowe o przekrojach innych niż prostokątne lub o różnych wysokościach. Proponowany SWEP zapewnia prosty i prosty sposób wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych sekcjach wzdłuż kierunku przepływu, co może znacznie uprościć procesy w wyżej wymienionych metodach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Produkcja urządzeń mikroprzepływowych z jednowarstwowymi układami kanałów

UWAGA: W tym artykule metoda miękkiej litografii3 jest stosowana do wytwarzania urządzeń mikroprzepływowych wykonanych z materiałów PDMS, aby zademonstrować, jak wytwarzać kanały o różnych sekcjach.

  1. Tworzenie form wzorcowych dla warstwy PDMS z zaprojektowanymi cechami topologii
    1. Projektowanie układów kanałów na warstwie PDMS dla pojedynczego procesu trawienia lub wytrawiania w sekwencji.
    2. Naszkicuj cechy odwróconej topologii zaprojektowanej warstwy PDMS za pomocą programu do rysowania wspomaganego komputerowo.
    3. Dostarcz plik szkicu do zakładu fotolitograficznego, aby uzyskać wzorzystą fotomaskę z wysoce precyzyjnymi cechami odwróconej topologii układów kanałów wydrukowanych na przezroczystości24.
    4. Użyj alkoholu izopropylowego (2-Propanol (IPA), ≥ 99,9 %), acetonu (2-on propanolu, ≥ 99,5 %) i buforowanego wytrawiania tlenkiem (BOE, NH4F:HF (v/v) = 6:1) na powierzchni 4-calowej płytki krzemowej, aby usunąć kurz lub pozostałości i uniknąć zanieczyszczeń.
    5. Użyj około 500 ml wody dejonizowanej do umycia płytki silikonowej w celu ostatecznego polerowania, a następnie zastosuj gazowy azot, aby wysuszyć wypłukaną płytkę.
    6. Umieść na płytce fotorezystor o negatywnym tonie o wadze około 20 g. Następnie wiruj płytkę z prędkością 500 obr./min przez 15 s i 2,000 obr./min przez 30 s, aby uzyskać warstwę fotorezystu o grubości około 75 μm.
      UWAGA: Różne grubości fotorezystu można uzyskać za pomocą fotorezystorów o ujemnych tonach o różnych numerach produktów i z różnymi warunkami powlekania, pieczenia i wywoływania, zgodnie z instrukcjami obsługi25,26.
    7. Wafelek upiec na miękko, podgrzewając go na płycie grzejnej w temperaturze 65 °C przez 3 minuty, a następnie w temperaturze 95 °C przez 9 minut.
    8. Umieść wafel w maszynie do wyrównywania fotomaski wraz z wzorzystą przezroczystością z kroku 1.1.3 jako maskę.
    9. W maszynie do wyrównywania zastosuj światło ultrafioletowe (UV) o prędkości 300 mJ/cm2, aby naświetlić płytkę pokrytą przezroczystością.
    10. Po wystawieniu na działanie światła UV umieść wafel na płycie grzejnej w temperaturze 65 °C na 2 minuty, a następnie w temperaturze 95 °C na 7 minut podczas pieczenia po ekspozycji (PEB).
    11. Podążając za PEB, mocno zamieszaj płytkę zanurzoną w wywoływaczu fotorezystu o ujemnym tonie lub umieść zanurzoną płytkę w kąpieli ultradźwiękowej (37 kHz, moc skuteczna 180 W) na 7 minut.
    12. Ponownie wyczyść całą płytkę alkoholem izopropylowym, aby usunąć wszelkie wywoływacze pozostające na powierzchni wafla
      13. .
    13. Aby zapobiec niepożądanemu wiązaniu, należy sylianizować powierzchnię płytki, umieszczając ją razem ze 100 μl 97% silanu (1H, 1H, 2H, 2 H-perfluorooktylo-trichlorosilanu) na 6 cm szalce Petriego w eksykatorze.
    14. Podłączyć eksykator do pompy próżniowej i ustawić ciśnienie podciśnienia na 760 mmHg.
    15. Następnie należy włączyć pompę na 15 minut. Wyłączyć ją, a następnie pozostawić wafel w próżni w eksykatorze na 30 minut.
      UWAGA: Odparowany silan jest niezwykle szkodliwy dla ludzi; W związku z tym pasywacja całej powierzchni płytki musi być przeprowadzona w dygestorium.
    16. Przynieś silanizowaną płytkę, która przechodziła pasywację powierzchniową. Zamocuj wafel na szalce Petriego o średnicy 15 cm do dalszego użytku.
      UWAGA: Wzorzysta płytka jest gotowa do użycia jako forma do replikacji zaprojektowanych układów kanałów odwrotnie niż materiały PDMS.
  2. Wytwarzanie układów kanałów PDMS poprzez replikację odwróconej topologii na formach
    1. Umieść zasadę PDMS (monomer) wraz z odpowiednim katalizatorem (utwardzaczem) w stosunku objętościowym 10:1 do czystego i jednorazowego plastikowego kubka.
    2. Wymieszać mieszaninę prepolimerów PDMS (z kroku 1.2.1) jednorodnie za pomocą mieszadła elektrycznego.
    3. Umieść kubek w eksykatorze podłączonym do pompy próżniowej na 60 minut, aby usunąć wszelkie pęcherzyki uwięzione w mieszaninie PDMS.
    4. Wlać 20 g (dla sekcji 2) lub 8 g (dla sekcji 3) mieszaniny prepolimerów PDMS na wierzch formy głównej (wykonanej w kroku 1.1) z odwróconymi cechami topologii zaprojektowanych układów kanałów, a następnie wyeliminować wszelkie możliwe pęcherzyki osadzone w materiałach PDMS za pomocą eksykatora (przez 60 minut).
    5. Umieść formę z mieszaniną PDMS w piekarniku w temperaturze 60 °C na 4 godziny, aby utwardzić płynne materiały prepolimerowe na bazie silikonu.
    6. Po schłodzeniu wafla wraz z PDMS do temperatury pokojowej przez około 20 min, utwardzony PDMS należy oderwać od formy za pomocą skalpela i pęsety.
    7. Dostosuj oderwaną warstwę PDMS do obszaru (około 6 x 6cm2 dla sekcji 2 lub 2 x 7,5cm2 dla sekcji 3) obejmującego cały układ kanałów za pomocą skalpela.
    8. Utwórz porty dostępu do kanałów (wloty i wyloty) za pomocą stempla biopsyjnego o średnicy 1,5 mm.
      UWAGA: Numery i pozycje wlotów i wylotów są zaprojektowane w oparciu o procesy trawienia w celu wytworzenia określonych kanałów mikroprzepływowych.
    9. Wlać 30 g mieszaniny prepolimerów PDMS na szalkę Petriego, a następnie usunąć ewentualne pęcherzyki osadzone w materiałach PDMS za pomocą eksykatora (przez 60 minut).
    10. Umieścić szalkę Petriego z mieszaniną PDMS w piecu w temperaturze 60 °C na ponad 4 godziny w celu utwardzenia ciekłych materiałów prepolimerowych.
    11. Po schłodzeniu szalki Petriego wraz z PDMS do temperatury pokojowej przez około 20 minut, należy odłączyć utwardzony PDMS od naczynia za pomocą skalpela i pęsety.
    12. Za pomocą skalpela dopasuj oderwaną warstwę PDMS bez żadnych cech do wymiarów równych wymiarom wspomnianej warstwy PDMS (około 6 x 6 cm2 dla sekcji 2 lub 2 x 7,5 cm2 dla sekcji 3).
    13. Aktywuj powierzchnie obu warstw PDMS (wykonane w krokach 1.2.7 i 1.2.12) z zaprojektowanymi układami kanałów i bez żadnych funkcji, wystawiając górne materiały PDMS na działanie plazmy tlenowej w maszynie do obróbki powierzchni o mocy 90 W przez 40 s.
    14. Połącz 2 warstwy PDMS, kontaktując się między ich obrabianymi powierzchniami zaraz po aktywacji powierzchni plazmy tlenowej. Następnie należy pozostawić połączone warstwy PDMS w piecu w temperaturze 60 °C na ponad 30 minut.
      UWAGA: Nie ma górnego limitu czasu na pozostawienie połączonych warstw PDMS w piekarniku.
    15. Po ostygnięciu 2 połączonych warstw PDMS, odetnij nadmiar materiałów PDMS od wyprodukowanego urządzenia w celu późniejszej konfiguracji eksperymentalnej.

2. Jednoetapowe podejście do produkcji kanałów mikroprzepływowych PDMS o różnych sekcjach

UWAGA: Aby scharakteryzować szybkość trawienia na mokro PDMS, sugeruje się użycie urządzenia mikroprzepływowego z jednowarstwowym i prostym kanałem o prostokątnych kształtach do identyfikacji konkretnych szybkości trawienia odpowiadających określonym ustawieniom eksperymentalnym.

  1. Charakterystyka doświadczalna trawienia PDMS na mokro
    1. Przygotować roztwór wytrawiający przez zmieszanie fluorku tetra-n-butyloamonu (TBAF, 1 M roztwór tetrahydrofuranu (THF)) z 1-metylo-2-pirolidynonem (NMP) w ilości v:v = 1:10,
      UWAGA: NMP jest w stanie skutecznie rozpuszczać pozostałości chemiczne indukowane przez wytrawiacze. Ogólnie rzecz biorąc, materiały PDMS są nieznacznie pęczniejące przez NMP, a urządzenia mikroprzepływowe PDMS są nadal w stanie zachować swoje kształty, objętość i warunki uszczelnienia.
    2. Zmieszane wytrawiacze TBAF/NMP pobrać do strzykawki o pojemności 10 ml połączonej z igłą ze stali nierdzewnej (16 G).
    3. Ustawić pompę strzykawkową jako sterownik płynów napędzanych ciśnieniem w kanałach.
    4. Podłącz igły strzykawek wypełnionych roztworem wytrawiacza do portu kanałowego wyżej wymienionego prostego urządzenia i poprowadź odpowiedni port od rurki wylotowej do pojemnika na odpady, jak pokazano na Rysunek 1.
    5. Uruchomić pompę strzykawkową przenoszącą strzykawki zawierające zmieszany roztwór wytrawiacza TBAF/NMP przy natężeniu przepływu 150 μl/min w celu scharakteryzowania trawienia na mokro PDMS.
    6. Korzystaj z widoków mikroskopowych w jasnym polu i upewnij się, że wytrawiony kanał wzdłuż kierunku przepływu ma jednolitą szerokość, aby w konsekwencji potwierdzić, że stosunek objętościowy mieszania wytrawiaczy i natężenie przepływu wytrawiacza są odpowiednie.
    7. Uchwyć obrazy szeregów czasowych przekroju poprzecznego kanału pod odwróconym mikroskopem z 4-krotnym powiększeniem podczas procesu trawienia PDMS.
    8. Analizuj przechowywane obrazy, stosując podstawową funkcję pomiarową w analizie 2D programu do przetwarzania obrazowania w celu zebrania sekwencji czasowej liczb dla szerokości kanału podczas procesu trawienia na mokro materiałów PDMS.
    9. Oceń szybkość trawienia szeregów czasowych za pomocą równania pokazanego w Rysunek 2, które dzieli 50% zmiany szerokości kanału (ΔW / 2) przez czas trwania trawienia PDMS (t).
    10. Wykonaj regresję liniową zebranych punktów danych, aby oszacować ogólną szybkość trawienia mieszanych wytrawiaczy TBAF/NMP o właściwym stosunku mieszania objętości 1:10 dla materiałów PDMS, jak pokazano na Rysunek 2.
  2. Sekwencyjne trawienie na mokro PDMS do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych
    1. Zaprojektuj układ wlotów wytrawiacza dla jednowarstwowego układu kanałów PDMS, obsługując odpowiednie procesy trawienia w sekwencji, tak aby można było wyprodukować określony typ kanału o różnych kształtach przekroju, jak pokazano na Rysunek 3.
    2. Postępuj zgodnie z procedurami opisanymi w krokach 2.1.1 - 2.1.7 dla metody trawienia na mokro PDMS.
      UWAGA: Natężenie przepływu jest ustawione na 50 μl/min.
    3. Podczas przepływu wytrawiaczy TBAF/NMP należy sprawdzić wytrawione kanały pod mikroskopem, aby zobaczyć, czy występują poważne problemy, takie jak zauważalna ilość pęcherzyków, pozostałość kilku pozostałości chemicznych wywołanych przez wytrawiacze, wyciek wytrawiaczy lub przepływ wytrawiaczy na pochyłej płaszczyźnie.
    4. Obserwuj zmiany grubości ścianek kanału mikroprzepływowego za pomocą mikroskopii odwróconej i zmierz czas procesu trawienia na mokro, aby upewnić się, że uzyskano odpowiednią geometrię kanału.

3. Konstrukcja mieszalnika mikroprzepływowego

UWAGA: Konstrukcja mieszalnika mikroprzepływowego, który może efektywnie mieszać 2 różne płyny, jest tutaj pokazana w celu pokazania korzystnego zastosowania kanałów mikroprzepływowych o różnych sekcjach.

  1. Wykonanie mieszalnika mikroprzepływowego z różnymi sekcjami kanałów
    1. Wykonaj urządzenie PDMS z jednowarstwowym kanałem mikroprzepływowym o konstrukcji pokazanej na Rysunek 4 techniką formowania replik miękkiej litografii (sekcja 2).
    2. W jednowarstwowym układzie kanałów mikroprzepływowych wprowadzić roztwór wytrawiający TBAF/NMP przygotowany zgodnie z procedurami opisanymi w kroku 2.1.1 z portu oznaczonego jako "wylot" przy natężeniu przepływu 20 μl/min w Rysunek 4.
    3. Obserwuj zmiany grubości ścianek kanału mikroprzepływowego pod mikroskopem i zmierz czas procesu trawienia na mokro, aby upewnić się, że uzyskano prawidłowe geometrie kanałów, jak przedstawiono na Rysunek 5.
  2. Charakterystyka doświadczalna mieszalnika mikroprzepływowego
    1. Po zrealizowaniu kanału mikroprzepływowego z sekcjami o różnych kształtach w naprzemiennym wzorze, przepompuj 2 różne płyny, w tym roztwór soli sodowej fluoresceiny o stężeniu 50 μg/ml i wodę destylowaną do 2 oddzielnych kanałów o natężeniu przepływu 20 μl/min.
    2. Wykonaj zdjęcia z mikroskopu fluorescencyjnego kanału w widoku z góry w miejscach oznaczonych jako A, B, C i D pod mikroskopem odwróconym (powiększenie 4X) dla 2 mieszalników o jednolitych (przed wytrawieniem) i różnych przekrojach geometrycznych (po 2 godzinach SWEP), odpowiednio (Rysunek 6).
      UWAGA: Obrazy mikroskopu fluorescencyjnego są wykonywane przy stabilnych przepływach, w czasie 5 minut, liczonym od początkowych momentów mieszania przez kanały mieszalnika.
    3. Przeanalizuj przechwycone obrazy fluorescencyjne za pomocą programu do przetwarzania obrazowania, aby oszacować odpowiednie wartości wydajności mieszania, które są zdefiniowane przez pozostałość mieszania (MR, 0,5 = niezmieszany, 0 = całkowicie wymieszany) w następującym równaniu27,28:
      figure-protocol-1
      Tutaj,
      t to czas trawienia,
      L to szerokość kanału w określonej pozycji zainteresowania,
      S jest odcinkiem linii w poprzek kanału w miejscu, i
      I jest rozkładem intensywności fluorescencji na S przy t.
    4. Wykreślić rozkład intensywności fluorescencji na S w poprzek kanału w miejscach oznaczonych jako A, B, C i D dla 2 mieszalników o jednolitych (przed wytrawieniem) i różnych przekrojach geometrycznych (po 2 godzinach SWEP), odpowiednio. Oszacuj odpowiadający MR, jak pokazano na Rysunek 6.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ostatnio przeprowadzono wiele badań nad wytwarzaniem urządzeń mikroprzepływowych z kanałami o różnych przekrojach za pomocą formowania replik litografii13,14,15 i techniki trawienia PDMS17,18,19,20,21,22

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich dziesięcioleci mikrofluidyka zaoferowała obiecujące środki, dzięki którym platformy eksperymentalne do badań chemicznych i biomedycznych mogą być systematycznie konstruowane 1,2,3,4,5. Platformy zaprezentowały również swoje możliwości w zakresie badania kilku funkcji komórkowych in vivo w fizjologicznych warunkach mikrośrodowiska za...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują za wsparcie udzielone przez Narodowe Instytuty Badań nad Zdrowiem (NHRI) na Tajwanie w ramach Innowacyjnego Grantu Badawczego (IRG) (EX106-10523EI), tajwańskie Ministerstwo Nauki i Technologii (MOST 104-2218-E-032-004, 104-2221-E-001-015-MY3, 105-2221-E-001-002-MY2, 105-2221-E-032-006, 106-2221-E-032-018-MY2) oraz Academia Sinica Career Development Award. Autorzy pragną podziękować Heng-Hua Hsu za korektę manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-metylo-2-pirolidynonTedia, Fairfield, OHME-1962NMP
10 ml strzykawkaBecton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ302151
150 mm szalka PetriegoDogger ScienceDP-43151
1H,1H,2H,2H- PerfluorooktylotrichlorosilanAlfa Aesar, Ward Hill, MAL1660697 % silanu 
4-calowy atrapa wafla krzemowaWollemi Technical, Taoyuan,Tajwan-Aceton
ECHO Chemical, Miaoli, TajwanAH3102-000000-72EC
AG Nakładka na maskę z podwójną ekspozycjąM& R Nano Technology, Taoyuan, TajwanAG500-4D-D-V-S-H
Biopsja PunchMiltex, Plainsboro, NJ33-31
igłaJensen Global, Santa Barbara, CAMiernik 16
Buforowane wytrawianie tlenkiemECHO Chemical, Miaoli, TajwanPH3101-000000-72EC
DesicattorA-VAC Industries, Anaheim, CA35.10001.01
Fluoresceina Sól sodowaWoda Sigma-Aldrich Co., St Louis, MOF6300
ImageJNational Institutes of Health, Bethesda, MDVer. 1.51Program przetwarzania obrazowania 
Odwrócony mikroskop fluorescencyjny Leica Microsystems, Wetzlar, NiemcyDMI 6000 B
Alkohol izopropylowy (IPA)ECHO Chemical, Miaoli, TajwanCMOS112-00000-72EC
Pakiet aplikacji Leica Leica Microsystems GmbHLAS X
MATLABMathWorks, Natick, MAR2015bProgramowanie do oceny MR
Mechaniczny piec konferencyjnyThermoFisher Scientific, Waltham, MALindberg Blue M MO1450C
System Tretmentu plazmowegoNordson MARCH, Concord CAPX-250Plazmowa obróbka powierzchni tlenową
Polidimehtylsiloksan (PDMS) Dow Corning, Midland, MISYLGARD 184
Rurki polietylenoweBecton-Dickinson and Company, Sparks, MD427446PE 205, 10'spin
coaterELS Technology, Hsinchu, TajwanELS 306MA
Fotorezystor o ujemnym tonie MicroChem, Westborough, MASU-8 2050
Deweloper fotorezystu o ujemnym tonieMicroChem, Westborough, MAY020100SU-8 Developer
Surgical BladeFeather, Osaka, Japonia5005093do cięcia PDMS
Chemyx, Houston, TXFusion 400
Fluorek tetra-n-butyloamonu (TBAF)Alfa Aesar, Ward Hill, MAA10588
Pompa strzykawkowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Tung, Y. -C., et al. Optofluidic Detection for Cellular Phenotyping. Lab on a Chip. 12, 3552-3565 (2012).
  2. Lu, Y., Yang, L., Wei, W., Shi, Q. Microchip-based Single-cell Functional Proteomics for Biomedical Applications. Lab on a Chip. 17, 1250-1263 (2017).
  3. Jensen, K. F., Reizman, B. J., Newman, S. G. Tools for Chemical Synthesis in Microsystems. Lab on a Chip. 14, 3206-3212 (2014).
  4. Chang, C. -W., et al. A Polydimethylsiloxane-polycarbonate Hybrid Microfluidic Device Capable of Generating Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients for Cell Culture Studies. Lab on a Chip. 14, 3762-3772 (2014).
  5. Mosadegh, B., et al. Integrated Elastomeric Components for Autonomous Regulation of Sequential and Oscillatory Flow Switching in Microfluidic Devices. Nature Physics. 6, 433-437 (2010).
  6. Choi, S., Park, J. -K. Tuneable Hydrophoretic Separation Using Elastic Deformation of Poly(Dimethylsiloxane). Lab on a Chip. 9, 1962-1965 (2009).
  7. Choi, S., Song, S., Choi, C., Park, J. -K. Microfluidic Self-Sorting of Mammalian Cells to Achieve Cell Cycle Synchrony by Hydrophoresis. Analytical Chemistry. 81, 1964-1968 (2009).
  8. VanDelinder, V., Groisman, A. Separation of Plasma from Whole Human Blood in a Continuous Cross-Flow in a Molded Microfluidic Device. Analytical Chemistry. 78, 3765-3771 (2006).
  9. VanDelinder, V., Groisman, A. Perfusion in Microfluidic Cross-Flow: Separation of White Blood Cells from Whole Blood and Exchange of Medium in a Continuous Flow. Analytical Chemistry. 79, 2023-2030 (2007).
  10. Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J., Whitesides, G. M. Rapid Prototyping of Microfluidic Systems in Poly(dimethylsiloxane). Analytical Chemistry. 70 (23), 4974-4984 (1998).
  11. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft Lithography. Annual Review of Material Science. 28, 153-184 (1998).
  12. Mello, A. Plastic Fantastic? Lab on a Chip. 2, 31N-36N (2002).
  13. Choi, S., Park, J. -K. Two-step Photolithography to Fabricate Multilevel Microchannels. Biomicrofluidics. 4, 046503(2010).
  14. Zhong, K., Gao, Y., Li, F., Zhang, Z., Luo, N. Fabrication of PDMS Microlens Array by Digital Maskless Grayscale Lithography and Replica Molding Technique. Optik. 125, 2413-2416 (2013).
  15. Brower, K., White, A. K., Fordyce, P. M. Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices. Journal of Visualized Experiments. (119), e55276(2017).
  16. Lai, D., et al. Simple Multi-level Microchannel Fabrication by Pseudo-grayscale Backside Diffused Light Lithography. RSC Advances. 3, 19467-19473 (2013).
  17. Huh, D., et al. Reconstituting Organ-Level Lung Functions on a Chip. Science. 328, 1662-1668 (2010).
  18. Deng, Y. -L., Juang, Y. -J. Polydimethyl Siloxane Wet Etching for Three-Dimensional Fabrication of Microneedle Array and High-Aspect-Ratio Micropillars. Biomicrofluidics. 8, 026502(2014).
  19. Tung, Y. -C., Kurabayashi, K. Nanoimprinted Strain-controlled Elastomeric Gratings for Optical Wavelength Tuning. Applied Physics Letters. 86, 161113(2005).
  20. Tung, Y. -C., Kurabayashi, K. A Single-Layer PDMS-On-Silicon Hybrid Microactuator with Multi-Axis Out-Of-Plane Motion Capabilities-Part II: Fabrication and Characterization. Journal of Microelectromechanical Systems. 14, 558-566 (2005).
  21. Chen, W., Lam, R. H. W., Fu, J. Photolithographic Surface Micromachining of Polydimethylsiloxane (PDMS). Lab on a Chip. 12, 391-395 (2012).
  22. Balakrisnan, B., Patil, S., Smela, E. Patterning PDMS Using a Combination of Wet and Dry Etching. Journal of Micromechanics and Microengineering. 19, 047002(2009).
  23. Takayama, S., et al. Topographical Micropatterning of Poly(dimethylsiloxane) Using Laminar Flows of Liquids in Capillaries. Advanced Materials. 13, 570-574 (2001).
  24. Friend, J., Yeo, L. Fabrication of Microfluidic Devices Using Polydimethylsiloxane. Biomicrofluidics. 4, 026502(2010).
  25. NANO SU-8 2000 Negative Tone Photoresist formulations 2002-2025. , MicroChem Corporation. Newton, MA. Available from: https://www.seas.upenn.edu/~nanosop/documents/SU8_2002-2025.pdf (2000).
  26. NANO SU-8 2000 Negative Tone Photoresist formulations 2035-2100. , MicroChem Corporation. Newton, MA. Available from: https://www.seas.upenn.edu/~nanosop/documents/SU8_2035-2100.pdf (2000).
  27. Hardt, S., Schönfeld, F. Laminar Mixing in Different Interdigital Micromixers: II. Numerical Simulations. AIChE Journal. 49, 578-584 (2003).
  28. Hessel, V., Löwe, H., Schönfeld, F. Micromixers-A Review on Passive and Active Mixing Principles. Chemical Engineering Science. 60, 2479-2501 (2005).
  29. Damiati, S., Kompella, U., Damiati, S., Kodzius, R. Microfluidic Devices for Drug Delivery Systems and Drug Screening. Genes. 9, 103(2018).
  30. Wang, C. -K., et al. Single Step Sequential Polydimethylsiloxane Wet Etching to Fabricate a Microfluidic Channel with Various Cross-Sectional Geometries. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27, 115003(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Mikroprzep ywowe kana y z PDMSjednoczynnikowe wytwarzaniegeometryczne przekroje poprzecznewytwarzanie urz dze mikroprzep ywowychproces mokrego trawienia PDMStrawienie TBAF NMPwi zanie w plazmie tlenowejtrawienie za pomoc pompy strzykawkowejtrawienie kana w mikroprzep ywowych

Powiązane artykuły