Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Regioselektywna O-glikozylacja nukleozydów poprzez tymczasową ochronę 2',3'-diolem przez ester boronowy do syntezy nukleozydów disacharydowych

8.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57897

⸱

26 lipca 2018

 ,  ,  , 
1Faculty of Pharmaceutical Sciences, Tokyo University of Science, 2Imaging Frontier Center, Tokyo University of Science

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokoły syntezy nukleozydów disacharydowych metodą regioselektywnej O-glikozylacji rybonukleozydów poprzez tymczasową ochronę ich ugrupowań 2',3'-diolu za pomocą cyklicznego estru boronowego. Metoda ta ma zastosowanie do kilku niezabezpieczonych nukleozydów, takich jak adenozyna, guanozyna, cytydyna, urydyna, 5-metylurydyna i 5-fluorourydyna, aby uzyskać odpowiednie nukleozydy disacharydowe.

Streszczenie

Nukleozydy disacharydowe, które składają się z ugrupowań disacharydowych i nukleotydowych, są znane jako cenna grupa naturalnych produktów o różnorodnej bioaktywności. Chociaż chemiczna O-glikozylacja jest powszechnie korzystną strategią syntezy nukleozydów disacharydowych, przygotowanie substratów, takich jak donory i akceptory glikozylu, wymaga żmudnych manipulacji grupami ochronnymi i oczyszczania na każdym etapie syntezy. Tymczasem kilka grup badawczych poinformowało, że estry boronowe i borynowe służą jako ochronna lub aktywująca grupa pochodnych węglowodanów w celu osiągnięcia regio- i/lub stereoselektywnej acylacji, alkilacji, sililacji i glikozylacji. W tym artykule przedstawiono procedurę regioselektywnej O-glikozylacji niezabezpieczonych rybonukleozydów z wykorzystaniem kwasu boronowego. Estryfikacja 2',3'-diolu rybonukleozydów kwasem borowym powoduje tymczasową ochronę diolu, a po O-glikozylacji donorem glikozylu w obecności chlorku p-toluenosulfenylu i triflatu srebra pozwala na regioselektywną reakcję grupy 5'-hydroksylowej w celu uzyskania nukleozydów disacharydowych. Metodę tę można zastosować do różnych nukleozydów, takich jak guanozyna, adenozyna, cytydyna, urydyna, 5-metylurydyna i 5-fluorourydyna. Ten artykuł i towarzyszący mu film stanowią przydatne (wizualne) informacje na temat O-glikozylacji niezabezpieczonych nukleozydów i ich analogów do syntezy nie tylko nukleozydów disacharydowych, ale także różnych biologicznie istotnych pochodnych.

Wprowadzenie

Nukleozydy disacharydowe, które są koniugatami nukleozydu i ugrupowania węglowodanowego połączonych wiązaniem O-glikozydowym, stanowią cenną klasę naturalnie występujących pochodnych węglowodanów 1,2,3,4,5,6,7. Na przykład, są one włączone do makrocząsteczek biologicznych, takich jak tRNA (kwas rybonukleinowy transferowy) i poli(ADP-ryboza) (ADP = difosforan adenozyny), a także do niektórych środków przeciwbakteryjnych i innych substancji biologicznie czynnych (np. adenophostyny, amicetyny, ezomycyna)5,6,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. W związku z tym oczekuje się, że nukleozydy disacharydowe i ich pochodne będą związkami wiodącymi do badań nad odkrywaniem leków. Metodologie syntezy nukleozydów disacharydowych dzielą się na trzy kategorie; enzymatyczna O-glikozylacja <sup class="xref">20,21, chemiczna N-glikozylacja 5,9,16,22,23,24, oraz chemiczne O-glikozylacja7,9, 14,16,18,19,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37. W szczególności chemiczna O-glikozylacja byłaby skuteczną metodą stereoselektywnej syntezy i syntezy nukleozydów disacharydowych na dużą skalę. Poprzednie badania wykazały, że O-glikozylacja 2'-dezoksyrybonukleozydu 2 z donorem tioglikozylu 1, przy użyciu kombinacji chlorku p-toluenosulfenylu i triflatu srebra, zapewnia pożądany nukleozyd disacharydu 3 (Rysunek 1A; Ar = aryl i PG = grupa ochronna)38.

Po tych wynikach, zdecydowaliśmy się opracować O-glikozylację rybonukleozydów przy użyciu systemu promotora chlorku p-toluenosulfenylu i triflatu srebra. Wykazano kilka przykładów O-glikozylacji częściowo chronionych rybonukleozydów7,9,14,16,18,19,24,32,33,34,35,36,37, użycie niezabezpieczonych lub tymczasowo chronionych rybonukleozydów jako akceptora glikozylu dla O-glikozylacji zostało znikomo zgłoszone. W związku z tym opracowanie regioselektywnej O-glikozylacji rybonukleozydów niechronionych lub tymczasowo chronionych zapewniłoby bardziej korzystną metodę syntezy bez ochrony grupowych manipulacji rybonukleozydami. Aby osiągnąć regioselektywną O-glikozylację rybonukleozydów, skupiliśmy się na związkach boru, ponieważ opisano kilka przykładów regio- i/lub stereoselektywnej acylacji, alkilacji, sililacji i glikozylacji pochodnych węglowodanów wspomaganych kwasem boronowym lub borowym39,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49,50. W artykule przedstawiono procedurę syntezy nukleozydów disacharydowych z wykorzystaniem regioselektywnej O-glikozylacji w grupie 5'-hydroksylowej rybonukleozydów za pośrednictwem pośredniego estru boronowego. W przedstawionej tutaj strategii, półprodukt estru boronowego 6 byłby zapewniony przez estryfikację rybonukleozydu 4 kwasem borowym 5, co umożliwia regioselektywną O-glikozylację w grupie 5'-hydroksylowej z donorem tioglikozylu 7, aby uzyskać nukleozyd disacharydowy 8 (Rysunek 1 B)51. Badaliśmy również oddziaływanie rybonukleozydu i kwasu borowego za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR), aby zaobserwować powstawanie estru boronowego. Estryfikacja w celu wytworzenia estru boronowego i reakcja glikozylacji wymagają warunków bezwodnych, aby zapobiec hydrolizie estru boronowego i donora glikozylu. W tym artykule przedstawiono typowe procedury uzyskiwania bezwodnych warunków dla udanych reakcji glikozylacji dla naukowców i studentów nie tylko w chemii, ale także w innych dziedzinach badawczych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie dane eksperymentalne [NMR, spektroskopia w podczerwieni (IR), spektroskopia mas (MS), rotacje optyczne i dane z analiz elementarnych] zsyntetyzowanych związków zostały przedstawione w poprzednim artykule51.

1. Procedura reakcji O-glikozylacji

  1. Synteza związku α/β-12 (pozycja 12 w tabeli 1)
    UWAGA: Pozycje 1 - 13 w tabeli 1 zostały przeprowadzone przy użyciu podobnej procedury.
    1. Tymczasowa ochrona 2',3'-diolu rybonukleozydu40
      1. W 10 ml kolbie w kształcie gruszki (kolba 1) rozpuść donor mannozylu α-9 (28,4 mg, 0,0486 mmol)52, urydynę 10 (7,9 mg, 0,0324 mmol) i kwas 4-(trifluorometylo)fenyloboronowy 11c (9,3 mg, 0,0490 mmol) w bezwodnej pirydynie (0,40 ml).
        UWAGA: Zaleca się użycie kolby w kształcie gruszki o pojemności 10 ml, ponieważ w kroku 1.1.3.1 mieszanina reakcyjna zostanie przeniesiona do kolby 2 (kolby okrągłodennej o pojemności 10 ml z dwiema szyjkami z dołączoną do niej przegrodą) zawierającej sproszkowane sita molekularne.
      2. Mieszaninę reakcyjną (otrzymaną w kroku 1.1.1.1) należy odparować jednocześnie z bezwodną pirydyną (0,40 ml, 3x) i bezwodnym 1,4-dioksanem (0,40 ml, 3x) w temperaturze pokojowej do temperatury ok. 40 °C w celu usunięcia wody.
      3. Rozpuścić pozostałość (otrzymaną w kroku 1.1.1.2) w bezwodnym 1,4-dioksanie (0,32 ml) i mieszać mieszaninę reakcyjną w temperaturze refluksu przez 1 godzinę w celu wytworzenia estru boronowego (tymczasowe zabezpieczenie).
      4. Usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej, a następnie pompy próżniowej.
    2. Aktywacja sit molekularnych
      1. W kolbie okrągłodennej o pojemności 10 ml z dwiema szyjkami i dołączoną do niej przegrodą (kolba 2) dodać 4 Μ sit molekularnych w proszku (64 mg).
        UWAGA: Odpowiednie sita molekularne należy dobrać w zależności od rozpuszczalnika użytego do glikozylacji (3 A dla acetonitrylu i 4 A dla 1,4-dioksanu, dichlorometanu i propionitrylu).
      2. Podgrzej sita molekularne w kuchence mikrofalowej pod ciśnieniem atmosferycznym i schładź je pod obniżonym ciśnieniem opróżnionym przez pompę próżniową (3x), a następnie wysusz je opalarką pod obniżonym ciśnieniem, kilkakrotnie zastępując powietrze gazowym argonem.
    3. Glikozylacja
      1. Rozpuścić pozostałość z etapu 1.1.1.4. w kolbie 1 w propionitrylu (0,64 ml) lub innych rozpuszczalnikach i przenieść ten roztwór do kolby 2.
        UWAGA: Acetonitryl, 1,4-dioksan, dichlorometan i propionitryl zostały użyte odpowiednio w pozycjach 1 - 7 i 9, pozycji 10, pozycji 11 oraz pozycjach 8, 12 i 13.
      2. Mieszaninę reakcyjną mieszać w kolbie 2 w temperaturze pokojowej przez 0,5 godziny, a następnie schłodzić do temperatury -40 °C.
        UWAGA: Temperatura została zmieniona w zależności od rozpuszczalnika użytego do glikozylacji (-40 °C dla dichlorometanu i propionitrylu, temperatura pokojowa dla 1,4-dioksanu i -20 °C dla acetonitrylu).
      3. Dodać triflaty srebra (49,9 mg, 0,194 mmol) i chlorek p-toluenosulfenylu (12,8 μl, 0,0968 mmol) do mieszaniny reakcyjnej w tej samej temperaturze, jak użyta w kroku 1.1.3.2.
      4. Mieszać mieszaninę reakcyjną w tej samej temperaturze przez 1,5 godziny.
      5. Sprawdzić reakcję metodą chromatografii cienkowarstwowej (TLC) z heksanem/octanem etylu [3/1 (v/v)] w celu sprawdzenia donorów glikozylu [współczynnik retencji (Rf) (donor α-9) = 0,63] i z chloroformem/metanolem [10/1 (v/v))] w celu sprawdzenia akceptorów i produktów glikozylu [Rf (akceptor 10) = 0,03, Rf (pożądany produkt) = 0,50].
      6. Mieszaninę reakcyjną zgasić nasyconym wodnym roztworem wodorowęglanu sodu (1,0 ml), rozcieńczyć chloroformem (2,0 ml), usunąć nierozpuszczalne substancje za pomocą celitu i ostrożnie przemyć celit chloroformem (20 ml).
      7. Przepłukać filtrat (warstwę organiczną) nasyconym wodnym roztworem wodorowęglanu sodu (20 ml, 3x) i solanką (20 ml) za pomocą lejka separacyjnego o pojemności 100 ml.
      8. Wysuszyć powstałą warstwę organiczną siarczanem sodu, przefiltrować materiały nierozpuszczalne i zagęścić filtrat za pomocą wyparki obrotowej.
      9. Pozostałą pozostałość należy z grubsza oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 50/1 (v/v)], aby uzyskać surowy 5'-O-(6"-O-acetylo-2",3",4"-tri-O-benzyl-α/β-ᴅ-mannopiranozylo)urydyna zawierająca niewielką ilość produktów ubocznych (15,2 mg, syrop bezbarwny).
    4. Acetylacja
      1. W fiolce o pojemności 5 ml rozpuścić otrzymany surowy związek przygotowany w kroku 1.1.3.9 w bezwodnej pirydynie (0,20 ml).
      2. Dodać N,N-dimetylo-4-aminopirydynę (ilość katalityczną) i bezwodnik octowy (20,4 μl, 0,0216 mmol: 10 równoważników w przeliczeniu na surowy związek) do roztworu w temperaturze 0 °C.
      3. Mieszać mieszaninę reakcyjną w tej samej temperaturze przez 0,5 godziny, a następnie ogrzać do temperatury pokojowej.
      4. Po wymieszaniu przez noc sprawdzić reakcję TLC z chloroformem/metanolem [30/1 (v/v)] [Rf (α/β-12) = 0,45].
      5. Rozcieńczyć mieszaninę reakcyjną chloroformem (20 ml).
      6. Przemyć warstwę organiczną 1 M kwasem solnym (20 ml, 3 razy), nasyconym wodnym roztworem wodorowęglanu sodu (20 ml, 3 razy) i solanką (20 ml) za pomocą lejka separatora o pojemności 100 ml.
      7. Wysuszyć powstałą warstwę organiczną siarczanem sodu, przefiltrować materiały nierozpuszczalne i zagęścić filtrat za pomocą wyparki obrotowej.
      8. Pozostałą pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 90/1 (v/v)], aby uzyskać α/β-12 (15,8 mg, 61%, α/β = 1,6/1, bezbarwne amorficzne ciało stałe).
  2. Synteza związków β-22 do β-30 (tab. 2) i β-33 (tab. 3)
    UWAGA: Syntezę β-22 - β-30 i β-33 przeprowadzono przy użyciu podobnej procedury.
    1. Synteza związku β-22 (pozycja 1 w tabeli 2)
      1. Tymczasowa ochrona 2',3'-diolu rybonukleozydu
        1. W 10 ml kolbie w kształcie gruszki (kolba 3) rozpuść adenozynę 13 (20,4 mg, 0,0763 mmol), donor galaktozylu β-21 (80,4 mg, 0,114 mmol)53 i kwas 4-(trifluorometylo)fenyloboronowy 11c (21,7 mg, 0,114 mmol) w bezwodnej pirydynie (0,76 ml).
          UWAGA: Zaleca się użycie kolby w kształcie gruszki o pojemności 10 ml, ponieważ mieszanina reakcyjna zostanie przeniesiona do kolby 4 (kolby okrągłodennej o pojemności 10 ml o pojemności 10 ml z dwiema szyjkami i dołączoną do niej przegrodą) zawierającej sproszkowane sita molekularne w kroku 1.2.1.3.1.
        2. Mieszaninę reakcyjną (otrzymaną w kroku 1.2.1.1.1) należy odparować jednocześnie z bezwodną pirydyną (0,76 ml, 3x) i bezwodnym 1,4-dioksanem (0,76 ml, 3x) w temperaturze pokojowej do temperatury ok. 40 °C w celu usunięcia wody.
        3. Rozpuścić pozostałość (otrzymaną w kroku 1.2.1.1.2) w bezwodnym 1,4-dioksanie (0,76 ml) i mieszać mieszaninę reakcyjną w temperaturze refluksu przez 1 godzinę, aby utworzyć ester boronowy (tymczasowe zabezpieczenie).
        4. Usunąć rozpuszczalnik za pomocą wyparki obrotowej, a następnie pompy próżniowej.
      2. Aktywacja sit molekularnych
        1. Do kolby okrągłodennej o pojemności 10 ml z dwiema szyjkami i dołączoną do niej przegrodą (kolba 4) dodać 4 Ω sit molekularne w proszku (150 mg).
        2. Podgrzej sita molekularne w kuchence mikrofalowej pod ciśnieniem atmosferycznym i schładź je pod obniżonym ciśnieniem opróżnionym przez pompę próżniową (3x), a następnie wysusz je opalarką pod obniżonym ciśnieniem, kilkakrotnie zastępując powietrze gazowym argonem.
      3. Glikozylacja
        1. Rozpuścić pozostałość z etapu 1.2.1.1.4. w kolbie 3 w propionitrylu (1,50 ml) i przenieść ten roztwór do kolby 4.
        2. Mieszaninę reakcyjną mieszać w temperaturze pokojowej przez 0,5 godziny, a następnie schłodzić do temperatury -40 °C.
        3. Dodać triflaty srebra (117,6 mg, 0,458 mmol) i chlorek p-toluenosulfenylu (30,3 μl, 0,229 mmol) do mieszaniny reakcyjnej w tej samej temperaturze, jak podano w kroku 1.2.1.3.2.
        4. Mieszać mieszaninę reakcyjną w tej samej temperaturze przez 1,5 godziny.
        5. Sprawdzić reakcję metodą TLC z heksanem/octanem etylu [2/1 (v/v)] w celu sprawdzenia donorów glikozylu [Rf (donor β-21) = 0,62] oraz z chloroformem/metanolem [10/1 (v/v)] w celu sprawdzenia akceptorów i produktów glikozylu [Rf (akceptor 13) = 0,05, Rf (pożądany produkt) = 0,30].
        6. Mieszaninę reakcyjną ugasić nasyconym wodnym roztworem wodorowęglanu sodu (2,0 ml), rozcieńczyć chloroformem (3,0 ml), usunąć substancje nierozpuszczalne przez Celite i ostrożnie przemyć Celite chloroformem (30 ml).
        7. Przepłukać filtrat (warstwę organiczną) nasyconym wodnym roztworem wodorowęglanu sodu (30 ml, 3x) i solanką (30 ml) za pomocą lejka separacyjnego o pojemności 100 ml.
        8. Wysuszyć powstałą warstwę organiczną siarczanem sodu, przefiltrować materiały nierozpuszczalne i zagęścić filtrat za pomocą wyparki obrotowej.
        9. Pozostałą pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 30/1 (v/v)], aby uzyskać β-22 (27,4 mg, 42%, bezbarwne ciało stałe).
    2. Synteza związku β-23 (pozycja 2 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić przy użyciu 14 (28,4 mg, 0,0765 mmol)54, β-21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μl, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,8 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 mL) i 4 TΥ sit molekularnych (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 50/1 (v/v)] w celu uzyskania β-23 (21,9 mg, 30%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-23) = 0,37 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    3. Synteza związku β-24 (pozycja 3 w tabeli 2)
      1. Reakcję należy przeprowadzić przy użyciu 15 (21,6 mg, 0,0763 mmol), β-21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 Å sita molekularnego (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 8/1 (v/v)] w celu uzyskania β-24 (8,1 mg, 12%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-24) = 0,20 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    4. Synteza związku β-25 (pozycja 4 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić przy użyciu 16 (27,0 mg, 0,0764 mmol)55, β-21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,8 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 mL), bezwodnego propionitrylu (1,50 mL) i 4 Å sit molekularnych (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 20/1 (v/v)], aby uzyskać β-25 (31,4 mg, 44%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-25) = 0,27 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    5. Synteza związku β-26 (pozycja 5 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić za pomocą 10 (18,6 mg, 0,0762 mmol), β-21 (80,4 mg, 0,114 mmol), 11c (21,7 mg, 0,114 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μl, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 sit molekularnych Å (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 40/1 (v/v)] do uzyskania β-26 (26,1 mg, 42%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-26) = 0,45 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    6. Synteza związku β-27 (pozycja 6 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić za pomocą 17 (19,7 mg, 0,0763 mmol), β-21 (80,5 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μl, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 mL) i 4 sit molekularnych Å (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 40/1 (v/v)], aby uzyskać β-27 (33,8 mg, 53%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-27) = 0,50 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    7. Synteza związku β-28 (pozycja 7 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić przy użyciu 18 (20,0 mg, 0,0763 mmol), β-21 (80,4 mg, 0,114 mmol), 11c (21,7 mg, 0,114 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 mL), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 Å sit molekularnych (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform, następnie octan etylu/chloroform = 1/1 (v/v)], aby uzyskać β-28 (38,8 mg, 61%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-28) = 0,33 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    8. Synteza związku β-29 (pozycja 8 w tabeli 2)
      1. Reakcję należy przeprowadzić przy użyciu 19 (18,5 mg, 0,0761 mmol), β-21 (80,4 mg, 0,114 mmol), 11c (21,7 mg, 0,114 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 sit molekularnych Å (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 10/1 (v/v)] w celu uzyskania β-29 (34,1 mg, 55%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-29) = 0,25 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    9. Synteza związku β-30 (pozycja 9 w tabeli 2)
      1. Reakcję przeprowadzić przy użyciu 20 (26,6 mg, 0,0766 mmol)56, β-21 (80,6 mg, 0,115 mmol), 11c (21,8 mg, 0,115 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,8 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 sit molekularnych A (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 50/1 (v/v)] do β-30 (28,0 mg, 40%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-30) = 0,48 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].
    10. Synteza związku β-33 (pozycja 1 w tabeli 3)
      1. Reakcję należy przeprowadzić przy użyciu 18 (20,0 mg, 0,0762 mmol), β-31 (80,4 mg, 0,114 mmol)57, 11c (21,7 mg, 0,114 mmol), chlorku p-toluenosulfenylu (30,3 μL, 0,229 mmol), triflatu srebra (117,6 mg, 0,458 mmol), bezwodnego 1,4-dioksanu (0,76 ml), bezwodnego propionitrylu (1,50 ml) i 4 sit molekularnych A (150 mg). Otrzymaną pozostałość oczyścić metodą chromatografii kolumnowej [żel krzemionkowy, chloroform/metanol = 1/0 - 30/1 (v/v)] w celu uzyskania β-33 (34,5 mg, 54%, bezbarwne ciało stałe). TLC: Rf (β-33) = 0,33 [chloroform/metanol = 10/1 (v/v)].

2. Deochrona β-28 (Rysunek 2)

  1. W fiolce o pojemności 5 ml dodać β-28 (25,2 mg, 0,0300 mmol) i 10 M metyloaminy w metanolu (2,0 ml)58.
  2. Mieszaninę reakcyjną mieszać w temperaturze 0 °C przez 2 godziny, a następnie ogrzać ją do temperatury pokojowej.
  3. Po mieszaniu mieszaniny przez 13 godzin, sprawdzić reakcję metodą TLC z chloroformem/metanolem [10/1 (v/v)] [Rf (β-35) = 0,20].
  4. Zagęścić mieszaninę reakcyjną za pomocą wyparki obrotowej.
  5. Powstałą pozostałość rozpuścić w wodzie (15 ml) i przemyć warstwę wodną dichlorometanem (15 ml, 3x) za pomocą lejka separacyjnego o pojemności 50 ml.
  6. Zagęścić warstwę wodną za pomocą wyparki obrotowej.
  7. Pozostałą pozostałość oczyścić preparatywną wysokosprawną chromatografią cieczową (HPLC) [kolumna: kolumna ODS (oktadecylosilan) (20Φ x 250 mm), eluent: woda (zawiera 0,1% [v/v] kwas trifluorooctowy), szybkość przepływu: 8,0 ml/min, wykrywanie: 266 nm, temperatura: 25 °C, czas retencji: 20 min], aby uzyskać β-35 (7,9 mg, 62%, bezbarwne amorficzne ciało stałe)59.

3. Badania NMR cyklicznego estru boronowego (Rysunek 3 i 4)

  1. Przygotowanie i pomiar 36
    1. W 10 ml kolby w kształcie gruszki rozpuścić urydynę 10 (34,3 mg, 0,140 mmol) i kwas 4-(trifluorometylo)fenyloboronowy 11c (40,0 mg, 0,211 mmol) w bezwodnej pirydynie (1,00 ml).
    2. Mieszaninę reakcyjną należy odparować z bezwodną pirydyną (1,00 ml, 3x) i bezwodnym 1,4-dioksanem (1,00 ml, 3x) w temperaturze pokojowej do temperatury ok. 40 °C w celu usunięcia wody.
    3. Rozpuścić pozostałość w bezwodnym 1,4-dioksanie (1,40 ml) i mieszać mieszaninę reakcyjną w temperaturze refluksu przez 1 godzinę, aby utworzyć ester boronowy (tymczasowe zabezpieczenie).
    4. Dozować mieszaninę reakcyjną (0,14 ml) do fiolki o pojemności 5 ml.
    5. Usunąć rozpuszczalnik z fiolki o pojemności 5 ml za pomocą wyparki obrotowej, a następnie pompy próżniowej.
    6. Powstałą pozostałość 36 rozpuścić w acetonitrylu-d 3 (0,64 ml).
    7. Zmierzyć spektroskopię 1H, 11B i 19F NMR przy użyciu kwarcowej rurki NMR w temperaturze 25 °C.
  2. Przygotowanie i pomiar 38
    1. Przygotować mieszaninę reakcyjną 38 z 11c (40,0 mg, 0,211 mmol), stosując podobną procedurę, jak w kroku 3.1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wyniki O-glikozylacji uridyny 10 z tiomannozydą α-9 przedstawiono w Tabeli 160,61. W pozycji 1 O-glikozylacja związku 10 z α-9 w braku pochodnych kwasu boronowego doprowadziła do powstania skomplikowanej mieszaniny. W pozycji 2 związek 10 i kwas fenylboronowy 11a wymieszano, współodparowano z pir...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Celem tego manuskryptu jest pokazanie wygodnej metody syntezy nukleozydów disacharydowych przy użyciu niezabezpieczonych rybonukleozydów bez żmudnych manipulacji grupami ochronnymi. W niniejszym artykule informujemy o regioselektywnych O-glikozylacjach nukleozydów poprzez tymczasową ochronę 2',3'-diolu przez cykliczny ester boronowy (ryc. 1B)51.

Przygotowanie cyklicznego półproduktu estru boronowego jest j...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane z grantów Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii (MEXT) Japonii (nr 15K00408, 24659011, 24640156, 245900425 i 22390005 dla Shin Aoki), z grantu z Tokyo Biochemical Research Foundation, Tokio, Japonia, oraz z funduszu TUS (Tokyo University of Science) na strategiczne obszary badań. Chcielibyśmy podziękować Noriko Sawabe (Wydział Nauk Farmaceutycznych, Uniwersytet Naukowy w Tokio) za pomiary widm NMR, Fukiko Hasegawa (Wydział Nauk Farmaceutycznych, Uniwersytet Naukowy w Tokio) za pomiary widm masowych oraz Tomoko Matsuo (Instytut Badawczy Nauki i Technologii, Uniwersytet Naukowy w Tokio) za pomiary analiz elementarnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Srebro trifluorometanosulfonianNacalai Tesque34945-61
Kwas fenyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryB0857
p-Metoksyfenyloboronowy kwasWako Pure Chemical Industries321-69201
Kwas 4-(trifluorometylo)fenyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryT1788
Kwas 2,4-difluorofenyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryD3391
Kwas cyklopentyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryC2442
Kwas 4-nitrofenyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryN0812
Kwas 4-heksylofenyloboronowy (zawiera różne ilości bezwodnika)Tokyo Chemical IndustryH1489
AdenozynaMerck KGaA862.
GuanozynaAcros Organics411130050
CytydynaTokio Przemysł chemicznyC0522
UrydynaTokio Przemysł chemicznyU0020
5-FluorourydynaTokio Przemysł chemicznyF0636
5-metylurydynaSigmaM-9885
Metyloamina (40% w metanolu,  ok. 9,8 mol / L)Tokyo Chemical IndustryM1016
N,N-dimetylo-4-aminopirydynaWako Pure Chemical Industries044-19211
Bezwodnik octowyNacalai Tesque00226-15
Pirydyna, odwodnionaWako Pure Chemical Industries161-18453
AcetonitrylKanto Chemical01031-96
1,4-dioksanNacalai Tesque13622-73
DichlorometanWako Pure Chemical Industries130-02457
PropionitrylWako Pure Chemical Industries164-04756
Sita molekularne 4A w proszkuNacalai Tesque04168-65
Sita molekularne 3A w proszkuNacalai Tesque04176-55
Celite 545RVSNacalai Tesque08034-85
Acetonitryl-D3 (D,99.8%)Cambridge Isotope LaboratoriesDLM-21-10
Kwas trifluorooctowyNacalai Tesque34831-25
TLC Żel krzemionkowy 60 F254Merck KGaA1.05715.0001
ChromatorexFuji Silysia ChemicalFL100D
Wodorowęglan soduWako Pure Chemical Industries191-01305
Kwas solnyWako Pure Chemical Industries080-01061
Siarczan soduNacalai Tesque31915-96
ChloroformKanto Chemical07278-81
Chlorek soduWako Pure Chemical Industries194-01677
MetanolNacalai Tesque21914-74
JEOL Zawsze 300JEOLPomiar NMR
Lamda 400JEOLPomiar NMR
PerkinElmer Spectrum 100 Spektrometr FT-IRPerkin ElmerPomiar IR
JEOL JMS-700JEOLPomiar MS
PerkinElmer Analizator CHN 2400Perkin ElmerPomiar analizy elementarnej
Polarymetr cyfrowy JASCO P-1030JASCOPomiar skręcalności optycznej
JASCO PU-2089 Plus inteligentna pompa HPLCJASCODo HPLC
Jasco UV-2075 Plus Inteligentny detektor UV/VisJASCODo HPLC
Rheodyne Model 7125 WtryskiwaczSigma-Aldrich58826Do
chromatopacu HPLC C-R8AShimadzudo HPLC
Senshu Pak Pegasil ODSSenshu Scientificdo HPLC
em>p-Toluenosulfenyl  Chlorek Przygotowany  Nr ref. 38
Fenyl 6-O-acetylo-2,3,4-tri-O-benzylo-1-tio-a-D-mannopiranozyd (a-9)Przygotowany  Nr ref. 52
4-metylofenyl 2,3,4,6-tetra-O-benzoilo-1-tio-b-D-galaktopyranozyd (b-21)Przygotowany  Ref. 53
2,3,4,6-tetra-metylofenyl O-benzoilo-1-tio-b-D-glukopiranozyd (b-31)Przygotowany  Ref. 57
4-metylofenyl 2,3,4,6-tetra-O-benzoilo-1-tio-a-D-mannopiranozyd (a-32)Przygotowany  Nr ref. 67
6-N-Benzoiladenozyna (14)Przygotowany  Nr ref. 54
2-N-Isobutyrylguanosine (16)Przygotowany  Nr ref. 55
4-N-Benzoilcytydyna (20)Przygotowany  Ref. 56
<

Bibliografia

  1. Kobayashi, J., Doi, Y., Ishibashi, M. Shimofuridin A, a nucleoside derivative embracing an acylfucopyranoside unit isolated from the okinawan marine tunicate Aplidium multiplicatum. The Journal of Organic Chemistry. 59, 255-257 (1994).
  2. Takahashi, M., Tanzawa, K., Takahashi, S. Adenophostins, newly discovered metabolites of penicillium brevicompactum, act as potent agonists of the inositol 1,4,5-trisphosphate receptor. The Journal of Biological Chemistry. 269, 369-372 (1994).
  3. Haneda, K. Cytosaminomycins, new anticoccidial agents produced by Strevtomvces sp. KO-8119 I. taxonomy, production, isolation and physico-chemical and biological properties. The Journal of Antibiotics. 47, 774-781 (1994).
  4. Shiomi, K., Haneda, K., Tomoda, H., Iwai, Y., Omura, S. Cytosaminomycins, new anticoccidial agents produced by Streptomyces sp. KO-8119 II. structure elucidation of cytosaminomycins A, B, C and D. The Journal of Antibiotics. 47, 782-786 (1994).
  5. Knapp, S. Synthesis of complex nucleoside antibiotics. Chemical Reviews. 95, 1859-1876 (1995).
  6. Efimtseva, E. V., Kulikova, I. V., Mikhailov, S. N. Disaccharide nucleosides as an important group of natural compounds. Journal of Molecular Biology. 43, 301-312 (2009).
  7. Huang, R. M., et al. Marine nucleosides: Structure, bioactivity, synthesis and biosynthesis. Marine Drugs. 12, 5817-5838 (2014).
  8. Efimtseva, E. V., Mikhailov, S. N. Disaccharide nucleosides and oligonucleotides on their basis. New tools for the study of enzymes of nucleic acid metabolism. Biochemistry (Moscow). 67, 1136-1144 (2002).
  9. Mikhailov, S. N., Efimtseva, E. V. Disaccharide nucleosides. Russian Chemical Reviews. 73, 401-414 (2004).
  10. Kimura, K., Bugg, T. D. H. Recent advances in antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall biosynthesis. Natural Product Reports. 20, 252-273 (2003).
  11. Winn, M., Goss, R. J. M., Kimura, K., Bugg, T. D. H. Antimicrobial nucleoside antibiotics targeting cell wall assembly: Recent advances in structure-function studies and nucleoside biosynthesis. Natural Product Reports. 27, 279-304 (2010).
  12. Takahashi, M., Kagasaki, T., Hosoya, T., Takahashi, S. Adenophostins A and B: Potent agonists of inositol-1,4,5-trisphosphate receptor produced by Penicillium brevicompactum. Taxonomy, fermentation, isolation, physico-chemical and biological properties. The Journal of Antibiotics. 46, 1643-1647 (1993).
  13. Takahashi, S., Kinoshita, T., Takahashi, M. Adenophostins A and B: Potent agonists of inositol-1,4,5-trisphosphate receptor produced by penicillium brevicompactum. Structure elucidation. The Journal of Antibiotics. 47, 95-100 (1994).
  14. Hotoda, H., Takahashi, M., Tanzawa, K., Takahashi, S., Kaneko, M. IP3 receptor-ligand. 1: Synthesis of adenophostin A. Tetrahedron Letters. 36, 5037-5040 (1995).
  15. Hirota, J., et al. Adenophostin-medicated quantal Ca2+ release in the purified and reconstituted inositol 1,4,5-trisphosphate receptor type 1. FEBS Letters. 368, 248-252 (1995).
  16. McCormick, J., et al. Structure and total synthesis of HF-7, a neuroactive glyconucleoside disulfate from the funnel-web spider Hololena curta. Journal of the American Chemical Society. 121, 5661-5665 (1999).
  17. Bu, Y. Y., Yamazaki, H., Ukai, K., Namikoshi, M. Anti-mycobacterial nucleoside antibiotics from a marine-derived Streptomyces sp. TPU1236A. Marine Drugs. 12, 6102-6112 (2014).
  18. Knapp, S., Gore, V. K. Synthesis of the ezomycin nucleoside disaccharide. Organic Letters. 2, 1391-1393 (2000).
  19. Behr, J. B., Gourlain, T., Helimi, A., Guillerm, G. Design, synthesis and biological evaluation of hetaryl-nucleoside derivatives as inhibitors of chitin synthase. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 13, 1713-1716 (2003).
  20. Binder, W. H., Kӓhlig, H., Schmid, W. Galactosylation by use of β-galactosidase: Enzymatic syntheses of disaccharide nucleosides. Tetrahedron: Asymmetry. 6, 1703-1710 (1995).
  21. Ye, M., Yan, L. -Q., Li, N., Zong, M. -H. Facile and regioselective enzymatic 5-galactosylation of pyrimidine 2-deoxynucleosides catalyzed by β-glycosidase from bovine liver. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 79, 35-40 (2012).
  22. Niedballa, U., Vorbrüggen, H. A general synthesis of N-glycosides. III. Simple synthesis of pyrimidine disaccharide nucleosides. The Journal of Organic Chemistry. 39, 3664-3667 (1974).
  23. Abe, H., Shuto, S., Matsuda, A. Synthesis of the C-glycosidic analog of adenophostin A, a potent IP3 receptor agonist, using a temporary silicon-tethered radical coupling reaction as the key step. Tetrahedron Letters. 41, 2391-2394 (2000).
  24. Watanabe, K. A., et al. Nucleosides. 114. 5'-O-Glucuronides of 5-fluorouridine and 5-fluorocytidine. Masked precursors of anticancer nucleosides. Journal of Medicinal Chemistry. 24, 893-897 (1981).
  25. Khan, S. H., O'Neill, R. A. Modern Methods in Carbohydrate Synthesis. , Harwood Academic Publishers. Amsterdam, The Netherlands. (1996).
  26. Lindhorst, T. K. Essentials ofCarbohydrate Chemistry and Biochemistry. , Wiley-VCH Verlag Gmb-H & Co. KGaA. Weinheim, Germany. (2007).
  27. Demchenko, A. V. Handbook of Chemical Glycosylation. , Wiley-VCH Verlag Gmb-H & Co. KGaA. Weinheim, Germany. (2008).
  28. Chen, X., Halcomb, R. L., Wang, P. G. Chemical Glycobiology (ACS Symposium Series 990). American Chemical Society. , American Chemical Society. Washington, WA. (2008).
  29. Toshima, K., Tatsuta, K. Recent progress in O-glycosylation methods and its application to natural products synthesis. Chemical Reviews. 93, 1503-1531 (1993).
  30. Ito, Y. My stroll in the backyard of carbohydrate chemistry. Trends in Glycoscience and Glycotechnology. 22, 119-140 (2010).
  31. Yasomanee, J. P., Demchenko, A. V. From stereocontrolled glycosylation to expeditious oligosaccharide synthesis. Trends in Glycoscience and Glycotechnology. 25, 13-41 (2013).
  32. Nakamura, M., Fujita, S., Ogura, H. Synthesis of disaccharide nucleoside derivatives of 3-deoxy-ᴅ-glycero-ᴅ-galacto-2-nonulosonic acid (KDN). Chemical and Pharmaceutical Bulletin. 41, 21-25 (1993).
  33. Mikhailov, S. N., et al. Studies on disaccharide nucleoside synthesis. Mechanism of the formation of trisaccharide purine nucleosides. Nucleosides & Nucleotides. 18, 691-692 (1999).
  34. Lichtenthaler, F. W., Sanemitsu, Y., Nohara, T. Synthesis of 5'-O-glycosyl-ribo-nucleosides. Angewandte Chemie International Edition. 17, 772-774 (1978).
  35. Knapp, S., Gore, V. K. Synthesis of the shimofuridin nucleoside disaccharide. The Journal of Organic Chemistry. 61, 6744-6747 (1996).
  36. Zhang, Y., Knapp, S. Glycosylation of nucleosides. The Journal of Organic Chemistry. 81, 2228-2242 (2016).
  37. Xing, L., Niu, Q., Li, C. Practical glucosylations and mannosylations using anomeric benzoyloxy as a leaving group activated by sulfonium ion. ACS Omega. 2, 3698-3709 (2017).
  38. Aoki, S., et al. Synthesis of disaccharide nucleosides by the O-glycosylation of natural nucleosides with thioglycoside donors. Chemistry - An Asian Journal. 10, 740-751 (2015).
  39. Duggan, P. J., Tyndall, E. M. Boron acids as protective agents and catalysts in synthesis. Journal of the Chemical Society, Perkin Transactions 1. , 1325-1339 (2002).
  40. Method for preparation of 2'-O-alkylribonucleosides by regioselective alkylation of 2',3'-O-(arylboronylidene) ribonucleosides. JPN. Patent. 5, JP 2009/256335A (2009).
  41. Lee, D., Taylor, M. S. Borinic acid-catalyzed regioselective acylation of carbohydrate derivatives. Journal of the American Chemical Society. 133, 3724-3727 (2011).
  42. Gouliaras, C., Lee, D., Chan, L., Taylor, M. S. Regioselective activation of glycosyl acceptors by a diarylborinic acid-derived catalyst. Journal of the American Chemical Society. 133, 13926-13929 (2011).
  43. Satoh, H., Manabe, S. Design of chemical glycosyl donors: Does changing ring conformation influence selectivity/reactivity. Chemical Society Reviews. 42, 4297-4309 (2013).
  44. Liu, X., et al. 1,2-trans-1-Dihydroxyboryl benzyl S-glycoside as glycosyl donor. Carbohydrate Research. 398, 45-49 (2014).
  45. Kaji, E., et al. Thermodynamically controlled regioselective glycosylation of fully unprotected sugars through bis(boronate) intermediates. European Journal of Organic Chemistry. , 3536-3539 (2014).
  46. Nakagawa, A., Tanaka, M., Hanamura, S., Takahashi, D., Toshima, K. Regioselective and 1,2-cis-α-stereoselective glycosylation utilizing glycosyl-acceptor-derived boronic ester catalyst. Angewandte Chemie International Edition. 127, 11085-11089 (2015).
  47. Tanaka, M., Nashida, J., Takahashi, D., Toshima, K. Glycosyl-acceptor-derived borinic ester-promoted direct and β-stereoselective mannosylation with a 1,2-anhydromannose donor. Organic Letters. 18, 2288-2291 (2016).
  48. Nishi, N., Nashida, J., Kaji, E., Takahashi, D., Toshima, K. Regio- and stereoselective β-mannosylation using a boronic acid catalyst and its application in the synthesis of a tetrasaccharide repeating unit of lipopolysaccharide derived from E. Coli O75. Chemical Communications. 53, 3018-3021 (2017).
  49. Mancini, R. S., Leea, J. B., Taylor, M. S. Boronic esters as protective groups in carbohydrate chemistry: Processes for acylation, silylation and alkylation of glycoside-derived boronates. Organic & Biomolecular Chemistry. 15, 132-143 (2017).
  50. Mancini, R. S., Lee, J. B., Taylor, M. S. Sequential functionalizations of carbohydrates enabled by boronic esters as switchable protective/activating groups. The Journal of Organic Chemistry. 82, 8777-8791 (2017).
  51. Someya, H., Itoh, T., Aoki, S. Synthesis of disaccharide nucleosides utilizing the temporary protection of the 2',3'-cis-diol of ribonucleosides by a boronic ester. Molecules. 22, 1650(2017).
  52. Lemanski, G., Ziegler, T. Synthesis of 4-O-ᴅ-mannopyranosyl-α-ᴅ-glucopyranosides by intramolecular glycosylation of 6-O-tethered mannosyl donors. Tetrahedron. 56, 563-579 (2000).
  53. Liu, G., Zhang, X., Xing, G. A general method for N-glycosylation of nucleobases promoted by (p-Tol)2SO/Tf2O with thioglycoside as donor. Chemical Communications. 51, 12803-12806 (2015).
  54. Zhu, X. -F., Williams, H. J., Scott, A. I. An improved transient method for the synthesis of N-benzoylated nucleosides. Synthetic Communications. 33, 1233-1243 (2003).
  55. Eisenführ, A., et al. A ribozyme with michaelase activity: Synthesis of the substrate precursors. Bioorganic & Medicinal Chemistry. 11, 235-249 (2003).
  56. Samuels, E. R., McNary, J., Aguilar, M., Awad, A. M. Effective synthesis of 3'-deoxy-3'-azido nucleosides for antiviral and antisense ribonucleic guanidine (RNG) applications. Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids. 32, 109-123 (2013).
  57. France, R. R., Rees, N. V., Wadhawan, J. D., Fairbanks, A. J., Compton, R. G. Selective activation of glycosyl donors utilising electrochemical techniques: a study of the thermodynamic oxidation potentials of a range of chalcoglycosides. Organic & Biomolecular Chemistry. 2, 2188-2194 (2004).
  58. Wunderlich, C. H., et al. Synthesis of (6-13C)pyrimidine nucleotides as spin-labels for RNA dynamics. Journal of the American Chemical Society. 134, 7558-7569 (2012).
  59. Abraham, R. C., et al. Conjugates of COL-1 monoclonal antibody and β-ᴅ-galactosidase can specifically kill tumor cells by generation of 5-fluorouridine from the prodrug β-ᴅ-galactosyl-5-fluorouridine. Cellular Biophysics. 24, 127-133 (1994).
  60. Huang, X., Huang, L., Wang, H., Ye, X. -S. Iterative one-pot synthesis of oligosaccharides. Angewandte Chemie International Edition. 43, 5221-5224 (2004).
  61. Verma, V. P., Wang, C. -C. Highly stereoselective glycosyl-chloride-mediated synthesis of 2-deoxyglucosides. Chemistry - A European Journal. 19, 846-851 (2013).
  62. Martínez-Aguirre, M. A., Villamil-Ramos, R., Guerrero-Alvarez, J. A., Yatsimirsky, A. K. Substituent effects and pH profiles for stability constants of arylboronic acid diol esters. The Journal of Organic Chemistry. 78, 4674-4684 (2013).
  63. Wulff, G., Röhle, G. Results and problems of O-glycoside synthesis. Angewandte Chemie International Edition. 13, 157-170 (1974).
  64. Demchenko, A., Stauch, T., Boons, G. -J. Solvent and other effects on the stereoselectivity of thioglycoside glycosidations. Synlett. , 818-820 (1997).
  65. Welch, C. J., Bazin, H., Heikkilä, J., Chattopadhyaya, J. Synthesis of C-5 and N-3 arenesulfenyl uridines. Preparation and properties of a new class of uracil protecting group. Acta Chemica Scandinavica. 39, 203-212 (1985).
  66. Tam, P. -H., Lowary, T. L. Synthesis of deoxy and methoxy analogs of octyl α-ᴅ-mannopyranosyl-(1→6)-α-ᴅ-mannopyranoside as probes for mycobacterial lipoarabinomannan biosynthesis. Carbohydrate Research. 342, 1741-1772 (2007).
  67. Yalpani, M., Boeseb, R. The structure of amine adducts of triorganylboroxines. Chemische Berichte. 116, 3347-3358 (1983).
  68. McKinley, N. F., O'Shea, D. F. Efficient synthesis of aryl vinyl ethers exploiting 2,4,6-trivinylcyclotriboroxane as a vinylboronic acid equivalent. The Journal of Organic Chemistry. 69, 5087-5092 (2004).
  69. Iovine, P. M., Fletcher, M. N., Lin, S. Condensation of arylboroxine structures on Lewis basic copolymers as a noncovalent strategy toward polymer functionalization. Macromolecules. 39, 6324-6326 (2006).
  70. Chen, T. -B., Huzak, M., Macura, S., Vuk-Pavlović, S. Somatostatin analogue octreotide modulates metabolism and effects of 5-fluorouracil and 5-fluorouridine in human colon cancer spheroids. Cancer Letters. 86, 41-51 (1994).
  71. Agudo, R., et al. Molecular characterization of a dual inhibitory and mutagenic activity of 5-fluorouridine triphosphate on viral RNA synthesis. Implications for lethal mutagenesis. Journal of Molecular Biology. 382, 652-666 (2008).
  72. Kirienko, D. R., Revtovich, A. V., Kirienko, N. V. A high-content, phenotypic screen identifies fluorouridine as an inhibitor of pyoverdine biosynthesis and Pseudomonas aeruginosa virulence. mSphere. 1, 00217(2016).
  73. Wu, Q., Xia, A., Lin, X. Synthesis of monosaccharide derivatives and polymeric prodrugs of 5-fluorouridine via two-step enzymatic or chemo-enzymatic highly regioselective strategy. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic. 54, 76-82 (2008).
  74. Brusa, P., et al. In vitro and in vivo antitumor activity of immunoconjugates prepared by linking 5-fluorouridine to antiadenocarcinoma monoclonal antibody. Il Farmaco. 52, 71-81 (1997).
  75. Ozaki, S., et al. 5-Fluorouracil derivatives XX.: Synthesis and antitumor activity of 5'-O.-unsaturated acyl-5-fluorouridines. Chemical and Pharmaceutical Bulletin. 38, 3164-3166 (1990).
  76. Martino, M. M., Jolimaitre, P., Martino, R. The prodrugs of 5-fluorouracil. Current Medicinal Chemistry. Anti-Cancer Agents. 2, 267-310 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ochrona estrem boronianowymglikozylacja rybonukleozydówkataliza triflanem srebrachlorek p-toluenosulfonylowysuszenie sitami molekularnymichromatografia na żelu krzemionkowymanaliza NMRwarunki bezwodne
Regioselektywna O-glikozylacja nukleozydów poprzez tymczasową ochronę 2',3'-diolem przez ester boronowy do syntezy nukleozydów disacharydowych
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.