Artykuł metodologiczny

Produkcja hydrożelowych fantomów naśladujących tkankę aorty brzusznej do walidacji elastografii ultrasonograficznej

18.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/57984

⸱

19 września 2018

 ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, University of Rochester Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Rochester Institute of Technology, 3Department of Surgery, University of Rochester Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy metodę wytwarzania fantomów tętniaków, naśladujących tkankę aorty do wykorzystania w testowaniu elastografii ultradźwiękowej. Połączone zastosowanie technik projektowania wspomaganego komputerowo (CAD) i druku trójwymiarowego (3D) tworzy fantomy aorty o przewidywalnej, złożonej geometrii, które umożliwiają walidację algorytmów obrazowania elastograficznego za pomocą kontrolowanych eksperymentów.

Streszczenie

Elastografia ultrasonograficzna (US), czyli obrazowanie elastyczności, to technika obrazowania wspomagającego, która wykorzystuje sekwencyjne obrazy tkanek miękkich w USA do pomiaru ruchu tkanek i wnioskowania lub ilościowego określenia podstawowych cech biomechanicznych. W przypadku tętniaków aorty brzusznej (AAA) właściwości biomechaniczne, takie jak zmiany modułu sprężystości tkanki i oszacowanie naprężenia tkanki, mogą mieć zasadnicze znaczenie dla oceny potrzeby interwencji chirurgicznej. Tętniaki aorty brzusznej Elastografia amerykańska może być użytecznym narzędziem do monitorowania progresji AAA i identyfikowania zmian we właściwościach biomechanicznych charakterystycznych dla pacjentów wysokiego ryzyka.

Wstępnym celem w rozwoju techniki elastografii AAA US jest walidacja metody przy użyciu fizycznie istotnego modelu o znanych właściwościach materiału. W tym miejscu przedstawiamy proces produkcji fantomów naśladujących tkanki AAA o fizycznie istotnych geometriach i przestrzennie modulowanych właściwościach materiału. Te fantomy tkankowe mają na celu naśladowanie właściwości USG, modułu materiałowego i geometrii tętniaków aorty brzusznej. Fantomy tkankowe są wytwarzane przy użyciu kriożelu z polialkoholu winylowego (PVA-c) i formowane przy użyciu części drukowanych 3D stworzonych przy użyciu oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Moduł fantomów jest kontrolowany przez zmianę stężenia PVA-c oraz przez zmianę liczby cykli zamrażania-rozmrażania stosowanych do polimeryzacji kriożelu. Fantomy AAA są podłączone do pompy hemodynamicznej, zaprojektowanej tak, aby deformować fantomy pod wpływem fizjologicznego cyklicznego ciśnienia i przepływów. Ultradźwiękowe sekwencje obrazów odkształcających się fantomów pozwoliły na przestrzenne obliczenie odkształcenia znormalizowanego ciśnieniem oraz identyfikację właściwości mechanicznych ścianki naczynia. Przedstawiono reprezentatywne wyniki odkształcenia znormalizowanego ciśnieniem.

Wprowadzenie

Tętniaki aorty brzusznej (AAA) to ogniskowe powiększenia aorty, które występują preferencyjnie w pobliżu rozwidlenia aorty1. Dokładna przyczyna powstawania AAA nie jest znana, chociaż wiele teorii sugeruje, że patogeneza jest wieloczynnikowa, a przyczyniają się do tego czynniki genetyczne, behawioralne, hemodynamiczne i środowiskowe2,3. Podczas gdy diagnozę tętniaka aorty brzusznej można uzyskać za pomocą nieinwazyjnych technik obrazowania, przewidywanie ryzyka pęknięcia specyficznego dla pacjenta nie jest tak precyzyjne4,5,6. Naprawa chirurgiczna może zmniejszyć ryzyko pęknięcia aorty, ale operacyjna naprawa aorty wiąże się z wysokim wskaźnikiem zachorowalności i śmiertelności7. Obecne praktyki chirurgiczne wykorzystują "kryteria maksymalnej wielkości", czyli maksymalnej bezwzględnej średnicy tętniaka, aby przewidzieć ryzyko pęknięcia u pacjenta. Niestety, ustalono, że tętniak nadal pęka poniżej rozmiarów klinicznie akceptowalnych do naprawy chirurgicznej, co oznacza, że pacjenci z tętniakiem dowolnej wielkości niosą ze sobą pewne ryzyko pęknięcia8,9,10,11,12,13. Ponadto wiadomo, że historyczne doniesienia o ryzyku pęknięcia są prawdopodobnie zawyżone w stosunku do rzeczywistego ryzyka pęknięcia, co oznacza, że wielu pacjentów jest narażonych na ryzyko chirurgiczne bez korzyści13. Potrzebna jest dokładniejsza ocena ryzyka pęknięcia specyficznego dla pacjenta, aby pomóc w stratyfikacji stosunku korzyści do ryzyka pacjenta poddanego chirurgicznej naprawie tętniaka.

Wykazano, że przestrzenny rozkład naprężeń w AAA ma kluczowe znaczenie w określaniu potencjału pęknięcia i może być lepszym wskaźnikiem niż maksymalna średnica14,15,16,17,18. Większość najnowszych badań, które badają mechanikę pęknięcia AAA, wykorzystuje segmentowe geometrie z obrazów rentgenowskiej tomografii komputerowej (CT) oraz uśrednione populacyjne właściwości mechaniczne tkanki aorty mierzone ex vivo. Modele elementów skończonych (FE) są następnie wykorzystywane do przewidywania naprężeń ścian zbiornika14,15,16,17,18. Ponieważ jednak właściwości mechaniczne są określane po wycięciu tkanki, nie jest jasne, czy uzyskane modele dokładnie odwzorowują wynikające z tego naprężenia specyficzne dla pacjenta in vivo. Badania te zazwyczaj zakładają jednorodne właściwości materiału ściany naczynia i nie uwzględniają wysoce niejednorodnej struktury ściany aorty i skrzepliny19,20,21,22,23,24,25.

Obrazowanie elastyczności oparte na ultradźwiękach jest używane klinicznie do diagnozowania i monitorowania różnych patologii chorobowych26. Technologia ta zapewnia nieinwazyjny sposób badania fizycznych interakcji tkanek miękkich. Obrazowanie elastyczności naczyń krwionośnych w skali USA jest stosowane jako metoda obrazowania wspomagającego do klinicznej oceny USG w badaniach przesiewowych i monitorowaniu AAA. Połączenie tych technik dostarcza zarówno informacji geometrycznych, takich jak średnica i długość, jak i danych mechanicznych, takich jak względna sztywność i zmienność sztywności. Podczas gdy wiele technik obrazowania elastyczności wymaga obciążenia zewnętrznego w celu wywołania mierzalnej deformacji tkanki, ruch tkanki, który ma być tutaj mierzony, jest indukowany przez zmiany ciśnienia w aorcie spowodowane bijącym sercem. Opublikowano wiele metod przestrzennego rozdzielania pól odkształceń w odkształcających się naczyniach, jednak badania walidacyjne tych metod były ograniczone do pacjentów, modeli zwierzęcych lub próbek tkanek ex vivo27,28,29,30,31,32. Do tej pory niewiele metod pozwala na tworzenie niestandardowych geometrii o przestrzennie zróżnicowanych właściwościach materiału27,29.

Tutaj prezentujemy metodę produkcji kompatybilnych z USA, naśladujących tkanki fantomów, które można dostosować do różnych istotnych geometrii aorty i właściwości materiału w celu walidacji amerykańskich technik elastografii. Chociaż poprzednie grupy były w stanie zaprojektować złożone fantomy geometryczne, aby naśladować geometrie AAA przy użyciu technologii druku 3D33,34, gumy do druku są znane z tego, że mają wysokie tłumienie do US i nie mają środków do późniejszego ich właściwości materiałowych. Fantomy są wykonane z kriożelu z polialkoholu winylowego (PVA-c), który wcześniej okazał się idealny do naśladowania właściwości tkanki naczyniowej35. Te fantomy mogą być używane w USG, rezonansie magnetycznym i obrazowaniu elastograficznym36,37,38. Geometria tętniaka aorty została zaprojektowana podobnie do modelu symulacyjnego stworzonego przez Vorpa i wsp.14. Naczynie ma średnicę nominalną 22,5 mm i ma wybrzuszenie tętniakowe o długości 64 mm, średnicy 47 mm i mimośrodowe (β = 0,6)14 do przedniej strony fantomu. Ostatnia sekcja naśladuje rozwidlenie bioder o średnicy dystalnej 15 mm. Fantom został wybrany tak, aby miał stałą grubość około 5 mm. Raghavan i in. poinformowali w małym badaniu, że grubość naczynia AAA waha się od 0,23 do 4,26 mm, przy medianie wartości 1,48 mm39. Nominalna grubość naczynia na większym końcu tego spektrum została tutaj wybrana ze względu na problemy produkcyjne z oczekiwaniem, że ulepszone techniki druku 3D poprawią minimalną grubość fantomu, którą można formować. Formy fantomowe zostały zaprojektowane w CAD i są drukowane w 3D przy użyciu dostępnych na rynku drukarek i filamentu.

Formy są napełniane wtryskowo roztworem PVA-c i poddawane serii cykli zamrażania/rozmrażania (-20 °C i +20°C) w celu usieciowania polimeru PVA-c i polimeryzacji żelu. Moduł sprężystości PVA-c jest kontrolowany poprzez zmianę stężenia żelu PVA-c lub liczby cykli zamrażania i rozmrażania. Odcinek tętniakowy fantomu wymagał usunięcia formy ubytkowej z wewnętrznego światła naczynia. Osiągnięto to dzięki zastosowaniu polialkoholu winylowego, filamentu do drukarki 3D (PVA). Chociaż chemicznie podobny do proszku PVA-c, filament PVA nie polimeryzuje po zamrożeniu i jako taki może zostać rozpuszczony w wodzie po związaniu PVA-c. Drukowane są dodatkowe formy do próbek w celu stworzenia próbek do prób rozciągania, w konfiguracji "psiej kości", o tym samym stężeniu PVA-c. Formy te przechodzą te same cykle zamrażania/rozmrażania i są używane do prób rozciągania w celu niezależnego pomiaru modułu sprężystości sekcji fantomowych. Materiał tła został wyprodukowany z bardziej miękkiego PVA-c, stworzonego w celu symulacji tkanek zaotrzewnowej < klasy sup = "xref" > 40,< klasy sup = "xref">41. Ten fantom tła został wyprodukowany jako jednorodna osiowosymetryczna cylindryczna rura o średnicy wewnętrznej 4 cm, średnicy zewnętrznej 16,5 cm i długości 16,5 cm. Został wykonany z 5% roztworu PVA i poddany łącznie dwóm cyklom zamrażania i rozmrażania.

Ostatnie fantomy AAA zostały umieszczone w tle fantomu i podłączone, za pomocą łączników rurowych i zacisków, do hemodynamicznej pompy wodnej zaprojektowanej do deformowania fantomów za pomocą fizjologicznych cyklicznych przepływów i ciśnień. Prędkość pompy została ustawiona tak, aby dostarczała impuls ciśnienia o wartości około 6-7 kPa z częstotliwością około 1 Hz. Zebrano sekwencje obrazów ultradźwiękowych deformujących się fantomów, a odkształcenie znormalizowane ciśnieniem obliczono w celu zidentyfikowania różnic w przestrzennie zróżnicowanych właściwościach mechanicznych. Przedstawiono reprezentatywne wyniki obrazów odkształceń znormalizowanych ciśnieniowo w obszarze naczynia. Rosnące różnice regionalne w znormalizowanym odkształceniu sztywniejszych heterogenicznych fantomów w stosunku do fantomu jednorodnego pokazują różnice w sztywności naczynia i naszej zdolności do jej pomiaru.

Protokół

1. Pobieranie modeli STL z NIH 3D Print Exchange

  1. Przejdź do strony NIH 3D Print Exchange (3dprint.nih.gov), w polu Search wpisz Simulated Aneurysmal Aortic Phantom Mold i naciśnij klawisz enter.
  2. Na liście wyników wyszukiwania znajdź model „3DPX-09210” i kliknij ten wpis.
  3. Kliknij przycisk pobierania, a następnie wybierz z listy rozwijanej plik Simulated Aneurysmal Aortic Phantom Mold.zip, aby go pobrać.
  4. Kliknij dwukrotnie pobrany plik, aby go rozpakować, a następnie zapisz otrzymane pliki (InnerDistSTL.stl, InnerProxSTL.stl, OuterAntSTL.stl, OuterPostSTL.stl, BackgroundMoldSTL.stl oraz SampleMoldSTL.stl) na komputerze wykorzystywanym do druku 3D w krokach 2.1-2.7.
    UWAGA: Można również pobrać każdy z plików wymienionych w kroku 1.4 osobno.

2. Druk 3D form

  1. Otwórz oprogramowanie interfejsu drukarki 3D i użyj przycisku Connect, aby połączyć się z drukarką.
  2. Zaimportuj pobrany plik STL OuterAntSTL.stl (Rysunek 1a, niebieski) do oprogramowania do druku 3D. W oprogramowaniu do druku 3D wybierz przycisk Edit i zorientuj część formy, klikając menu Rotate, a następnie przyciski X, Y lub Z, aby ustawić oś długą równolegle do stołu drukarki, tak aby zewnętrzna strona formy była skierowana w stronę stołu. Kliknij przycisk Save, a następnie przycisk Print i wydrukuj część formy, używając filamentu z kwasu polimlekowego (PLA) na pojedynczym ekstruderze.

Schemat urządzenia do rotacji cieczy, przedstawiający wymiary i komponenty 3D do analizy projektowej.
Rysunek 1Reprezentacja CAD form fantomu, tła i próbek. (a) – (b) Obrazy 3D CAD formy naczynia oraz orientacja części do montażu. Przedstawiono dystanse rejestracyjne (i), piny (ii), otwory (iii) oraz otwór do napełniania. (c) Rysunek wewnętrznego światła z zaznaczonymi wymiarami wewnętrznymi naczynia. (d) Rendering CAD form próbek. (e) Rendering CAD formy fantoma tła. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Powtórz krok 2.2 dla pliku OuterPostSTL.stl (Rysunek 1a, kolor czerwony).
  2. Postępując zgodnie z procedurą opisaną w kroku 2.2, zaimportuj plik STL InnerDistSTL.stl (Rysunek 1a, kolor biały) do oprogramowania do druku 3D, wybierz przycisk „Edit”, a w menu Rotate klikaj przyciski X, Y lub Z, aby ustawić oś długą prostopadle do stołu drukarki w taki sposób, aby pin pozycjonujący (i) stykał się ze stołem. Kliknij przycisk Save, a następnie przycisk Print i wydrukuj element formy, używając filamentu z tworzywa PLA na drukarce z jednym ekstruderem.
    UWAGA: Nie drukuj tego elementu ze strukturą wsporczą. Nie stosuj wypełnienia (infill) przekraczającego 30% dla tego wydruku.
  3. Zaimportuj plik STL SampleMoldSTL.stl (Rysunek 1d) do oprogramowania do druku 3D. Wybierz przycisk Edit, a w menu Rotate klikaj przyciski X, Y lub Z, aby ustawić element tak, aby wnętrze formy było skierowane w górę względem stołu drukarki. Kliknij przycisk Save, a następnie przycisk Print i wydrukuj element formy, używając filamentu z tworzywa PLA na drukarce z jednym ekstruderem.
    UWAGA: Nie drukuj tego elementu ze strukturą wsporczą. Wydrukuj 3 lub więcej form do próbek.
  4. Zaimportuj plik STL BackgroundMoldSTL.stl (Rysunek 1e) do oprogramowania do druku 3D. Wybierz przycisk „Edit”, a w menu Rotate klikaj przyciski X, Y lub Z, aby ustawić element tak, aby dno formy (t.j. zamknięty koniec cylindra) było skierowane w stronę stołu drukarki. Kliknij przycisk Save, a następnie przycisk Print i wydrukuj element formy, używając filamentu z tworzywa PLA na drukarce z jednym ekstruderem.
    UWAGA: Nie drukuj tego elementu ze strukturą wsporczą.
  5. Zaimportuj plik STL InnerDistSTL.stl (Rysunek 1a, kolor żółty) do oprogramowania do druku 3D. Wybierz przycisk „Edit”, a w menu Rotate klikaj przyciski X, Y lub Z, aby ustawić element tak, aby oś długa była prostopadła do stołu drukarki, a piny pozycjonujące bifurkacji (i) były skierowane w stronę stołu. Kliknij przycisk Save, a następnie przycisk Print i wydrukuj element formy, używając filamentu z octanu polivinylu (PVA) na drukarce z jednym ekstruderem.
  6. Usuń wszelki materiał wsporczy z elementów wydrukowanych w krokach 2.1-2.7 (Rysunek 2a).
    UWAGA: Usuwanie struktury wsporczej z zewnętrznych elementów formy nie jest konieczne, jeśli nie przeszkadzają one w montażu formy.

Drukowane w technologii 3D modele anatomiczne; układ eksperymentalny do badań naczyniowych i wyniki procesu odlewania.
Rysunek 2Montaż formy fantomu naczyniowego oraz gotowy fantom naczyniowy. (a) Końcowy wydruk formy wewnętrznego i zewnętrznego światła. Dystalny koniec wewnętrznego światła został wydrukowany z rozpuszczalnego plastiku PVA i przymocowany do proksymalnego końca formy wewnętrznego światła za pomocą wosku odkształcalnego. (b) Przewód przymocowany do portu wtryskowego formy zewnętrznego światła i tłoka strzykawki. (c) Forma wewnętrznego światła po naniesieniu natryskowo elastycznego uszczelniacza. (d) Montaż strony wybrzuszenia formy zewnętrznego światła oraz formy wewnętrznego światła z dodanym PVA-c (zabarwionym na czerwono) w celu uzyskania sztywnych fantomów tętniaka. (e) Zmontowana i zaciśnięta kompletna forma naczynia. (f) Wosk odkształcalny naniesiony na szwy formy zewnętrznego światła, aby zapobiec wyciekowi PVA-c z formy. (g) Końcowy fantom z PVA-c po 5 cyklach zamrażania i rozmrażania oraz wyjęciu z formy. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Przygotowanie hydrożelu

  1. W szklanym zlewce wymieszaj 2,2 g proszku PVA-c w 20 mL wody z kranu (10% masy). Podgrzewaj roztwór w mikrofalówce do wrzenia, mieszając. Powtarzaj ten krok, aż cały proszek PVA się rozpuści, a roztwór stanie się półprzezroczysty.
  2. Zawieś 0,4 g proszku węglanu wapnia (0,2% masy) w 10 mL wody i dodaj do roztworu z kroku 2.1, aby pełnił rolę rozpraszaczy ultradźwięków. Wymieszaj dokładnie. Przykryj roztwór i pozostaw do ostygnięcia do temperatury pokojowej (RT).
    UWAGA: W przypadku fantomów jednorodnych przejdź do kroku 3.5
  3. W oddzielnej szklanej zlewce wymieszaj 17,6 g proszku PVA-c w 100 mL wody z kranu (15% masy lub według uznania). Podgrzewaj roztwór w mikrofalówce do wrzenia, mieszając. Powtarzaj ten krok, aż cały proszek PVA się rozpuści, a roztwór stanie się półprzezroczysty.
  4. Zawieś 0,4 g proszku węglanu wapnia (0,2% masy) w 5 mL wody i dodaj do roztworu z kroku 2.3. Wymieszaj dokładnie. Przykryj roztwór i pozostaw do ostygnięcia do temperatury RT.
  5. W oddzielnym dużym garnku wymieszaj 183,7 g proszku PVA-c w 3,5 L wody z kranu (5% masy). Doprowadź roztwór do wrzenia i mieszaj. Zdejmij garnek z ognia, gdy proszek PVA się rozpuści, a roztwór stanie się półprzezroczysty.
  6. Zawieś 7,4 g proszku węglanu wapnia (0,2% masy) w 10 mL wody i dodaj do roztworu z kroku 2.5. Wymieszaj dokładnie. Przykryj roztwór i pozostaw do ostygnięcia do temperatury RT.

4. Montaż form

  1. Do portu wtryskowego formy zewnętrznej światła przymocuj około 10 mm elastycznej rurki. Do przeciwległego końca rurki przymocuj kurek z przyłączami do strzykawek (Rysunek 2b).
  2. Wyrównaj piny pozycjonujące formy wewnętrznej światła i za pomocą plastycznego wosku przytwierdź wypukłą część naczynkową formy wewnętrznej światła do prostej części naczyniowej formy wewnętrznej światła.
  3. W dobrze wentylowanym pomieszczeniu nanieś natryskową elastyczną powłokę gumową na koniec tętniakowy formy wewnętrznej światła, aby zapobiec rozpuszczaniu części formy z PVA przez hydrożel podczas procesu formowania (Rysunek 2c).
    UWAGA: W przypadku fantomów jednorodnych należy przejść do kroku 4.6.
  4. Ustawiając szerszą stronę części tętniakowej formy zewnętrznej skierowaną w dół, wypełnij wybrzuszenie 15 mL roztworu przygotowanego w krokach 3.3-3.4 (Rysunek 2b). Umieść złożone części formy wewnętrznej w przedniej części formy zewnętrznej (Rysunek 2d). Użyj gumek recepturek, aby utrzymać część światła wewnętrznego na miejscu.
    UWAGA: Na Rysunku 2 PVA-c jest zabarwione na czerwono w celu lepszej widoczności.
  5. Zamroź zestaw formy w zamrażarce w temperaturze -20 °C przez 12 h, a następnie wyjmij z zamrażarki. Przejdź do kroku 4.6, nie dopuszczając do rozmrożenia roztworu w zestawie formy.
  6. Oczekując na zamrożenie formy (krok 4.4), nanieś obfitą ilość plastycznego wosku na tylną powierzchnię wydrukowanej formy próbki i przymocuj ją zaciskiem do płaskiego arkusza plastiku wyciętego do minimalnego rozmiaru około 100 mm na 60 mm na 10 mm (Rysunek 3a). Wypełnij przestrzeń między formą a arkuszem plastiku tym samym roztworem PVA, którego użyto w kroku 4.3. Zamroź formę próbki w tej samej zamrażarce (-20 °C) co formę naczyniową w kroku 4.4.

Proces odlewania polimeru przedstawiający konstrukcję formy (a), utwardzoną próbkę (b) oraz układ zanurzeniowy (c).
Rysunek 3Forma do próbek oraz końcowe fantomy próbki i tła. (a) Zaciśnięta forma do próbek i przezroczysta plastikowa płyta. PVA-c jest wlewane do formy, a pęcherzyki powietrza wypływają na powierzchnię. (b) Próbka PVA-c po końcowym cyklu zamrażania i rozmrażania. (c) Eksperymentalny układ obrazowania US fantomu podłączonego do pompy symulatora i umieszczonego w tła z PVA-c. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

  1. Złożyć i z clampować cały model naczynia w orientacji pokazanej na Rysunku 1a i 1b (Rysunek 2e). Uszczelnić szwy zewnętrznych form światła, używając plastycznego wosku, aby zapobiec wyciekowi hydrożelu podczas wtryskiwania (Rysunek 2f).
  2. Napełnić strzykawkę 60 mL roztworem PVA-c przygotowanym w krokach 3.1 i 3.2. Ustawiając koniec modelu z bifurkacją do góry, wstrzyknąć roztwór PVA-c do zestawu formy, unikając powstawania pęcherzyków powietrza wstrzykiwanym roztworze.
    UWAGA: Jeśli podczas wtryskiwania wystąpią jakiekolwiek wycieki, należy przerwać proces i uszczelnić nieszczelne obszary plastycznym woskiem. Powtarzać wstrzykiwanie strzykawką, aż roztwór PVA-c wypełni formę.
  3. Pozostawić formę na 30 min, delikatnie opukując ją co 10 min, aby umożliwić pęcherzykom powietrza wyniesienie się na górę formy. W razie potrzeby powtórzyć wtryskiwanie strzykawką, aby dopełnić formę. Zamrozić cały zestaw formy na 12 h, a następnie wyjąć z zamrażarki. Pozostawić zestaw formy do rozmrożenia w RT przez 12 h.
  4. Podczas oczekiwania na zamrożenie formy (krok 4.8), złożyć i zclampować kolejną formę do próbek oraz płaską arkusz plastikowy wycięty zgodnie z opisem w kroku 4.5 (Rysunek 3a). Wypełnić przestrzeń między formą a arkuszem plastikowym tym samym roztworem PVA, który został użyty w kroku 4.7. Zamrozić i rozmrozić formę do próbek w tej samej zamrażarce (-20 °C) i w tym samym czasie co model naczynia w kroku 4.8 oraz formę do próbek z kroku 4.5.
  5. Zamrozić i rozmrozić model naczynia oraz obie formy do próbek z kroków 4.5, 4.8 i 4.9 jeszcze cztery razy, łącznie wykonując pięć 24-godzinnych cykli zamrażania/rozmrażania. Po 5tym cyklu zamrażania/rozmrażania wyjąć próbki testowe PVA-c z form (Rysunek 3b). Odciąć nadmiar kriogelu z próbek i przechowywać je w szczelnym pojemniku z 5% objętościowo roztworem wybielacza i wody w RT.
  6. Wyjąć naczynie PVA-c z zewnętrznej formy światła. Ostrożnie oddzielić prostą część naczynia formy wewnętrznego światła od części tętniakowej i usunąć ją z naczynia PVA-c. Odciąć dystanse rejestracyjne z rozwidlonego końca części tętniakowej wewnętrznej formy światła, aby odsłonić wydrukowany filament PVA. Umieścić w kąpieli wodnej w RT w celu rozpuszczenia tętniakowej części z PVA.
    UWAGA: Może to zająć 24 h lub więcej, jednak dodanie ciepłej wody do kąpieli może przyspieszyć proces rozpuszczania.
  7. Po rozpuszczeniu i usunięciu wydrukowanej części z PVA z wnętrza fantomu naczynia, przechowywać fantom w szczelnym pojemniku z 5% objętościowo roztworem wybielacza i wody w RT.
  8. Wypełnić formę tła około 3,3 L roztworem PVA-c przygotowanym w krokach 3.5 i 3.6. Zamrozić (-20 °C) formę tła na 12 h, a następnie wyjąć z zamrażarki. Pozostawić formę do rozmrożenia w RT przez 12 h i powtórzyć czynność, aby uzyskać łącznie 2 cykle zamrażania/rozmrażania.
  9. Równocześnie z krokiem 4.13, wypełnić zestaw formy do próbek tym samym roztworem PVA-c, który został użyty w kroku 4.13, i poddać go tym samym cyklom zamrażania/rozmrażania co formę tła.
  10. Po 2gim rozmrożeniu wyjąć próbkę tła i fantom tła z ich form i przechowywać je w szczelnym pojemniku z 5% objętościowo roztworem wybielacza i wody w RT.

5. Testowanie fantomów i próbek

  1. Umieść fantom naczynia i fantom tła w dużej kąpieli wodnej. Podłącz szerszy koniec naczynia do wylotu hemodynamicznej pompy wodnej42,43, używając zacisków do przewodów (Rycina 3c). Umieść fantom naczynia w fantomie tła, a następnie podłącz rozwidlone końce fantomu do wlotu pompy hemodynamicznej za pomocą zacisków do przewodów.
  2. Umieść cewnik z półprzewodnikowym czujnikiem ciśnienia w układzie naczynia i pompy, w pobliżu wlotu pompy hemodynamicznej. Uruchom pompę hemodynamiczną w taki sposób, aby ciśnienia deformacji ścianek mieściły się w zakresie od minimum 0 kPa do maksimum 7,5 kPa (Rycina 4a).

Wykres ciśnienia rozkurczowego i skurczowego wraz z obrazami ultrasonograficznymi; analiza hemodynamiczna, cykl pracy serca.
Rycina 4Protokół obrazowania. (a) Profil ciśnienia zmierzony podczas konfiguracji obrazowania fantomu. (b) Reprezentatywny obraz B-mode fantomu przy minimalnym ciśnieniu. (c) Obraz B-mode przy maksymalnym ciśnieniu. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Należy użyć systemu ultrasonograficznego (USG) oraz przetwornika wypukłego o częstotliwości centralnej około 5 MHz, aby zebrać obrazy USG fantomów tła i naczyń w przekroju poprzecznym w miejscu maksymalnej średnicy naczynia (Rysunek 4b i 4c). Zarejestruj dane dotyczące ciśnienia za pomocą cyfrowego systemu akwizycji danych (Rycina 4a).
    UWAGA: Szczegółowe informacje dotyczące akwizycji obrazów w tym kroku znajdują się w pracy Mix et al.44.
  2. Szacunki przemieszczenia należy uzyskać, stosując technikę opartą na niesztywnej rejestracji obrazów, zgodnie z opisem w Mix i in.44Z pomiarów dwuwymiarowego (2D) pola przemieszczeń (ui(x)), oblicz pole dwuwymiarowego tensora odkształcenia (εij(Proszę podać tekst do tłumaczenia.)) poprzez ocenę symetrycznej części gradientu pola przemieszczeń:
    Równanie tensora odkształcenia \(ε_{ij}=\frac{1}{2}(\frac{∂u_i}{∂x_j}+\frac{∂u_j}{∂x_i})\) w mechanice płynów.
  3. Następnie oblicz maksymalne odkształcenie główne (εp) jako maksymalną składową główną tensora odkształcenia, korzystając z następującego równania:
    Równanie obliczania tensora odkształcenia, równowaga statyczna, formuła edukacyjna.
  4. Na koniec wyznacz ramkę głównego odkształcenia w punkcie maksymalnego ciśnienia i podziel to pole tensora odkształceń przez różnicę między maksymalnym a minimalnym ciśnieniem zmierzonym cewnikiem (Rysunek 4a), lub ciśnienie tętniowe (PP), do przestrzennie rozdzielonej odkształcalności głównej znormalizowanej do ciśnienia (εp/PP).

Obrazowanie elastograficzne USG, idealny fantom tętniaka aorty brzusznej (AAA), zróżnicowany PVA; schemat porównawczy mapy ciepła sztywności.
Rysunek 5Obrazy odkształcenia znormalizowane względem ciśnienia. Reprezentatywne obrazy odkształcenia znormalizowanego względem ciśnienia (εp/PP) w%/kPa zmierzone wewnątrz naczynia dla jednorodnego fantomu naczynnego o stężeniu 10% masy (a) oraz fantomów niejednorodnych z przednim odcinkiem tętniaka o stężeniu 15% masy (b), 20% masy i 25% masy (góra naczynia). Rysunek ten został zmodyfikowany z Mix it al.44. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki

Reprezentatywne obrazy w trybie B naczynia naśladujące fantomy są pokazane dla minimalnego i maksymalnego ciśnienia mierzonego przez cewnik (Rysunek 4b i 4c, odpowiednio). Odkształcenie znormalizowane ciśnieniem (εp / PP) w %/kPa jest pokazane dla czterech różnych wyprodukowanych fantomów (Rysunek 5). Rysunek 5a pokazuje zmierzone odkształcenie znormalizowane ciśnieniowo w jednorodnym fantomie wyprodukowanym z 10% masowego roztworu PVA-c. Stosunek średniego odkształcenia zmierzonego w tylnej ćwiartce (zdjęcie na dole) do średniego odkształcenia w przedniej ćwiartce (zdjęcie u góry) wynosił 0,92. Rysunek 5b pokazuje εp/PP dla fantomu, w którym przekrój tętniaka fantomu został wykonany z 15% masowego roztworu PVA-c, a pozostała część fantomu została wykonana przy użyciu 10% masy PVA-c. Stwierdzono, że stosunek odkształcenia tylnego do przedniego dla tego fantomu wynosi 1,87. Rysunek 5c pokazuje εp/PP dla heterogenicznego fantomu o masie 20% PVA-c, ze stosunkiem odkształceń tylnych do przednich wynoszącym 4,23. Rysunek 5d pokazuje εp/PP dla heterogenicznego fantomu o masie 25% PVA-c, ze stosunkiem odkształceń tylnych do przednich wynoszącym 7,37.

Przedstawione tutaj wyniki pokazują, że fantomy aorty brzusznej zostały stworzone o skomplikowanej geometrii i przestrzennie zróżnicowanych właściwościach materiału. Projektowanie geometrii fantomowych było, a dokładniej form fantomowych, wykonywano za pomocą oprogramowania komputerowego, które ułatwia zmiany geometrii fantomowej (Rysunek 1a i 1b). Formy można łatwo drukować i montować w 3D, a złożone geometrie form można drukować za pomocą filamentu PVA i usuwać, podobne techniki odlewania woskiem traconym. Końcowe fantomy statku mogą być dynamicznie zwiększane pod ciśnieniem i są stabilne przy dużych obciążeniach (Rysunek 4a). Fantomy są kompatybilne z obrazowaniem ultrasonograficznym (Rysunek 4b i 4c) i mają właściwości materiału naśladujące sztywność aorty brzusznej. Różnice w proporcjach odkształceń w przednich i tylnych obszarach obrazów odkształceń pokazują, że obszary mają różne właściwości materiału (Rysunek 5), a niezależne testy mechaniczne na próbkach określają ilościowo dokładne wartości ich odpowiednich modułów ścinania.

Dyskusja

W artykule przedstawiono technikę wytwarzania fantomów naśladujących tkanki do wykorzystania w testowaniu algorytmów elastografii lub obrazowania elastyczności. Połączone wykorzystanie CAD i druku 3D pozwala na efektywne projektowanie fantomów naśladujących aortę o złożonej geometrii, poza fantomami rurkowymi, w tym wybrzuszeniami tętniaków. Tworzenie fantomu odbywa się w 4 krokach; 1) projektowanie geometrii fantomu, 2) drukowanie części formy fantomowej, 3) mieszanie roztworów kriożelu, które ostatecznie naśladować charakterystyki ultradźwiękowe i właściwości mechaniczne naczyń fantomowych oraz 4) wlewanie/wstrzykiwanie roztworu kriożelu do formy, ustawienie PVA-c z cyklami zamrażania i rozmrażania oraz usuwanie fantomu z formy. Wykorzystanie CAD w projektowaniu form uzyskanych w Kroku 1 pozwala w prosty sposób na precyzyjną modyfikację geometrii fantomów. Drukowanie części formy trwa obecnie około 5-8 godzin w zależności od wielkości wydruku, dzięki czemu można je łatwo wykonać w celu wielokrotnych modyfikacji form.

W Kroku 3 tworzone są roztwory kriożelu, które naśladują naczynie, tętniaka i tkankę tła z cząstkami węglanu wapnia naśladującymi rozproszenie tkanki w USA. Roztwory kriożelu należy wymieszać przed użyciem, jeśli cząstki wapnia osiadły w mieszaninie. Dokładne stężenie mieszaniny kriożelu określi ostateczne właściwości mechaniczne fantomów. Dlatego ważne jest, aby stworzyć niezależne próbki każdego z roztworów zastosowanych w naczyniu fantomowym i tle. Chociaż nie jest to częścią niniejszego protokołu, niezależne pomiary modułu sprężystości próbki należy uzyskać za pomocą jednoosiowych prób rozciągania. Niezależne badania mechaniczne próbek PVA-c dla fantomów 10%, 15%, 20% i 25% utworzonych w reprezentatywnych wynikach wykazały moduł ścinania odpowiednio 17,4 ± 1,0 kPa, 48,3 ± 5,7 kPa, 95,1 ± 0,4 kPa i 170,0 ± 4,1 kPa.

Krok 4 jest najbardziej krytycznym krokiem w tworzeniu tych fantomów. Chociaż kołki rejestracyjne są na miejscu, aby utrzymać części formy we właściwych pozycjach względem pozostałych, ważne jest, aby upewnić się, że części formy nie rozdzielają się podczas procesu formowania. W ten sposób użycie zacisków do przytrzymania formy. Najważniejszą kwestią w kroku 4 jest zminimalizowanie pęcherzyków powietrza uwięzionych w formie przed pierwszym cyklem zamrażania i rozmrażania. Często przydatne jest zdemontowanie jednej strony formy zewnętrznej i sprawdzenie fantomu po pierwszym cyklu zamrażania i rozmrażania, aby upewnić się, że uformował się prawidłowo. Może to zaoszczędzić czas stracony na poddawanie "złego" fantomu dodatkowym cyklom. Po całkowitym wyjęciu fantomu z formy można go przechowywać w wodzie przez kilka tygodni przy dalszym użytkowaniu.

Fantomy PVA-c opracowane w tej pracy zostały stworzone w celu specyficznego naśladowania ultradźwiękowej i sztywności materiału tkanki aorty. Zastosowanie kriożelu z polialkoholu winylowego pozwala na uzyskanie szerszego zakresu możliwej sztywności mechanicznej, aby lepiej naśladować zmieniające się właściwości materiału tkanki aortalnej w porównaniu z większą ilością materiałów gumopodobnych33,34. Ponadto zastosowanie hydrożelu i odlewania metodą traconego wosku lepiej oddaje właściwości akustyczne odlewanych gum lub bezpośrednio drukowanych materiałów3D 33,45. Niektóre pęcherzyki powietrza mogą zostać uwięzione w naszych formach przed pierwszym cyklem zamrażania i rozmrażania. Może to spowodować luki w fantomie i prowadzić do osłabienia materiału lub artefaktów akustycznych. Dlatego zaleca się sprawdzenie fantomów po wyjęciu z formy po pierwszym zamrożeniu i rozmrożeniu, aby ustalić, czy proces powinien zostać wznowiony. Ponadto autorzy odkryli, że wewnętrzna pleśń może czasami przesuwać się podczas zamrażania tętniakowej części fantomów. Jeśli tak się stanie, jedną z modyfikacji powyższego protokołu byłoby stworzenie wydrukowanej w 3D lub w inny sposób zaprojektowanej części, która mocno przytrzymałaby wewnętrzną formę światła do przedniej zewnętrznej formy podczas zamrażania tej sekcji. Autorzy odkryli, że dobrze sprawdza się w tym celu użycie tylnej strony zewnętrznej formy i 5-milimetrowej przekładki między tylną zewnętrzną formą a wewnętrzną formą.

Opracowany tutaj fantom idealnie nadaje się do badania wpływu zmian średnicy tętniaka i grubości światła lub potencjalnie obecności skrzepliny w tkance poprzez edycję oryginalnych plików CAD. Jednak wcześniejsze prace wykazały również, że ta technika produkcji może być modyfikowana w celu wytworzenia specyficznych dla pacjenta geometrii fantomowych przy użyciu obrazów tomografii komputerowej i oprogramowania do segmentacji, a nie projektowania CAD, w celu stworzenia drukowanych w 3D form fantomowych44. Przedstawione tutaj wyniki pokazują, że algorytm był w stanie zwizualizować wytworzone zmiany właściwości mechanicznych sekcji fantomowych. Należy zauważyć, że chociaż fantomy te były używane do testowania technik obrazowania opartych na Stanach Zjednoczonych, są one również kompatybilne z systemami obrazowania rezonansu magnetycznego i tomografii komputerowej oraz że mogą być również wykorzystywane poza celem obrazowania elastyczności, w szerokim zakresie nowatorskich technik i modalności obrazowania.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca została wsparta przez National Center for Advancing Translational Sciences of the National Institutes of Health poprzez przyznanie No. UL1 TR000042 oraz Narodowy Instytut Obrazowania Biomedycznego i Bioinżynierii Narodowych Instytutów Zdrowia poprzez przyznanie nagrody nr R21 EB018432.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filament PLAMatterHackers, MatterHackers.comMEEDKTKU
Filament PVAMatterHackers, MatterHackers.comM4MJTECR
LeakSealRPM International Inc., Rustoleum.com265495
Alkohol poliwinylowy w proszku (Elvanol 71-30)DowDuPont Inc., ChemistryStore.comSKU: 81015
Węglan wapnia w proszkugreenwaybiotech.com przez amazon.comAmazon: B00HFFCBYQ
Tacky Waxbards.com przez amazon.comBards: BB759
Amazon: B016KBDYRS
Rostock max Drukarka 3DSeeMeCNC, seemecnc.comSKU: 84459
Oprogramowanie CADOnshape OnShape, oprogramowanie drukarki onshape.com
MattercontrolMatterHackers,
Cewnik i urządzenie ciśnieniowe Mikro-CathMillar, Inc., millar.com4501016/B
BNC cyfrowe przejęcieNational Instruments Corporation, ni.comNI USB-6251 BNC
przezroczysty odlew akrylowymcmaster-carr Supply Company, mcmaster.com8560K274
Zawory odcinające Cole-Parmer ze złączami Luer; 3-drożny; zamek męski, Niesterylnejednorazowe Cole-Parmer, coleparmer.comEW-30600-02
BD (60 ml, Luer lock)Cole-Parmer, coleparmer.comEW-07945-28
6-calowy zacisk zapadkowy / 12-calowy rozsiewaczTekton, Inc., www.tekton.com39181
Przezroczysta rurka PVC Tygonmcmaster-carr Supply Company, mcmaster.com6516T53
MTS Qtest Q/5MTS Systems Corperation, www.mts.com4501016
Ogniwo obciążnikowe MTS 5NSystemy MTS Corperation, www.mts.com4501016/B
AbaqusFEA Dassault Systè mes, 3ds.com
MatterHackers.com arkusz strzykawki

Bibliografia

  1. Taylor, S. M. The Juxtarenal Abdominal Aortic Aneurysm. Archives of Surgery. 129 (7), 734-734 (1994).
  2. Nevitt, M. P., Ballard, D. J., Hallett, J. W. Prognosis of Abdominal Aortic Aneurysms. The New England Journal of Medicine. 321 (15), 1009-1014 (1989).
  3. Crane, C. Arteriosclerotic Aneurysm of the Abdominal Aorta. The New England Journal of Medicine. 253 (22), 954-958 (1955).
  4. IMPROVE Trial Investigators. Endovascular or open repair strategy for ruptured abdominal aortic aneurysm: 30-day outcomes from IMPROVE randomised trial. British Medical Journal. 348, 7661(2014).
  5. Robinson, W. P., et al. Endovascular repair of ruptured abdominal aortic aneurysms does not reduce later mortality compared with open repair. Journal of Vascular Surgery. 63 (3), 617-624 (2016).
  6. Starnes, B. W., et al. Management of ruptured abdominal aortic aneurysm in the endovascular era. Journal of Vascular Surgery. 51 (1), 9-18 (2010).
  7. Schermerhorn, M. L., et al. Endovascular vs. Open Repair of Abdominal Aortic Aneurysms in the Medicare Population. The New England Journal of Medicine. 358 (5), 464-474 (2008).
  8. Darling, R. C., et al. Autopsy study of unoperated abdominal aortic aneurysms. The case for early. Circulation. 56, 161-164 (1977).
  9. Szilagyi, D. E., Smith, R. F., DeRusso, F. J., Elliott, J. P., Sherrin, F. W. Contribution of abdominal aortic aneurysmectomy to prolongation of life. Annals of Surgery. 164 (4), 678-699 (1966).
  10. Skibba, A. A., et al. Reconsidering gender relative to risk of rupture in the contemporary management of abdominal aortic aneurysms. Journal of Vascular Surgery. 62 (6), 1429-1436 (2015).
  11. Parkinson, F., et al. Rupture rates of untreated large abdominal aortic aneurysms in patients unfit for elective repair. Journal of Vascular Surgery. 61 (6), 1606-1612 (2015).
  12. Grant, S. W. W., et al. Calculating when elective abdominal aortic aneurysm repair improves survival for individual patients: development of the Aneurysm Repair Decision Aid and economic evaluation. Health technology assessment. 19 (32), Winchester, England. 1-154 (2015).
  13. Lederle, F. a, et al. Rupture rate of large abdominal aortic aneurysms in patients refusing or unfit for elective repair. JAMA: the journal of the American Medical Association. 287 (22), 2968-2972 (2002).
  14. Vorp, D. A., Raghavan, M. L. L., Webster, M. W. Mechanical wall stress in abdominal aortic aneurysm: Influence of diameter and asymmetry. Journal of Vascular Surgery. 27 (4), 632-639 (1998).
  15. Vande Geest, J. P., et al. Towards a noninvasive method for determination of patient-specific wall strength distribution in abdominal aortic aneurysms. Annals of Biomedical Engineering. 34 (7), 1098-1106 (2006).
  16. Stringfellow, M. M., Lawrence, P. F., Stringfellow, R. G. The influence of aorta-aneurysm geometry upon stress in the aneurysm wall. Journal of Surgical Research. 42 (4), 425-433 (1987).
  17. Maier, A., et al. A comparison of diameter, wall stress, and rupture potential index for abdominal aortic aneurysm rupture risk prediction. Annals of Biomedical Engineering. 38 (10), 3124-3134 (2010).
  18. Raghavan, M. L. L., Vorp, D. A., Federle, M. P., Makaroun, M. S., Webster, M. W. Wall stress distribution on three-dimensionally reconstructed models of human abdominal aortic aneurysm. Journal of Vascular Surgery. 31 (4), 760-769 (2000).
  19. Di Martino, E. S., et al. Biomechanical properties of ruptured versus electively repaired abdominal aortic aneurysm wall tissue. Journal of Vascular Surgery. 43 (3), 570-576 (2006).
  20. Gasser, T. C., Ogden, R. W., Holzapfel, G. a Hyperelastic modelling of arterial layers with distributed collagen fibre orientations. Journal of the Royal Society, Interface / the Royal Society. 3 (6), 15-35 (2006).
  21. Ruddy, J. M., Jones, J. A., Spinale, F. G., Ikonomidis, J. S. Regional heterogeneity within the aorta: Relevance to aneurysm disease. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 136 (5), 1123-1130 (2008).
  22. Raut, S. S., Chandra, S., Shum, J., Finol, E. A. The role of geometric and biomechanical factors in abdominal aortic aneurysm rupture risk assessment. Annals of Biomedical Engineering. 41 (7), 1459-1477 (2013).
  23. Tavares Monteiro, J. A., et al. Histologic, histochemical, and biomechanical properties of fragments isolated from the anterior wall of abdominal aortic aneurysms. Journal of Vascular Surgery. 59 (5), (2014).
  24. Vallabhaneni, S. R., et al. Heterogeneity of tensile strength and matrix metalloproteinase activity in the wall of abdominal aortic aneurysms. Journal of endovascular therapy: an official journal of the International Society of Endovascular Specialists. 11 (4), 494-502 (2004).
  25. Zou, Y., Zhang, Y. Mechanical evaluation of decellularized porcine thoracic aorta. The Journal of Surgical Research. 175 (2), 359-368 (2012).
  26. Ophir, J., et al. Elastography: Imaging the elastic properties of soft tissues with ultrasound. Journal of Medical Ultrasonics. 29 (4), 155-171 (2002).
  27. Lopata, R. G. P., et al. Performance evaluation of methods for two-dimensional displacement and strain estimation using ultrasound radio frequency data. Ultrasound in Medicine and Biology. 35 (5), 796-812 (2009).
  28. Fromageau, J., et al. Ultrasonics Symposium, 2005 IEEE. , 257-260 (2005).
  29. Lopata, R. G. P., et al. Vascular elastography: A validation study. Ultrasound in Medicine and Biology. 40 (8), 1882-1895 (2014).
  30. Mascarenhas, E. J. S., et al. Assessment of mechanical properties of porcine aortas under physiological loading conditions using vascular elastography. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 59, 185-196 (2016).
  31. Brekken, R., et al. Strain estimation in abdominal aortic aneurysms from 2-D ultrasound. Ultrasound in Medicine and Biology. 32 (1), 33-42 (2006).
  32. Vonk, T., Nguyen, V., Schurink, G., van de Vosse, F., Lopata, R. Ultrasonics Symposium (IUS), 2014 IEEE International. , 9-12 (2014).
  33. Cloonan, A. J., et al. 3D-Printed Tissue-Mimicking Phantoms for Medical Imaging and Computational Validation Applications. 3D Printing and Additive Manufacturing. 1 (1), 14-23 (2014).
  34. Doyle, B. J., et al. Experimental modelling of aortic aneurysms: novel applications of silicone rubbers. Medical Engineering and Physics. 31 (8), 1002-1012 (2009).
  35. Zell, K., Sperl, J., Vogel, M., Niessner, R., Haisch, C. Acoustical properties of selected tissue phantom materials for ultrasound imaging. Physics in Medicine and Biology. 52 (20), 475(2007).
  36. Surry, K., Austin, H., Fenster, A., Peters, T. Poly (vinyl alcohol) cryogel phantoms for use in ultrasound and MR imaging. Physics in Medicine and Biology. 49 (24), 5529(2004).
  37. Chu, K. C., Rutt, B. K. Polyvinyl alcohol cryogel: An ideal phantom material for MR studies of arterial flow and elasticity. Magnetic Resonance in Medicine. 37 (2), 314-319 (1997).
  38. Richards, M. S., et al. Investigating the impact of spatial priors on the performance of model-based IVUS elastography. Physics in Medicine and Biology. 56 (22), 7223-7246 (2011).
  39. Raghavan, M. L., et al. Regional distribution of wall thickness and failure properties of human abdominal aortic aneurysm. Journal of Biomechanics. 39 (16), 3010-3016 (2006).
  40. Farsad, M., Zeinali-Davarani, S., Choi, J., Baek, S. Computational Growth and Remodeling of Abdominal Aortic Aneurysms Constrained by the Spine. Journal of Biomechanical Engineering. , (2015).
  41. Kim, J., Peruski, B., Hunley, C., Kwon, S., Baek, S. Influence of surrounding tissues on biomechanics of aortic wall. International Journal of Experimental and Computational Biomechanics. 2 (2), 105-117 (2013).
  42. Lillie, J. S., et al. Pulse Wave Velocity Prediction and Compliance Assessment in Elastic Arterial Segments. Cardiovascular Engineering and Technology. 6 (1), 49-58 (2015).
  43. Varble, N., et al. In vitro hemodynamic model of the arm arteriovenous circulation to study hemodynamics of native arteriovenous fistula and the distal revascularization and interval ligation procedure. Journal of Vascular Surgery. 59 (5), 1410-1417 (2014).
  44. Mix, D. S., et al. Detecting Regional Stiffness Changes in Aortic Aneurysmal Geometries Using Pressure-Normalized Strain. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (10), 2372-2394 (2017).
  45. Browne, J., Ramnarine, K., Watson, A., Hoskins, P. Assessment of the acoustic properties of common tissue-mimicking test phantoms. Ultrasound in Medicine and Biology. 29 (7), 1053-1060 (2003).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

t tniak aorty brzusznejkriogel z alkoholu poliwinylowegocykle zamra ania i rozmra aniapompa hemodynamicznaodkszta cenie znormalizowane ci nieniemformy drukowane w technologii 3Dobrazowanie ultrad wi koweUSG naczy
Produkcja hydrożelowych fantomów naśladujących tkankę aorty brzusznej do walidacji elastografii ultrasonograficznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.