Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu

8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58039

⸱

30 listopada 2018

 ,  ,  ,  , 
1Department of Dental Anesthesia, Nippon Dental University Hospital at Tokyo, 2Department of Dental Anesthesiology, Nippon Dental University School of Life Dentistry at Tokyo, 3Department of Bioartificial Organs, Institute for Frontier Medical Science, Kyoto University

W tym artykule

Podsumowanie

Oceniliśmy wpływ blokady zwoju współczulnego szyjki macicy na naprawę nerwów za pomocą sztucznych kanałów nerwowych. Każdemu z samców psów rasy beagle wszczepiono sztuczny nerw przez 10-milimetrową szczelinę w lewym dolnym nerwie pęcherzykowym; Lewy zwój współczulny szyjki macicy został zablokowany przez wstrzyknięcie 99,5% etanolu przez torakotomię boczną.

Streszczenie

Rurki z kolagenem kwasu poliglikolowego (PGA-C) to biowchłanialne rurki nerwowe wypełnione kolagenem o wielokomorowej budowie, które składają się z cienkich warstw kolagenu. Korzystne wyniki kliniczne osiągnięto przy użyciu tych rurek w leczeniu uszkodzonego nerwu pęcherzykowego dolnego (IAN). Kluczowym czynnikiem dla skutecznej regeneracji nerwów za pomocą rurek PGA-C jest ukrwienie otaczających tkanek. Blokada zwoju współczulnego szyjki macicy (CSGB) tworzy blokadę współczulną w okolicy głowy i szyi, zwiększając w ten sposób przepływ krwi w tym obszarze. Aby zapewnić odpowiedni efekt, blokada musi być podawana ze środkami znieczulającymi miejscowo jeden do dwóch razy dziennie przez kilka kolejnych tygodni; Stanowi to wyzwanie podczas tworzenia modeli zwierzęcych do badania tej techniki. Aby rozwiązać to ograniczenie, opracowaliśmy CSGB indukowany etanolem w psim modelu długoterminowego wzrostu przepływu krwi w okolicy ustno-twarzowej. Sprawdziliśmy, czy ten model może usprawnić regenerację IAN za pomocą implantacji rurki PGA-C. Czternaście psów rasy beagle zostało wszczepionych z rurką PGA-C przez 10-milimetrową szczelinę w lewym IAN. IAN znajduje się w kanale żuchwy otoczonym kością, dlatego do obróbki kości wybraliśmy chirurgię piezoelektryczną, składającą się z fal ultradźwiękowych, aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia nerwów i naczyń. Dzięki takiemu podejściu uzyskano dobry wynik chirurgiczny. Tydzień po operacji siedem z tych psów zostało poddanych leczeniu mięśni brzucha brzucha przez wstrzyknięcie etanolu. CSGB indukowany etanolem spowodował poprawę regeneracji nerwów, co sugeruje, że zwiększony przepływ krwi skutecznie wspomaga regenerację nerwów w ubytkach IAN. Ten psi model może przyczynić się do dalszych badań nad długoterminowymi skutkami CSGB.

Wprowadzenie

W wielu przypadkach urazowe uszkodzenie dolnego nerwu zębodołowego (IAN) jest jatrogenne, często spowodowane ekstrakcją trzeciego zęba trzonowego lub umieszczeniem implantów dentystycznych1,2,3. Uszkodzenie IAN może prowadzić do deficytów wrażeń termicznych i dotykowych, a także parestezji, dysestezji, niedoczulici i allodynii. Uszkodzenie nerwu leczy się nie tylko za pomocą leczenia zachowawczego, ale także innych metod, w tym szycia i zakładania autoprzeszczepów. Metody te mają jednak wady, do których często zalicza się brak poprawy objawów i defekty neurologiczne w miejscu dawczym4,5,6.

Sztuczny nerw — rurka z kwasem poliglikolowym i kolagenem (PGA-C) została pierwotnie opracowana w Japonii. Jest to biowchłanialna tuba z wewnętrznym światłem wypełnionym gąbczastym kolagenem7. W eksperymentach na zwierzętach rurka ta była używana do poprawy regeneracji nerwów u psów rasy beagle z wadą nerwu strzałkowego i wykazano, że sprzyja wyższemu poziomowi regeneracji niż autologiczny przeszczep nerwu8. Kliniczne zastosowanie rurki PGA-C rozpoczęło się w 2002 roku u pacjentów z uszkodzeniami nerwów obwodowych. Ponadto uzyskano korzystne wyniki kliniczne w leczeniu neuropatii nerwu trójdzielnego (IAN i nerw językowy)9,10,11. Kluczowym czynnikiem dla udanej regeneracji nerwów za pomocą rurek PGA-C jest ukrwienie otaczających tkanek8. Blokada zwoju współczulnego szyjki macicy (CSGB) tworzy blokadę współczulną w okolicy głowy i szyi oraz zwiększa przepływ krwi do odpowiedniego obszaru unerwienia12; W związku z tym jest stosowany w leczeniu złożonego zespołu bólu regionalnego i niewydolności krążenia13,14,15. Jednak przeprowadzono tylko kilka badań eksperymentalnych dotyczących skuteczności CSGB w zwiększaniu przepływu krwi16,17. Aby zapewnić odpowiednią skuteczność CSGB, blokada musi być stosowana razem ze środkami znieczulającymi miejscowo raz lub dwa razy dziennie przez kilka tygodni, co stanowi wyzwanie podczas generowania modeli zwierzęcych w celu zbadania tej techniki. Aby rozwiązać ten problem, w poprzednim badaniu opracowaliśmy psi model długotrwałego zwiększonego przepływu krwi w okolicy ustno-twarzowej18. Model został wygenerowany poprzez wykonanie CSGB poprzez wstrzyknięcie 99,5% etanolu. Oceniliśmy przepływ krwi w błonie śluzowej jamy ustnej i temperaturę skóry nosa za pomocą laserowej przepływomierza dopplerowskiego i termografii w podczerwieni raz w tygodniu przez 12 tygodni. Odkryliśmy, że przepływ krwi w okolicy ustno-twarzowej był zwiększony przez 7 – 10 tygodni w tym modelu.

W obecnym badaniu oceniliśmy wpływ CSGB indukowanego etanolem na regenerację nerwów.
Rurka PGA-C została wszczepiona psom rasy beagle przez 10-milimetrową szczelinę w lewym IAN. Tydzień później wykonano CSGB poprzez wstrzyknięcie etanolu. Trzy miesiące po operacji przeprowadziliśmy szereg badań elektrofizjologicznych, histologicznych i morfologicznych, aby ocenić wpływ CSGB na regenerację nerwów. Zapewniamy szczegółowy protokół rekonstrukcji IAN przy użyciu rurki PGA-C i CSGB indukowanego etanolem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt i zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu w Kioto (Kioto, Japonia; numer autoryzacji: R-16-16). Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować cierpienie zwierząt, a wszystkie sekcje tego raportu są zgodne z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of in Vivo Experiments).

1. Produkcja tuby PGA-C

  1. Aby wytworzyć sztuczny przewód nerwowy za pomocą rurki z wchłanialnym kwasem poliglikolowym (PGA), użyj rurkowej maszyny do oplatania wyposażonej w 48 wrzecion i pięć włókien PGA, składających się z wiązek 26 włókien (Rysunek 1)18.
  2. Aby powierzchnia rurki PGA była hydrofilowa, wystaw ją na wyładowanie plazmowe.
  3. Użyj 1% v/w atelokolagenu w roztworze chlorowodorku7.
    UWAGA: Atelokolagen jest ekstrahowany ze skóry świni za pomocą leczenia enzymatycznego i poddawany kontroli pod kątem wirusów. Składa się głównie z kolagenu typu I (70–80%) i typu III, których stosunek jest szczegółowo opisany w innym miejscu7. Przygotować roztwór kolagenu, rozpuszczając 1 g kolagenu w 100 ml roztworu chlorowodorku (pH = 3,0). Ponieważ gęstość roztworu chlorowodorku wynosi około 1,0, stężenie w/w kolagenu wynosi prawie 1%.
  4. Pokryj probówkę warstwami kolagenu, wielokrotnie zanurzając ją w 1% roztworze chlorowodorku kolagenu na 5 s za każdym razem.
    1. Po zanurzeniu wysusz probówkę na czystej ławce w temperaturze pokojowej. Następne zanurzanie należy wykonać po upewnieniu się, że probówka jest całkowicie sucha (około 6 godzin w przypadku suszenia na powietrzu).
    2. Powtórz proces powlekania 10 razy.
  5. Poddaj probówkę PGA-C działaniu temperatury 140 °C przez 24 godziny w próżni (obróbka dehydrotermalna), w celu kontrolowania bioabsorpcji i sieciowania cząsteczek kolagenu. Cały proces należy wykonywać w warunkach aseptycznych.
    UWAGA: Ta procedura generuje rurkę o końcowej długości 14 mm, średnicy wewnętrznej 3 mm i grubości ścianki 50 μm.

2. Przygotowanie do zabiegu chirurgicznego

  1. Używaj dorosłych samców beagle o wadze od 9,0 do 13,0 kg.
    1. Zwierzęta trzymane są w oddzielnych klatkach, w kontrolowanych warunkach hodowlanych (12-godzinny cykl światła i ciemności).
    2. Zapewnij stały pokarm i wodę ad libitum.
  2. Zważ beagle.
  3. Autoklaw wszystkich narzędzi chirurgicznych.
  4. Załóż wysterylizowane rękawice i zdezynfekuj wszystkie powierzchnie stanowiska pracy roztworem 80% etanolu. Wyrzuć zużyte rękawice.
  5. Wykonaj chirurgiczne mycie rąk.
  6. Załóż świeżą maskę, fartuch i sterylne rękawiczki.

3. Znieczulenie i przygotowanie skóry

  1. Znieczulić psa mieszaniną 5 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 1 mg/kg ksylazyny we wstrzyknięciu domięśniowym.
  2. Zaintubować za pomocą rurki dotchawiczej o średnicy 7,5 mm i długości 25 cm.
  3. Ułóż psa w prawej pozycji bocznej. Utrzymać znieczulenie ogólne za pomocą 3,2% sewofluranu z tlenem (1,0 l/min).
  4. Użyj poduszki grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.
  5. Nałóż żel okulistyczny na przednią powierzchnię oczu, aby uniknąć otarcia rogówki.
  6. Ostrożnie ogolić pole operacyjne (lewy obszar klatki piersiowej) za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego. Rozpyl znaczną ilość roztworu alkoholowego na miejsce operowane. Odczekaj co najmniej 15 sekund. Powtórz aplikację 3 razy.
  7. Rejestruj tętno i saturację tlenem podczas operacji.

4. Rekonstrukcja nerwu zębodołowego dolnego za pomocą rurki PGA-C: Opracowanie modelu wyłącznie rekonstrukcyjnego

  1. Wstrzyknąć 3 ml 1% lidokainy za pomocą igły 27 G w lewe dziąsło żuchwy jako środek znieczulający miejscowo i przeciwbólowy.
  2. Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie poprzeczne ostrzem skalpela numer 15 w lewym dziąśle żuchwy, aby odsłonić żuchwy zwierzęcia.
  3. Użyj piezoelektrycznych wibracji ultradźwiękowych, aby zmielić bliższą część żuchwy w prostokąt o długości 3 cm × 8 mm przez tylny otwór mentalny.
    UWAGA: Częstotliwość drgań wynosiła 28 \u2012 32 kHz.
  4. Usuń przednią część płytki kostnej żuchwy (wymiary, 3 cm × 8 mm), aby odsłonić lewy IAN (Rysunek 2A)18.
    UWAGA: Miejsce rekonstrukcji odpowiada wierzchołkowi korzenia pierwszego zęba trzonowego
  5. Przeciąć IAN skalpelem, aby usunąć segment o średnicy 10 mm.
  6. Włóż bliższe i dystalne kikuty odciętego nerwu do rurki nerwowej na głębokość 2 mm.
  7. Użyj 8-0 nylonowe szwy i mikroskop chirurgiczny przy 8-krotnym powiększeniu do zszycia rurki do bliższych i dalszych końców nerwu (Rysunek 2B)18.
  8. Przywróć płytkę kostną na jej pierwotne miejsce w żuchwie.
  9. Zamknij ranę nylonowymi szwami 4-0.
  10. Dzień po zabiegu należy upewnić się, że płytka kostna żuchwy znajduje się we właściwej pozycji.
    1. 4.10.1 Wykonaj obrazowanie tomografii komputerowej (CT) kości twarzy w znieczuleniu. Ustaw parametry CT w następujący sposób: 120 kVp, 200 mAs, 0,5 mm/s, grubość warstwy 0,5 mm.
      1. Podawać znieczulenie za pomocą mieszaniny 5 mg/kg chlorowodorku ketaminy i 1 mg/kg ksylazyny (Ryc. 3).
  11. Podawać ampicylinę (100 mg / dobę) jako antybiotyk i paracetamol (100 mg / dobę) jako środek przeciwbólowy przez tydzień po zabiegu.

5. CSGB indukowany etanolem: Opracowanie modelu Rekonstrukcji + CSGB

  1. Wykonaj rekonstrukcję IAN zgodnie z opisem w punkcie 4 i odczekaj tydzień na powrót do zdrowia.
  2. Znieczulić zwierzę 1,5% sewofluranem w tlenie (4 l/min) i powietrzu (6 l/min). Ogolić i oczyścić zamierzone pole operacyjne, jak opisano w punkcie 3.
  3. Zaznacz linię nacięcia chirurgicznym markerem skóry, rysując linię po lewej stronie klatki piersiowej (Rysunek 4, linia nacięcia ma 20 cm długości).
  4. Wstrzyknąć 5 ml 1% lidokainy za pomocą igły 21 G w lewą stronę klatki piersiowej jako środek miejscowo znieczulający i przeciwbólowy.
  5. Naciąć skórę klatki piersiowej po lewej stronie ostrzem skalpela numer 10.
  6. Naciąć warstwę tłuszczu skalpelem elektrycznym, aby odsłonić powięź mięśniową.
  7. Odsłoń mięsień zębaty brzuszny i mięsień porzęsliwy.
  8. Podnieś mięsień zębaty brzuszny i mięsień poślizgowy od brzusznego do grzbietowego, aby odsłonić drugie i trzecie żebro (Ryc. 5).
  9. Wykonaj torakotomię lewą boczną w drugiej i trzeciej przestrzeni międzyżebrowej, aby odsłonić lewy zwój współczulny szyjki macicy (Ryc. 6).
  10. Wstrzyknąć 0,2 ml 99,5% etanolu do zwoju współczulnego szyjki macicy za pomocą igły 30 G pod bezpośrednią wizualizacją (Rysunek 7).
  11. Zamknij przestrzeń międzyżebrową przerwanymi szwami wchłanialnymi 1-0.
  12. Zamknij skórę przerwanymi szwami nylonowymi 3-0.
  13. Podawać ampicylinę (100 mg / dobę) jako antybiotyk i paracetamol (100 mg / dobę) jako środek przeciwbólowy przez tydzień po zabiegu.
  14. Po 1 tygodniu od CSGB zmierz temperaturę skóry twarzy za pomocą termografii w podczerwieni, aby potwierdzić CSGB.

6. Nagrania elektrofizjologiczne

  1. Aby zmierzyć potencjał czynnościowy nerwu czuciowego (SNAP) i prędkość przewodnictwa nerwów czuciowych (SCV) IAN trzy miesiące po rekonstrukcji, należy znieczulić zwierzęta zgodnie z opisem w punkcie 3.
    UWAGA: SNAP i SCV powinny być mierzone zarówno po stronie doświadczalnej, jak i normalnej grupy kontrolnej dla każdego psa w obu grupach leczenia.
  2. Wykonaj nacięcie w lewym dziąśle żuchwy za pomocą ostrza skalpela numer 10.
  3. Ostrożnie usuń płytkę kości żuchwy, aby uniknąć fizycznego uszkodzenia zregenerowanego nerwu.
  4. Stymuluj IAN za pomocą pary elektrod igłowych, aby zarejestrować SNAP i SCV.
    1. Wprowadzić elektrody proksymalnie do przewodu nerwowego.
    2. Zastosuj bodziec elektryczny 10 kHz 20 razy.
  5. Przeanalizuj wyniki.
    1. Określ SNAP, obliczając średnią amplitudę odpowiedzi na stymulację elektryczną.
    2. Zmierz szczytowe opóźnienie i amplitudę szczytową na podstawie nagrań wykresów.
    3. Oblicz wskaźnik odzysku za pomocą następującego równania: amplituda piku lewego IAN tylko rekonstrukcji lub rekonstrukcji + grupa CSGB / amplituda piku normalnej kontroli (środkowy segment prawego IAN w grupie tylko do rekonstrukcji)19,20.

7. Analiza histologiczna

  1. Przygotowanie sekcji
    1. Trzy miesiące po rekonstrukcji należy pobrać lewe IAN, w tym 1 cm nerwu po obu stronach zrekonstruowanego miejsca.
    2. Zbierz prawy IAN na poziomie odpowiadającym miejscu zbioru po lewej stronie.
    3. Pobrane nerwy należy poprzedzić zanurzeniem w 2,5% aldehydzie glutarowym w 0,1 M roztworze buforowym kakodylanu (pH 7,4, 48 °C, 24 h).
    4. Postfix z 2% roztworem tetratlenku osmu (48 °C, 4 h) i żelazocyjankiem potasu w 0,1 M roztworze buforowym fosforanu (pH 7,4, 2 h).
    5. Odwodnić nerwy za pomocą szeregu stopniowanych roztworów etanolu.
    6. Zanurzyć w żywicy epoksydowej (parafinie).
    7. Próbki należy przeciąć na sekcje o grubości 0,5 \u2012 1,0 μm.
  2. Barwienie błękitem toluidynowym i analiza morfologiczna
    1. Skrawki plamy roztworem błękitu toluidynowego.
    2. Uzyskać obrazy mikroskopowe za pomocą mikroskopu optycznego, w powiększeniu 400x w następujących obszarach wzdłuż próbek: lewy IAN, środek zregenerowanego segmentu i 2 mm dystalnie do pnia; prawy IAN, środek segmentu IAN odpowiadający miejscu zbioru po lewej stronie.
    3. Wybierz obrazy wszystkich regionów ze zregenerowanymi włóknami nerwowymi.
      1. Losowo wybierz 8 \u2012 10 obszarów o wielkości 100 μm × 100 μm zawierających zregenerowane włókna nerwowe.
      2. Wykonaj analizę morfologiczną za pomocą odpowiedniego oprogramowania do pomiaru następujących parametrów: średnica i gęstość mielinizowanych włókien nerwowych (μm) i gęstość (liczba/powierzchnia), procent tkanki nerwowej oraz współczynnik G (zmielinowana średnica aksonu/zmielinizowana średnica włókien nerwowych).
  3. Barwienie immunologiczne
    1. Postępuj zgodnie ze standardowymi protokołami barwienia sekcji parafinowych.
    2. Inkubować z przeciwciałami pierwszorzędowymi przez 30 minut w temperaturze 25 °C.
    3. Przemyć roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanem 3 razy w temperaturze 25 °C.
    4. Inkubować z przeciwciałami drugorzędowymi znakowanymi peroksydazą chrzanową przez 30 minut w temperaturze 25 °C.
    5. Uzyskaj obrazy za pomocą mikroskopu świetlnego.
  4. Transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM)
    1. Przygotuj nerwy zgodnie z opisem w kroku 7.1.
    2. Ciąć nerwy o grubości 70 \u2012 90 μm za pomocą ultramikrotomu.
    3. Zabarwić skrawki cytrynianem ołowiu Reynoldsa i uranylem.
    4. Zbadaj i zobrazuj za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zaobserwowaliśmy wzrost temperatury skóry twarzy po stronie blokady 1 tydzień po lewostronnej blokadzie zwoju szyjnego górnego (CSGB) (Rycina 8).

W 3. miesiącu po rekonstrukcji rurka PGA-C w obszarze rekonstrukcji uległa wchłonięciu i zaobserwowano regenerację nerwu zębodołowego dolnego w grupach z samą rekonstrukcją oraz rekonstrukcją + CSGB (Rysunek 9A, B

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiamy skuteczną metodę regeneracji IAN poprzez zastosowanie biowchłanialnej rurki nerwowej w połączeniu z CSGB indukowanym etanolem. Do tego badania wykorzystaliśmy psy, ponieważ inne modele zwierzęce, takie jak myszy, szczury i króliki, mają krótką oczekiwaną długość życia i małe rozmiary ciała, a zatem nie mogą być wykorzystywane do wykonywania precyzyjnych zabiegów chirurgicznych. Ponieważ IAN znajduje się w kanale żuchwy otoczonym kością, konieczna jest technika chirurgiczna, aby uniknąć uszkodzenia nerwów i ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Dział Biosztucznych Organów w Instytucie Nauk Medycznych Uniwersytetu w Kioto. Serdecznie dziękujemy personelowi weterynaryjnemu Instytutu Nauk Medycznych Frontier

.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
NMP Collagen PSNippon Meatpackers301-84621Atelokolagen ekstrahowany ze skóry młodej świni metodą leczenia enzymatycznego
Maszynki do strzyżenia chirurgicznegoRoboz Surgical Instrument CompanyRC-5903
Jednorazowy skalpel (nr 15)Kai medical219ABBZX00073000
VarioSurg3NakanishiVS3-LED-HPSC, E1133Chirurgia piezoelektryczna kości obróbka
nici nylonowych 4-0Nici nylonowe Ethicon8881H
8-0Ethicon2775G
Siarczan izemamicynyNichi-Iko620005641
Skalpel jednorazowy (nr 10)Kai medical219ABBZX00073000
Igła o rozmiarze 30 Nipro1134
1-0 szwywchłanialneEthiconJ347H
3-0 Ściegi nylonoweEthicon8872H
Neo ThermoNEC AvioTVS-700Termografia w podczerwieni 
Neuropack i Sigma;NIHON KOHDENMEB-5504Rejestrator ortodromiczny, do zapisu elektrofizjologicznego
Toluidyna BlueSigma-AldrichT3260-5G
Mikroskop świetlnyKeyenceBZ-9000
Mysie przeciwciało monoklonalne przeciwko ludzkiemu białku neurofilamentowemuDAKON1591
Poliklonalne przeciwciało królika anty-S100DAKOZ0311
Transmisyjna mikroskopia elektronowaHitachi High TechnologiesHitachi H-7000
Dynamiczne zliczanie komórekKeyenceBZ-H1COprogramowanie do oceny morfologicznej
,

Bibliografia

  1. Al-Sabbagh, M., Okeson, J. P., Bertoli, E., Medynski, D. C., Khalaf, M. W. Persistent pain and neurosensory disturbance after dental implant surgery: prevention and treatment. Dental Clinics of North America. 59 (1), 143-156 (2015).
  2. Chaushu, G., Taicher, S., Halamish-Shani, T., Givol, N. Medicolegal aspects of altered sensation following implant placement in the mandible. International Journal of Oral and Maxillofacial Implants. 17 (3), 413-415 (2002).
  3. Robinson, P. P., Loescher, A. R., Yates, J. M., Smith, K. G. Current management of damage to the inferior alveolar and lingual nerves as a result of removal of third molars. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (4), 285-292 (2004).
  4. Gregg, J. M. Studies of traumatic neuralgia in the maxillofacial region: symptom complexes and response to microsurgery. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 135-140 (1990).
  5. Pogre, M. A. The results of microneurosurgery of the inferior alveolar and lingual nerve. Journal of Oral and Maxillofacial Sureryg. 60 (5), 485-489 (2002).
  6. Strauss, E. R., Ziccardi, V. B., Janal, M. N. Outcome assessment of inferior alveolar nerve microsurgery: a retrospective review. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 64 (12), 1767-1770 (2006).
  7. Nakamura, T., et al. Experimental study on the regeneration of peripheral nerve gaps through a polyglycolic acid-collagen (PGA-collagen) tube. Brain Research. 1027 (1-2), 18-29 (2004).
  8. Yoshitani, M., et al. Experimental repair of phrenic nerve using a polyglycolic acid and collagen tube. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 133 (3), 726-732 (2007).
  9. Seo, K., et al. One-year outcome of damaged lingual nerve repair using a PGA-collagen tube: a case report. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 66 (7), 1481-1484 (2008).
  10. Seo, K., et al. Protracted delay in taste sensation recovery after surgical lingual nerve repair: a case report. Journal of Medical Case Reports. 7, 77(2013).
  11. Seo, K., Terumitsu, M., Inada, Y., Nakamura, T., Shigeno, K., Tanaka, Y. Prognosis after surgical treatment of trigeminal neuropathy with a PGA-c tube: report of 10 Cases. Pain Medicine. 17 (12), 2360-2368 (2016).
  12. Okuda, Y., Kitajima, T. Comparison of stellate ganglion block with intravascular infusion of prostaglandin e1 on brachial artery blood flow in dogs. Anesthesia and Analgesia. 84 (6), 1329-1332 (1997).
  13. Kohjitani, A., Miyawaki, T., Kasuya, K., Shimada, M. Sympathetic activity-mediated neuropathic facial pain following simple tooth extraction: a case report. Cranio. 20 (2), 135-138 (2002).
  14. Melis, M., Zawawi, K., al-Badawi, E., Lobo Lobo, S., Mehta, N. Complex regional pain syndrome in the head and neck: a review of the literature. Journal of Orofacial Pain. 16 (2), 93-104 (2002).
  15. Salvaggio, I., Adducci, E., Dell'Aquila, L., Rinaldi, S., Marini, M., Zappia, L., Mascaro, A. Facial pain: a possible therapy with stellate ganglion block. Pain Medicine. 9 (7), 958-962 (2008).
  16. Atsumi, M., Sunada, K. The effect of superior cervical ganglion resection on peripheral facial palsy in rats. Journal of Anesthesia. 30 (4), 677-683 (2016).
  17. Hanamatsu, N., Yamashiro, M., Sumitomo, M., Furuya, H. Effectiveness of cervical sympathetic ganglia block on regeneration of the trigeminal nerve following transection in rats. Regional Anesthesia and Pain Medicine. 27 (3), 268-276 (2002).
  18. Shionoya, Y., Sunada, K., Shigeno, K., Nakada, A., Honda, M., Nakamuram, T. Can nerve regeneration on an artificial nerve conduit be enhanced by ethanol-induced cervical sympathetic ganglion block? PLoS One. 12 (12), e0189297(2017).
  19. Suzuki, Y., Tanihara, M., Ohnishi, K., Suzuki, K., Endo, K., Nishimura, Y. Cat peripheral nerve regeneration across 50 mm gap repaired with a novel nerve guide composed of freeze-dried alginate gel. Neuroscience Letters. 259 (2), 75-78 (1999).
  20. Ichihara, S., et al. Development of new nerve guide tube for repair of long nerve defects. Tissue Engineering, Part C, Methods. 15 (3), 387-402 (2009).
  21. Grenga, V., Bovi, M. Piezoelectric surgery for exposure of palatally impacted canines. Journal of Clinical Orthodontics. 38, 446-448 (2004).
  22. Degerliyurt, K., Akar, V., Denizci, S., Yucel, E. Bone lid technique with piezosurgery to preserve inferior alveolar nerve. Oral Surgery, Oral Medicine, Oral Pathology, Oral Radiology, and Endodontology. 108 (6), e1-e5 (2009).
  23. Kotrikova, B., et al. Piezosurgery--a new safe technique in cranial osteoplasty? International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 35 (5), 461-465 (2006).
  24. Vercellotti, T. Piezoelectric surgery in implantology: a case report-a new piezoelectric ridge expansion technique. International Journal of Periodontics and Restorative Dentistry. 20 (4), 358-365 (2000).
  25. Stübinger, S., Kuttenberger, J., Filippi, A., Sader, R., Zeilhofer, H. F. Intraoral piezosurgery: Preliminary results of a new technique. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 63 (9), 1283-1287 (2005).
  26. Eggers, G., Klein, J., Blank, J., Hassfeld, S. Piezosurgery: an ultrasound device for cutting bone and its use and limitations in maxillofacial surgery. British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 42 (5), 451-453 (2004).
  27. Hardy, P. A., Wells, J. C. Extent of sympathetic blockade after stellate ganglion block with bupivacaine. Pain. 36 (2), 193-196 (1989).
  28. Hogan, Q. H., Erickson, S. J., Haddox, J. D., Abram, S. E. The spread of solutions during stellate ganglion block. Regional Anesthesia. 17 (2), 78-83 (1992).
  29. Mullenheim, J., et al. Left stellate ganglion block has only small effects on left ventricular function in awake dogs before and after induction of heart failure. Anesthesia and Analgesia. 91 (4), 787-792 (2000).
  30. Tsujimoto, G., Sunada, K., Nakamura, T. Effect of cervical sympathetic ganglionectomy on facial nerve reconstruction using polyglycolic acid-collagen tubes. Brain Research. 1669, 79-88 (2017).
  31. Ghai, A., Kaushik, T., Kumar, R., Wadhera, S. Chemical ablation of stellate ganglion for head and neck cancer pain. Acta Anaesthesiologica Belgica. 67 (1), 6-8 (2016).
  32. Forouzanfar, T., van Kleef, M., Weber, W. E. Radiofrequency lesions of the stellate ganglion in chronic pain syndromes: retrospective analysis of clinical efficacy in 86 patients. Clinical Journal of Pain. 16 (2), 164-168 (2000).
  33. Ohno, K., Oshita, S. Transdiscal lumbar sympathetic block: a new technique for a chemical sympathectomy. Anesthesia and Analgesia. 85 (6), 1312-1316 (1997).
  34. Slappendel, R., Thijssen, H. O., Crul, B. J., Merx, J. L. The stellate ganglion in magnetic resonance imaging: a quantification of the anatomic variability. Anesthesiology. 83 (2), 424-426 (1995).
  35. Wang, Y. C., Wei, S. H., Sun, M. H., Lin, C. W. A new mode of percutaneous upper thoracic phenol sympathicolysis: report of 50 cases. Neurosurgery. 49 (3), 628-634 (2001).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

indukowany etanolem CSGBkolagenowa rurka z kwasu poliglikolowegochirurgia piezoelektrycznarekonstrukcja nerwu u psain ynieria tkanki nerwowejleczenie neuropatii kraniomaksylofacialnejsztuczny przew d nerwowyprzep yw krwi po blokadzie wsp czulnej
Indukowane etanolem aplikacje do blokowania zwojów współczulnych szyjki macicy w celu wspomagania regeneracji dolnego nerwu wyrostka zębodołowego u psów za pomocą sztucznego nerwu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.