Artykuł metodologiczny

Metoda nanocząstek srebra w łagodzeniu zespołu atrezji dróg żółciowych u myszy

DOI:

10.3791/58158

⸱

13 października 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1First Affiliated Hospital of Jinan University, 2Department of Pediatric Surgery, Guangzhou Women & Children's Medical Center, Guangzhou Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł szczegółowo opisuje metodę opartą na nanocząstkach srebra do łagodzenia zespołu atrezji dróg żółciowych w eksperymentalnym modelu myszy z atrezją dróg żółciowych. Solidne zrozumienie procesu przygotowania odczynnika i techniki wstrzykiwania noworodków na myszach pomoże zapoznać badaczy z metodą stosowaną w badaniach na modelu noworodkowym myszy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Atrezja dróg żółciowych (BA) jest ciężkim typem zapalenia dróg żółciowych o wysokiej śmiertelności u dzieci, którego etiologia nie jest jeszcze w pełni poznana. Jedną z możliwych przyczyn mogą być infekcje wirusowe. Typowy model zwierzęcy używany do badania BA jest ustalany przez zaszczepienie nowonarodzonej myszy rotawirusem rezus. Wykazano, że nanocząstki srebra wywierają działanie przeciwbakteryjne i przeciwwirusowe; w tym badaniu oceniano ich funkcję w modelu myszy BA. Obecnie w doświadczeniach na zwierzętach BA metodami stosowanymi w celu poprawy objawów myszy BA są na ogół leczenie objawowe podawane za pośrednictwem żywności lub innych leków. Celem pracy jest zademonstrowanie nowej metody łagodzenia zespołu BA u myszy poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie nanocząstek srebra oraz przedstawienie szczegółowych metod przygotowania preparatu żelu z nanocząstkami srebra. Metoda ta jest prosta i ma szerokie zastosowanie i może być stosowana do badania mechanizmu BA, a także w leczeniu klinicznym. W oparciu o mysi model BA, gdy myszy wykazują żółtaczkę, przygotowany żel z nanocząstek srebra jest wstrzykiwany dootrzewnowo na powierzchnię dolnej wątroby. Obserwuje się stan przeżycia, bada wskaźniki biochemiczne i histopatologię wątroby. Metoda ta pozwala na bardziej intuicyjne zrozumienie zarówno tworzenia modelu BA, jak i nowatorskich metod leczenia BA.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BA jest formą cholestazy charakteryzującą się uporczywą żółtaczką i wysoką śmiertelnością przy braku przeszczepu wątroby. Infekcje wirusowe są ściśle związane z patogenezą BA. Wirus cytomegalii, reowirus i rotawirus zostały zasugerowane jako patogeny w BA1,2,3. W okresie noworodkowym odpowiedź niedojrzałego układu odpornościowego na infekcję wirusową powoduje rozregulowanie immunologiczne przeciwko poza- i wewnątrzwątrobowym drogom żółciowym, co prowadzi do apoptozy komórek nabłonka dróg żółciowych, nacieku komórek zapalnych w okolicy wrotnej, niedrożności wewnątrzwątrobowych i zewnątrzwątrobowych dróg żółciowych, a wreszcie zwłóknienia wątroby4,5,6.

Powszechnie używany model zwierzęcy do badań BA polega na zaszczepieniu noworodka myszy rotawirusem rezusa (RRV). Żółtaczka zwykle rozwija się u myszy po 5-6 dniach, wykazując niską masę ciała i acholowe stolce. Rola odpowiedzi immunologicznej w procesie chorobowym jest krytyczna, zwłaszcza w przypadku komórek NK (natural killer); zubożenie tych komórek przeciwciałem anty-NKG2D znacznie zmniejsza uszkodzenia wywołane przez BA7. Ponadto wykazano, że inne komórki, w tym limfocyty T CD4 +, limfocyty T CD8 +, komórki dendrytyczne i limfocyty T regulatorowe, odgrywają rolę w chorobie8,9,10,11. Wszystkie dane wskazują na nieodzowny charakter układu odpornościowego w przebiegu BA.

Wykazano, że nanocząsteczki srebra (AgNPs) mają korzystny wpływ na niektóre choroby zakaźne, w tym infekcje bakteryjne12 i infekcje wirusowe13,14,15. Jednak poza zastosowaniem dermatologicznym, w niewielu badaniach stosowano AgNPs w leczeniu klinicznym, głównie ze względu na ich potencjalną toksyczność. W eksperymentach na zwierzętach naukowcy na ogół badali skuteczność AgNP podawanych doustnie16 lub dożylnie17. Jednak żaden inny badacz nie badał skuteczności AgNPs podawanych w zastrzyku dootrzewnowym (i.p.) w eksperymentach na noworodkach na myszach, co jest prostą i szybką metodą prowadzącą do bardziej bezpośredniego wpływu na wątrobę i drogi żółciowe przy jednoczesnym zmniejszeniu toksyczności dla innych układów, takich jak układ odpornościowy. Wykazano, że AgNP wpływają na aktywność komórek NK18; w związku z tym przetestowaliśmy efekty terapeutyczne AgNP podawanych przez wstrzyknięcie i.p. w modelu mysim BA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie protokoły eksperymentalne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-Sen (#IACUC-DB-16-0602).

1. Ustalanie modelu myszy z atrezją dróg żółciowych

  1. Utrzymuj ciężarne myszy BALB/c w określonym środowisku wolnym od patogenów w 12-godzinnym cyklu ciemności/światła w temperaturze 25 °C, z dostępem do autoklawowanej karmy ad libitum.
  2. Aby przygotować szczep RRV MMU 18006, należy amplifikować wirusa w komórkach MA104 i zmierzyć miana wirusa za pomocą testu płytki nazębnej19.
    UWAGA: Komórki MA104 są hodowane w zmodyfikowanej pożywce Eagle's Medium (DMEM) firmy Dulbecco z 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) w inkubatorze z wilgotną atmosferą zawierającą 5% CO2 . Kroki amplifikacji są pokrótce opisane poniżej.
    1. Zakażone komórki MA104 (1,5 x 107) w kolbie hodowlanej o średnicy 150 cm2 za pomocą RRV aktywowanego trypsyną [1,5 x 106 jednostek tworzących płytkę (PFU)] w 30 ml pożywki bez surowicy. Inkubować zakażone komórki przez 3 dni w wilgotnym inkubatorze w temperaturze 37 °C z 5% CO2 .
    2. Poddać lizie zakażone komórki w kolbie hodowlanej w trzech cyklach zamrażania i rozmrażania, po 20 minutach w zamrażarce o temperaturze -80 °C dla każdej fazy zamrażania, a następnie rozmrażaniu komórek z powrotem do temperatury pokojowej; cząsteczka wirusa związana z komórką zostanie uwolniona do supernatantu. Następnie zebrać i przenieść lizat komórkowy i supernatant hodowli do stożkowej probówki o pojemności 15 ml.
    3. Usunąć duże resztki komórkowe z lizatu przez wirowanie na niskiej prędkości (300 x g w temperaturze 4 °C przez 3 min). Następnie przenieść supernatant zawierający wirusa (około 6 ml) do nowej stożkowej probówki o pojemności 15 ml do eksperymentów na zwierzętach.
      UWAGA: RRV jest wtedy gotowy do mianowania, porcjowania i przechowywania lub użycia do dodatkowych rund amplifikacji. Długotrwałe narażenie na temperaturę pokojową zmniejszy zdolność infekcji wirusowych; wirus powinien być umieszczony na lodzie i przechowywany w temperaturze -80 °C lub w ciekłym azocie.
  3. Załadować RRV do strzykawki insulinowej o małej objętości (1 ml) z igłą 29 G do wstrzykiwań noworodkom myszy.
    UWAGA: Grube igły strzykawek miarowych łatwo prowadzą do wycieku leku.
  4. W ciągu 24 godzin od urodzenia podać każdemu noworodkowi 20 μl 1,2 x 105 PFU/ml RRV drogą dożylną; użyć tej samej objętości soli fizjologicznej co kontrola.
    UWAGA: Strzykawka użyta w tym eksperymencie to strzykawka insulinowa o pojemności 1 ml. Zakażone myszy, które nie były karmione przez matki, zmarły w ciągu pierwszych 2 dni z innych powodów, nie zostały uwzględnione w analizie.
  5. Uważnie obserwuj wszystkie nowonarodzone myszy i waż je codziennie. Zazwyczaj szóstego dnia po zaszczepieniu RRV żółtaczka pojawia się na uszach i gołej skórze, stolec staje się gliniasty, a futro staje się tłuste, co sugeruje ustalenie modelu BA; Sprawdź, czy nie występują te objawy.
    UWAGA: BA można potwierdzić badaniem wycinka tkanki wątroby za pomocą H & E i stwierdzenia immunohistochemicznego. Myszy BA są wtedy gotowe do leczenia AgNP.
    UWAGA: Przedstawiony protokół jest przeznaczony do stosowania ze współczesnymi zwierzęcymi i ludzkimi szczepami RV, które muszą być traktowane w warunkach poziomu bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2).

2. Synteza nanocząstek srebra

  1. Przygotuj i scharakteryzuj AgNP zgodnie z wcześniejszym opisem12,20.
    UWAGA: Szczegóły przygotowania i charakterystyki AgNP zostały opisane w publikacjach zespołu C. M. Che z Wydziału Chemii Uniwersytetu w Hongkongu12,20. Końcowe stężenie roztworu wynosiło 1 mM. Średnia średnica AgNPs wynosiła 10 nm (w zakresie od 5 do 15 nm) i została potwierdzona za pomocą mikroskopii elektronowej.

3. Przygotowanie mieszaniny kolagenu z nanocząstkami srebra

UWAGA: Mieszanina kolagenu AgNP jest przygotowywana i charakteryzowana zgodnie z wcześniejszym opisem21 i przechowywana w temperaturze 4 °C. Wszystkie zabiegi muszą być wykonywane na lodzie.

  1. Najpierw, do przygotowania kolagenu, dodaj 490 μl kolagenu typu I (4 mg/ml) do probówki o pojemności 1,5 ml i umieść ją na lodzie.
  2. Dodać 100 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS, 10x) do kolagenu i wymieszać pipetą.
    1. Aby przygotować 1 l buforu 10x PBS, połącz 80 g NaCl, 2 g KCl i 35,8 g Na2HPO4.12H2O do 2,4 g KH2PO4 i przechowywać bufor w temperaturze pokojowej.
  3. Następnie dodać 10 μl NaOH (0,2 M) do powyższego roztworu.
    1. Aby przygotować 0,2 M NaOH, dodaj 8 g proszku NaOH do 1 l wody destylowanej.
  4. Na koniec dodaj 400 μl AgNPs (1 mM) do kolagenu i wymieszaj je pipetą.
    UWAGA: Dodaj AgNP na końcu, aby uzyskać równomierne wymieszanie. Mieszaninę kolagenu AgNP należy przechowywać w temperaturze 4 °C; W przeciwnym razie łatwo krzepnie w temperaturze pokojowej.

4. Metoda wstrzykiwania myszy

  1. Zakażonym nowonarodzonym myszom w grupie leczonej RRV należy podać iniekcję dożylną 50 μl mieszaniny kolagenu AgNP po wystąpieniu żółtaczki; wykonać drugie wstrzyknięcie 3 dni później.
    UWAGA: Myszy w grupie kontrolnej RRV (zakażonej grupie kontrolnej) otrzymują tę samą objętość soli fizjologicznej, a myszy w normalnej grupie kontrolnej nie otrzymują żadnego leczenia.
  2. Na początku wstrzyknięcia należy przycisnąć nogę myszy palcem serdecznym skośnie do prawego uda i powoli wprowadzić igłę pod kątem 15° (Rysunek 1). Po dotarciu do powierzchni dolnej krawędzi wątroby (Ryc. 2), około 0,5 cm w, wstrzyknąć mieszaninę kolagenu AgNP; Następnie powoli wyjmij igłę.
    UWAGA: Należy uważać, aby nie wprowadzać powietrza do strzykawki, ponieważ wtedy może to spowodować śmierć nowonarodzonej myszy. U nowonarodzonych myszy żołądek i śledziona znajdują się w lewej jamie brzusznej, a żołądek jest pełen mleka. Jeśli wstrzyknięcie jest podawane z tej strony, igła może łatwo dostać się do żołądka, powodując przepływ mleka do jamy brzusznej lub śledziony, powodując krwawienie.
    UWAGA: Zwróć uwagę na igłę, aby zapobiec zranieniom palców i pamiętaj o założeniu nasadki igły, wyjęciu igły i umieszczeniu jej w pojemniku na ostre przedmioty.
  3. Po wszystkich wstrzyknięciach trzymaj myszy z dala od klatek przez 10 minut, aby mieszanina kolagenu AgNP mogła się zżelować i zapobiec lizaniu miejsca wstrzyknięcia przez matkę. Następnie załóż myszy z powrotem do ich klatek.
  4. Codziennie obserwuj i rejestruj wygląd fizyczny wszystkich myszy, w tym żółtaczkę i masę ciała, a także wskaźnik przeżycia.

5. Pobieranie próbek krwi

UWAGA: Próbki krwi o objętości około 120 μL są pobierane poprzez włożenie igły do serca. Po odwirowaniu pobiera się surowicę (około 70 μl) do badania czynności wątroby. Metoda pobierania krwi jest następująca.

  1. Znieczulenie myszy należy przeprowadzić w dziewiątym i dwunastym dniu po inokulacji RRV (czyli 3 dni po leczeniu AgNP) za pomocą 0,5-2,5% sewofluranu.
  2. Unieruchomić kończyny myszy i wysterylizować górną i dolną część brzucha 75% alkoholem.
  3. Odsłoń przeponę, przecinając nożyczkami skórę myszy, mięśnie i otrzewną wzdłuż linii środkowej do mieczykowatości; użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby usunąć przewód pokarmowy, aby całkowicie odsłonić mięsień przepony.
  4. Wprowadzić igłę (z niezaładowaną strzykawką insulinową o pojemności 1 ml) do lewej komory serca i powoli odciągnąć tłok strzykawki, aby uzyskać maksymalną objętość krwi. Następnie przenieś krew do probówki o pojemności 1,5 ml.
  5. Odstawić probówkę na 30 minut w temperaturze pokojowej i odwirować ją przez 5 minut przy 400 x g. Następnie, za pomocą pipety transferowej, zbierz i zachowaj surowicę do dalszego wykorzystania.
    UWAGA: Unikaj uszkodzenia membrany, ponieważ wady membrany łatwo prowadzą do odmy opłucnowej, śmierci i krzepnięcia krwi, uniemożliwiając w ten sposób pobranie próbki krwi.

6. Wykrywanie parametrów biochemicznych

  1. Użyj surowicy zebranej w kroku 5.5 do wykrycia parametrów biochemicznych.
  2. Użyj automatycznego analizatora biochemicznego, aby wykryć następujące parametry biochemiczne: aminotransferaza alaninowa (ALT), aminotransferaza asparaginianowa (AST), fosfataza alkaliczna (ALP), białko całkowite (TP), albumina (ALB), globulina (GLO), bilirubina całkowita (TBIL), bilirubina bezpośrednia (DBIL), bilirubina pośrednia (IBIL) i całkowite kwasy żółciowe (TBA).

7. Cholangiografia pozawątrobowa w celu obserwacji drożności pozawątrobowego przewodu żółciowego

UWAGA: Wykonaj cały proces pod mikroskopem preparacyjnym.

  1. Całkowicie odsłoń wątrobę, woreczek żółciowy i pozawątrobowe drogi żółciowe za pomocą bawełnianego wacika.
  2. Obserwuj i fotografuj wygląd wątroby i dróg żółciowych pod mikroskopem preparacyjnym
    3. .
  3. Użyj kleszczyków okulistycznych, aby delikatnie przytrzymać dno pęcherzyka żółciowego.
  4. Załadować strzykawkę o pojemności 1 ml roztworem błękitu metylenowego (0,05% wag. wH2O). Powoli wprowadzić igłę strzykawki do jamy pęcherzyka żółciowego; następnie chwyć igłę kleszczykami okulicznymi i powoli wlej 10–20 μl błękitu metylenowego.
  5. Obserwuj pod mikroskopem, czy niebieski kolor przechodzi przez pozawątrobowe drogi żółciowe do jelita czczego i zrób zdjęcie.

8. Pobieranie świeżych próbek wątroby do barwienia hematoksyliną i eozyną

  1. Napraw świeże tkanki wątroby myszy na noc w 10% formalinie.
  2. Następnie zanurz utrwalone tkanki wątroby w parafinie i pokrój je.
  3. Odparafinować skrawki, ponownie je uwodnić serią etanolu (np. 100%, 95%, 80% i 70% etanolu w wodzie destylowanej, każdy przez 5 minut), wybarwić skrawki tkanki hematoksyliną, poddać je 1% różnicowaniu alkoholu kwasu solnego, a na koniec zabarwić skrawki eozyną.
  4. Na koniec obserwuj histopatologię wątroby pod mikroskopem 40X.

9. Barwienie immunohistochemiczne skrawków tkanek barwionych hematoksyliną i eozyną

  1. Po odparafinowaniu i ponownym nawodnieniu skrawków należy przeprowadzić pobranie antygenu, zanurzając skrawki w buforze Tris-EDTA (10 mM zasada Tris, 1 mM roztwór EDTA; pH 9,0) i podgrzewając je w kuchence mikrofalowej przez 10 minut w temperaturze 95 °C.
  2. Usuń endogenną peroksydazę, wystawiając skrawki tkanki na 10 minut na działanie 3% roztworu nadtlenku wodoru.
  3. Potraktuj skrawki 5% kozim surowicą, aby zablokować niespecyficzne wiązanie.
  4. Dodać do skrawków przeciwciała pierwszorzędowe NKG2D królika-myszy (1:100) i inkubować je przez noc w temperaturze 4 °C.
  5. Inkubować skrawki z odpowiednimi przeciwciałami drugorzędowymi (polimerowy system antykrólików znakowany HRP) przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
  6. Wizualizacja barwienia immunohistochemicznego przy użyciu 3,3'-diaminobenzydyny (DAB) jako chromogenu.
  7. Obserwuj skrawki pod mikroskopem 40X, uzyskaj obrazy i przystąp do ich analizy zgodnie z potrzebami.

10. Analiza cytometryczna przepływowa

  1. Delikatnie zmielić tkankę wątroby, przepuścić ją przez sitko do komórek 70 μm i odwirować 2x w temperaturze 270 x g w temperaturze 4 °C przez 4 minuty.
  2. Zawiesić osad komórkowy w pożywce RPMI 1640 i przeanalizować go za pomocą dwukolorowej immunofluorescencji przy użyciu przeciwciał monoklonalnych.
  3. Wykonaj fenotypowanie komórkowe przy użyciu specyficznych markerów powierzchniowych komórek, w tym anty-NKp46 sprzężonych z izotiocyjanianem fluoresceiny i fikoerytryną (limfocyty NK; 1:1,000) i anty-CD4 (podtyp komórek T; 1:1,000), za pomocą cytometru przepływowego i przeanalizuj dane za pomocą oprogramowania do analizy danych cytometrii przepływowej.
  4. Wybierz populacje komórek zgodnie z rozproszeniem do przodu/boku, bramkują zgodnie z kontrolami izotypu, aby uwzględnić wszelką fluorescencję tła, i poddaj dane analizie wtórnej w oparciu o sygnały fluorescencji z poszczególnych przeciwciał.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Na podstawie ustalonego modelu mysiego BA, zakażonym noworodkom myszy podano zastrzyk i.p. przygotowanej mieszanki kolagenu AgNP 2x po wystąpieniu żółtaczki. Przeżywalność myszy sprawdzano codziennie, wykonywano testy czynnościowe wątroby, patologię wątroby i cytometrię przepływową. W porównaniu z nieleczonymi myszami kontrolnymi BA, myszy leczone AgNP wykazywały zmniejszoną żółtaczkę i utrzymywały normalną masę ciała (Ryc. 3). Poziomy metabolizmu bilirubiny i aminotra...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

AgNP wykazują silne właściwości przeciwbakteryjne o szerokim spektrum działania i silną przepuszczalność22; Ponadto są one wykorzystywane do produkcji szeregu przeciwbakteryjnych produktów medycznych23. Jednak usunięcie AgNP może zająć dużo czasu, gdy nagromadzą się w narządach, a to utrzymywanie się może prowadzić do skutków toksycznych 24,25. W poprzednim badaniu zbadano ostrą toksyczność i genotoksyczność AgNPs p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Użyte tutaj AgNPs były prezentem od C. M. Che z Wydziału Chemii Uniwersytetu w Hongkongu. Praca ta została sfinansowana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81600399) oraz Projekt Nauki i Technologii w Kantonie (nr 201707010014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mysz BALB/cGuangdong Medyczne Centrum Zwierząt DoświadczalnychSYXK2017-0174Eksperyment na zwierzętach
Rotawirus rezusa (RRV)ATCCATCC  VR-1739Ustal model myszy atrezji dróg żółciowych
MA104 komórkiATCCATCC  CRL-2378.1Tylko do użytku laboratoryjnego
DMEMThermo Fisher10569010Hodowla komórek ssaków
Surowica bydlęcaThermo Fisher10099141Hodowla komórek ssaków
kolagen typu ICORNING354236Tylko do użytku badawczego
BuforPBS OXOIDBR0014GDo mycia
NaOHSigma1310-73-2Dostosuj wartość pH
AgNPAntibacterial
Uwaga: AgNps był prezentem od prof. CM Che. z Wydziału Chemii Uniwersytetu w Hongkongu.
Strzykawka insulinowa ze zintegrowaną igłąBD9161635SDo użytku medycznego
15 ml Probówka wirówkowaCorning430791Tylko do użytku laboratoryjnego
1,5 ml Probówka do mikrowirówkiGEBCT0200-B-N Tylkodo użytku laboratoryjnego
Mikroskop NikonECLIPSE-CiDo użytku laboratoryjnego
preparacyjny/przyżyciowyNikonSMZ 1000Do użytku laboratoryjnego
anty-mysz NKp46 FITCeBioscience11-3351Do celów badawczych tylko
anty-mysie CD4 PE-cyjaninina5eBioscience15-0041Do użytku badawczego Tylko do użytku
monoklonalnego Mysz anty-ludzka CD4DAKO20001673Do celów badawczych tylko
anty-NKG2DRDMAB1547Do celów badawczych
tylko BD Cytometr przepływowy FACSCantoBD BiosciencesFACS Canto PlusWyłącznie do użytku laboratoryjnego
Mikroskop

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Szavay, P. O., Leonhardt, J., Czechschmidt, G., Petersen, C. The role of reovirus type 3 infection in an established murine model for biliary atresia. European Journal of Pediatric Surgery. 12 (04), 248-250 (2002).
  2. Coots, A., et al. Rotavirus infection of human cholangiocytes parallels the murine model of biliary atresia. Journal of Surgical Research. 177 (2), 275-281 (2012).
  3. Shanmugam, N. P., Jayanthi, V. Biliary atresia with cytomegalovirus. Indian Pediatrics. 49 (2), 157(2012).
  4. Mack, C. L., Feldman, A. G., Sokol, R. J. Clues to the Etiology of Bile Duct Injuryin Biliary Atresia. Seminars in Liver Disease. 32, 307-316 (2012).
  5. Muraji, T., Suskind, D. L., Irie, N. Biliary atresia: a new immunological insight into etiopathogenesis. Expert Review of Gastroenterology & Hepatology. 3 (6), 599-606 (2009).
  6. Sokol, R. J., Mack, C. Etiopathogenesis of Biliary Artesia. Seminars in Liver Disease. 21, 517-524 (2001).
  7. Shivakumar, P., Sabla, G. E., Whitington, P., Chougnet, C. A., Bezerra, J. A. Neonatal NK cells target the mouse duct epithelium via Nkg2d and drive tissue-specific injury in experimental biliary atresia. Journal of Clinical Investigation. 119 (8), 2281-2290 (2009).
  8. Mack, C. L., et al. Oligoclonal expansions of CD4+ and CD8+ T-cells in the target organ of patients with biliary atresia. Gastroenterology. 133 (1), 278-287 (2007).
  9. Shivakumar, P., et al. Effector Role of Neonatal Hepatic CD8 + Lymphocytes in Epithelial Injury and Autoimmunity in Experimental Biliary Atresia. Gastroenterology. 133 (1), 268-277 (2007).
  10. Saxena, V., et al. Dendritic Cells Regulate Natural Killer Cell Activation and Epithelial Injury in Experimental Biliary Atresia. Science Translational Medicine. 3 (102), 102ra194 (2011).
  11. Miethke, A. G., et al. Post-natal paucity of regulatory T cells and control of NK cell activation in experimental biliary atresia. Journal of Hepatology. 52 (5), 718-726 (2010).
  12. Tian, J., et al. Topical delivery of silver nanoparticles promotes wound healing. ChemMedChem. 2 (1), 129-136 (2010).
  13. Lu, L., et al. Silver nanoparticles inhibit hepatitis B virus replication. Antiviral Therapy. 13 (2), 253-262 (2008).
  14. Xiang, D., et al. Inhibition of A/Human/Hubei/3/2005 (H3N2) influenza virus infection by silver nanoparticles in vitro and in vivo. International Journal of Nanomedicine. 8 (Issue 1), 4103-4114 (2013).
  15. Elechiguerra, J. L., et al. Interaction of silver nanoparticles with HIV-1. Journal of Nanobiotechnology. 3 (1), 1-10 (2005).
  16. Nallanthighal, S., et al. Differential effects of silver nanoparticles on DNA damage and DNA repair gene expression in Ogg1-deficient and wild type mice. Nanotoxicology. 11 (8), 1-16 (2017).
  17. Wen, H., et al. Acute toxicity and genotoxicity of silver nanoparticle in rats. PLoS One. 12 (9), e0185554(2017).
  18. Zhang, R., et al. Silver nanoparticle treatment ameliorates biliary atresia syndrome in rhesus rotavirus inoculated mice. Nanomedicine. 13 (3), 1041-1050 (2017).
  19. Arnold, M., Patton, J. T., McDonald, S. M. Culturing, Storage, and Quantification of Rotaviruses. Current Protocols in Microbiology. , Chapter 15 Unit 15C.13 (2009).
  20. Liu, X., et al. Silver nanoparticles mediate differential responses in keratinocytes and fibroblasts during skin wound healing. ChemMedChem. 5 (3), 468-475 (2010).
  21. Zhang, R., et al. Silver nanoparticles promote osteogenesis of mesenchymal stem cells and improve bone fracture healing in osteogenesis mechanism mouse model. Nanomedicine. 11 (8), 1949-1959 (2015).
  22. Wu, J., Hou, S., Ren, D., Mather, P. T. Antimicrobial properties of nanostructured hydrogel webs containing silver. Biomacromolecules. 10 (9), 2686-2693 (2009).
  23. Xu, L. Genotoxicity and molecular response of silver nanoparticle (NP)-based hydrogel. Journal of Nanobiotechnology. 10 (1), 16(2012).
  24. Dobrzyńska, M. M., et al. Genotoxicity of silver and titanium dioxide nanoparticles in bone marrow cells of rats in vivo. Toxicology. 315 (1), 86-91 (2014).
  25. Mohamed, H. R. H. Estimation of TiO 2 nanoparticle-induced genotoxicity persistence and possible chronic gastritis-induction in mice. Food & Chemical Toxicology. 83 (9), 76-83 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Silver NanoparticlesNeonatal Mouse ModelRhesus RotavirusIntraperitoneal InjectionSilver Nanoparticle GelExtrahepatic CholangiographyHematoxylin and Eosin StainingFlow CytometryLiver Histopathology

Powiązane artykuły