Method Article

Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

DOI:

10.3791/58186

⸱

August 14th, 2018

 ,  ,  , 
1College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 2Department of Orthopaedic Surgery, University of Michigan Medical School, 3Lymann Briggs College, Michigan State University, 4College of Engineering, Michigan State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem protokołu jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, aby uzyskać spójne złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą występować między zwierzętami. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niezawodne generowanie stabilizowanych złamań w modelach zwierzęcych jest niezbędne do zrozumienia biologii regeneracji kości oraz opracowania terapii i urządzeń. Jednak dostępne modele urazów są nękane niespójnością, co skutkuje marnotrawstwem zwierząt i zasobów oraz niedoskonałymi danymi. Aby rozwiązać ten problem niejednorodności złamań, celem opisanej w niniejszym dokumencie metody jest optymalizacja parametrów generowania złamań specyficznych dla każdego zwierzęcia i uzyskanie spójnej lokalizacji i wzoru złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą istnieć między szczepami myszy i mogą być przystosowane do generowania spójnych złamań u innych gatunków, takich jak szczury. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania. W porównaniu z obecnymi technikami stabilizacji złamań, protokół optymalizacji i nowy aparat do pęknięć wykazują zwiększoną spójność w ustabilizowanych wzorcach i lokalizacjach złamań. Wykorzystując zoptymalizowane parametry specyficzne dla typu próbki, opisany protokół zwiększa precyzję indukowanych urazów, minimalizując niejednorodność złamań zwykle obserwowaną w procedurach generowania złamań zamkniętych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania nad gojeniem złamań są konieczne, aby rozwiązać duży problem kliniczny i ekonomiczny. Każdego roku w Stanach Zjednoczonych leczy się ponad 12 milionów złamań1, co kosztuje 80 miliardów dolarów rocznie2. Prawdopodobieństwo, że mężczyzna lub kobieta dozna złamania w ciągu swojego życia wynosi odpowiednio 25% i 44%3. Oczekuje się, że problemy związane z gojeniem się złamań będą się nasilać wraz ze wzrostem chorób współistniejących wraz ze starzeniem się populacji. Aby zbadać i rozwiązać ten problem, potrzebne są solidne modele powstawania i stabilizacji pęknięć. Modele gryzoni idealnie nadają się do tego celu. Mają one znaczenie kliniczne i mogą być modyfikowane w celu uwzględnienia określonych stanów (tj. mnogich urazów, złamań otwartych, zamkniętych, niedokrwiennych i zakażonych). Oprócz replikowania scenariuszy klinicznych, modele złamań u zwierząt są ważne dla zrozumienia biologii kości oraz opracowania terapii i urządzeń. Jednak próby zbadania różnic między interwencjami mogą być skomplikowane ze względu na zmienność wprowadzoną przez niespójne generowanie złamań. W związku z tym generowanie powtarzalnych i konsekwentnie zamkniętych pęknięć w modelach zwierzęcych ma zasadnicze znaczenie dla badań nad układem mięśniowo-szkieletowym.

Pomimo prawidłowego kontrolowania potencjalnej heterogeniczności podmiotu poprzez zapewnienie odpowiedniego tła genetycznego, płci, wieku i warunków środowiskowych, produkcja klinicznie istotnych stałych urazów kości jest istotną zmienną wpływającą na odtwarzalność, która musi być kontrolowana. Porównania statystyczne z użyciem niespójnych pęknięć są nękane eksperymentalnym szumem i dużą zmiennością4; Ponadto zmienność złamań może skutkować niepotrzebną śmiercią zwierząt ze względu na konieczność zwiększenia wielkości próby lub konieczność eutanazji zwierząt ze złamaniami rozdrobnionymi lub nieprawidłowo ustawionymi. Celem metody opisanej w niniejszym dokumencie jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, które są specyficzne dla typu próbki i zapewniają spójną lokalizację i wzór pękania.

Obecne modele generowania pęknięć dzielą się na dwie szerokie kategorie, z których każda ma swoje mocne i słabe strony. Modele z otwartym złamaniem (osteotomią) przechodzą operację odsłonięcia kości, po której dochodzi do złamania poprzez przecięcie kości lub jej osłabienie, a następnie ręczne złamanie5,6,7,8. Korzyściami płynącymi z tej metody jest bezpośrednia wizualizacja miejsca złamania oraz bardziej spójna lokalizacja i wzór złamania. Jednak fizjologiczne i kliniczne znaczenie tego podejścia i mechanizmu uszkodzenia jest ograniczone. Dodatkowo, otwarte metody generowania złamań wymagają podejścia chirurgicznego i zamykania z dłuższymi okresami, podczas których gryzonie są narażone na zwiększone ryzyko zakażenia.

Techniki zamknięte rozwiązują wiele ograniczeń techniki otwartej. Techniki zamknięte powodują złamania przy użyciu zewnętrznie przyłożonego urazu, który wywołuje uszkodzenie kości i otaczających tkanek, bardziej podobne do tych obserwowanych w urazach klinicznych u ludzi. Najpowszechniejsza metoda została opisana przez Bonnarensa i Einhorna w 1984 roku9. Opisali oni obciążoną gilotynę używaną do zadawania urazów w celu złamania kości bez powodowania jakichkolwiek zewnętrznych ran skóry. Metoda ta została szeroko przyjęta do badania wpływu genetyki10,11, terapia farmakologiczna12,13,14,15, mechanics16,17, oraz physiology18,19,20 na temat gojenia kości u myszy i szczurów. Podczas gdy korzyścią płynącą z metod zamkniętych są fizjologicznie istotne złamania, odtwarzalność i rygor eksperymentalny są ograniczone przez niejednorodność złamań. Niespójne generowanie złamań skutkuje ograniczonym zróżnicowaniem między grupami, utraconymi okazami i wzrostem liczby zwierząt potrzebnych do osiągnięcia istotności statystycznej.

Kontrolowanie zmienności w powstawaniu i stabilizacji pęknięć jest niezbędne do uzyskania znaczących wyników. Aby prawidłowo zbadać biologię naprawy złamań, potrzebny jest prosty, ale solidny model złamania. Model powinien być możliwy do przełożenia na gatunki gryzoni, typy kości (na przykład kość udową lub piszczelową) oraz na różne tła genetyczne myszy i wywołane mutacje. Co więcej, idealna procedura powinna być technicznie prosta i dawać spójne wyniki. Aby rozwiązać problem niejednorodności złamań, opisana w niniejszym dokumencie metoda polega na skonstruowaniu dobrze kontrolowanego urządzenia do pękania, które można następnie wykorzystać do optymalizacji parametrów i generowania konsekwentnie zamkniętych złamań niezależnie od wieku, płci czy genotypu.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół został opracowany, aby zapewnić, że zwierzęta nie są wykorzystywane niepotrzebnie i oszczędza im się niepotrzebnego bólu i cierpienia; przestrzega wszystkich obowiązujących federalnych, stanowych, lokalnych i instytucjonalnych praw i wytycznych regulujących badania na zwierzętach. Protokół został opracowany pod kierunkiem ogólnouniwersyteckiego Programu Medycyny Zwierząt Laboratoryjnych kierowanego przez lekarzy weterynarii specjalizujących się w medycynie zwierząt laboratoryjnych. Protokół został zweryfikowany i zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania (IACUC).

1. Konstrukcja wieży szczelinowej

Uwaga: Wszystkie części są wymienione w sekcji materiałów (Tabela materiałów). Szczegółowe rysunki techniczne części obrabianych i drukowanych w 3D znajdują się na rysunkach uzupełniających 1-12. Rysunki techniczne podzespołów zawierają szczegóły dotyczące elementów mocujących dla wszystkich zamontowanych części (rysunki uzupełniające 1, 2, 7 i 9).

  1. Podzespół podpory
    UWAGA: Rysunek techniczny podzespołu podpory znajduje się na rysunku uzupełniającym 1.
    1. Przymocuj podporę belki - przekrój szczękowy w środku podpory belki - przekrój poziomy.
    2. Przymocuj podporę belki - pionową 1 do górnej powierzchni wspornika belki - Przekrój szczęk, 2 cale od podpory belki - Przekrój poziomy.
    3. Przymocuj podporę belki — pionowo 2 do górnej powierzchni wspornika belki — przekrój poziomy w punkcie środkowym (7 cali od końca).
    4. Przymocuj belkę, wspornik - mocowanie płyty do końca obu wsporników belki - pionowy 1 i wspornik belki - pionowy 2. Koniec wspornika płyty powinien być zlicowany z tyłem wspornika belki — pion 2.
  2. Podzespół suwaka
    Uwaga: Rysunek techniczny podzespołu suwaka znajduje się na rysunku uzupełniającym 2.
    1. Obrobić maszynowo ogranicznik bloku i prowadnicę bloku (rysunek uzupełniający 3), suwak pręta (rysunek uzupełniający 4), ustawienie (rysunek uzupełniający 5) oraz mocowanie płyty (rysunek uzupełniający 6).
    2. Przymocuj mocowanie płyty do wspornika belki — mocowanie płyty podzespołu podpory.
    3. W następującej kolejności przesuń pierwsze liniowe łożysko tulejowe, prowadnicę blokową, drugie liniowe łożysko ślizgowe i ogranicznik bloku na suwaku pręta. Przymocuj prowadnice i bloki do mocowania płyty.
    4. Przymocuj trzy nakrętki 3/8 cala do gwintowanej części pręta Ram. Należy zrównać się z końcem pręta, aby zazębić się z elektromagnesem. Pozostałe 2 posłużą do regulacji głębokości szczelinowania.
    5. Wyrównaj rowek w suwaku pręta tak, aby był skierowany do przodu i włóż wyrównującą do gwintowanego otworu prowadnicy bloku.
  3. Podzespół magnesu
    Uwaga: Rysunek techniczny podzespołu magnesu znajduje się na rysunku uzupełniającym 7.
    1. przewody elektromagnesu do drutu (polaryzacja nie jest czynnikiem wpływającym na działanie elektromagnesu). Odczekaj wystarczająco długość, aby dotrzeć do podłogi, gdzie zostanie umieszczone urządzenie do łamania. Użyj opasek zaciskowych lub innej formy mocowania, aby odciążyć drut.
    2. Zdejmij koniec zasilacza i podłącz go do pedału nożnego. Na koniec podłącz przewód do pedału nożnego w konfiguracji "wyłączonej" (normalnie otwartej). Przetestuj obwód, aby upewnić się, że elektromagnes jest włączony, gdy przełącznik nożny nie jest naciśnięty. To utrzyma barana przed złamaniem.
    3. Wydrukuj magnes montażowy (rysunki dodatkowe 8A i 8B) za pomocą urządzenia do wytwarzania przyrostowego lub obrób część z aluminium.
    4. Przymocuj elektromagnes do magnesu montażowego.
    5. Przymocuj 2 wsporniki narożne do wspornika belki - magnesu.
    6. W następującej kolejności przeciągnij magnes prętowy przez górny wspornik narożny i dodaj jedną nakrętkę 1/4 cala; magnes montażowy; dwie nakrętki 1/4 cala i dolny wspornik narożny. Zabezpiecz zespół dwiema nakrętkami 1/4 cala na każdym końcu.
  4. Kompletny montaż
    Uwaga: Rysunek techniczny całego zespołu znajduje się na rysunku uzupełniającym 9.
    1. Przymocuj podzespół magnesu do górnej powierzchni belki, wspornika — mocowanie na płycie.
    2. Dostosuj wyrównanie wspornika belki - magnes tak, aby magnes zazębiał się z prętem, Ram.
      UWAGA: Jeśli pręt nie zwalnia się po naciśnięciu pedału nożnego, zmniejsz powierzchnię styku między elektromagnesem a prętem, przesuwając wspornik belki - magnes.
    3. Obrobić maszynowo szczękę nogi zamków (rysunek uzupełniający 10).
    4. Przymocuj szczękę nogi dwóch wsporników do wspornika belki - sekcja szczęk. Po upuszczeniu końcówka barana powinna znajdować się w równej odległości od każdej szczęki.
    5. Umieść pęknięcie platformy (rysunki dodatkowe 11A i 11B) nad szczękami.
    6. Wydrukuj złamanie przyrządu do pozycjonowania (rysunki dodatkowe 12A i 12B) oraz sprawdzian sworznia przyrządu (rysunki uzupełniające 13A i 13B) za pomocą urządzenia do wytwarzania przyrostowego lub obrabiaj części z aluminium.
      UWAGA: Wymiary przyrządów zostaną obliczone w krokach optymalizacji opisanych w kroku 2.
    7. Przymocuj złamanie pozycjonujące przyrząd do pęknięcia platformy.
    8. Upewnij się, że głębokość uderzenia można regulować za pomocą dwóch nakrętek oporowych na siłowniku pręta.
    9. Upewnij się, że prędkość uderzenia można regulować, przesuwając magnes montażowy w górę iw dół.
    10. Upewnij się, że szerokość złamania można regulować, przesuwając szczękę nogi zamka bliżej lub dalej od siłownika.

2. Optymalizacja pęknięć

  1. Lokalizacja złamania
    1. Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie kończyny (kości udowej lub piszczelowej), która ma zostać złamana, w reprezentatywnej próbie 5 zwierząt poddanych eutanazji.
      UWAGA: Próbka powinna być dopasowana do próbek, które zostaną użyte w protokole eksperymentalnym na podstawie wieku, genotypu i płci. Nawet jeśli ostateczny protokół zakłada tylko jedną złamaną kończynę, zostaną użyte obie próbne kończyny.
    2. Ustaw kończynę styczną do wiązki promieniowania rentgenowskiego, aby uzyskać prawdziwe widoki boczne i przednie/tylne do kości. Umieść obiekt o znanych wymiarach na płaszczyźnie obrazowania, aby zapewnić skalę do analizy.
    3. Uwaga: W przypadku obrazowania kości udowych upewnij się, że kończyna jest w pełnym wyprostu, gdzie kość udowa znajduje się w tej samej płaszczyźnie osiowej co kość piszczelowa.
    4. Zaznacz pożądane miejsce złamania na zdjęciu rentgenowskim kończyny, która ma zostać złamana (Rysunek 1A - linia przerywana). Zmierz od stawu piętowo-piszczelowego do poziomu zaznaczonego złamania (Rysunek 1A). Obliczyć średnią długość pęknięcia (FL) dla wszystkich próbek do badań. Zmierz od wcięcia międzykłykciowego w przypadku złamań kości udowej.
  2. Przyrząd do pozycjonowania złamań
    1. Zmierz odległość od zewnętrznej powierzchni jednego kowadła nośnego do środka uderzenia gilotyny (CGI) (Rysunek 2). Odejmij CGI od FL, opisanego w kroku 2.1.4, aby obliczyć głębokość przyrządu do pozycjonowania pęknięć (JD). Maszynowo lub w 3D drukuj kanał w kształcie litery U o wysokości i szerokości równej kowadłu oraz głębokości równej JD (Rysunek 3A). Przykładowy rysunek techniczny i plik CAD znajdują się na rysunkach uzupełniających 12A i 12B.
      UWAGA: Gdy kończyna jest umieszczona w przyrządzie, grzbiet stopy powinien przylegać do powierzchni najbardziej oddalonej od uderzenia gilotyny. Zmodyfikuj kanał w kształcie litery U, jeśli wymagany jest dodatkowy prześwit dla kończyny.
    2. Umieść próbkę w aparacie do złamania w pozycji leżącej w przypadku złamań kości udowej lub w pozycji leżącej w przypadku złamań kości piszczelowej (Rysunek 4). Dociśnij grzbiet stopy do końca przyrządu do pozycjonowania złamań. Ręcznie wciśnij gilotynę, aż kończyna się złamie. Uzyskaj zdjęcie rentgenowskie złamanej kończyny, aby potwierdzić rozmiar przyrządu i miejsce złamania (Rysunek 2B).
    3. Zwiększ JD, jeśli lokalizacja złamania jest zbyt dystalna na kości, lub zmniejsz JD, jeśli lokalizacja złamania jest zbyt proksymalna kości.
  3. Stabilizacja parametrów pinu
    1. Długość szpilki: Korzystając z zdjęć rentgenowskich uzyskanych w kroku 2.1, zmierz długość kończyny (LL) od plateau piszczelowego do poziomu kostki tylnej w przypadku złamań kości piszczelowej lub wcięcia międzykłykciowego do krętarza większego w przypadku złamań kości udowej. Pomnóż długość kości przez 0,9, aby obliczyć długość szpilki (PL) (rysunki 1A i 3B).
    2. Szerokość szpilki: Korzystając z zdjęć rentgenowskich uzyskanych w kroku 2.1, zmierz minimalną średnicę rdzenia (MD) w złamanej kończynie (Rysunek 1A). Wybrać igłę o grubości w przybliżeniu odpowiadającej średnicy szpiku i długości większej niż 1,5 x PL.
      UWAGA: Przybliżony rozmiar pinu dla 14-tygodniowej myszy C57BL/6J to 22 G, 11/2 cala i 27 G, 11/4 cala odpowiednio dla kości udowej i piszczelowej.
  4. Sprawdzian do cięcia sworzni
    1. 2.4.1. Wydruk maszynowy lub 3D miernika o długości równej PL minus długość igły (CGL) ( Rysunek 3B; Rysunki uzupełniające 13A i 13B). Jeden koniec powinien mieć zwis, który opierałby się o piastę igły, a drugi powinien wskazywać, gdzie należy przeciąć szpilkę. Przykładowy rysunek techniczny i plik CAD znajdują się na rysunkach uzupełniających 13A i 13B.
  5. Stabilizacja śródszpikowego złamania trzpienia
    1. Korzystając z niezłamanych próbek z kroku 2.1, usuń włosy za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia lub kremu do depilacji od połowy kości piszczelowej do połowy kości udowej, odsłaniając staw kolanowy.
    2. Przypinanie kości piszczelowej: Włóż igłę przezskórnie bocznie do więzadła rzepki. Cofnij więzadło rzepki przyśrodkowo i wyrównaj końcówkę igły do osi kości piszczelowej. Wykonując ruch rozwiercający, delikatnie narusz płaskowyż kości piszczelowej i poprowadź igłę w dół jamy szpikowej.
    3. Przypinanie kości udowej: Włóż igłę przezskórnie bocznie do więzadła rzepki. Wycofaj więzadło rzepki przyśrodkowo i wyrównaj końcówkę igły z osią kości udowej w wcięciu międzykłykciowym. Wykonując ruch rozwiercający, delikatnie naruszyć powierzchnię stawową wcięcia międzykłykciowego i poprowadzić igłę w dół jamy szpikowej.
    4. Korzystając z miernika wyprodukowanego w kroku 2.4, rozwiercaj tak długo, aż odsłonięta igła będzie równa długości miernika. Cofnąć igłę, aby zapewnić wystarczająco dużo miejsca (~3 mm) do przecięcia igły na poziomie wskazanym przez miernik.
      UWAGA: Pamiętaj, aby podczas cięcia trzymać proksymalny (plastikowy) koniec igły, aby nie stał się niebezpiecznym pociskiem.
    5. Zaciśnij 0,3 mm dystalnego końca kołka za pomocą obcinaka do kołków, a następnie odetnij kołek na poziomie miernika. Zanurz szpilkę w powierzchni stawowej za pomocą pręta o średnicy 1,5 raza większej niż średnica igły.
      UWAGA: Zaciskanie zapobiega obracaniu się igły i migracji poprzez zwiększenie kontaktu igły z kością.
    6. Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie, aby potwierdzić, że igła rozciąga się na długość kanału szpikowego kończyny i nie wystaje z bliższego lub dystalnego końca (Rysunek 1C).
  6. Głębokość uderzenia
    1. Korzystając z zdjęć rentgenowskich uzyskanych w kroku 2.1, zmierz średnicę kory mózgowej na poziomie pożądanego złamania (Rysunek 1A). Obliczyć średnią średnicę kory mózgowej (CD) dla wszystkich próbek do badań.
    2. Umieścić sworznioną próbkę próbną z kroku 2.5 w urządzeniu do pękania za pomocą przyrządu do pozycjonowania złamania wyprodukowanego w kroku 2.2. Oprzyj siłownik udarowy na nieuszkodzonej kończynie.
      UWAGA: Nie pozwól, aby suwak spadł; Kość powinna pozostać nienaruszona podczas tego etapu optymalizacji.
    3. Zastosuj wystarczającą siłę w dół do suwaka, aby ścisnąć tkankę miękką, ale nie złamać kości. Dostosuj głębokość uderzenia (ID) do 0,75 x CD (Rysunek 2).
      UWAGA: Idealna głębokość uderzenia to 0,5 x CD podczas łamania kości bez tkanki miękkiej. Użycie 0,75 odpowiada za dodatkową kompresję tkanek miękkich.
  7. Szerokość kowadła
    1. Ustaw szerokość kowadła (AW) na 0,4 cm dla kości piszczelowej lub udowej myszy (Rysunek 2).
      UWAGA: W przypadku większych okazów, takich jak szczury, zalecana jest szersza szerokość.
  8. Waga siłownika
    1. Dla osobników mysich zalecana jest minimalna waga 250 g.
      UWAGA: W przypadku większych próbek można przykręcić dodatkowy ciężarek do suwaka (Rysunek 2).
  9. Prędkość uderzenia
    1. Ustaw wysokość zrzutu (DH) na 2 cm (Rysunek 2). Ustaw suwak w pozycji wyjściowej, podłączając go do aktywowanego elektromagnesu.
    2. Umieścić kończynę próbną w aparacie do złamania. Dociśnij grzbiet stopy do przyrządu do pozycjonowania złamań wyprodukowanego w kroku 2.2. Krótko naciśnij przełącznik nożny, aby zwolnić suwak, a następnie zresetuj go do pozycji wyjściowej.
    3. Zdjęcie rentgenowskie dotkniętej kończyny próbnej. Przeanalizuj kończynę pod kątem jakichkolwiek oznak złamania (Rysunek 1D).
      UWAGA: Może to być subtelne w przypadku używania niskich prędkości o kontrolowanej głębokości uderzenia.
    4. Jeśli nie dojdzie do złamania, powtórz kroki 2.9.1 - 2.9.3 i zwiększ wysokość upadku o 2 cm.
    5. Jeśli dojdzie do pęknięcia, zapisz wysokość spadku i pomnóż ją przez 1,1. To jest nowy DH.
    6. Korzystając z DH z kroku 2.9.5, złamać następną próbną kończynę.
    7. Jeśli nie dojdzie do złamania, powtórz kroki 2.9.1 - 2.9.6 i zwiększ wysokość spadania o 2 cm.
    8. Jeśli dojdzie do złamania, należy powtarzać kroki 2.9.6 - 2.9.7, aż zostaną wykorzystane wszystkie badane próbki. Zapisz końcową wartość DH i wszystkie parametry (FL, CGI, JD, PL, MD, PS, CGL, CD, ID, AW i RW) z optymalizacji. Zapisz wiek, płeć, genotyp i wagę próbek do próby.

3. Generowanie pęknięć stabilizowanych metodą zamkniętą

  1. Konfiguracji
    1. Sterylizuj cały sprzęt i instrumenty w autoklawie, zanurzeniu w gorących kulkach lub ich odpowiedniku.
    2. Umieść element grzejny na stole operacyjnym i ustaw go na optymalną temperaturę. Przykryj element obłożeniem chirurgicznym. Przygotuj 3 x 3 w2 serwetę chirurgiczną z kółkiem o średnicy 0,75 cala wyciętym pośrodku.
    3. Potwierdź regulację wieży szczelinowej przed każdą próbą (Rysunek 2). Ustaw ID, AW, RW i DH na wartości pochodzące z protokołu optymalizacji specyficznego dla płci, wieku i genotypu badanej próbki.
    4. Zważyć i zapisać masę ciała zwierzęcia.
  2. chirurgia
    1. Odpowiednio uspokaj mysz za pomocą wziewnych środków znieczulających (izofluran: 4-5% do indukcji; 1-2% do leczenia podtrzymującego) lub innego ustalonego protokołu znieczulenia laboratoryjnego. Częstość oddechów powinna wynosić 55 - 100 oddechów/min. Zwierzę nie powinno reagować na szczypanie palca tylnej kończyny.
    2. Pierwszą dawkę pooperacyjnej przeciwbólowej buprenorfiny należy podać (0,1 mg/kg podskórnie).
    3. Zastosuj smarowanie oka, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
    4. Usuń sierść zwierzęcia za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia od połowy kości piszczelowej do połowy kości udowej, odsłaniając staw kolanowy. Oczyść miejsce z nadmiaru włosów za pomocą niereaktywnej taśmy. Przygotuj miejsce przypinania wilgotnym wacikiem zwilżonym 70% EtOH. Powtórz w razie potrzeby, aby usunąć wszystkie włosy z obszaru nacięcia.
    5. Przygotuj i oczyść obszar przypinania alternatywnymi wacikami z jodonu powidonu i 70% EtOH. Użyj dwóch alternatywnych sekwencji wymazów, aby zapewnić sterylność.
    6. Następnie, po odpowiedniej dezynfekcji skóry, wokół pola operacyjnego umieszcza się serwetę.
    7. Przypnij kończynę, która ma zostać złamana, korzystając z protokołu opisanego w kroku 2.5. Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie, aby potwierdzić, że szpilka rozciąga się na długość kanału szpikowego, ale nie wystaje z bliższego lub dystalnego końca.
    8. Włącz elektromagnes i podłącz siłownik udarowy, aby ustawić go w pozycji wyjściowej.
    9. Umieść próbkę w aparacie do złamania, umieszczając ją w pozycji leżącej w przypadku złamań kości udowej lub w pozycji leżącej w przypadku złamań kości piszczelowej. Unieruchomioną kończynę należy umieścić w poprzek kowadeł i w przyrządzie do ustawiania złamania z grzbietem stopy przyciśniętym do zewnętrznej strony przyrządu.
    10. Naciskając stopę jedną ręką i upewniając się, że tylko kończyna znajduje się w obszarze docelowym siłownika uderzeniowego, krótko naciśnij przełącznik nożny, aby zwolnić suwak. Umieść suwak w pozycji wyjściowej.
    11. Uzyskaj zdjęcia rentgenowskie i potwierdź lokalizację i typ złamania.
  3. Postępowanie pooperacyjne
    1. Monitoruj zwierzę co 15 minut podczas jego rekonwalescencji po znieczuleniu, dopóki zwierzę nie odzyska przytomności, nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka i nie będzie w stanie chodzić. Upewnij się, że zwierzę jest w stanie poruszać się w ciągu 72 godzin.
    2. Trzymaj zwierzę indywidualnie, dopóki całkowicie nie wyzdrowieje.
    3. Utrzymuj analgezję przez okres 48 godzin za pomocą buprenorfiny (0,1 mg/kg podskórnie) podawanej co 12 godzin.
    4. Monitoruj i rejestruj stan zdrowia zwierzęcia codziennie przez 7 - 10 dni lub do eutanazji.
  4. Analiza po złamaniu
    1. Zmierz FL, PL, CD, MD i wzór złamania. Zapisz pomiary w pliku danych podstawowych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gilotyna używana wcześniej w naszym laboratorium została opracowana w 2004 roku i była oparta na modelach opublikowanych przez Einhorn21. Projekt nie pozwalał na korekty w celu odpowiedniego uwzględnienia jakichkolwiek różnic w morfologii kości i nie pozwalał na powtarzalne ustawienie kończyny. Ponadto poprzednia aparatura wymagała obsługi przez dwie osoby. W związku z tym zaprojektowaliśmy, wykonaliśmy i zbudowaliśmy nowy aparat do pękania. Głównym założeniem proj...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół optymalizacji i generowania złamań zapewnia naukowcom skuteczną metodę określania parametrów złamania i wykonywania minimalnie inwazyjnej procedury, która powoduje precyzyjne, powtarzalne złamania poprzeczne. Ponadto protokół ten ustanawia wspólny zestaw parametrów generowania pęknięć, co sprzyja spójności metod wśród badaczy. Parametry te umożliwią stworzenie wspólnej bazy danych złamań w celu ustalenia standardów złamań w oparciu o różne parametry (np. wiek, płeć, płeć i genotyp). Optymalizacja zm...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases of the National Institutes of Health pod numerem nagrody F30AR071201 i R01AR066028.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
PodzespółRysunek uzupełniający 1
Belka, podpora--Przekrój szczęk 80/201003 x 9,00w/ #7042 w A, C, w lewej
belce końcowej, podpora--Przekrój poziomy80/20Belka 1002 x 14,00
podpora--Pionowa 180/201050 x 10,50 z #7042 na A w lewym końcu i na A w prawym końcu
Belka, podpora--Pionowa 280/201010 x 10.50 z #7042 w D, B w lewym końcu i w A w prawym końcu
Belka, wspornik - montaż na płycie80/201030 x 8,00 z #7036 na lewym końcu
Belka, wspornik--Magnes80/201010 x 13,50 z #7042 w A, C, po prawej stronie
Kotwy (3)80/203392
Podwójna kotwa (3)80/203091
Zespół (6)80/2033861/4-20 x 3/8 "
Śruba z kulistym (6)80/2036041/4-20 x 3/4"
Podzespół siłownikaRysunek uzupełniający 2
Blok, stopNiestandardowyrysunek uzupełniający 3
blok, prowadnicaniestandardowarysunek uzupełniający 3
pręt, suwakniestandardowyrysunek uzupełniający 4
śruba wyrównującaniestandardowadodatkowa ilustracja 5
płyta, montażniestandardowyrysunek uzupełniający 6
liniowe łożysko ślizgowe (2)McMaster-Carr8649T2
Nakrętka sześciokątna (3)McMaster-Carr92673A1253/8-16 Śruba
z gniazdowym UNC (8)McMaster-Carr92196A1084/40 x 3/8"
Śruba z walcowym (6)McMaster-Carr92196A0324/40 x 1 1/8"
Śruba z walcowym (1)McMaster-Carr92196A267 10/32 3/8"
Magnet SubassemblyRysunek uzupełniający 7
Mocowanie, magnesNiestandardowyRysunek uzupełniający 8
ZasilanieMcMaster-Carr70235K23
Przełącznik nożnyMcMaster-Carr7376k2
ElektromagnesMcMaster-Carr5698k111
Drut - 10 stópMcMaster-Carr9936k12
Pręt, magnesMcMaster-Carr95412A5661/4 "Pręt gwintowany x 7
Wspornik narożny (6)80/204108
Śruba z walcowym (1)McMaster-Carr92196A70510/32 1 1/4 "
Nakrętka sześciokątna (4)McMaster-Carr92673A1131/4-20 UNC
Kompletny montażRysunek uzupełniający 9
Wspornik, szczęka nogi (2)Niestandardowyrysunek uzupełniający 10
Platforma, złamanieNiestandardowyrysunek uzupełniający 11
Przyrząd, pozycjonowanie-złamanieRysunekuzupełniający 12
Inny
obcinak do szpilekMateriały i sprzęt medycznyIgły 150S
SigmaZ192430, Z192376 23g x 1.5" - kość udowa myszy, 27g x 1.25" - kość piszczelowa myszy
, "

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. BMUS: The Burden of Musculoskeletal Diseases in the United States. , Available from: http://www.boneandjointburden.org/ (2014).
  2. Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
  3. Nguyen, N. D., Ahlborg, H. G., Center, J. R., Eisman, J. A., Nguyen, T. V. Residual lifetime risk of fractures in women and men. Journal of Bone and Mineral Research: The Official Journal of the American Society for Bone and Mineral Research. 22 (6), 781-788 (2007).
  4. Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. A model for intramembranous ossification during fracture healing. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 20 (5), 1091-1098 (2002).
  5. Cheung, K. M. C., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. E. An externally fixed femoral fracture model for mice. Journal of Orthopaedic Research. 21 (4), 685-690 (2003).
  6. Connolly, C. K., et al. A reliable externally fixated murine femoral fracture model that accounts for variation in movement between animals. Journal of Orthopaedic Research. 21 (5), 843-849 (2003).
  7. Histing, T., et al. An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model. Journal of Orthopaedic Research. 28 (3), 397-402 (2010).
  8. Gröngröft, I., et al. Fixation compliance in a mouse osteotomy model induces two different processes of bone healing but does not lead to delayed union. Journal of Biomechanics. 42 (13), 2089-2096 (2009).
  9. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 97-101 (1984).
  10. Huang, C., et al. The spatiotemporal role of COX-2 in osteogenic and chondrogenic differentiation of periosteum-derived mesenchymal progenitors in fracture repair. PloS One. 9 (7), 100079(2014).
  11. Waki, T., et al. Profiling microRNA expression during fracture healing. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 83(2016).
  12. Yee, C. S., et al. Sclerostin antibody treatment improves fracture outcomes in a Type I diabetic mouse. Bone. 82, 122-134 (2016).
  13. Wong, E., et al. A novel low-molecular-weight compound enhances ectopic bone formation and fracture repair. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 95 (5), 454-461 (2013).
  14. Prodinger, P. M., et al. Does Anticoagulant Medication Alter Fracture-Healing? A Morphological and Biomechanical Evaluation of the Possible Effects of Rivaroxaban and Enoxaparin Using a Rat Closed Fracture Model. PloS One. 11 (7), 0159669(2016).
  15. Menzdorf, L., et al. Local pamidronate influences fracture healing in a rodent femur fracture model: an experimental study. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 255(2016).
  16. Hagiwara, Y., et al. Fixation stability dictates the differentiation pathway of periosteal progenitor cells in fracture repair. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 33 (7), 948-956 (2015).
  17. Gardner, M. J., et al. Differential fracture healing resulting from fixation stiffness variability: a mouse model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 16 (3), 298-303 (2011).
  18. Catma, M. F., et al. Remote ischemic preconditioning enhances fracture healing. Journal of Orthopaedics. 12 (4), 168-173 (2015).
  19. Lichte, P., et al. Impaired Fracture Healing after Hemorrhagic Shock. Mediators of Inflammation. 2015, 132451(2015).
  20. Lopas, L. A., et al. Fractures in geriatric mice show decreased callus expansion and bone volume. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (11), 3523-3532 (2014).
  21. Bonnarens, F., Einhorn, T. A. Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone. Journal of orthopaedic research. 2 (1), 97-101 (1984).
  22. Marturano, J. E., et al. An improved murine femur fracture device for bone healing studies. Journal of Biomechanics. 41 (6), 1222-1228 (2008).
  23. Jackson, R. W., Reed, C. A., Israel, J. A., Abou-Keer, F. K., Garside, H. Production of a standard experimental fracture. Canadian Journal of Surgery. Journal Canadien De Chirurgie. 13 (4), 415-420 (1970).
  24. Byrne, M., Cleveland, B., Marturano, J., Wixted, J., Billiar, K. Design of a reproducible murine femoral fracture device. Conference: Bioengineering Conference, 2007. NEBC '07. IEEE 33rd Annual Northeast. , (2007).
  25. Carter, D. R., Hayes, W. C. Compact bone fatigue damage-I. Residual strength and stiffness. Journal of Biomechanics. 10 (5), 325-337 (1977).
  26. McGee, A., Qureshi, A., Porter, K. Review of the biomechanics and patterns of limb fractures. Trauma. 6 (1), 29-40 (2004).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Fracture Apparatus DesignClosed stabilized FracturesRodent Fracture ModelFracture Positioning JigImpact Depth OptimizationDrop Height CalibrationTibia Fracture ProtocolFemur Fracture ProtocolRadiographic Fracture AnalysisSimple Transverse Fracture

Related Articles