Method Article

Charakterystyka fizyczna pojedynczych nanocząstek metalicznych w wysokiej rozdzielczości

DOI:

10.3791/58257

⸱

June 28th, 2019

 ,  ,  , 
1Physical Measurement Laboratory, National Institute of Standards and Technology, 2Department of Chemical Engineering, Columbia University, 3Department of Applied Physics and Applied Math, Columbia University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do wykrywania dyskretnych klastrów tlenu metali, polioksometalanów (POM), na granicy pojedynczej cząsteczki za pomocą biologicznej platformy elektronicznej opartej na nanoporach. Metoda ta stanowi komplementarne podejście do tradycyjnych narzędzi chemii analitycznej stosowanych w badaniu tych cząsteczek.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Poszczególne cząsteczki mogą być wykrywane i charakteryzowane poprzez pomiar stopnia, w jakim redukują prąd jonowy przepływający przez pojedynczy por w skali nanometrowej. Sygnał jest charakterystyczny dla właściwości fizykochemicznych cząsteczki i jej interakcji z porami. Pokazujemy, że nanopory utworzone przez egzotoksynę białka bakteryjnego Staphylococcus aureus alpha hemolysin (αHL) mogą wykrywać polioksometalany (POM, anionowe klastry tlenu metali) na granicy pojedynczej cząsteczki. Ponadto jednocześnie mierzy się wielokrotne produkty degradacji kwasu 12-fosfatungstycznego POM (PTA,H3PW12O40) w roztworze. Czułość pojedynczej cząsteczki metody nanoporowej pozwala na scharakteryzowanie POM przy znacznie niższych stężeniach niż wymagane do spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR). Technika ta może posłużyć jako nowe narzędzie dla chemików do badania właściwości molekularnych polioksometalanów lub innych klastrów metalicznych, aby lepiej zrozumieć procesy syntezy POM i być może poprawić ich wydajność. Hipotetycznie za pomocą tej metody można by zbadać położenie danego atomu, czyli rotację fragmentu w cząsteczce, a także stopień utlenienia metalu. Ponadto ta nowa technika ma tę zaletę, że umożliwia monitorowanie cząsteczek w roztworze w czasie rzeczywistym.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykrywanie analitów biomolekularnych na poziomie pojedynczej cząsteczki może odbywać się za pomocą nanoporów i pomiaru modulacji prądu jonowego. Zazwyczaj nanopory dzielą się na dwie kategorie w zależności od ich wytwarzania: biologiczne (samoorganizujące się z białka lub origami DNA)1,2,3, lub półprzewodnikowe (np. wyprodukowane za pomocą narzędzi do przetwarzania półprzewodników)4,5. Podczas gdy nanopory w stanie stałym sugerowano jako potencjalnie bardziej wytrzymałe fizycznie i mogą być stosowane w szerokim zakresie warunków roztworu, nanopory białkowe do tej pory oferowały większą czułość, większą odporność na zanieczyszczenia, większą szerokość pasma, lepszą selektywność chemiczną i większy stosunek sygnału do szumu.

Różnorodne kanały jonów białkowych, takie jak ten utworzony przez Staphylococcus aureus α-hemolizynę (αHL), mogą być używane do wykrywania pojedynczych cząsteczek, w tym jonów (np. H+ i D+)2,3, polinukleotydy (DNA i RNA)6,7,8, uszkodzone DNA9, polypeptides10, białka (złożone i rozłożone)11, polimery (glikol polietylenowy i inne)12,13,14, nanocząstki złota15,16,17,18,19 i inne syntetyczne cząsteczki20.

Niedawno pokazaliśmy, że nanopory αHL mogą również łatwo wykrywać i charakteryzować klastry metali, polioksometalany (POM), na poziomie pojedynczej cząsteczki. POM to dyskretne anionowe klastry tlenu z metalu anionowego w nanoskali, które zostały odkryte w 182621 i od tego czasu zsyntetyzowano wiele innych typów. Różne rozmiary, struktury i składy pierwiastkowe polioksometalanów, które są obecnie dostępne, doprowadziły do szerokiego zakresu właściwości i zastosowań, w tym chemii22,23, katalizy24, materiałoznawstwo25,26 oraz badania biomedyczne27,28,29.

Synteza POM to proces samoorganizacji, zazwyczaj przeprowadzany w wodzie, poprzez mieszanie wymaganych stechiometrycznie ilości monomerycznych soli metali. Po uformowaniu POM wykazują dużą różnorodność rozmiarów i kształtów. Na przykład struktura polianionowa Keggin, XM12O40q- składa się z jednego heteroatomu (X) otoczonego czterema tlenami, tworząc czworościan (q jest ładunkiem). Heteroatom jest centralnie umieszczony w klatce utworzonej przez 12 oktaedrycznych jednostek MO6 (gdzie M = metale przejściowe na wysokim stopniu utlenienia), które są połączone ze sobą sąsiednimi wspólnymi atomami tlenu. Podczas gdy struktura polioksometalanów wolframu jest stabilna w warunkach kwaśnych, jony wodorotlenkowe prowadzą do hydrolitycznego rozszczepienia wiązań metal-tlen (M-O) 30. Ten złożony proces powoduje utratę jednej lub więcej podjednostek oktaedrycznych MO6, co prowadzi do powstania gatunków jednowakantowych i trójwakantowych, a ostatecznie do całkowitego rozkładu POM. Nasza dyskusja tutaj ograniczy się do produktów częściowego rozkładu kwasu 12-fosfatungstycznego o pH 5,5 i 7,5.

Celem tego protokołu jest wykrywanie dyskretnych klastrów tlenu metalowego na granicy pojedynczej cząsteczki za pomocą biologicznej platformy elektronicznej opartej na nanoporach. Metoda ta pozwala na wykrycie skupisk metalicznych w roztworze. Wiele gatunków w roztworze można rozróżnić z większą czułością niż konwencjonalne metody analityczne33. Dzięki niemu można wyjaśnić subtelne różnice w strukturze POM i to w stężeniach znacznie niższych niż te wymagane do spektroskopii NMR. Co ważne, takie podejście pozwala nawet na dyskryminację form izomerycznych Na8HPW9O341.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uwaga: Poniższy protokół jest specyficzny dla systemu Nanopatch DC firmy Electronic BioSciences (EBS). Można go jednak łatwo dostosować do innych aparatów elektrofizjologicznych używanych do pomiaru prądu przez płaskie dwuwarstwowe błony lipidowe (standardowa komora membranowa dwuwarstwowa lipidowa, geometria rurki U, ciągnięte mikrokapilary itp.). Identyfikacja materiałów handlowych i ich źródeł ma na celu opisanie wyników doświadczalnych. W żadnym wypadku identyfikacja ta nie oznacza rekomendacji Narodowego Instytutu Standaryzacji i Technologii ani nie oznacza, że materiały są najlepsze z dostępnych.

1. Przygotowanie roztworu i analitu

  1. Przygotuj wszystkie roztwory elektrolitów z wodą o stężeniu 18 MΩ-cm z systemu oczyszczania wody typu 1 w celu usunięcia śladowych ilości organicznych, a następnie przefiltruj wszystkie roztwory elektrolitów przez filtr próżniowy 0,22 μm bezpośrednio przed zapisem kanału jonowego.
    nuta: Jakość wody jest kluczowym czynnikiem wpływającym na stabilność i długowieczność systemu nanoporów membranowych.
  2. Dziki typ αHL.
    1. Przestrzegaj środków ostrożności MSDS podczas obchodzenia się z białkiem toksyny αHL.
    2. Wymieszać liofilizowany monomeryczny proszek S. aureus α-hemolizyny typu dzikiego (αHL) z 18 MΩ-cm wody o stężeniu 1 mg/ml. Rozprowadzić od 10 do 30 μl podwielokrotności próbki do kriobezpiecznych probówek wirówkowych, szybko błyskawicznie zamrozić w ciekłym azocie, a następnie przechowywać w temperaturze -80 °C. Alternatywnie należy użyć oczyszczonej, wstępnie uformowanej heptamerycznej αHL31.
  3. Rozpuścić lipidową 1,2-difitanoilo-sn-glicero-3-fosfocholinę (DPhyPC) do 0,2 mg/ml w n-dekanie w szklanej fiolce scyntylacyjnej o pojemności 4 ml z kapslem pokrytym politetrafluoroetyleneflonem. Roztwór należy przechowywać w temperaturze 4 °C do wielokrotnego użycia przez okres do jednego miesiąca.
  4. Przygotować roztwory kwasu fosfowolframowego.
    1. Przestrzegać środków ostrożności MSDS podczas obchodzenia się z kwasem fosfowolframowym w proszku i przygotować 2 mM roztwór podstawowy kwasu fosfowolframowego, rozpuszczając 57,6 mg H3PW12O40 w 10 ml roztworu 1 M NaCl i 10 mM NaH2PO4, który stanowi roztwór podstawowy.
    2. Weź 5 ml tego roztworu i dostosuj pH do 5,5 za pomocą 3 M NaOH. Doprowadzić pH pozostałych 5 ml roztworu podstawowego do 7,5 za pomocą 3 M NaOH.
      nuta: Przy pH 5,5 kwas 12-fosfowolframowy (PTA,H3PW12O40) rozkłada się głównie na anion monowakantowy [PW11O39]7-.

2. Zespół komórki testowej

  1. Zmontuj komórkę testową zgodnie z instrukcjami producenta.
  2. Namocz jeden drut Ag/AgCl w wybielaczu (podchloryn sodu) na 10 minut po przetarciu papierem ściernym o ziarnistości 600. Umieść elektrodę wewnątrz kwarcowej membrany nanoporowej (QNM).
  3. Umieść cylindryczną elektrodę z granulkami AgCl osadzoną w srebrnym drucie na zewnątrz QNM.
  4. Po skonfigurowaniu komórki testowej włącz zasilanie i program do akwizycji danych. Upewnij się, że odczyt prądu stałego wynosi 0 pA w przypadku braku roztworu w komorze testowej.
  5. Użyj strzykawki podłączonej do ogniwa testowego za pomocą przewodu płynu, aby dodać buforowany roztwór elektrolitu powyżej powierzchni QNM i upewnić się, że prąd jonowy nasyca amplifier. Jeśli tak się nie stanie, QNM może być zatkany. Zastosuj napięcie pop (± 1 V) i/lub ciśnienie większe niż 300 mm Hg, aby je usunąć. Jeśli to zadziała, zmniejsz napięcie i ciśnienie.

3. Tworzenie dwuwarstwowych lipidów

  1. Napełnij roztwór w komorze testowej tak, aby poziom roztworu znajdował się znacznie powyżej powierzchni QNM. Następnie obniż poziom roztworu za pomocą strzykawki poniżej twarzy, tak aby prąd zmniejszył się do zera.
  2. Zanurzyć końcówkę pipety o pojemności 10 μl w fiolce z lipidami. Naciśnij tylny koniec końcówki pipety i postukaj nią w bok fiolki, aby usunąć wszystkie widoczne lipidy.
  3. Przyłóż końcówkę pipety do granicy faz powietrze-woda roztworu w komorze testowej, gdy poziom roztworu znajduje się powyżej powierzchni QNM i odczekaj od dwóch do pięciu minut, aż lipid rozprowadzi się równomiernie.
  4. Powoli obniż poziom roztworu poniżej powierzchni QNM, aż prąd się nasyci, a następnie powoli podnieś poziom roztworu poza powierzchnię QNM, aby utworzyć dwuwarstwową błonę lipidową.
    1. Gdy wydaje się, że tworzy się dwuwarstwa (tj. gdy prąd spadnie do zera), spróbuj przebić ją kilka razy, zwiększając ciśnienie i upewnij się, że QNM nie jest zatkany. Aby zreformować dwuwarstwową błonę lipidową, obniż poziom roztworu poniżej powierzchni QNM i powoli go podnieś.
  5. Jeśli dwuwarstwowa błona lipidowa nie utworzyła się za pierwszym razem, opuść roztwór poniżej twarzy i ponownie go podnieś. Jeśli nie utworzy się po 3 próbach, dodaj więcej lipidów, jak opisano w 3.2 i 3.3.
  6. Po uformowaniu membrany należy ustawić przesunięcie prądu na zero, gdy przyłożony potencjał wynosi zero.

4. αFormacja porów HL

  1. Dodać 2,5 ng oczyszczonej, wstępnie uformowanej próbki białka heptamerycznego αHL (lub 250 ng monomerycznej αHL) do badanej komórki (objętość ≈ 200 μl), aby umożliwić tworzenie kanałów.
  2. Zwiększ ciśnienie na dwuwarstwie za pomocą gazoszczelnej strzykawki (Rysunek 1) po utworzeniu dwuwarstwy, aby rozszerzyć membranę z QNM i ułatwić wprowadzenie nanoporów. Podnieś zastosowane ciśnienie wsteczne zwykle w zakresie od 40 do 200 mmHg, w zależności od każdego QNM.
    nuta: Oprogramowanie EBS posiada funkcję automatycznego wstawiania, która stosuje wyższe odchylenie (zwykle od 200 do 400 mV) w celu wywołania tworzenia porów, a następnie automatycznie zmniejsza żądane napięcie do odchylenia pomiaru, gdy utworzy się pojedynczy kanał.
  3. Po utworzeniu się nanoporów zmniejsz przeciwciśnienie do około 1⁄2 ciśnienia wprowadzania. Jeśli zaobserwujesz wiele kanałów, usuń je, znacznie zmniejszając ciśnienie.

5. Metaliczny podział klastrów w nanoporach

  1. Aby uwzględnić nierównowagę elektrod, ustaw napięcie niezrównoważenia DC w taki sposób, aby gdy przyłożony potencjał jest ustawiony na zero, nie było mierzonego prądu.
  2. Przed dodaniem próbki POM należy przeprowadzić eksperyment kontrolny, aby upewnić się, że w zbiorniku nie ma zanieczyszczeń (np. śladowych ilości POM z poprzedniego doświadczenia). W szczególności należy uzyskać ślad prądu jonowego pod przyłożonym potencjałem od +120 mV do -120 mV przy braku jakichkolwiek POM, aby sprawdzić, czy nie ma spontanicznych blokad prądowych.
    nuta: Ze względu na asymetryczną strukturę kanału αHL (Rysunek 1), wielkość prądu jonowego będzie różna dla dodatnich i ujemnych przyłożonych potencjałów. Stosunek zmierzonego prądu do tego przyłożonego napięcia wskazuje na orientację αnanoporów HL w membranie.
  3. Dodać próbkę POM, przepłukując zbiornik metalowym roztworem klastra o stężeniu 1–5 μM. Alternatywnie, załaduj próbkę do kapilary przed złożeniem ogniwa, aby zbadać podział POM na drugi koniec kanału αHL.
  4. Rejestruj prąd jonowy za pomocą oprogramowania producenta do wykrywania przejściowych blokad prądowych spowodowanych partycjonowaniem poszczególnych POM na nanopory. Oszacuj właściwości fizyczne i chemiczne cząsteczki na podstawie głębokości blokady prądu jonowego, częstotliwości zdarzeń i rozkładu czasu przebywania blokad.

6. Zapisy kanałów jonowych i analiza danych

  1. Rejestruj pomiary szeregów czasowych prądów jonowych za pomocą wzmacniacza o wysokiej impedancji i niskim poziomie szumów oraz systemu akwizycji danych. Pomiary należy wykonywać przy przyłożonym napięciu -120 mV (względem strony kanału cis) dla każdego pH.
  2. Zastosuj dolnoprzepustowy 8-biegunowy filtr Bessela 100 kHz do sygnału, który jest następnie digitalizowany z częstotliwością 500 kHz (tj. 2 μs/punkt). Wyodrębnij zdarzenia z szeregów czasowych i przeanalizuj zdarzenia za pomocą algorytmu ADEPT w pakiecie oprogramowania MOSAIC32,33.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich dwóch dekad nanometrowe pory białek związanych z błoną zostały zademonstrowane jako wszechstronne czujniki pojedynczych cząsteczek. Pomiary oparte na nanoporach są stosunkowo proste do wykonania. Dwie komory wypełnione roztworem elektrolitu są oddzielone nanoporem osadzonym w elektrycznie izolującej membranie lipidowej. Albo wzmacniacz patch-clamp, albo zewnętrzny zasilacz zapewnia potencjał elektrostatyczny w poprzek nanoporów za pośrednictwem elektrod Ag/AgCl ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ze względu na swój ładunek anionowy, POM prawdopodobnie wiążą się z organicznymi kationami przeciwstawnymi poprzez oddziaływania elektrostatyczne. Dlatego ważne jest, aby zidentyfikować właściwe warunki roztworu i odpowiednie środowisko elektrolitów (zwłaszcza kationy w roztworze), aby uniknąć skomplikowanego tworzenia się POM. Szczególną ostrożność należy zachować przy wyborze bufora. Na przykład szybkość wychwytywania POM z roztworami buforowanymi tris(hydroksymetylo)aminometanem i kwasem cytrynowym jest znacznie niższ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jesteśmy wdzięczni za wsparcie finansowe od Europejskiej Organizacji Biologii Molekularnej na stypendium podoktorskie (dla J.E.) oraz grant od NIH NHGRI (dla J.J.K.). Dziękujemy za pomoc profesorom Jingyue Ju i Sergeyowi Kalachikovowi (Columbia University) za dostarczenie heptamerycznego αHL oraz za inspirujące dyskusje z profesorem Josephem Reinerem (Virginia Commonwealth University).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Nanopatch DC SystemElectronic Biosciences, Inc., EBS
Millipore LC-PAKMillipore Filtr
1,2-Diphytanoyl-sn-Glycero-3-Phosphocholine (DPhPC)Avanti Polar Lipids, Alabaster, AL850356P
Dekan, ReagentPlus, ≥ 99%,Sigma-AldrichD901
&alfa; HLList Biological Laboratories, Campbell, CA
Drut Ag ElektrodaAlfa Aesar
2 mm Ag / AgClIn Vivo MetrycznyE202
System wzmacniacza o wysokiej impedancjiElectronic Biosciences, San Diego, CA
kapilary kwarcowe niestandardowe
ogniwo
Przetwarzanie i analiza danych MOZAIKAhttps://pages.nist.gov/mosaic/
Hydrat kwasu fosfatungstycznegoSigma-Aldrich455970
Chlorek soduSigma-AldrichS3014
Sodu fosforan jednozasadowyjednowodny Sigma-Aldrich71507
próżniowy Millipore dyskowa testowe z poliwęglanu

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ettedgui, J., Kasianowicz, J. J., Balijepalli, A. Single molecule discrimination of heteropolytungstates and their Isomers in solution with a nanometer-scale pore. Journal of the American Chemical Society. 138 (23), 7228-7231 (2016).
  2. Bezrukov, S., Kasianowicz, J. Current noise reveals protonation kinetics and number of ionizable sites in an open protein ion channel. Physical Review Letters. 70 (15), 2352-2355 (1993).
  3. Kasianowicz, J. J., Bezrukov, S. M. Protonation dynamics of the alpha-toxin ion channel from spectral analysis of pH-dependent current fluctuations. Biophysj. 69 (1), 94-105 (1995).
  4. Please, T. R., Ayub, M. Solid-State Nanopore. Engineered Nanopores for Bioanalytical Applications. , Elsevier Inc. 121-140 (2013).
  5. Dekker, C. Solid-state nanopores. Nature Nanotechnology. 2 (4), 209-215 (2007).
  6. Kasianowicz, J. J., Brandin, E., Branton, D., Deamer, D. W. Characterization of individual polynucleotide molecules using a membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13770-13773 (1996).
  7. Akeson, M., et al. Microsecond time-scale discrimination among polycytidylic acid, polyadenylic acid, and polyuridylic acid as homopolymers or as segments within single RNA molecules. Biophysical Journal. 77 (6), 3227-3233 (1999).
  8. Singer, A., Meller, A. Nanopore-based Sensing of Individual Nucleic Acid Complexes. Israel Journal of Chemistry. 49 (3-4), 323-331 (2010).
  9. Jin, Q., Fleming, A. M., Burrows, C. J., White, H. S. Unzipping kinetics of duplex DNA containing oxidized lesions in an α-hemolysin nanopore. Journal of the American Chemical Society. 134 (26), 11006-11011 (2012).
  10. Halverson, K. M., et al. Anthrax biosensor, protective antigen ion channel asymmetric blockade. Journal of Biological Chemistry. 280 (40), 34056-34062 (2005).
  11. Oukhaled, G., et al. Unfolding of proteins and long transient conformations detected by single nanopore recording. Physical Review Letters. 98 (15), 158101(2007).
  12. Reiner, J. E., Kasianowicz, J. J., Nablo, B. J., Robertson, J. W. F. Theory for polymer analysis using nanopore-based single-molecule mass spectrometry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (27), 12080-12085 (2010).
  13. Robertson, J. W. F., et al. Single-molecule mass spectrometry in solution using a solitary nanopore. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8207-8211 (2007).
  14. Baaken, G., Ankri, N., Schuler, A. -K., Rühe, J., Behrends, J. C. Nanopore-based single-molecule mass spectrometry on a lipid membrane microarray. ACS Nano. 5 (10), 8080-8088 (2011).
  15. Angevine, C. E., Chavis, A. E., Kothalawala, N., Dass, A., Reiner, J. E. Enhanced single molecule mass spectrometry via charged metallic clusters. Analytical Chemistry. 86 (22), 11077-11085 (2014).
  16. Astier, Y., Uzun, O., Stellacci, F. Electrophysiological study of single gold nanoparticle/alpha-Hemolysin complex formation: a nanotool to slow down ssDNA through the alpha-Hemolysin nanopore. Small. 5 (11), 1273-1278 (2009).
  17. Chavis, A. E., Brady, K. T., Kothalawala, N., Reiner, J. E. Voltage and blockade state optimization of cluster-enhanced nanopore spectrometry. Analyst. 140 (22), 7718-7725 (2015).
  18. Campos, E., et al. Sensing single mixed-monolayer protected gold nanoparticles by the α-hemolysin nanopore. Analytical Chemistry. 85 (21), 10149-10158 (2013).
  19. Campos, E., et al. The role of Lys147 in the interaction between MPSA-gold nanoparticles and the α-hemolysin nanopore. Langmuir. 28 (44), 15643-15650 (2012).
  20. Baaken, G., et al. High-Resolution Size-Discrimination of Single Nonionic Synthetic Polymers with a Highly Charged Biological Nanopore. ACS Nano. 9 (6), 6443-6449 (2015).
  21. Berzelius, J. J. Beitrag zur näheren Kenntniss des Molybdäns. Annalen Der Physik. 82 (1), 369-392 (1826).
  22. Long, D. -L., Burkholder, E., Cronin, L. Polyoxometalate clusters, nanostructures and materials: from self assembly to designer materials and devices. Chemical Society Reviews. 36 (1), 105-121 (2007).
  23. Muller, A., et al. Polyoxovanadates: High-nuclearity spin clusters with interesting host-guest systems and different electron populations. Synthesis, spin organization, magnetochemistry, and spectroscopic studies. Inorganic Chemistry. 36 (23), 5239-5250 (1997).
  24. Rausch, B., Symes, M. D., Chisholm, G., Cronin, L. Decoupled catalytic hydrogen evolution from a molecular metal oxide redox mediator in water splitting. Science. 345 (6202), 1326-1330 (2014).
  25. Dolbecq, A., Dumas, E., Mayer, C. R., Mialane, P. Hybrid organic-inorganic polyoxometalate compounds: from structural diversity to applications. Chemical Reviews. 110 (10), 6009-6048 (2010).
  26. Busche, C., et al. Design and fabrication of memory devices based on nanoscale polyoxometalate clusters. Nature. 515 (7528), 545-549 (2014).
  27. Pope, M., Müller, A. Polyoxometalates: From Platonic Solids to Anti-Retroviral Activity. 10, Springer Science & Business Media. Dordrecht. (2012).
  28. Rhule, J. T., Hill, C. L., Judd, D. A., Schinazi, R. F. Polyoxometalates in medicine. Chemical Reviews. 98 (1), 327-358 (1998).
  29. Gao, N., et al. Transition-metal-substituted polyoxometalate derivatives as functional anti-amyloid agents for Alzheimer's disease. Nature Communications. 5, 3422(2014).
  30. Pope, M. T. Heteropoly and Isopoly Oxometalates. 8, Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1983).
  31. Braha, O., et al. Designed protein pores as components for biosensors. Chemistry & Biology. 4 (7), 497-505 (1997).
  32. Forstater, J. H., et al. MOSAIC: A modular single-molecule analysis interface for decoding multistate nanopore data. Analytical Chemistry. 88 (23), 11900-11907 (2016).
  33. Balijepalli, A., et al. Quantifying Short-Lived Events in Multistate Ionic Current Measurements. ACS Nano. 8, 1547-1553 (2014).
  34. Misakian, M. M., Kasianowicz, J. J. J. Electrostatic influence on ion transport through the alphaHL channel. Journal of Membrane Biology. 195 (3), 137-146 (2003).
  35. Piguet, F., et al. Identification of single amino acid differences in uniformly charged homopolymeric peptides with aerolysin nanopore. Nature Communication. 9 (966), (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Nanopore DetectionAlpha HemolysinPolyoxometalate AnalysisSingle Molecule DetectionIonic Current MeasurementLipid Bilayer FormationElectrophysiology ApparatusPhosphotungstic AcidMembrane FormationReal time Monitoring

Related Articles