Artykuł metodologiczny

Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

DOI:

10.3791/58296

⸱

10 września 2018

 ,  , 
1Department of Chemical Engineering, University of Utah, 2Huntsman Cancer Institute, University of Utah

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wytwarzanie urządzeń mikroprzepływowych z MY133-V2000 w celu wyeliminowania artefaktów, które często powstają w mikrokanałach z powodu niezgodności współczynników załamania światła między strukturami mikrokanalików a roztworem wodnym. Protokół ten wykorzystuje akrylowy uchwyt do ściskania zamkniętego urządzenia, poprawiając przyczepność zarówno chemicznie, jak i mechanicznie.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Użycie urządzeń mikroprzepływowych stało się narzędziem definiującym zastosowania biomedyczne. W połączeniu z nowoczesnymi technikami mikroskopowymi, urządzenia te mogą być wdrażane jako część solidnej platformy zdolnej do jednoczesnego wykonywania pomiarów uzupełniających. Podstawowym wyzwaniem powstałym w wyniku połączenia tych dwóch technik jest niezgodność współczynnika załamania światła między materiałami tradycyjnie stosowanymi do produkcji urządzeń mikroprzepływowych a roztworami wodnymi zwykle stosowanymi w biomedycynie. Ta niezgodność może powodować powstawanie artefaktów optycznych w pobliżu krawędzi kanału lub urządzenia. Jednym z rozwiązań jest zmniejszenie współczynnika załamania światła materiału użytego do produkcji urządzenia poprzez zastosowanie fluorowanego polimeru, takiego jak MY133-V2000, którego współczynnik załamania światła jest podobny do współczynnika załamania światła wody (n = 1,33). W tym miejscu zademonstrowano budowę urządzenia mikroprzepływowego wykonanego z MY133-V2000 przy użyciu technik miękkiej litografii, wykorzystującego plazmęO2 w połączeniu z akrylowym uchwytem w celu zwiększenia przyczepności między urządzeniem wyprodukowanym przez MY133-V2000 a substratem polidimetylosiloksanu (PDMS). Urządzenie jest następnie testowane poprzez inkubację wypełnioną pożywką do hodowli komórkowych przez 24 godziny, aby zademonstrować zdolność urządzenia do utrzymania warunków hodowli komórkowej w trakcie typowego eksperymentu obrazowania. Wreszcie, ilościowa mikroskopia fazowa (QPM) służy do pomiaru rozkładu masy w żywych przylegających komórkach w mikrokanale. W ten sposób zademonstrowano zwiększoną precyzję, możliwą dzięki wytworzeniu urządzenia z polimeru o niskim współczynniku załamania, takiego jak MY133-V2000, zamiast tradycyjnych materiałów do miękkiej litografii, takich jak PDMS. Ogólnie rzecz biorąc, to podejście do wytwarzania urządzeń mikroprzepływowych można łatwo zintegrować z istniejącymi przepływami pracy miękkiej litografii w celu zmniejszenia artefaktów optycznych i zwiększenia precyzji pomiaru.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwój technologii mikroprzepływowej umożliwił szeroki zakres nowych technik biomedycznych, które wykorzystują unikalną fizykę przepływów w skali mikroskopowej1,2. Obejmuje to techniki diagnostyczne zbudowane na platformach mikroprzepływowych, które określają ilościowo klinicznie istotne biomarkery, w tym sztywność komórek3, markery powierzchniowe4 i growth5. Manipulując pojedynczymi komórkami, urządzenia mikroprzepływowe mogą być również wykorzystywane do pomiaru niejednorodności biomarkerów, na przykład jako wskaźnik złośliwości6. Możliwość połączenia zastosowań mikroprzepływowych z mikroskopią jeszcze bardziej zwiększyła użyteczność tych platform, umożliwiając korzystanie z urządzeń, które mierzą wiele biomarkerów jednocześnie7.

QPM to technika mikroskopowa, która mierzy przesunięcie fazowe, gdy światło przechodzi i oddziałuje z materią wewnątrz przezroczystych próbek. Masę poszczególnych komórek można obliczyć na podstawie pomiarów QPM, wykorzystując znaną zależność między współczynnikiem załamania światła a gęstością biomasy8,9. Wcześniejsze prace wykazały, że QPM jest w stanie mierzyć klinicznie istotne parametry, takie jak wzrost komórek10,11 oraz właściwości mechaniczne komórek za pomocą siły zaburzenia12. W połączeniu z mikrofluidyką, QPM może być potencjalnie stosowany do pomiaru zachowania komórek w wysoce kontrolowanym środowisku in vitro. Jednym z głównych wyzwań stojących przed połączeniem QPM z mikrofluidyką jest wysoki współczynnik załamania światła większości polimerów używanych do budowy kanałów mikroprzepływowych za pomocą miękkiej litografii13.

Ważnym wyzwaniem stojącym przed połączeniem mikrofluidyki z różnymi technikami mikroskopowymi jest niezgodność między współczynnikiem załamania światła materiału urządzenia w stosunku do współczynnika załamania światła wody14,15. Jedną z metod rozwiązania tego problemu jest zastosowanie polimeru o niskim współczynniku załamania światła, takiego jak CYTOP16 lub MY133-V200013. Ten ostatni jest fluorowanym, utwardzanym promieniowaniem ultrafioletowym (UV) polimerem akrylowym, który ma współczynnik załamania światła podobny do wody (n = 1,33) i jest kompatybilny z technikami miękkiej litografii, co pozwala na płynną integrację z wieloma uznanymi procesami produkcji urządzeń mikroprzepływowych. To sprawia, że MY133-V2000 nadaje się nie tylko do produkcji urządzeń mikroprzepływowych, ale także pozwala na łatwe połączenie z QPM i innymi metodami mikroskopii, w celu pomiaru zachowania komórek zarówno w kolonii, jak i w skali pojedynczej komórki. MY133-V2000 eliminuje artefakty spowodowane odwijaniem fazy, wytwarzając niewielkie, jeśli w ogóle, przesunięcie fazowe, gdy światło przechodzi przez interfejs woda-MY133.

Chociaż eliminując niezgodność w indeksie refrakcji, jednym z głównych wyzwań związanych z urządzeniami wykonanymi z fluorowanych polimerów, takich jak MY133-V2000, jest niska przyczepność do innych materiałów, takich jak szkło czy PDMS. Prezentowana praca przedstawia sposób wytwarzania urządzenia mikroprzepływowego MY133-V2000 z wykorzystaniem miękkiej litografii. Użycie plazmyO2 do obróbki powierzchni zarówno kanału, jak i podłoża PDMS w połączeniu z specjalnie wykonanym uchwytem akrylowym zapewnia, że urządzenie przylega do podłoża, tworząc uszczelniony kanał. To urządzenie nadaje się do hodowli komórkowych i QPM do pomiaru masy komórek w kanale, co ma ważne zastosowania do pomiaru wzrostu żywych komórek i wewnątrzkomórkowego transportu biomasy komórkowej, które mają znaczenie kliniczne w medycynie diagnostycznej i odkrywaniu leków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wytwarzanie negatywu polidimetylosiloksanu

  1. Przygotowanie polidimetylosiloksanu
    1. Odmierz 18 g elastomeru silikonowego PDMS i 1,8 g odczynnika utwardzającego. Wlej odczynnik utwardzający do łódki pomiarowej zawierającej elastomer.
    2. Mieszać energicznie elastomer i odczynnik utwardzający przez 1 minutę i umieścić mieszaninę w komorze próżniowej na 30 minut.
    3. Wyjmij PDMS z próżni, wlej 15 g na negatyw za pomocą foremki do ciastek (promień = 3,8 cm), aby zapobiec spływaniu PDMS z boku, i przykryj pozostałą mieszaninę PDMS.
    4. Umieść formę zawierającą PDMS w komorze próżniowej na 10 minut.
    5. Wyjmij formę zawierającą PDMS z komory próżniowej, umieść ją na płycie grzejnej ustawionej na 150 °C na 60 minut w celu utwardzenia i przykryj folią aluminiową.
    6. Wlej pozostały PDMS na odwróconą szklaną szalkę Petriego (o średnicy 10 cm), używając innej foremki do ciastek jako foremki, aby utworzyć podkładkę z PDMS. Umieść to w komorze próżniowej, aż ujemny PDMS zostanie całkowicie utwardzony.
    7. Przenieść szalkę Petriego z PDMS z próżni na wstępnie nagrzaną płytę grzejną, aby utwardzić się w temperaturze 150 °C przez 60 minut.
  2. Plazmowa obróbka powierzchni polidimetylosiloksanu
    1. Włóż ostrą żyletkę pod PDMS i foremkę do ciastek, aby ostrożnie usunąć PDMS z negatywu.
    2. Użyj ostrego noża hobbystycznego, aby wyciąć negatyw z większego kawałka PDMS; powinien być on przecięty z wystarczającą ilością obszaru buforowego, aby przymocować na nim kolejny kawałek PDMS bez zasłaniania negatywu.
    3. Włóż ostrą żyletkę pod utwardzony PDMS z negatywem, aby ostrożnie usunąć PDMS z szalki Petriego.
    4. Użyj noża hobbystycznego, aby wyciąć kawałek PDMS z podkładki, który jest tego samego rozmiaru, co kawałek wycięty na negatyw. Następnie wytnij prostokąt z nowego kawałka PDMS z wystarczającą ilością miejsca, aby zmieścić go wokół mikrokanału, gdy zostanie umieszczony na negatywie.
    5. Umieść oba kawałki PDMS (negatyw i prostokąt) na płaskim podłożu (takim jak szkiełko wykonane ze szkła, kwarcu, polistyrenu lub innego materiału) i włóż je do środka do czyszczenia plazmowego o częstotliwości radiowej (RF). Zamknij drzwi i uszczelnij komorę, odprowadzając powietrze za pomocą pompy próżniowej. Wtryskiwanie powietrza do ciśnienia 400 mTorr za pomocą cyfrowego regulatora podciśnienia.
      UWAGA: Jeśli podłoże użyte do czyszczenia plazmowego nie zostało użyte w czyszczalni plazmowej, należy umieścić je samodzielnie w czyszczarce plazmowej na 60 sekund przed obróbką negatywu, aby zapobiec przywieraniu akrylowej warstwy bazowej do podłoża.
    6. Ustaw RF na wysokie, a różowa plazma powietrzna powinna pojawić się w viewokienko. Poddaj je obróbce plazmowej dwa kawałki PDMS przez 30 sekund, a następnie wyłącz ustawienie RF. Pozwól, aby powietrze powoli wróciło do komory, aby turbulentny przepływ powietrza nie zakłócił zawartości komory.
    7. Wyjmij PDMS z myjki plazmowej i umieść ją na blacie stołu. Następnie ostrożnie odwróć prostokąt PDMS nad negatywem i dociśnij go parą kleszczy. Pozostaw na 10 minut, aby dwa kawałki PDMS przylegały do siebie.
  3. Fluorozylanowa obróbka powierzchniowa polidimetylosiloksanu ujemnego
    1. Za pomocą zakraplacza umieść 2 krople trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluoro-oktylo)silanu (PFOTS) do małej łódki wagowej i włóż ją do szklanej komory próżniowej.
    2. Odwróć PDMS na kawałku folii aluminiowej (tak, aby negatyw mikrokanaliku był skierowany do góry) i włóż go do szklanej komory próżniowej. Następnie opróżnij komorę w sposób ciągły przez 24 godziny.

2. Produkcja mikrokanału MY133

  1. Tworzenie struktury mikrokanalików MY133-V2000
    1. Napełnij negatyw PDMS 400 μl MY133-V2000.
      UWAGA: Negatyw musi być lekko przepełniony.
    2. Umieść negatyw PDMS wypełniony MY133-V2000 w komorze próżniowej na 2 godziny, aby usunąć wszelkie pęcherzyki.
    3. Wyjmij MY133-V2000 z próżni i powoli dociśnij szklane szkiełko do górnej części lekko przepełnionego negatywu, aby utworzyć płaską powierzchnię MY133-V2000 i zapobiec hamowaniu polimeryzacji przez tlen.
      UWAGA: PDMS na powierzchni kanału częściowo zahamuje polimeryzację, umożliwiając wiązanie w późniejszych etapach. Szkiełko ma nieco obniżoną przezroczystość UV (35%) w porównaniu do kwarcu, co pomaga zapobiegać żółknięciu utwardzonego urządzenia.
    4. Włóż MY133-V2000 do piekarnika UV o mocy 400 W i ustaw promieniowanie UV na 50% maksymalnej intensywności na 300 sekund, aby utwardzić mikrokanał MY133-V2000.
      UWAGA: Szczytowa długość fali używana do utwardzania urządzenia wynosi około 375 nm przy szerokości pasma około 25 nm. Do utwardzenia mikrokanału użyto około 4 500 mJ/cm2 mocy, co stanowi nieco ponad dwukrotnie większą moc utwardzania niż minimalna moc utwardzania zalecana przez producenta.
  2. Budowa uchwytu akrylowego
    1. Narysuj akrylową warstwę bazową za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że warstwa podstawowa jest prostokątem o grubości 1.5 mm, długości 75 mm i szerokości 25 mm, z wyśrodkowanym prostokątem o wymiarach 25 mm x 11 mm.
    2. Narysuj akrylową warstwę środkową za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że środkowa warstwa jest prostokątem (1,5 mm grubości, 75 mm długości i 25 mm szerokości) z wyśrodkowanym kwadratem (5 mm x 5 mm) i dwoma okręgami (oba o średnicy 3 mm) oddalonymi od siebie o 15 mm.
    3. Narysuj akrylową warstwę wierzchnią za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że górna warstwa jest prostokątem (3 mm grubości, 30 mm długości i 25 mm szerokości) z wyśrodkowanym kwadratem (5 mm x 5 mm) i dwoma okręgami (oba o średnicy 3 mm) oddalonymi od siebie o 15 mm.
    4. Wytnij projekty urządzeń utworzone w oprogramowaniu do rysowania wektorowego za pomocą wycinarki laserowej. Użyj przykładowych ustawień 100% mocy i 30% prędkości. Uruchom program dwukrotnie, aby upewnić się, że akryl jest wycięty.
    5. Uderz w otwory w akrylowej warstwie wierzchniej za pomocą narzędzia do gwintowania M5 0,80 mm.
    6. Przetrzyj kawałki akrylu acetonem, aby usunąć wszelkie pozostałości śladów lub przypaleń.
  3. Klejenie MY133-V2000 w uchwycie akrylowym
    1. Przymocuj warstwę bazową akrylu do szklanego podłoża za pomocą kleju, takiego jak super klej cyjanoakrylowy. Umieść dwie małe krople na krawędziach akrylu, a następnie użyj jednorazowego narzędzia, aby równomiernie rozprowadzić klej. Umieść szklane podłoże na akrylu i pozwól klejowi wyschnąć, wykorzystując ciężar szkła, aby utrzymać go na miejscu.
    2. Pokryj odsłonięte szkło 100 μl PDMS za pomocą pipety wyporowej, a następnie włóż warstwę bazową do próżniowej powlekarki wirowej i ustaw ją na 1 500 obr./min na 2 minuty, aby równomiernie pokryć szkło folią PDMS o grubości około 10 μm.
    3. Usuń warstwę bazową z powlekarki wirowej i ostrożnie zetrzyj nadmiar PDMS, który pokrył akryl, acetonem i ręcznikiem papierowym. Uważaj, aby nie naruszyć nieutwardzonego PDMS.
    4. Piecz warstwę bazową z PDMS w piekarniku w temperaturze 65 °C przez 2 godziny, aby utwardzić PDMS.
    5. Odpipetować 1 ml PDMS na szklane szkiełko, a następnie użyć innego szklanego szkiełka, aby równomiernie rozprowadzić PDMS, aż zacznie wyciekać po bokach. Utwardź na gorącej płycie w temperaturze 150 °C przez 10 minut.
    6. Wytnij utwardzony PDMS w prostokąt o takich samych wymiarach jak urządzenie MY133-V2000, a następnie, używając środkowej warstwy akrylu jako formy, przebij otwory na zbiornik i wytnij kwadratowe okienko w PDMS, aby wykonać uszczelkę PDMS.
    7. Umieść MY133-V2000, kanałem do góry, na tym samym lub podobnym płaskim podłożu, które jest używane do plazmowej obróbki PDMS w kroku 1.2.5. Umieść akrylową warstwę bazową zawierającą utwardzone podłoże PDMS wzdłuż kanału MY133-V2000 w myjce plazmowej O2. Ustaw podciśnienie na 200 mTorr, a poziom RF na wysoki i poddaj powierzchnię kanału i szklanemu podłoże przez 30 sekund.
    8. Za pomocą kleszczyków natychmiast umieść kanał MY133-V2000 stroną do dołu w prostokątnym wycięciu w warstwie bazowej akrylu, tak aby MY133-V2000 stykał się z PDMS.
    9. Umieść uszczelkę PDMS na górze urządzenia MY133-V2000, wyrównując otwory w uszczelce ze zbiornikami w urządzeniu.
    10. Umieść niedokończone urządzenie na podniesionej platformie nad stołem, aby zapewnić powierzchnię zaciskową do montażu urządzenia.
    11. Pobrać 3 ml cementu akrylowego za pomocą strzykawki. Rozprowadź wystarczającą ilość cementu akrylowego na wierzchu warstwy podstawowej, aby zapewnić cienką powłokę. Płaszcz powinien być jak najbardziej równy i nie pozwól, aby materiał wsiąkł do kanału.
    12. Umieść środkową warstwę akrylową na wierzchu akrylowej warstwy podstawowej. Upewnij się, że otwory pokrywają się ze zbiornikami kanału MY133-V2000.
    13. Użyj 3 małych zacisków, aby przytrzymać warstwę podstawową i warstwę środkową tak mocno, jak to możliwe przez 2 minuty, podczas gdy cement akrylowy twardnieje, aby połączyć ze sobą kawałki akrylu. Upewnij się, że zbiorniki nie są zatkane podczas tego kroku, aby zapobiec uwięzieniu powietrza pod urządzeniem MY133-V2000.
    14. Usuń ciśnienie z urządzenia i umieść cement akrylowy na warstwie środkowej w miejscach przewidywanego kontaktu z wierzchnią warstwą akrylu.
    15. Umieść górną warstwę akrylu na środkowym kawałku warstwy akrylu, upewniając się, że otwory są wyrównane ze zbiornikami, i pozwól jej spoczywać na ławce przez 2 minuty, aż cement akrylowy wyschnie.

3. Testowanie i użytkowanie urządzenia MY133-V2000

  1. Testowanie szczelności
    1. Przetestuj urządzenie MY133-V2000, dodając 10 μl barwnika spożywczego lub wody dejonizowanej do jednego z otworów zbiornika w celu przetestowania przyczepności i przepływu.
    2. Włóż rurkę (o średnicy zewnętrznej 1/8 cala) do zbiornika i podłącz drugi koniec do syfonu próżniowego. Włącz próżnię, aby przeciągnąć barwnik lub wodę przez kanał, aby upewnić się, że powstało udane urządzenie.
    3. Sprawdź pod mikroskopem, czy w kanale lub zbiorniku nie ma wycieków, napełnij zbiornik etanolem i pozostaw etanol w temperaturze pokojowej na 10 minut. Następnie przeciągnij etanol za pomocą próżni, aby usunąć barwnik lub wodę z kanału.
    4. Spryskaj kanał etanolem i włóż go do sterylnego naczynia polistyrenowego. Owiń go szczelnie parafilmem i przechowuj w sterylnym miejscu, aż będzie potrzebny.
      UWAGA: W tym momencie z urządzeniem należy obchodzić się w sposób aseptyczny, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Gdy pojemnik jest gotowy do użycia, zewnętrzna część pojemnika powinna zostać wysterylizowana przy użyciu etanolu i wniesiona do komory bezpieczeństwa biologicznego przed otwarciem pojemnika.
  2. Powlekanie ogniw MCF7 w urządzeniu MY133-V2000
    1. Hoduj komórki MCF7 na 10-centymetrowych szalkach Petriego w kompletnym pożywce składającej się z minimalnej pożywki niezbędnej (DMEM) Dulbecco, uzupełnionej 10% płodowej surowicy bydlęcej, penicyliny-streptomycyny, glutaminy i aminokwasów endogennych, w inkubatorze do hodowli komórkowych, który utrzymuje wilgotną atmosferę zawierającą 5%CO2 i 20%O2 w temperaturze 37 °C. Wyhoduj komórki do około 80% konfluencji przed wysiewem ich do mikrokanału.
    2. Najpierw spryskaj styropianowe naczynie zawierające mikrokanalik 70% etanolem. Następnie przenieś go do szafy bezpieczeństwa biologicznego przed usunięciem parafilmu chroniącego kanał przed otaczającym środowiskiem laboratoryjnym.
    3. Unieruchomić fibronektynę pochodzącą z ludzkiego osocza na powierzchni mikrokanału, rozcieńczając ją w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (DPBS) firmy Dulbecco do 10 μg/ml. Następnie wstrzyknąć 20 μl tego roztworu do kanału i inkubować w temperaturze 20 °C przez 45 minut.
    4. Wypłukać roztwór fibronektyny z kanału, wstrzykując do niego 20 μl pożywki do hodowli komórkowej i pozostawić do inkubacji w temperaturze 20 °C przez 10 minut.
    5. Umyj komórki 10 ml DPBS i trypsynizuj komórki, dodając 1 ml 1x trypsyny. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez 7 minut. Zneutralizować trypsynę za pomocą 9 ml kompletnej pożywki.
    6. Wstrzyknąć 20 μl komórek do kanału i inkubować je w temperaturze 37 °C przez 45 - 120 minut, aby umożliwić przyłączenie do podłoża przed obrazowaniem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wytwarzanie MY133-V2000, fluorowanego polimeru o niskim współczynniku załamania światła odpowiadającym współczynnikowi załamania światła. Kluczową cechą tego protokołu jest sposób przezwyciężenia braku przyczepności, który jest charakterystyczny dla polimerów fluorowanych, poprzez zastosowanie plazmy tlenowej i wytworzenie urządzenia w akrylowym uchwycie, aby zapewnić dodatkową siłę mechaniczną wymaganą do uszczelnienia kanału względem podłoża PDMS (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MY133-V2000 może być używany jako alternatywa dla tradycyjnych materiałów do produkcji miękkiej litografii, takich jak PDMS. Wcześniejsze prace wykazały, że materiały o wysokim współczynniku załamania, takie jak PDMS, wprowadzają znaczące artefakty w pobliżu ścianek kanału z powodu niedopasowanych wskaźników załamania światła między materiałem produkcyjnym a roztworem wodnym wewnątrz kanału13. MY133-V2000 umożliwia dopasowanie indeksu refrakcji urządzenia mikroprzepływowego do roztworów wodnych po...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez biuro Wiceprezydenta ds. Badań Uniwersytetu Utah, a także przez fundusze w połączeniu z grantem P30 CA042014 przyznanym Huntsman Cancer Institute i Programowi CRR w Huntsman Cancer Institute.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
MY133-V2000MY PolimeryMY133-V2000
Sylgard 184Kleje Ellsworth184 SIL ELAST KIT 0,5 kg
Szkiełka mikroskopowe Fisher PremiumFisher Scientific12-544-4.118
"(3,0 mm) x 12" x 12 " Arkusz akrylowyUnited States Plastic Corp44290.060
"(1,5 mm) x 12" x 12 " Arkusz akrylowyStany Zjednoczone Plastic Corp44200
SCIGRIP 3 Bardzo szybko wiążący cement akrylowyStany Zjednoczone Plastic Corp45735
Standardowa folia aluminiowa (grubość 6 mm)VWR89107-726
Kim WipesFisher Scientific06-666
Insta-Cure+ Super GlueBob Smith IndustriesBSI-109
1/8" Rurka PVCMcMaster Carr5231K55
McCormick Barwnik spożywczyCel13353207
Nóż precyzyjny X-Acto #1X-ActoX3201
X-Acto #18 Ciężkie ostrze do dłutowania w drewnieX-ActoX218
Żyletki VWRVWR55411-055
Naczynia do hodowli komórkowych poddane obróbce powierzchniowejFisher NaukoweFBO12922
Fibronektyna Osocze ludzkieSigma-AldritchF0895-1MG
Trypsyna-EDTA 10xFisher Scientific15-400-054
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem Corning DulbeccoFisher ScientificMT21030CM
Gibco Penicylina-StreptomycynaFisher Scientific15-140-148
HyClone Aminokwasy endogenne 100xFisher ScientificSH3023801
Surowica bydlęcapłodu Omega ScientificFB-12
Corning DMEM z L-glutaminą i glukoząFisher ScientificMT10013CV
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silanSigma-Aldritch448931Gwałtownie (W)Reaguje gwałtownie z wodą
Etanol, 200 proof Decon LabsFisher Scientific04-355-223
AcetonFisher ScientificA18P-4
Bel-Art 42025 Plastikowy eksykatorCole-ParmerEW-06514-30
Wycinarka laserowa Epilog Fusion, 120 WEpilog LaserEpilog Fusion M2 32 Laserowa
płyta grzejna z mieszadłem izotempowymFisher ScientificSP88850200
Ateco 14111 1,5-calowy nóż ze stali nierdzewnejAteco14111
Naczynie do hodowli komórek ze szkła PyrexFisher Scientific08-747B
Środek do czyszczenia plazmy o częstotliwości radiowejHarrick PlasmaPDC-32GUżywany z gazem tlenowym
Black Hole Laboratories DigivacBlack HoleLaboratories Model 215
Piec ultrafioletowy Intelli-RayUvitronUVO338
Kompaktowa powlekarka wirowaMTI CorporationVTC-100A
Piec izotempowy marki FisherFisher Scientific15-103-0510wymuszonym obiegiem powietrza
P1000Fisher ScientificFD10006G
HeraCell VIOS 160iFisher Scientific13 998 212PM
Pipeta wyporowa Gilson z

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zare, R. N., Kim, S. Microfluidic platforms for single-cell analysis. Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).
  2. Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).
  3. Xu, W., et al. Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells. PLoS ONE. 7 (10), 46609(2012).
  4. Karakas, H. E., et al. A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche. Scientific Reports. 7 (1), 2050(2017).
  5. DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation. Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).
  6. Yin, H., Marshall, D. Microfluidics for single cell analysis. Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).
  7. Kemper, B., et al. Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy. Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).
  8. Barer, R. Interference micorscopy and mass determination. Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).
  9. Zangle, T. A., Teitell, M. A. Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics. Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).
  10. Chun, J., et al. Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling. Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).
  11. Reed, J., et al. Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation. Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).
  12. Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness. Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).
  13. Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging. Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11(2018).
  14. Byron, M. L., Variano, E. A. Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions. Experiments in Fluids. 54 (2), 6(2013).
  15. Ogawa, T., Hanada, Y. Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser. Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6(2016).
  16. Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer. Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).
  17. Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity. PLoS One. 8 (7), 68916(2013).
  18. Huang, D., et al. High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity. Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).
  19. Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response. PLoS ONE. 9 (2), 89000(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Dopasowanie wsp czynnika za amania wiat awytwarzanie urz dze mikroprzep ywowychtechniki mi kkiej litografiipolimer MY133 V2000traktowanie plazm tlenowilo ciowa mikroskopia fazowawi zanie pod o y PDMSmonta uchwytu akrylowegokompatybilno z hodowl kom rkowredukcja artefakt w optycznych

Powiązane artykuły