Artykuł metodologiczny

Określenie kompetencji rozrodczych poprzez potwierdzenie początku dojrzewania i przeprowadzenie testu płodności u myszy i szczurów

DOI:

10.3791/58352

⸱

13 października 2018

1Department of Animal Science, Michigan State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele zabiegów i mutacji genetycznych wpływa na czas dojrzałości płciowej i płodności. Protokół ten opisuje nieinwazyjną metodę oceny początku dojrzewania u myszy i szczurów przed rozpoczęciem badania płodności u zwierząt dojrzałych płciowo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ocena kompetencji reprodukcyjnych jest kluczowa dla zrozumienia wpływu leczenia lub manipulacji genetycznej na oś rozrodczą, nazywaną również osią podwzgórze-przysadka-gonady. Oś rozrodcza jest kluczowym integratorem bodźców środowiskowych i wewnętrznych, dostosowując płodność do warunków sprzyjających rozrodowi. Przed rozpoczęciem badania płodności u myszy i szczurów ocenia się dojrzałość płciową, aby wykluczyć możliwość, że obserwowane fenotypy reprodukcyjne są spowodowane opóźnionym lub brakiem początku dojrzewania. Protokół ten opisuje nieinwazyjne podejście do oceny początku dojrzewania u mężczyzn poprzez określenie separacji napletka, a u kobiet poprzez otwarcie pochwy i pierwszą ruję. Po potwierdzeniu zakończenia dojrzewania płciowego i osiągnięcia dojrzałości płciowej można rozpocząć badanie płodności. Procedura opisuje optymalne warunki hodowli myszy i szczurów, sposób przeprowadzenia badania płodności oraz jakie parametry należy ocenić i określić, czy leczenie lub delecja genu ma wpływ na płodność.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przejście przez okres dojrzewania jest niezbędne do osiągnięcia dojrzałości płciowej i kompetencji reprodukcyjnych. Przejście w okresie dojrzewania i utrzymanie płodności w wieku dorosłym jest regulowane przez oś rozrodczą, nazywaną również osią podwzgórze-przysadka-gonady (Ryc. 1). Czas rozpoczęcia dojrzewania i utrzymania płodności jest ściśle regulowany przez czynniki wewnętrzne i środowiskowe, aby zwiększyć szanse na przeżycie potomstwa i rodziców1,2. Protokół ten zapewnia nieinwazyjne podejście do określenia początku dojrzewania u myszy i szczurów w celu potwierdzenia dojrzałości płciowej przed rozpoczęciem badania płodności w celu oceny kompetencji reprodukcyjnych.

Badanie płodności przeprowadza się u dojrzałych płciowo zwierząt i można je rozpocząć po przejściu przez nie okresu dojrzewania. Przed początkiem okresu dojrzewania oś rozrodcza jest w stanie spoczynku, a kluczowy czynnik dojrzewania płciowego, hormon uwalniający gonadotropiny (GnRH), jest uwalniany do przysadki mózgowej w ilościach niewystarczających do zainicjowania dojrzewania płciowego (Ryc. 1). Początek dojrzewania jest złożonym procesem, który powoduje zwiększone uwalnianie GnRH w środkowej wysokości. GnRH wspomaga wydzielanie hormonu luteinizującego (LH) i hormonu folikulotropowego (FSH) z przysadki mózgowej, dwóch hormonów niezbędnych do dojrzewania gonad i funkcji rozrodczych (Rysunek 1)3,4,5.

Znieważenie osi rozrodczej powoduje zmniejszenie płodności i może również przyspieszyć lub opóźnić początek dojrzewania. Warunki, o których wiadomo, że wpływają na czas rozpoczęcia dojrzewania i kompetencje reprodukcyjne, obejmują narażenie na substancje chemiczne zaburzające funkcjonowanie układu hormonalnego6,7, zwiększona/zmniejszona masa ciała1,8, zmiany długości dnia2,9 i mutacje genetyczne10,11, 12,13,14,15.

Początek dojrzałości płciowej jest krytycznym krokiem, który musi zostać zakończony przed rozpoczęciem testu płodności. Zaletą określenia początku dojrzewania poprzez oddzielenie napletka, otwarcie pochwy i pierwszą ruję są nieinwazyjne cechy tych procedur, ponieważ nie wymagają one pobierania krwi ani poświęcania zwierzęcia16,17.

Po ustaleniu początku dojrzewania, prawidłowe przeprowadzenie badania płodności dostarczy ważnych informacji na temat integralności osi rozrodczej, a drugą zaletą jest zazwyczaj generowanie zwierząt doświadczalnych do dalszych badań (udoskonalenie)18. Układ badania płodności opisany w tym protokole może wykryć zarówno niewielkie, jak i duże deficyty kompetencji reprodukcyjnych u mężczyzn i kobiet. Kluczowymi ocenianymi parametrami są: 1) czas do pierwszego miotu, 2) liczba miotów wytworzonych w danym przedziale czasowym oraz 3) wielkość miotu. Na koniec zawarto zalecenia dotyczące rodzaju badań kontrolnych, które można przeprowadzić w celu zidentyfikowania przyczyny upośledzenia płodności.

Opisany protokół odnosi się do myszy, a reprezentatywne dane odzwierciedlają pracę wykonaną na transgenicznych myszach. Jednak wszystkie dołączone protokoły są równie ważne u szczurów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Stanowego Michigan i przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych.

1. Określ początek dojrzewania

  1. Postępuj zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi odzieży, konieczne jest co najmniej noszenie czystego fartucha laboratoryjnego i czystych rękawic. Zawsze obchodź się z myszami w czystych rękawicach.
  2. Przygotuj miejsce pracy, kładąc podkładkę na stole.
    1. Umieść czystą górną część klatki myszy z siatką skierowaną do góry na podkładce.
    2. Skonfiguruj wagę w obszarze roboczym. Umieść czystą zlewkę o pojemności 500 – 1000 ml na wadze i wytaruj.
    3. Umieść arkusz obok obszaru roboczego, aby zapisać masę ciała i oddzielenie napletka, otwór pochwy lub pierwszą ruję.
  3. Zidentyfikuj myszy do badania. Wykonuj codzienne kontrole pod kątem początku dojrzewania, aż do osiągnięcia dojrzałości. Inspekcję należy przeprowadzać o tej samej porze dnia przez cały czas trwania badania. Początek dojrzewania może nastąpić już w dniu poporodowym 11-1219, jednak w większości konfiguracji eksperymentalnych monitorowanie początku dojrzewania rozpoczyna się po ~22 dniach.
  4. Umieść klatkę myszy w obszarze roboczym (krok 1.2). Otwórz klatkę i połóż na stole pokrywkę, butelkę z wodą i uchwyt na żywność.
  5. Określanie separacji napletka u samców myszy.
    1. Trzymając mysz za ogon, umieść ją na czystej górze klatki myszy z kroku 1.2.1. Delikatnie trzymając ogon, pozwól myszy badać siatkę górnej części klatki przez ~5 s.
    2. Delikatnie pociągnij ogon do tyłu; zwykle powoduje to, że zwierzę porusza się do przodu, trzymając się siatki przednimi łapami. Drugą ręką przyłóż do skóry w pobliżu szyi i uszu.
    3. Chwyć luźną skórę między ramionami a szyją kciukiem i palcem wskazującym. Ważne jest, aby dobrze chwycić skórę, ponieważ zapobiegnie to obracaniu głowy przez mysz w celu ugryzienia.
    4. Chwyć skórę na plecach pozostałymi palcami i przytrzymaj ją, naciskając na dłoń. Trzymaj mocno, nie utrudniając oddychania, przepływu krwi ani nie uszkadzając kości, mięśni lub skóry. Obróć rękę, aby odsłonić brzuch myszy, jednocześnie podpierając grzbiet myszy w dłoni.
    5. Wolną ręką delikatnie odepchnij skórę wokół penisa bez użycia siły. Podczas oddzielania napletka skóra napletka przesuwa się do tyłu, odsłaniając żołądź prącia (Rysunek 2A, strzałka pokazująca separację napletka). Odnotować obecność lub brak separacji napletka.
    6. Zważ mysz, delikatnie umieszczając ją w zlewce o pojemności 500-1000 ml z kroku 1.2.2 i zapisz wagę.
    7. Ponownie wprowadź mysz do klatki w obudowie, trzymając zlewkę 0-2 cm nad podłogą klatki i powoli przechyl zlewkę, pozwalając myszy na samodzielne wyjście. Wyczyść zlewkę wodą z łagodnym detergentem i osusz ją przed powrotem do wagi i wytarowaniem wagi.
  6. Określanie otworu pochwy u samic myszy.
    1. Umieść wacik, zlewkę i butelkę sterylnej wody w obszarze roboczym (krok 1.2). Wlej wodę do zlewki. Nawilż wacik sterylną wodą i umieść go obok górnej części klatki z kroku 1.2.1.
    2. Umieść klatkę myszy w obszarze roboczym (krok 1.2) i przenieś mysz z klatki domowej na górę klatki (krok 1.2.1), przytrzymując ją u podstawy ogona. Delikatnie odciągnij ogon do tyłu, aby zachęcić mysz do ruchu do przodu.
    3. Podnieś ogon, podpierając biodra wolnymi palcami. Pozwól, aby tylne kończyny utrzymywały kontakt z górną częścią klatki. Jeśli mysz porusza się zbyt mocno, przytrzymaj ją w dłoni zgodnie z opisem w krokach 1.5.1-1.5.4.
    4. Delikatnie oczyść srom wacikiem nawilżonym wodą z kroku 1.6.1. Do każdej myszy używaj czystego, nawilżonego wacika. Aby określić otwór pochwy, zbadaj srom i określ, czy pochwa jest całkowicie otwarta (Rysunek 2A, żeńskie otwarcie pochwy).
    5. Zapisz, czy doszło do otwarcia pochwy. Zważ mysz i umieść ją z powrotem w klatce domowej zgodnie z opisem w krokach 1.5.6-1.5.7.
  7. Pierwsza ruja wskaźnikiem pierwszej owulacji.
    1. Umieścić w obszarze roboczym zlewkę ze sterylną wodą, oznakowane szkiełko podstawowe i pipetę o pojemności 200 μl z czystą końcówką (krok 1.2).
    2. Trzymaj samicę zgodnie z opisem w kroku 1.6.2-1.6.3. Umieść końcówkę pipety zawierającej ~50 μL sterylnej wody w otworze pochwy.
    3. Delikatnie wypłucz komórki ze ściany pochwy, wprowadzając i ponownie wchłaniając ~50 μL wody 2-4 razy. Rozsmaruj zawartość końcówki pipety na oznakowanym szklanym szkiełku mikroskopowym.
    4. Uważnie obserwuj morfologię komórek pod mikroskopem jasnego pola za pomocą obiektywu 10X lub 20X lub pozwól rozmazowi wyschnąć na powietrzu przez ~ 1 godzinę, a następnie przeciwbarwić 0,1% roztworem błękitu metylenowego (rozpuszczonym w ddH2O) (Rysunek 2B). Aby przeciwdziałać barwieniu, zanurz wysuszone szkiełko w 0,1% roztworze błękitu metylenowego na ~ 30 s. Pozostaw szkiełko do wyschnięcia na powietrzu przez 1 godzinę.
    5. Obserwuj szkiełka z kroku 1.7.4 pod mikroskopem jasnego pola z powiększeniem 10x lub 20x. Ustal etap cyklu rujowego (Rysunek 2B)20, obserwując morfologię komórki, która pozwala rozróżnić cztery odrębne etapy cyklu rujowego (Rysunek 2B).
      Uwaga: Metestrus charakteryzuje się mieszaniną zrogowaciałych płaskonabłonkowych komórek nabłonkowych i leukocytów, diestrus przez leukocyty, proestrus przez mieszaninę leukocytów i jądrzastych komórek nabłonkowych, a ruja przez zrogowaciałe komórki nabłonkowe (Rysunek 2B)20.
    6. Zapisz masę ciała i umieść mysz z powrotem w klatce domowej zgodnie z opisem w krokach 1.5.6-1.5.7. Wymazy z pochwy są przerywane w dniu, w którym u myszy wystąpi pierwsza ruja (Ryc. 2B).

2. Pożądane warunki w pomieszczeniu hodowlanym

  1. Upewnij się, że pomieszczenie hodowlane ma temperaturę ~20-24 °C, wilgotność 55 ± 10% i jednorodne światło pomieszczenia o natężeniu ~300-400 luksów około 1 m nad podłogą21. Takie natężenie światła pozwala na pożądane natężenie światła w środkowej klatce na poziomie 25-80 luksów. Aby przetestować natężenie światła, użyj światłomierza.
  2. Użyj zautomatyzowanego systemu do sterowania oświetleniem w pomieszczeniu hodowlanym, aby zapewnić odpowiedni czas oświetlenia podczas całego eksperymentu. Optymalne warunki długości dnia do oceny płodności u gryzoni wahają się od 12 godzin dziennie (12 godzin światła i 12 godzin ciemności, LD12:12) do warunków "podobnych do letnich" z 14 godzinami światła i 10 godzinami ciemności (LD14:10)21.
  3. Przygotuj klatki hodowlane.
    1. Przygotuj czystą klatkę dla myszy z pokrywą, wodą, jedzeniem, ściółką i gniazdem dla każdej pary lęgowej.
    2. Wypełnij karty z klatkami wszystkimi wymaganymi informacjami, w tym płcią, datą urodzenia, szczepem myszy i datą krycia.

3. Badanie płodności

  1. Proszę wskazać zwierzęta, które mają zostać wykorzystane do badania płodności. Upewnij się, że zwierzęta są dojrzałe płciowo (Krok 1). Zazwyczaj używany przedział wiekowy do przeprowadzenia badania płodności u myszy to 10-16 tygodni życia, wiek, w którym dojrzewanie płciowe zostało zakończone w większości warunków eksperymentalnych.
  2. Na czystym stole umieść klatkę hodowlaną przygotowaną w kroku 2.3.
  3. Złap i przytrzymaj mysz.
    1. Powoli wprowadź dłoń w rękawiczce do klatki myszy. Pozostaw rękę w klatce na krótki czas (~5-30 s), pozwalając myszom przystosować się do zapachu rękawicy i dłoni. Unikaj gorączkowych i gwałtownych ruchów.
    2. Opuść złożoną dłoń blisko dna klatki i powoli zbliż się do myszy. Uciekną. Kiedy przebiegną po dłoni, uwięzij ogon jednej myszy między kciukiem a palcem wskazującym.
    3. Podnieś mysz za ogon na 2-3 s. Jeśli mysz musi być trzymana dłużej, przytrzymaj ogon i umieść mysz w złożonej dłoni, utrzymując uchwyt na ogonie.
  4. Przenieść 1 samca, a następnie 1 samicę do klatki hodowlanej, trzymając je za ogon (krok 3.3). Upewnij się, że samice znajdują się w tym samym stadium rujowym podczas wykonywania testu płodności. Określ stadium rujowe samic, wykonując wymaz z pochwy zgodnie z opisem w kroku 1.7.
  5. Zamknij klatkę i upewnij się, że myszy mają pożywienie, wodę i materiał do gniazdowania. Przymocuj uchwyt na kartę klatki z kartą klatki do klatki.
  6. Umieść klatkę hodowlaną na stojaku do obudowy. Pozostawić klatkę hodowlaną w jak największym stopniu nienaruszoną przez cały czas trwania badania płodności. Badanie płodności należy przeprowadzać przez 30 dni. Dla każdej pary hodowlanej należy prowadzić szczegółową dokumentację i odnotowywać 1) datę krycia, 2) datę narodzin miotów oraz 3) liczbę urodzonych młodych, w tym martwych i żywych szczeniąt. Przez cały czas trwania badania należy codziennie przeprowadzać kontrole ściółki.
  7. Przedłuż badanie płodności o dodatkowe 30-60 dni, jeśli w kroku 3.6 nie stwierdzono wpływu na płodność lub stwierdzono słaby wpływ na płodność.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawione wyniki pochodzą z dwóch różnych transgenicznych modeli myszy, w których czynnik transkrypcyjny Brzuszny przedni homeobox 1 (Vax1) został usunięty w całym ciele na jednym allelu, tutaj określanym jako myszy heterozygotyczne (HET)13, lub Vax1 został warunkowo usunięty w neuronach GnRH22, tutaj nazywany warunkowym nokautem (cKO). Przed rozpoczęciem badania płodności ważne jest, aby potwierdzić początek dojrzewani...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ogólne samopoczucie myszy ma kluczowe znaczenie dla udanego testu płodności21. Podczas wykonywania testu płodności ważne jest, aby nie sprawdzać fizycznie myszy codziennie, ponieważ może to powodować stres. Ponadto unikaj częstych zmian klatek, ponieważ są one również stresujące. Idealnie, zmiany klatki będą wykonywane nie częściej niż 1-2 razy w tygodniu. Ekspozycja na światło w fazie ciemności negatywnie wpływa na rozrod gryzoni prowadzących nocny tryb życia. Nie włączaj świateł w pomieszczeniu ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autor nie ma nic do zdradzienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękuję autorom, którzy przyczynili się do początkowej pracy, która jest podstawą tej publikacji. Podziękowania dla Aitora Aguirre, Genevieve E. Ryan i Erica L. Schoeller za pomoc w przygotowaniu rękopisu. Podziękowania dla Jessiki Sory Lee i Austina China za pomoc techniczną przy manuskrypcie. Projekt H.M.H. był wspierany przez Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health & Human Development of the National Institutes of Health w ramach nagrody numer R00HD084759.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sterylne WacikiFisher22456885
Ochraniacz powierzchniFisher1420637
ŚwiatłomierzVWR21800-014
Błękit metylenowy Sigma-AldrichM9140
Genesee Scientific29-101
Stojak na mysz Optimouse z klatkamiSystemy AnimalCareC89100
Kosz na butelkę wody Systemy opieki nad zwierzętamiC61011
Filtrowane pokrywy klatekSystemy AnimalCareC78210
Standardowy karmnik OptimiceSystemy AnimalCare C40100SG
Uchwyt na kartę klatkiSystemy AnimalCareC43251
Karty klatkoweSystemy opieki nad zwierzętamiM52010
Systemy do butelekAnimalCare
Bed R'Nest NestingPościel z kolb kukurydzianych BRN4WSR
Andersons  Andersons8B
Teklad7904 (7004)
WagaVWR10205-004
Zlewka polipropylenowaFisher14-955-111F
Szkiełka mikroskopowe C79122PStandardowa zlewka na mysz

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Schneider, J. E. Energy balance and reproduction. Physiology and Behavior. 81 (2), 289-317 (2004).
  2. Walton, J. C., Weil, Z. M., Nelson, R. J. Influence of photoperiod on hormones, behavior, and immune function. Frontiers Neuroendocrinology. 32 (3), 303-319 (2012).
  3. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, (2016).
  4. Kauffman, A. S. Sexual differentiation and the Kiss1 system: Hormonal and developmental considerations. Peptides. , (2009).
  5. Bronson, F. H., Dagg, C. P., Snell, G. D. Reproduction. , Dover Publications, Inc. New York. (1966).
  6. Chehab, F. F., Mounzih, K., Lu, R., Lim, M. E. Early onset of reproductive function in normal female mice treated with leptin. Science. , (1997).
  7. Yoshimura, S., Yamaguchi, H., Konno, K., Ohsawa, N., Noguchi, S., Chisaka, A. Observation of Preputial Separation is a Useful Tool for Evaluating Endocrine Active Chemicals. J Toxicologic Pathology. 18, 141-157 (2005).
  8. Ahima, R. S., Dushay, J., Flier, S. N., Prabakaran, D., Flier, J. S. Leptin accelerates the onset of puberty in normal female mice. Journal of Clinical Investigation. 99 (3), 391-395 (1997).
  9. Bohlen, T. M., et al. A short-day photoperiod delays the timing of puberty in female mice via changes in the kisspeptin system. Frontiers in Endocrinology. 9 (FEB), 1-9 (2018).
  10. Shahab, M., Mastronardi, C., Seminara, S. B., Crowley, W. F., Ojeda, S. R., Plant, T. M. Increased hypothalamic GPR54 signaling: A potential mechanism for initiation of puberty in primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2005).
  11. Hoffmann, H. M., Mellon, P. L. A small population of hypothalamic neurons govern fertility: the critical role of VAX1 in GnRH neuron development and fertility maintenance. Neuroscience communications. 2, 5-9 (2016).
  12. Navarro, V. M., et al. Role of Neurokinin B in the Control of Female Puberty and Its Modulation by Metabolic Status. Journal of Neuroscience. 32 (7), 2388-2397 (2012).
  13. Hoffmann, H. M., Tamrazian, A., Xie, H., Pérez-Millán, M. I., Kauffman, A. S., Mellon, P. L. Heterozygous deletion of ventral anterior homeobox (Vax1) causes subfertility in mice. Endocrinology. 155 (10), 4043-4053 (2014).
  14. Kauffman, A. S., et al. The Kisspeptin Receptor GPR54 Is Required for Sexual Differentiation of the Brain and Behavior. Journal of Neuroscience. 27 (33), 8826-8835 (2007).
  15. Teles, M. G., et al. Brief report: A GPR54-activating mutation in a patient with central precocious puberty. New England Journal of Medicine. , (2008).
  16. Korenbrot, C. C., Huhtaniemi, I. T., Weiner, R. I. Preputial separation as an external sign of pubertal development in the male rat. Biology of reproduction. , (1977).
  17. Gaytan, F., et al. Development and validation of a method for precise dating of female puberty in laboratory rodents: The puberty ovarian maturation score (Pub-Score). Scientific Reports. 7 (March), 1-11 (2017).
  18. Caligioni, C. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. , 1-11 (2010).
  19. Mayer, C., et al. Timing and completion of puberty in female mice depend on estrogen receptor -signaling in kisspeptin neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (52), 22693-22698 (2010).
  20. McLean, A. C., Valenzuela, N., Fai, S., Bennett, S. A. L. Performing Vaginal Lavage, Crystal Violet Staining, and Vaginal Cytological Evaluation for Mouse Estrous Cycle Staging Identification. Journal of Visualized Experiments. (67), 4-9 (2012).
  21. Hedrich, H. The Laboratory Mouse. , Academic Press. (2012).
  22. Hoffmann, H. M., Trang, C., Gong, P., Kimura, I., Pandolfi, E. C., Mellon, P. L. Deletion of Vax1 from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Abolishes GnRH Expression and Leads to Hypogonadism and Infertility. Journal of Neuroscience. 36 (12), 3506-3518 (2016).
  23. Sloboda, D. M., Howie, G. J., Pleasants, A., Gluckman, P. D., Vickers, M. H. Pre- and postnatal nutritional histories influence reproductive maturation and ovarian function in the rat. PLoS ONE. , (2009).
  24. Manual, R. Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice. Management. , (2007).
  25. Kennedy, G. C., Mitra, J. Body weight and food intake as initiating factors for puberty in the rat. The Journal of Physiology. , (1963).
  26. Sisk, C. L., Foster, D. L. The neural basis of puberty and adolescence. Nature Neuroscience. 7 (10), 1040-1047 (2004).
  27. Nelson, J. F., Karelus, K., Felicio, L. S., Johnson, T. E. Genetic influences on the timing of puberty in mice. Biology of reproduction. , (1990).
  28. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biology of reproduction. , (1982).
  29. Falconer, D. S. Weight and age at puberty in female and male mice of strains selected for large and small body size. Genetical Research. , (1984).
  30. Rodriguez, I., Araki, K., Khatib, K., Martinou, J. C., Vassalli, P. Mouse vaginal opening is an apoptosis-dependent process which can be prevented by the overexpression of Bcl2. Developmental Biology. , (1997).
  31. Lomniczi, A., Wright, H., Ojeda, S. R. Epigenetic regulation of female puberty. Frontiers in Neuroendocrinology. 36, 90-107 (2015).
  32. Selmanoff, M. K., Goldman, B. D., Ginsburg, B. E. Developmental changes in serum luteinizing hormone, follicle stimulating hormone and androgen levels in males of two inbred mouse strains. Endocrinology. 100 (1), 122-127 (1977).
  33. Larder, R., Clark, D. D., Miller, N. L. G., Mellon, P. L. Hypothalamic Dysregulation and Infertility in Mice Lacking the Homeodomain Protein Six6. Journal of Neuroscience. 31 (2), 426-438 (2011).
  34. Knight, C. H., Maltz, E., Docherty, A. H. Milk yield and composition in mice: Effects of litter size and lactation number. Comparative Biochemistry and Physiology -- Part A: Physiology. 84 (1), 127-133 (1986).
  35. Chahoud, I., Paumgartten, F. J. R. Influence of litter size on the postnatal growth of rat pups: is there a rationale for litter-size standardization in toxicity studies. Environmental research. 109 (8), 1021-1027 (2009).
  36. Pandolfi, E. C., Hoffmann, H. M., Schoeller, E. L., Gorman, M. R., Mellon, P. L. Haploinsufficiency of SIX3 Abolishes Male Reproductive Behavior Through Disrupted Olfactory Development, and Impairs Female Fertility Through Disrupted GnRH Neuron Migration. Molecular Neurobiology. , (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Oddzielenie napletkaotwarcie pochwyrozmna anie myszyrozmna anie szczur wdojrza o p ciowaustalenie ruipost powanie ze zwierz tami

Powiązane artykuły