Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Katalityczne oczyszczanie roślinnych reaktywnych form tlenu in vivo za pomocą anionowych nanocząstek tlenku ceru

8.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58373

⸱

26 sierpnia 2018

 ,  ,  , 
1Department of Botany and Plant Sciences, University of California, 2Department of Microbiology and Plant Pathology, University of California

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół syntezy i charakterystyki nanocząstek tlenku ceru (nanocerii) do oczyszczania ROS (reaktywnych form tlenu) in vivo, obrazowania nanocerii w tkankach roślinnych za pomocą mikroskopii konfokalnej oraz monitorowania in vivo nanocerii ROS za pomocą mikroskopii konfokalnej.

Streszczenie

Akumulacja reaktywnych form tlenu (ROS) jest cechą charakterystyczną abiotycznej reakcji roślin na stres. ROS odgrywają podwójną rolę w roślinach, działając jako cząsteczki sygnałowe na niskich poziomach i uszkadzając cząsteczki na wysokich poziomach. Akumulacja ROS w zestresowanych roślinach może uszkadzać metabolity, enzymy, lipidy i DNA, powodując zmniejszenie wzrostu i plonów roślin. Zdolność nanocząstek tlenku ceru (nanocerii) do katalitycznego wymiatania ROS in vivo stanowi unikalne narzędzie do zrozumienia i bioinżynierii tolerancji roślin na stres abiotyczny. W tym miejscu przedstawiamy protokół syntezy i charakterystyki nanocerii pokrytej kwasem poli(akrylowym) (PNC), łączenia nanocząstek z roślinami poprzez infiltrację blaszki liściowej oraz monitorowania ich dystrybucji i wymiatania ROS in vivo za pomocą mikroskopii konfokalnej. Obecne narzędzia molekularne do manipulowania akumulacją ROS w roślinach są ograniczone do gatunków modelowych i wymagają pracochłonnych metod transformacji. Ten protokół wymiatania ROS in vivo może być potencjalnie stosowany do roślin typu dzikiego o szerokich liściach i strukturze liści, takich jak Arabidopsis thaliana.

Wprowadzenie

Nanocząstki tlenku ceru (nanoceria) są szeroko stosowane w organizmach żywych, od badań podstawowych po bioinżynierię, ze względu na ich wyraźną zdolność do oczyszczania katalitycznych reaktywnych form tlenu (ROS)1,2,3. Nanoceria mają zdolności wymiatania ROS ze względu na dużą liczbę powierzchniowych wakatów tlenu, które zmieniają się między dwoma stopniami utlenienia (Ce3+ i Ce4+) 4,5,6. Zwisające wiązania Ce3+ skutecznie oczyszczają ROS, podczas gdy szczepy sieciowe w nanoskali promują regenerację tych miejsc defektów poprzez reakcje cykliczne redoks7. Nanoceria są również ostatnio wykorzystywane do badania i inżynierii funkcji roślin8,9. Rośliny znajdujące się w stresie abiotycznym doświadczają akumulacji ROS, powodując oksydacyjne uszkodzenia lipidów, białek i DNA10. U roślin A. thaliana katalityczne wymiatanie ROS in vivo przez nanocerię prowadzi do poprawy fotosyntezy roślin w warunkach wysokiego światła, ciepła i stresów chłodzących8. Stosowanie nanocerii do gleby zwiększa również biomasę pędów i plon ziarna pszenicy (Triticum aestivum)11; Rośliny rzepaku (Brassica napus) traktowane nanocerią mają wyższą biomasę roślinną w warunkach stresu solnego12.

Nanoceria oferuje bioinżynierom i biologom roślin narzędzie oparte na nanotechnologii, które pozwala zrozumieć reakcje na stres abiotyczny i zwiększyć tolerancję roślin na stres abiotyczny. Zdolności nanocerii do wymiatania ROS in vivo są niezależne od gatunków roślin, a łatwe dostarczanie do tkanek roślinnych może potencjalnie umożliwić szerokie zastosowanie poza organizmami modelowymi. W przeciwieństwie do innych metod opartych na genetyce, nanoceria nie wymaga generowania linii roślinnych z nadekspresją enzymów przeciwutleniających w celu uzyskania wyższej zdolności wymiatania ROS13. Infiltracja nanocerii przez blaszki liściowe do roślin jest praktycznym podejściem do badań laboratoryjnych.

Ogólnym celem tego protokołu jest opisanie 1) syntezy i charakterystyki ujemnie naładowanych nanocerii kwasu poli(akrylowego) (PNC), 2) dostarczania i śledzenia PNC w komórkach liści, oraz 3) monitorowania oczyszczania ROS z wykorzystaniem PNC in vivo. W tym protokole syntetyzowane są ujemnie naładowane nanoceria kwasu poli(akrylowego) (PNC), które charakteryzują się widmem absorpcyjnym, średnicą hydrodynamiczną i potencjałem zeta. Opisujemy prostą metodę infiltracji blaszki liściowej w celu dostarczenia PNC do tkanek liści roślin. Do obrazowania in vivo rozmieszczenia nanocząstek w komórkach mezofilu użyto barwnika fluorescencyjnego (DiI) do znakowania PNC (DiI-PNC) i obserwacji nanocząstek za pomocą konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej. Na koniec wyjaśniamy, jak monitorować wymiatanie in vivo PNC ROS za pomocą mikroskopii konfokalnej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Uprawa roślin A. thaliana

  1. Wysiewaj nasiona A. thaliana w jednorazowych doniczkach o wymiarach 5 cm x 5 cm wypełnionych standardową mieszanką gleby. Umieść 32 takie doniczki w plastikowej tacy wypełnionej wodą (głębokość ~ 0,5 cm) i przenieś plastikową tacę z roślinami do komory wzrostu roślin.
    1. Ustaw ustawienia komory wzrostowej w następujący sposób: odpowiednio aktywne promieniowanie fotosyntetyczne (PAR) 200 μmol/ms, 24 ± 1 °C w dzień i 21 ± 1 °C w nocy, wilgotność 60% i 14/10 h światła dziennego/nocnego.
  2. Rozcieńczyć każdą doniczkę, aby po tygodniu kiełkowania pozostała tylko jedna roślina. Zwróć uwagę, aby w każdej doniczce trzymać sadzonki o podobnej wielkości.
  3. Podlewaj garnki, wylewając wodę z kranu bezpośrednio na plastikową tackę raz na dwa dni. Uprawiaj rośliny przez cztery tygodnie. Rośliny A. thaliana są gotowe do dalszego użycia.

2. Synteza i charakterystyka PNC

  1. Odważyć 1,08 g azotanu ceru (III) i rozpuścić go w 2,5 ml wody klasy biologii molekularnej w stożkowej probówce o pojemności 50 ml.
  2. Odważyć 4,5 g kwasu poli(akrylowego) i rozpuścić go w 5 ml wody klasy biologii molekularnej w stożkowej probówce o pojemności 50 ml.
  3. Dokładnie wymieszaj te dwa roztwory przy 2,000 obr./min przez 15 minut za pomocą cyfrowego miksera wirowego.
  4. Przenieść 15 ml roztworu wodorotlenku amonu (7,2 M) do szklanej zlewki o pojemności 50 ml.
  5. Mieszając z prędkością 500 obr./min, dodawać kroplami mieszaninę z kroku 2.3 do roztworu wodorotlenku amonu i mieszać z prędkością 500 obr./min w temperaturze pokojowej przez 24 godziny w dygestorium.
  6. Przykryj zlewkę kawałkiem papieru, aby uniknąć znacznej utraty roztworu podczas reakcji przez noc.
  7. Po 24 godzinach przenieść otrzymany roztwór do stożkowej probówki o pojemności 50 ml i odwirować go przy 3 900 x g przez 1 godzinę w celu usunięcia wszelkich ewentualnych zanieczyszczeń i dużych aglomeratów.
  8. Przenieść te 22,5 ml roztworu supernatantu do trzech filtrów 15 ml 10 kDa i napełnić pozostałą część filtra wodą molekularną, aby uzyskać całkowite rozcieńczenie 45 ml.
  9. Oczyścić roztwór sklarowanego osadu z wolnych polimerów i innych odczynników za pomocą wirówki stołowej, dodając supernatant do filtra o pojemności 15 ml i 10 kDa i odwirować przy 3 900 x g przez 15 minut. Powtórzyć ten krok co najmniej sześć razy.
  10. Zmierzyć absorbancję eluentu w każdym cyklu za pomocą spektrofotometru UV-VIS o długości fali od 220 do 700 nm, aby upewnić się, że w końcowym roztworze PNC nie ma wolnych polimerów i innych odczynników.
  11. Pobrany roztwór PNC należy pobrać do strzykawki o pojemności 5 ml i przefiltrować go do filtra strzykawkowego o porach 20 nm. Zebrać przefiltrowany roztwór PNC w stożkowej probówce o pojemności 50 ml.
  12. Pobrać rozcieńczony końcowy roztwór PNC do plastikowej kuwety i zmierzyć jego absorbancję za pomocą spektrofotometru UV-VIS od 220-700 nm. Szczyt absorbancji PNC wynosi 271 nm.
  13. Oblicz jego stężenie, korzystając z prawa Beera-Lamberta: A = εCL. A to absorbancja wartości piku dla danej próbki, ɛ to molowy współczynnik absorpcji PNC (cm-1 M-1), L to długość drogi optycznej (szerokość kuwety, 1 cm w tej metodzie), a C to stężenie molowe mierzonych nanocząstek.
  14. Zmierz średnicę hydrodynamiczną i potencjał zeta zsyntetyzowanego PNC za pomocą analizatora wielkości cząstek i potencjału zeta (Rysunek 1).
  15. Końcowy roztwór PNC należy przechowywać w lodówce (4 °C) do czasu dalszego użycia.
    UWAGA: Proszę zapoznać się z Wu i wsp. 8, aby uzyskać więcej informacji na temat charakterystyki PNC.

3. Etykietowanie PNC barwnikiem fluorescencyjnym DiI

  1. Wymieszaj 0,4 ml 5 mM (58 mg/L) PNC z 3,6 ml wody klasy biologii molekularnej w szklanej fiolce o pojemności 20 ml i mieszaj z prędkością 500 obr./min.
  2. Dodać 24 μl roztworu barwnika nadchloranu 1,1'-dioktadecylo-3,3,3',3'-tetrametyloindokarbocyjaniny (DiI, 2,5 mg/ml; rozcieńczyć w DMSO) do 176 μl DMSO (dimetylosulfotlenku) w celu uzyskania roztworu barwnika DiI.
  3. Dodaj barwnik DiI kroplami do roztworu PNC, mieszając z prędkością 1,000 obr./min przez 1 minutę w temperaturze otoczenia.
  4. Przenieś tę otrzymaną mieszaninę do filtra o pojemności 15 ml i 10 kDa i napełnij probówkę do góry wodą klasy biologii molekularnej, aby uzyskać całkowite rozcieńczenie 15 ml.
  5. Roztwór PNC (DiI-PNC) znakowany DiI należy oczyścić z DMSO i wszelkich możliwych wolnych barwników DiI przez wirowanie na stole z filtrem 15 ml 10 kDa przy 3,900 x g przez 5 minut.
    1. Powtórz krok 3.5 co najmniej pięć razy.
  6. Przefiltruj końcowe roztwory DiI-PNC przez filtr strzykawkowy o wielkości porów 20 nm.
  7. Zmierz absorbancję końcowego DiI-PNC za pomocą spektrofotometrii UV-VIS i oblicz jego stężenie zgodnie z prawem Beera-Lamberta (Rysunek 2). Zobacz krok 2.13, aby uzyskać więcej informacji.
  8. Przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C do dalszego wykorzystania.

4. Infiltracja liści roślin za pomocą PNC

  1. Dodać 0,1 ml buforu infiltracyjnego (100 mM TES, 100 mM MgCl2, pH 7,5, dostosowane HCl) do 0,9 ml 0,5 mM roztworu PNC lub DiI-PNC i przemieszać go wirowo. Jako kontrolę ujemną należy użyć roztworu 10 mM buforu infiltracyjnego TES.
  2. Przenieść 0,2 ml roztworu infiltracyjnego PNC lub DiI-PNC do sterylnej strzykawki bezigłowej o pojemności 1 ml. Stuknij, aby usunąć wszelkie możliwe pęcherzyki powietrza.
  3. Wyjmij roślinę z komory wzrostowej tuż przed infiltracją nanocząsteczkami, aby uniknąć możliwego zamknięcia aparatów szparkowych w warunkach oświetlenia pomieszczenia.
  4. Przed infiltracją zmierz zawartość chlorofilu z liści A. thaliana o podobnej wielkości za pomocą miernika chlorofilu. Zmierz każdy liść za pomocą trzech powtórzeń (każda replika składa się z co najmniej trzech pomiarów)14. Wybierz liście A. thaliana o podobnej zawartości chlorofilu do eksperymentu infiltracji.
  5. Powoli naciekać liście niedawno przygotowanym roztworem PNC lub DiI-PNC, delikatnie dociskając końcówkę strzykawki bezigłowej do dna blaszki liściowej (strona abaksjalna) i wciskając tłok (Rysunek 3A).
  6. Delikatnie zetrzyj nadmiar roztworu, który pozostaje na powierzchni blaszki liściowej (Rysunek 3B) za pomocą delikatnej wycieraczki roboczej (Rysunek 3C) i oznacz roślinę. Używaj nowych delikatnych chusteczek do zadań dla każdej grupy liści.
  7. Utrzymuj naciekane rośliny A. thaliana na ławce w celu adaptacji liści i inkubacji z PNC lub DiI-PNC przez 3 godziny
    UWAGA: Infiltrowane rośliny A. thaliana są wtedy gotowe do dalszego użycia (Rysunek 3D).

5. Przygotowanie próbek liści do mikroskopii konfokalnej

  1. Rozwałkuj ilość żelu obserwacyjnego wielkości ziarnka grochu na promień około 1 cm (Rysunek 4A), a następnie rozprowadź go na szklanym szkiełku do grubości 1 mm ( Rysunek 4B).
  2. Użyj świdra korkowego (średnica 0,3 cm), aby wyciąć okrągły przekrój w środku żelu obserwacyjnego na szkiełku podstawowym (Rysunek 4C).
  3. Dobrze wypełnij nacięcie całkowicie perfluorodekaliną (PFD), aby uzyskać głębszą i lepszą rozdzielczość obrazowania konfokalnego w tkankach liści.
  4. Użyj świdra korkowego (średnica 0,2 cm), aby zebrać krążki liściowe z zaadaptowanych roślin A. thaliana infiltrowanych przez DiI-PNC (Rysunek 4D).
  5. Zamontuj krążek liściowy w dobrze wypełnionej PFD; skieruj stronę naciekającą (abaksyjną) liścia do góry.
  6. Umieść kwadratowe szkiełko nakrywkowe na dysku liściowym i delikatnie równomiernie dociśnij szkiełko nakrywkowe, aby uszczelnić je żelem obserwacyjnym i upewnić się, że żadne pęcherzyki powietrza nie pozostały uwięzione (Rysunek 4E).

6. Obrazowanie DiI-PNC w tkankach liści za pomocą mikroskopii konfokalnej

  1. Użyj soczewki obiektywowej 40X w odwróconym laserowym skaningowym mikroskopie konfokalnym.
  2. Upuść dwie do trzech kropli ddH2O na wierzch soczewki obiektywu 40X.
  3. Umieść przygotowane szkiełko z próbką liści naciekanych DiI-PNC na odwróconej soczewce obiektywu 40X.
    1. Upewnij się, że strona szkiełka nakrywkowego, ale nie szkiełko szkiełkowe, styka się bezpośrednio z ddH2O na soczewce.
  4. Znajdź obszar zainteresowania w próbce pod mikroskopem za pomocą światła laserowego lub jasnego pola.
  5. Uruchom oprogramowanie mikroskopu i włącz laser argonowy (ustawiony na 20%).
  6. Ustaw otwór w taki sposób, aby zebrał wycinek optyczny mniejszy niż 2 μm i średnią liniową 4.
  7. Zobrazuj próbkę za pomocą mikroskopu konfokalnego Ustawienia: wzbudzenie laserowe 514 nm (30 %); Grubość przekroju Z-Stack: 2 μm; PMT1: 550-615 nm (dla obrazowania DiI-PNC); PMT2: 700-800 nm (do obrazowania chloroplastów).
  8. Wykonaj reprezentatywne obrazy konfokalne próbek liści od różnych osobników, co najmniej trzech powtórzeń biologicznych.

7. Obrazowanie PNC in vivo ROS Oczyszczanie za pomocą mikroskopii konfokalnej

  1. Przygotować oddzielnie 25 μM dioctan 2',7'-dichlorodihydrofluoresceiny (H2DCFDA, barwnik do oznaczania ogólnego ROS) i 10 μM barwników dihydroetydydy (DHE, barwnik do oznaczania anionu ponadtlenkowego) w buforze infiltracyjnym TES (pH 7,5) w probówkach do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml.
  2. Użyj omacnicy korkowej (średnica 0,2 cm), aby zebrać krążki liściowe z zaadaptowanych roślin A. thaliana infiltrowanych przez PNC.
    1. Użyj ostrej końcówki kleszczy, aby zrobić trzy do czterech otworów w krążkach liści, aby przyspieszyć proces ładowania barwnika.
  3. Przenieść krążki liściowe oddzielnie do probówek mikrowirówkowych zH2, DCFDA i DHE i inkubować przez 30 minut w ciemności.
  4. Po inkubacji przepłukać krążki liściowe trzykrotnymddH2O i umieścić je w szkiełku podstawowym z żelem obserwacyjnym (patrz punkt 5 protokołu).
  5. Umieść szkiełko w mikroskopie konfokalnym i ręcznie ustaw ostrość na obszarze komórek mezofilu liści. Szczegółowe informacje znajdują się w sekcji 6 Protokołu.
  6. Wystaw dyski liściowe na działanie lasera UV-A (405 nm) przez 3 minuty, aby wygenerować ROS i zarejestrować zmianę intensywności sygnału ROS w szeregach czasowych ("xyt") na dysk liścia.
  7. Obraz dysku liścia za pomocą ustawień mikroskopu konfokalnego: obiektyw wodny 40x; wzbudzenie laserowe 496 nm; PMT1: 500-600 nm (do wykrywania barwników DHE i DCFDA); PMT2: 700-800 nm (do wykrywania chloroplastów). Jako kontrolę ujemną należy użyć rośliny infiltrowanej tylko roztworem buforowym do infiltracji.

8. PNC Oczyszczanie H2O2 in vitro

  1. Przeprowadź aktywność mimetyczną CAT (katalazy) zsyntetyzowanego PNC in vitro, postępując zgodnie z metodami opisanymi w poprzednich publikacjach3,8,15
  2. Dodaj 45,4 μl 1x buforu infiltracyjnego TES (10 mM TES, 10 mM MgCl2, pH 7,5, dostosowane HCl), PNC (60 nM, 3 μL) i H2O2 (2 μM, 1 μL) do dołka (biała płytka 96 dołków z okrągłym dnem) i delikatnie wymieszaj pipetując.
  3. Dodać 10-acetylo-3,7-dihydroksyfenoksazynę (stężenie robocze 100 μM, 0,5 μL) i peroksydazę chrzanową (HRP; stężenie robocze 0,2 U/ml, 0,1 μL) do studzienki, delikatnie wymieszać pipetując i inkubować przez 30 minut. 10-acetylo-3,7-dihydroksyfenoksazyna reaguje zH2O2i jest przekształcana w rezorufinę w obecności HRP.
    1. Owiń płytkę folią aluminiową, aby uniknąć światła podczas inkubacji.
    2. Przygotować kontrolę ujemną, używając buforu reakcyjnego lub wody w celu zastąpieniaH2O2.
    3. Z wyjątkiem roztworu podstawowego, wszystkie inne roztwory należy przygotować w temperaturze otoczenia.
  4. Po inkubacji, za pomocą czytnika płytek, monitorować absorbancję przy 560 nm, aby użyć rezorufiny do wskazania poziomuH2O2. Ustaw reżim czasu na 0, 2, 5, 10, 20 i 30 min.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Synteza i charakterystyka PNC.
PNC zostały zsyntetyzowane, oczyszczone i scharakteryzowane zgodnie z metodą opisaną w sekcji 2 protokołu. Na Ryc. 1A przedstawiono barwę roztworów azotanu ceru, PAA, mieszaniny azotanu ceru i PAA oraz PNC. Po syntezie PNC zaobserwowano zmianę barwy z białej na jasnożółtą. Po oczyszczeniu za pomocą filtra 10 kDa, PNC scharakteryzowano przy użyciu spektrofotometru UV...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym protokole opisujemy syntezę PNC, charakterystykę, znakowanie barwnikiem fluorescencyjnym i obrazowanie konfokalne nanocząstek w komórkach mezofilu roślinnego, aby wykazać ich aktywność wymiatania ROS in vivo . PNC są syntetyzowane z mieszaniny azotanu ceru i roztworu PAA w wodorotlenku amonu. PNC charakteryzują się spektrofotomerią absorpcyjną i stężeniem wyznaczanym za pomocą prawa Beera-Lambertsa. Pomiary potencjału Zeta potwierdziły ujemnie naładowaną powierzchnię PNC w celu zwiększenia dostarczania do ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Uniwersytet Kalifornijski, Riverside i USDA National Institute of Food and Agriculture, projekt Hatch 1009710 J.P.G. Materiał ten oparty jest na pracach wspieranych przez National Science Foundation w ramach grantu nr 1817363 dla J.P.G.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Sześciowodny azotan ceru (III)Sigma-Aldrich238538-100G
Woda klasy biologii molekularnej, CorningVWR45001-044 
Stożkowe probówki wirówkowe Falcon 50 mlVWR14-959-49A
Poly (kwas akrylowy) 1,800 MwSigma-Aldrich323667-100G
Cyfrowy mikser wirowy FisherbrandFisher Scientific02-215-370
Akcesorium do cyfrowego miksera wirowego Fisherbrand, wkładka ustalającaFisher Scientific02-215-391
Akcesoria do cyfrowego miksera wirowego Fisherbrand: Zestaw wkładek piankowychFisher Scientific02-215-395
Roztwór wodorotlenku amonuSigma-Aldrich05002-1L
Zlewki PYREX Griffin, z podziałką, CorningVWR13912-149 
RCT basicIKA3810001
Mikrowirówka Eppendorf 5424VWR80094-126
Filtry odśrodkowe Amicon Ultra-15Millipore-SigmaUFC901024
Allegra X-30 SeriaBeckman CoulterB06314
UV-2600 SptecrofotometrShimadzuUV-2600 120V
Filtr strzykawkowy Whatman Anotop 10Sigma-AldrichWHA68091102
BD Jednorazowe strzykawki z końcówkami Luer-LokFisher Scientific14-829-45
Zetasizer Nano SMalvern PanalyticalZen 1600
1,1′-dioctadecyl-3,3,3′,3′-tetrametyloindokarbocyjaniny nadchloranSigma-Aldrich42364-100MG
Sultlenek dimetylu, ACSVWRBDH1115-1LP
Sunshine Mix #1 LC1Green Island Distributors, Inc5212601.CFL080P
Adaptis 1000ConvironA1000
TES, >99% (miareczkowanieSigma-AldrichT1375-100G
Chlorek magnezuSigma-AldrichM8266-1KG
Całkowicie plastikowa strzykawka Air-Tite Norm-JectFisher Scientific14-817-25
Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delikatne wycieraczkido zadań Fisher Scientific06-666A
Carolina Observation GelCarolina132700
Szkiełka mikroskopowe Corning, matowe z jednej strony, z jednego końcaSigma-AldrichCLS294875X25-72EA
Świdr korkowy Zestawy z uchwytamiFisher ScientificS50166A
PerfluorodecalinSigma-AldrichP9900-25G
Okulary Micro Cover Glasses, Kwadratowe, Nr 1VWR48366-045
Laserowy skaningowy mikroskop konfokalny Leica TCS SP5Leica MicrosystemsTCS SP5
2′,7′-Dichlorofluorescin dioctanSigma-AldrichD6883-250MG
DihydroethidiumSigma-AldrichD7008-10MG
Probówki do mikrowirówek premium Fisherbrand: 1,5 mlKuwety Fisher Scientific05-408-129
Eppendorf UvetteSigma-AldrichZ605050-80EA
Miernik chlorofilu Konica Minolta-502
Wirówka stołowa

Bibliografia

  1. Xu, C., Qu, X. Cerium oxide nanoparticle: A remarkably versatile rare earth nanomaterial for biological applications. NPG Asia Materials. 6 (3), 90-116 (2014).
  2. Nelson, B., Johnson, M., Walker, M., Riley, K., Sims, C. Antioxidant cerium oxide nanoparticles in biology and medicine. Antioxidants. 5 (2), 15(2016).
  3. Gupta, A., Das, S., Neal, C. J., Seal, S. Controlling the surface chemistry of cerium oxide nanoparticles for biological applications. Journal of Materials Chemistry B. 4 (19), 3195-3202 (2016).
  4. Walkey, C., et al. Catalytic properties and biomedical applications of cerium oxide nanoparticles. Environ. Sci.: Nano. 2 (1), 33-53 (2015).
  5. Pulido-Reyes, G., et al. Untangling the biological effects of cerium oxide nanoparticles: the role of surface valence states. Scientific reports. 5, 15613(2015).
  6. Dutta, P., et al. Concentration of Ce3+ and oxygen vacancies in cerium oxide nanoparticles. Chemistry of Materials. 18 (21), 5144-5146 (2006).
  7. Boghossian, A. A., et al. Application of nanoparticle antioxidants to enable hyperstable chloroplasts for solar energy harvesting. Advanced Energy Materials. 3, 881-893 (2013).
  8. Wu, H., Tito, N., Giraldo, J. P. Anionic cerium oxide nanoparticles protect plant photosynthesis from abiotic stress by scavenging reactive oxygen species. ACS Nano. 11 (11), 11283-11297 (2017).
  9. Giraldo, J. P., et al. Plant nanobionics approach to augment photosynthesis and biochemical sensing. Nature Materials. 13 (4), 400-408 (2014).
  10. Demidchik, V. Mechanisms of oxidative stress in plants: From classical chemistry to cell biology. Environmental and Experimental Botany. 109, 212-228 (2015).
  11. Rico, C. M., et al. Cerium oxide nanoparticles impact yield and modify nutritional parameters in wheat (Triticum aestivum L.). Journal of Agricultural and Food Chemistry. 62 (40), 9669-9675 (2014).
  12. Rossi, L., Zhang, W., Lombardini, L., Ma, X. The impact of cerium oxide nanoparticles on the salt stress responses of Brassica napus L. Environmental Pollution. 219, 28-36 (2016).
  13. Xu, J., Duan, X., Yang, J., Beeching, J. R., Zhang, P. Enhanced reactive oxygen species scavenging by overproduction of superoxide dismutase and catalase delays postharvest physiological deterioration of cassava storage roots. Plant Physiology. 161 (3), 1517-1528 (2013).
  14. Wu, H., et al. Developing and validating a high-throughput assay for salinity tissue tolerance in wheat and barley. Planta. , (2015).
  15. Pirmohamed, T., et al. Nanoceria exhibit redox state-dependent catalase mimetic activity. Chemical communications. 46 (16), Cambridge, England. 2736-2738 (2010).
  16. Asati, A., Santra, S., Kaittanis, C., Perez, J. M. Surface-charge-dependent cell localization and cytotoxicity of cerium oxide nanoparticles. ACS nano. 4, 5321-5331 (2010).
  17. Li, J., Wu, H., Santana, I., Fahlgren, M., Giraldo, J. P. Standoff optical glucose sensing in photosynthetic organisms by a quantum dot fluorescent probe. ACS Applied Materials & Interfaces. , (2018).
  18. Wu, H., Shabala, L., Shabala, S., Giraldo, J. P. Hydroxyl radical scavenging by cerium oxide nanoparticles improves Arabidopsis salinity tolerance by enhancing leaf mesophyll potassium retention. Environmental Science: Nano. 5 (7), 1567-1583 (2018).
  19. Merad-Boudia, M., Nicole, A., Santiard-Baron, D., Saillé, C., Ceballos-Picot, I. Mitochondrial impairment as an early event in the process of apoptosis induced by glutathione depletion in neuronal cells: Relevance to Parkinson's disease. Biochemical Pharmacology. 56 (5), 645-655 (1998).
  20. Zhao, H., et al. Detection and characterization of the product of hydroethidine and intracellular superoxide by HPLC and limitations of fluorescence. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (16), 5727-5732 (2005).
  21. Sun, C., Li, H., Chen, L. Nanostructured ceria-based materials: synthesis, properties, and applications. Energy & Environmental Science. 5 (9), 8475(2012).
  22. Hirano, M., Inagaki, M. Preparation of monodispersed cerium(iv) oxide particles by thermal hydrolysis: influence of the presence of urea and Gd doping on their morphology and growth. Journal of Materials Chemistry. 10 (2), 473-477 (2000).
  23. Xi, D. M., Liu, W. S., Yang, G. D., Wu, C. A., Zheng, C. C. Seed-specific overexpression of antioxidant genes in Arabidopsis enhances oxidative stress tolerance during germination and early seedling growth. Plant Biotechnology Journal. 8 (7), 796-806 (2010).
  24. Wu, H., Santana, I., Dansie, J., Vivo Giraldo, J. P. In Vivo delivery of nanoparticles into plant leaves. Current Protocols in Chemical Biology. 9 (4), 269-284 (2017).
  25. Fukushima, K., Hasebe, M. Adaxial-abaxial polarity: The developmental basis of leaf shape diversity. Genesis. 52 (1), 1-18 (2014).
  26. Monda, K., et al. Enhanced stomatal conductance by a spontaneous Arabidopsis tetraploid, Me-o, results from increased stomatal size and greater stomatal aperture. Plant physiology. 170 (3), 1435-1444 (2016).
  27. Petrov, V., Hille, J., Mueller-Roeber, B., Gechev, T. S. ROS-mediated abiotic stress-induced programmed cell death in plants. Frontiers in Plant Science. 6, 1-16 (2015).
  28. Chaves, M. M., Flexas, J., Pinheiro, C. Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell. Annals of Botany. 103 (4), 551-560 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

abiotyczny stres roślinmikroskopia konfokalnainfiltracja blaszki liściowejspektrofotometr UV-Visanalizator wielkości cząstekśrednica hydrodynamicznafluorescencyjny barwnik DiIneutralizacja ROS
Katalityczne oczyszczanie roślinnych reaktywnych form tlenu in vivo za pomocą anionowych nanocząstek tlenku ceru
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.