Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Hiperandrogenny model myszy do badania zespołu policystycznych jajników

11.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58379

⸱

2 października 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Health, Beijing Military General Hospital, 3Southern Medical University, 4Department of Molecular and Cellular Physiology, Johns Hopkins University School of Medicine, 5Department of Gynecology and Obstetrics, Johns Hopkins University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy rozwój szczupłego modelu myszy podobnego do PCOS z granulką dihydrotestosteronu w celu zbadania patofizjologii PCOS i potomstwa z tych matek podobnych do PCOS.

Streszczenie

Hiperandrogenemia odgrywa kluczową rolę w funkcjach reprodukcyjnych i metabolicznych u kobiet i jest cechą charakterystyczną zespołu policystycznych jajników. Opracowanie szczupłego modelu myszy podobnego do PCOS, który naśladuje kobiety z PCOS, ma znaczenie kliniczne. W niniejszym protokole opisujemy taki model. Wkładając 4 mm długości krystalicznej granulki proszku DHT (dihydrotestosteron) (całkowita długość granulki wynosi 8 mm) i wymieniając ją co miesiąc, jesteśmy w stanie wyprodukować model myszy podobny do PCOS, z poziomem DHT w surowicy 2 razy wyższym niż myszy bez implantacji DHT (no-DHT). Zaobserwowaliśmy dysfunkcję rozrodczą i metaboliczną bez zmiany masy ciała i składu ciała. Wykazując wysoki stopień niepłodności, niewielka podgrupa tych samic myszy podobnych do PCOS może zajść w ciążę, a ich potomstwo wykazuje opóźnione dojrzewanie i zwiększony poziom testosteronu w wieku dorosłym. Ten podobny do PCOS model szczupłej myszy jest użytecznym narzędziem do badania patofizjologii PCOS i potomstwa z tych matek podobnych do PCOS.

Wprowadzenie

Hiperandrogenizm jest cechą charakterystyczną zespołu policystycznych jajników (PCOS) według kryteriów NIH oraz Towarzystwa Nadmiar Androgenów i PCOS (AE-PCOS). Kobiety z PCOS mają trudności z zajściem w ciążę i mają zwiększone ryzyko powikłań ciąży1. Nawet jeśli zajdą w ciążę, ich potomstwo płci żeńskiej ma niekorzystne skutki zdrowotne2,3. Modele zwierzęce zostały opracowane przy użyciu różnych strategii4,5,6,7,8,9,10,11,12 i wykazujące wiele cech PCOS (brak owulacji i/lub upośledzona tolerancja glukozy i insuliny) ze zwiększoną masą ciała i otyłością związaną z powiększeniem wielkości adipocytów i zwiększoną masą adipocytów. Istnieją dwie główne strategie tworzenia modeli zwierzęcych, które są wykorzystywane do badania PCOS. Jednym z nich jest leczenie wysokim poziomem androgenów bezpośrednio (egzogenne wstrzyknięcie/insercja androgenu) lub pośrednio (np. blokowanie konwersji androgenów do estrogenów za pomocą inhibitora aromatazy) po urodzeniu13. Innym jest nadmierna ekspozycja płodu na androgeny podczas ciąży14,15 w celu zbadania potomstwa. Na przykład potomstwo płci żeńskiej małpy rezus16,17, owce18 i gryzonie narażone na męski poziom androgenów w okresie wewnątrzmacicznym rozwijają cechy podobne do PCOS w późniejszym życiu. Modele te znacznie poszerzyły naszą wiedzę na temat podwyższonego wpływu androgenów, programowania płodu i wpływu środowiska macicy. Modele te mają jednak swoje ograniczenia: 1) u zwierząt rozwija się otyłość i dlatego trudno jest oddzielić skutki hiperandrogenemii od dysfunkcji rozrodczych i metabolicznych wywołanych otyłością; 2) przed ciążą kobiety z PCOS wykazują już wysoki poziom androgenów, dlatego oocyty były narażone na nadmiar androgenów przed zapłodnieniem; 3) farmakologiczne dawki testosteronu (T) lub dihydrotestosteronu (DHT) stosowane po urodzeniu lub w czasie ciąży mogą nie odzwierciedlać androgenowego środowiska PCOS. Poziomy testosteronu i DHT zostały zmierzone w płynie pęcherzykowym jajnika i/lub surowicy, a poziomy testosteronu i DHT są od 1,5 do 3,9 razy wyższe u kobiet z PCOS5,19,20,21,22,23 w porównaniu z kobietami, które nie są dotknięte chorobą. Stworzyliśmy model dorosłej myszy23,24,25, u którego rozwija się dysfunkcja reprodukcyjna i metaboliczna w ciągu dwóch tygodni od rozpoczęcia przewlekłej ekspozycji na DHT po wprowadzeniu granulki z kryształowym proszkiem DHT o długości 4 mm (całkowita długość granulki wynosi 8 mm). Model ten wytwarza poziomy DHT w surowicy, które są około 2-krotnie wyższe (określane jako 2xDHT) niż u myszy kontrolnych bez leczenia DHT. Myszy 2xDHT nie wykazują zmian w podstawowym surowicy estradiolu, testosteronu, LH i nie rozwijają otyłości, a także wykazują podobną masę jajników, poziom cholesterolu w surowicy, wolne kwasy tłuszczowe, leptynę, TNFα i IL-623,24,25 w stosunku do kontroli nawet do 3,5 miesiąca po wprowadzeniu DHT23,24,25. Dodatkowo, poprzez kojarzenie samic, które już rozwinęły cechy PCOS, możemy badać wpływ hiperandrogenicznego środowiska matki na zdrowie metaboliczne i reprodukcyjne potomstwa15.

Ten nowy paradygmat (istotny dla kryteriów NIH i AE-PCOS Society) modeluje chorobę, wytwarzając względnie podobne poziomy androgenów do tych u kobiet z PCOS, 2- do 3-krotnie wyższy poziom testosteronu lub DHT w porównaniu do kobiet zdrowych. Jednak model ten jest utrzymywany przez ciągły egzogenny DHT, a nie przez zaprogramowany endogenny hiperandrogenizm po odstawieniu DHT. Ogólnym celem tego artykułu jest skupienie się na 1) jak zrobić granulat DHT; 2) jak wygenerować model myszy podobny do lean-PCOS; 3) strategie oceny potomstwa płci żeńskiej z tych matek. Inne pomiary i ocena fenotypów nie są omówione w tym manuskrypcie, ale można je znaleźć w5,15,23,24,25,26.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Tutaj prezentujemy szczegółowe protokoły przygotowania i wprowadzania granulatu DHT oraz testów reprodukcyjnych i metabolicznych. Myszy użyte w tym badaniu miały mieszane tło (C57/B6, CD1, 129Sv) i były utrzymywane z jedzeniem i wodą ad libitum w cyklu 14/10 godzin światła/ciemności w temperaturze 24 °C w obiekcie dla zwierząt Broadway Research Building w Johns Hopkins University School of Medicine. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa.

1. Utwórz model myszy podobny do PCOS

  1. Przygotowanie granulatu DHT
    1. Autoklaw rurki silastyczne do sterylizacji. Wytnij rurki silastyczne na długość 15 mm za pomocą żyletki;
    2. Uszczelnij jedną stronę, wstrzykując silikonowy klej medyczny do probówki za pomocą igły o sile 20 G przymocowanej do strzykawki o pojemności 3 ml. Tłok należy wyjąć ze strzykawki, a następnie wprowadzić klej do zbiornika. Tłok jest ponownie wkładany, a klej wciskany w dół, aż zacznie wychodzić z igły. igłę wykonuje się poprzez przecięcie ostrej końcówki igły 20 G dowolnymi mocnymi nożyczkami. Długość silikonu w tubie powinna być większa niż 2 mm, aby umożliwić przycinanie po produkcji;
    3. Suszyć przez noc; sprawdzić, czy po uszczelnionej stronie nie ma pęcherzyków powietrza. Te bez pęcherzyków powietrza są używane do granulek DHT. Inne mogą być używane do granulek kontrolnych bez DHT.
    4. Załóż rękawice, maskę, okulary i fartuch laboratoryjny przed zrobieniem granulatu DHT w kapturze, aby uniknąć narażenia na DHT na skórę.
    5. Wsypać proszek DHT do plastikowej łódki wagowej i wcisnąć otwartą stronę nasadek z klejem (wyprodukowanych w A1.1) do proszku DHT.
    6. Proszek DHT można ubić za pomocą dużego spinacza do papieru, który jest wyprostowany. Kontynuuj, aż DHT osiągnie wysokość 4 mm (lub pożądaną długość). Sprawdź długość DHT linijką i uszczelnij otwartą stronę silikonem, wysusz przez noc.
    7. Wytnij każdą uszczelnioną stronę, aby uzyskać długość silikonu o długości 2 mm. Całkowita długość pelletu wyniesie 8 mm.
    8. Uszczelnij obie strony pustej rurki silastycznej jako pelety kontrolne (bez DHT).
    9. Przechowuj granulki w stożkowej probówce o pojemności 50 ml owiniętej folią (aby zapobiec ekspozycji na światło) w temperaturze pokojowej do momentu użycia. Granulki DHT zachowują pełną skuteczność przez co najmniej 3 miesiące przechowywania.
  2. Wprowadzanie i zastępowanie DHT
    1. Do 20 granulek DHT lub granulek kontrolnych zanurza się oddzielnie w stożkowej probówce o pojemności 50 ml z 30 ml sterylnej 0,9% soli fizjologicznej przez 24 godziny w temperaturze 37 °C w celu zrównoważenia tuż przed włożeniem.
    2. Przed zabiegiem powierzchnie i rękawice są dezynfekowane za pomocą clidox, a powierzchnie robocze są pokrywane czystym papierem chłonnym z tworzywa sztucznego (podkładka chirurgiczna). Wszystkie narzędzia, które mają kontakt ze zwierzętami, są odkażane przed wejściem do obiektu dla zwierząt poprzez autoklawowanie. Narzędzia zostaną pozostawione do wyschnięcia i ostygnięcia przed użyciem.
    3. Wykorzystuje się 2-miesięczne samice myszy (4–5 myszy w klatce). Myszom wstrzykuje się dootrzewnowo ksylazynę (3,5 mg/kg masy ciała) i ketaminę (78,8 mg/kg masy ciała) za pomocą strzykawki insulinowej. Obliczenia dotyczące mieszania i dozowania znieczulenia znajdują się w Tabeli 1.
    4. Po uzyskaniu odpowiedniego znieczulenia, mierzonego utratą odruchu u nogi i spowolnionym oddechem, mysz zostanie przygotowana do operacji.
    5. Zdezynfekuj skórę obszaru za pomocą betadyny za pomocą sterylnej gazy i wyczyść 70% etanolem. Obszar zostanie ponownie pomalowany betadyną.
    6. Wytnij otwór o długości około 5 mm nożyczkami pod skórą w pobliżu szyi. Za pomocą trocharu 10 G wykonaj mały tunel (15 mm) w kierunku rostralnym. Osad jest wprowadzany grzbietowo z trocharem.
    7. Otwór jest następnie uszczelniany klejem chirurgicznym. Ręcznie przybliż krawędzie rany za pomocą kleszczy i delikatnych pociągnięć szczotką, aby nałożyć cienką warstwę płynnego kleju na przybliżone krawędzie rany. Nałóż 3 cienkie warstwy kleju, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie kleju na ranie. Klej powinien sięgać 1 cm z każdej strony przylegających do siebie krawędzi rany. Do zamknięcia otworu można również użyć szwów lub klipsów chirurgicznych. Umieść myszy z powrotem w klatce, trzymanej pojedynczo, z poduszką grzewczą w celu odzyskania sprawności. Wymieniaj granulki co 4 tygodnie, aby utrzymać stały poziom ekspozycji na androgeny. Oryginalny granulek zostanie usunięty, a nowy granulek zostanie włożony zgodnie z opisem w A1.15 w podobnej pozycji.
    8. Przetestuj cykliczność rujową po 3 dniach od wprowadzenia DHT. Etap cyklu rujowego ocenia się za pomocą cytologii pochwy. Komórki pochwy są pobierane przez 16 kolejnych dni za pomocą pipetora p10 w celu wstrzyknięcia sterylnego roztworu soli fizjologicznej (około 10 μl) do jamy pochwy, a następnie pobrania soli fizjologicznej za pomocą tej samej sterylnej końcówki pipety. Komórki pochwy złuszczone ze ściany pochwy mieszają się z solą fizjologiczną i są zbierane.
    9. Rozprowadź sól fizjologiczną z komórkami na oznaczonym szkiełku. Każdy szkiełko może zawierać sześć próbek. Szkiełka są oznaczone w celu odnotowania, która próbka jest umieszczona w każdej z sześciu lokalizacji.
    10. Po całkowitym wyschnięciu soli fizjologicznej na szkiełku włóż szkiełka do pojemnika ze 100% etanolem, aby utrwalić komórki. Szkiełka powinny być utrwalone przez co najmniej 5 minut, ale mogą pozostać w utrwalaczu przez czas nieokreślony do dalszego użycia.
    11. Umieść szkiełka w roztworach barwiących na 1 minutę każde dla buforu B i C. Umyj szkiełka wodą z kranu i wysusz w temperaturze pokojowej.
    12. Zbadaj morfologię komórek pod mikroskopem światła obiektywowego 10X. Morfologia komórek w celu rozróżnienia proestrus (P), estrus (E), metestrus (M) i diestrus (D) jest opisana w references27,28,29.
    13. Policz dni w każdym etapie i podziel je przez łączną liczbę dni, aby obliczyć procent czasu na każdym etapie.
    14. Przetestuj tolerancję glukozy po 21 dniach od wprowadzenia DHT, poszcząc myszy przez noc (16 godzin) i wstrzykując dootrzewnowo 2 g / kg masy ciała 20% dekstrozy. Na przykład, jeśli masa ciała myszy wynosi 25 g, mysz ta zostanie wstrzyknięta 250 μl 20% dekstrozy za pomocą strzykawki insulinowej o pojemności 50 ml (0,5 ml). Poziom glukozy ocenia się za pomocą glukometru i pasków testowych, pobierając próbki krwi z żyły ogonowej po 0, 15, 30, 60, 90, 120 min. Jest to szczegółowo opisane w innym miejscu30.
  3. Pobieranie krwi
    1. Krew należy pobierać w różnych dniach po wprowadzeniu DHT (ograniczamy objętość kolekcji do 100 μl dla steroidu i 30ul dla testu LH / FSH) między 9 a 10 rano przez krwawienie z żyły podżuchwowej lancetem. Jest to opisane w11.
    2. Odwirować krew w temperaturze 6 000 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut i zebrać warstwę surowicy do innej probówki o pojemności 1,5 ml, którą można przechowywać w temperaturze -80 °C do czasu oznaczenia.

2. Oceń profile reprodukcyjne żeńskiego potomstwa z przewlekle wprowadzonych matek DHT

  1. gody
    1. Samica myszy, która ma być poddana badaniu, jest przenoszona do klatki z udowodnionym płodnym samcem (który wcześniej miał młode z samicą myszy) po 15 dniach od wprowadzenia osadu.
    2. Dokumentuj masę ciała matki co tydzień, aby określić, czy mysz jest w ciąży. Wzrost masy ciała matki o więcej niż 3 g w ciągu tygodnia wskazuje na ciążę.
    3. Krew matek należy pobrać w drugim tygodniu po zaobserwowaniu wzrostu masy ciała matek powyżej 3 g w stosunku do poprzedniego tygodnia.
  2. Dojrzewanie oceniane na podstawie otwarcia pochwy i pierwszej rui
    1. Sprawdzaj otwarcie pochwy za pomocą oględzin codziennie po odsadzeniu szczeniąt w 21 dniu po urodzeniu (PND), zmierz odległość odbytu i narządów płciowych i zapisz wiek otwarcia pochwy.
    2. Po otwarciu pochwy należy codziennie pobierać komórki pochwy, jak opisano w 1.2.8–1.2.11, aby sprawdzić cykliczność rujową.
    3. Obserwuj morfologię komórki, jak opisano w 1.2.12, a pierwsza ruja jest zdefiniowana jako data, w której wszystkie komórki są zrogowaciałymi komórkami nabłonka.
  3. Masa ciała i uderzenie w ucho
    1. Zanurz końcówkę lancetu w paście do tatuażu i oznacz każde szczenię tatuażem na palcu u nogi, jak opisano w reference12 przy 7 PND i waż myszy co 7 dni do 70 dnia życia.
    2. Myszy do dziurkowania uszu numerują je za pomocą systemu w Rysunek 1 od 12 do 16 PND. Aby odróżnić płeć, zbadaj brzuszną stronę ciała, samice będą miały widoczne sutki.
    3. Pobrać krew w wieku 21, 26, 70 PND po urodzeniu, jak opisano powyżej w 1.3.1
  4. Test hormonalny
    1. Poziomy DHT w surowicy krwi są mierzone zarówno za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA), jak i za pomocą tandemowej spektrometrii mas chromatografii cieczowej (LC-MS)23,24,31,32. T mierzy się za pomocą LC-MS, czyli testu ELISA szczur/mysz, który został zatwierdzony przez University of Virginia Ligand Assay Core w Center for Research in Reproduction23,24.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Poziomy DHT w surowicy i test tolerancji glukozy

Poziomy DHT w pobranym surowicy zmierzono za pomocą testu ELISA oraz LC-MS zgodnie z protokołami 1.24–1.25 oraz 2.9, 3.0. Bezwzględne wartości DHT różnią się pomiędzy spektrometrią mas a testem ELISA, jednak względna krotność (około 2-krotna) poziomu DHT w grupie z implantacją DHT względem grupy bez implantacji jest podobna w obu testach oraz we wszystkich eksperymentach

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Hiperandrogenizm jest kluczową cechą PCOS. Poziomy DHT w surowicy (dwa razy wyższe u myszy DHT niż u myszy bez DHT) stosowane w tym protokole są niższe niż te zgłaszane przez innych badaczy w poprzednich badaniach i są skalibrowane tak, aby proporcjonalnie naśladować kobiety z PCOS 5,19,20,21. W przeciwieństwie do innych modeli, ten 2-krotny model DHT nie zmienia masy ciała i składu całego ciał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health (Granty R00-HD068130 dla S.W.) oraz Baltimore Diabetes Research Center: Pilots and Feasibility Grant (dla S.W.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Krystaliczny proszek 5α-DHTSigma-AldrichA8380-1G
Dow Corning Silastic rurkiFisher Scientific11-189-15D0,04 cala / 1 mm średnica wewnętrzna x0,085 cala / 2,15 mm średnica zewnętrzna
Klej medyczny silikonCzynnik II, InC.A-100
Gogle, fartuchy laboratoryjne, rękawice i maski.
10 &mikro; L końcówki do pipet bez filtraUSA Scientific 11113700
Szkiełko mikroskopowe do rozmazuFisher Scientific12-550-003
Diff Quik do barwienia komórekFisher ScientificNC9979740
LancetFisher ScientificNC9416572
mL StrzykawkaBecton, Dickinson and Company (BD),30985
dołączona igła: 20 GBD305176
Linijka: dowolna długość niż 10 cm ze skalą milimetrową.
XylazineVet one AnnSeA LA, MWI, BoiseNDC13985-704-10100 mg/ml
Chlorowodorek ketaminyHospira, IncNDC 0409-2051-05100 mg/ml
Zszywka chirurgicznaAutoClip® System, Fine Science Tool12020-00
Strzykawka insulinowaBD3294611/2 CC, strzykawka insulinowa o niskiej dawce U-100
TrokarInnowacyjne badania Ameryki MikroskopMP-182
Carl Zeiss Primo Star415500-0010-001Niemcy
Dziurkacz w uchoFisher Scientific13-812-201
ELISA testosteronu szczur/mysz zestawIBLB79174
DHT Zestaw ELISAAlpha Diagnostic International1940
Ultraglukometr jednym dotknięciemLife Scan, Inc.
Ultra paski testowe za jednym dotknięciemLife Scan, Inc.
Rurka EppendorfFisher Scientific05-402-18
ŻyletkaFisher Scientific12-640
ClidoxPodkładka chirurgiczna Fisher Scientific
Fisher Scientific50587953Producent: Andwin Scientific 56616018
Roztwór antyseptyczny BetadineWalgreens
3M Vetbond (cyjanoakrylan n-butylu)3M Science. Odnoszące się do życia
3 NC0089321

Bibliografia

  1. Palomba, S., de Wilde, M. A., Falbo, A., Koster, M. P., La Sala, G. B., Fauser, B. C. Pregnancy complications in women with polycystic ovary syndrome. Hum. Reprod. Update. 21 (5), 575-592 (2015).
  2. Doherty, D. A., Newnham, J. P., Bower, C., Hart, R. Implications of polycystic ovary syndrome for pregnancy and for the health of offspring. Obstet. Gynecol. 125 (6), 1397-1406 (2015).
  3. de Wilde, M. A., et al. Cardiovascular and Metabolic Health of 74 Children From Women Previously Diagnosed With Polycystic Ovary Syndrome in Comparison With a Population-Based Reference Cohort. Reprod. Sci. , 1933719117749761 (2018).
  4. Caldwell, A. S., et al. Characterization of reproductive, metabolic, and endocrine features of polycystic ovary syndrome in female hyperandrogenic mouse models. Endocrinology. 155 (8), 3146-3159 (2014).
  5. van Houten, E. L., Kramer, P., McLuskey, A., Karels, B., Themmen, A. P., Visser, J. A. Reproductive and metabolic phenotype of a mouse model of PCOS. Endocrinology. 153 (6), 2861-2869 (2012).
  6. Cardoso, R. C., Puttabyatappa, M., Padmanabhan, V. Steroidogenic versus Metabolic Programming of Reproductive Neuroendocrine, Ovarian and Metabolic Dysfunctions. Neuroendocrinology. 102 (3), 226-237 (2015).
  7. Dumesic, D. A., Abbott, D. H., Padmanabhan, V. Polycystic ovary syndrome and its developmental origins. Rev. Endocr. Metab Disord. 8 (2), 127-141 (2007).
  8. Kauffman, A. S., et al. A Novel Letrozole Model Recapitulates Both the Reproductive and Metabolic Phenotypes of Polycystic Ovary Syndrome in Female Mice. Biol Reprod. 93 (3), 69(2015).
  9. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The Gut Microbiome Is Altered in a Letrozole-Induced Mouse Model of Polycystic Ovary Syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509(2016).
  10. Kafali, H., Iriadam, M., Ozardali, I., Demir, N. Letrozole-induced polycystic ovaries in the rat: a new model for cystic ovarian disease. Arch. Med. Res. 35 (2), 103-108 (2004).
  11. Maliqueo, M., Benrick, A., Stener-Victorin, E. Rodent models of polycystic ovary syndrome: phenotypic presentation, pathophysiology, and the effects of different interventions. Semin. Reprod. Med. 32 (3), 183-193 (2014).
  12. Yanes, L. L., et al. Cardiovascular-renal and metabolic characterization of a rat model of polycystic ovary syndrome. Gend. Med. 8 (2), 103-115 (2011).
  13. Kauffman, A. S., et al. A Novel Letrozole Model Recapitulates Both the Reproductive and Metabolic Phenotypes of Polycystic Ovary Syndrome in Female Mice. Biol. Reprod. 93 (3), 69(2015).
  14. Filippou, P., Homburg, R. Is foetal hyperexposure to androgens a cause of PCOS? Hum. Reprod. Update. 23 (4), 421-432 (2017).
  15. Wang, Z., Shen, M., Xue, P., DiVall, S. A., Segars, J., Wu, S. Female Offspring From Chronic Hyperandrogenemic Dams Exhibit Delayed Puberty and Impaired Ovarian Reserve. Endocrinology. 159 (2), 1242-1252 (2018).
  16. Abbott, D. H., Barnett, D. K., Bruns, C. M., Dumesic, D. A. Androgen excess fetal programming of female reproduction: a developmental aetiology for polycystic ovary syndrome? Hum. Reprod. Update. 11 (4), 357-374 (2005).
  17. Abbott, D. H., Dumesic, D. A., Franks, S. Developmental origin of polycystic ovary syndrome - a hypothesis. J. Endocrinol. 174 (1), 1-5 (2002).
  18. Padmanabhan, V., Veiga-Lopez, A. Sheep models of polycystic ovary syndrome phenotype. Mol. Cell. Endocrinology. 373 (1-2), 8-20 (2013).
  19. Pierre, A., et al. Dysregulation of the Anti-Mullerian Hormone System by Steroids in Women With Polycystic Ovary Syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 102 (11), (2017).
  20. Dumesic, D. A., et al. Hyperandrogenism Accompanies Increased Intra-Abdominal Fat Storage in Normal Weight Polycystic Ovary Syndrome Women. J. Clin. Endocrinol. Metab. 101 (11), 4178-4188 (2016).
  21. Fassnacht, M., Schlenz, N., Schneider, S. B., Wudy, S. A., Allolio, B., Arlt, W. Beyond adrenal and ovarian androgen generation: Increased peripheral 5 alpha-reductase activity in women with polycystic ovary syndrome. J. Clin. Endocrinol. Metab. 88 (6), 2760-2766 (2003).
  22. Dikensoy, E., Balat, O., Pence, S., Akcali, C., Cicek, H. The risk of hepatotoxicity during long-term and low-dose flutamide treatment in hirsutism. Arch. Gynecol. Obstet. 279 (3), 321-327 (2009).
  23. Ma, Y., et al. Androgen Receptor in the Ovary Theca Cells Plays a Critical Role in Androgen-Induced Reproductive Dysfunction. Endocrinology. , en20161608(2016).
  24. Andrisse, S., et al. Low Dose Dihydrotestosterone Drives Metabolic Dysfunction via Cytosolic and Nuclear Hepatic Androgen Receptor Mechanisms. Endocrinology. , en20161553(2016).
  25. Andrisse, S., Billings, K., Xue, P., Wu, S. Insulin signaling displayed a differential tissue-specific response to low-dose dihydrotestosterone in female mice. Am. J. Physiol.Endocrinol. Metab. 314 (4), E353-E365 (2018).
  26. van Houten, E. L., Visser, J. A. Mouse models to study polycystic ovary syndrome: a possible link between metabolism and ovarian function? Reprod. Biol. 14 (1), 32-43 (2014).
  27. Caligioni, C. S. Assessing reproductive status/stages in mice. Curr. Protoc. Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4I (2009).
  28. Wu, S., et al. Conditional knockout of the androgen receptor in gonadotropes reveals crucial roles for androgen in gonadotropin synthesis and surge in female mice. Mol. Endocrinol. 28 (10), 1670-1681 (2014).
  29. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology. Biol. Reprod. 27 (2), 327-339 (1982).
  30. Dinger, K., et al. Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes. Journal of Visualized Experiments. (133), (2018).
  31. Nilsson, M. E., et al. Measurement of a Comprehensive Sex Steroid Profile in Rodent Serum by High-Sensitive Gas Chromatography-Tandem Mass Spectrometry. Endocrinology. 156 (7), (2015).
  32. McNamara, K. M., Harwood, D. T., Simanainen, U., Walters, K. A., Jimenez, M., Handelsman, D. J. Measurement of sex steroids in murine blood and reproductive tissues by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 121 (3-5), 611-618 (2010).
  33. Klein, S. L., Bird, B. H., Glass, G. E. Sex differences in Seoul virus infection are not related to adult sex steroid concentrations in Norway rats. J. Virol. 74 (17), 8213-8217 (2000).
  34. Siracusa, M. C., Overstreet, M. G., Housseau, F., Scott, A. L., Klein, S. L. 17beta-estradiol alters the activity of conventional and IFN-producing killer dendritic cells. J. Immunol. 180 (3), 1423-1431 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przygotowanie pellet w DHTmodel zespo u policystycznych jajnik wpoziomy DHT w surowicyanaliza cyliczno ci rujowejtest tolerancji glukozypobieranie krwi z y y pod uchwowejocena otwarcia sromnikapomiar odleg o ci od odbytu do sromnikaocena dojrzewania p ciowego potomstwa
Hiperandrogenny model myszy do badania zespołu policystycznych jajników
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.