Artykuł metodologiczny

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) u myszy

DOI:

10.3791/58517

⸱

23 września 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Tecnologia em Medicina Molecular (CTMM), Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) jest techniką terapeutyczną proponowaną do leczenia chorób psychicznych. Model zwierzęcy jest niezbędny do zrozumienia konkretnych zmian biologicznych wywoływanych przez tDCS. Ten protokół opisuje model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) to nieinwazyjna technika neuromodulacji proponowana jako alternatywne lub uzupełniające leczenie kilku chorób neuropsychiatrycznych. Biologiczne skutki tDCS nie są w pełni zrozumiałe, co częściowo wynika z trudności w uzyskaniu ludzkiej tkanki mózgowej. Protokół ten opisuje model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę, co pozwala na badanie długotrwałych skutków biologicznych tDCS. W tym modelu eksperymentalnym tDCS zmienia ekspresję genów w korze mózgowej i stanowi znaczący wkład w zrozumienie przesłanek jego terapeutycznego stosowania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) to nieinwazyjna, tania technika terapeutyczna, która skupia się na modulacji neuronów poprzez użycie prądów ciągłych o niskim natężeniu1. Obecnie istnieją dwie konfiguracje (anodowa i katodowa) dla tDCS. Podczas gdy stymulacja anodowa wywiera pole elektryczne zbyt słabe, aby wyzwolić potencjały czynnościowe, badania elektrofizjologiczne wykazały, że ta metoda powoduje zmiany w plastyczności synaptycznej2. Na przykład dowody wskazują, że tDCS indukuje długoterminowe efekty wzmocnienia (LTP), takie jak zwiększona amplituda szczytowa pobudzających potencjałów postsynaptycznych 3,4 i modulacja pobudliwości korowej5.

Na odwrót, stymulacja katodowa wywołuje hamowanie, co prowadzi do hiperpolaryzacji błony6. Hipoteza dotycząca tego mechanizmu opiera się na wynikach fizjologicznych, w których opisano tDCS w celu modulacji częstotliwości i czasu trwania potencjału czynnościowego w ciele neuronalnym3. Warto zauważyć, że efekt ten nie wywołuje bezpośrednio potencjałów czynnościowych, chociaż może przesunąć próg depolaryzacji i ułatwić lub utrudnić odpalanie neuronów7. Te kontrastujące efekty zostały już wcześniej zademonstrowane. Na przykład stymulacja anodowa i katodowa wywołała przeciwstawne efekty w reakcjach warunkowych zarejestrowanych za pomocą aktywności elektromiografii u królików8. Jednak badania wykazały również, że długotrwałe sesje stymulacji anodowej mogą zmniejszać pobudliwość, podczas gdy wzrost prądów katodowych może prowadzić do pobudliwości, prezentując efekty kontrastujące z samym sobą3.

Zarówno bodźce anodowe, jak i katodowe agregują użycie par elektrod. Na przykład w stymulacji anodowej elektroda "aktywna" lub "anoda" jest umieszczana nad obszarem mózgu, który ma być modulowany, podczas gdy elektroda "referencyjna" lub "katodowa" znajduje się nad obszarem, w którym zakłada się, że wpływ prądu jest nieistotny9. W stymulacji katodowej rozmieszczenie elektrod jest odwrócone. Intensywność stymulacji dla skutecznego tDCS zależy od natężenia prądu i wymiarów elektrod, które w różny sposób wpływają na pole elektryczne10. W większości opublikowanych badań średnie natężenie prądu wynosi od 0,10 do 2,0 mA i od 0,1 mA do 0,8 mA odpowiednio dla ludzi i myszy6,11. Chociaż rozmiar elektrody wynoszący 35cm2 jest zwykle używany u ludzi, nie ma właściwego zrozumienia wymiarów elektrod dla gryzoni i potrzebne jest dokładniejsze badanie6.

tDCS został zaproponowany w badaniach klinicznych z próbą zaoferowania alternatywnego lub uzupełniającego leczenia kilku zaburzeń neurologicznych i neuropsychiatrycznych11 takich jak padaczka12, choroba afektywna dwubiegunowa13, udar5, duża depresja14, choroba Alzheimera15, stwardnienie rozsiane16 oraz Choroba Parkinsona17. Pomimo rosnącego zainteresowania tDCS i jego zastosowania w badaniach klinicznych, szczegółowe zmiany wywołane komórkowe i molekularne w tkance mózgowej, krótko- i długotrwałe efekty, a także wyniki behawioralne, nie zostały jeszcze dokładniej zbadane18,19. Ponieważ bezpośrednie podejście człowieka do dokładnego zbadania tDCS nie jest wykonalne, zastosowanie modelu zwierzęcego tDCS może dostarczyć cennych informacji na temat zdarzeń komórkowych i molekularnych leżących u podstaw mechanizmów terapeutycznych tDCS ze względu na dostępność tkanki mózgowej zwierzęcia.

Dostępne dowody są ograniczone na temat modeli tDCS u myszy. W większości zgłoszonych modeli wykorzystano różne układy implantacji, wymiary elektrod i materiały. Na przykład Winkler i in. (2017) wszczepili elektrodę głowicową (Ag/AgCl, średnica 4 mm) wypełnioną solą fizjologiczną i przymocowali ją do czaszki za pomocą cementu akrylowego i20. W przeciwieństwie do naszego podejścia, wszczepiono im elektrodę piersiową (platynowa, 20 x 1,5 mm). Nasehi i in. (2017) zastosowali procedurę bardzo podobną do naszej, chociaż elektroda piersiowa została wykonana z gąbki nasączonej solą fizjologiczną (wypełnionej węglem, 9,5 cm2)21. W innym badaniu wszczepiono obie elektrody do głowy zwierzęcia, co osiągnięto za pomocą stałych płytek i pokryciu głowy zwierzęcia przewodnikiem hydrożelowym22. W tym miejscu opisujemy model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę za pomocą prostych procedur chirurgicznych i konfiguracji tDCS (ryc. 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym eksperymencie użyto indywidualnie trzymanych dorosłych samców (8-12 tygodni) myszy C57BL/6. Zwierzęta otrzymały odpowiednią opiekę przed, w trakcie i po procedurach doświadczalnych z pokarmem i wodą ad libitum. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez komisję etyczną ds. zwierząt z Federalnego Uniwersytetu Minas Gerais (protokół nr 59/2014).

1. Umiejscowienie elektrody

  1. Uspokajanie i unieruchamianie zwierzęcia na aparacie stereotaktycznym
    1. Wysterylizuj wszystkie niezbędne narzędzia chirurgiczne.
      Nuta. Narzędzia chirurgiczne sterylizowano przez 3 minuty w temperaturze 440 °C. Waciki bawełniane sterylizowano w autoklawie w temperaturze 20 psi (funtów na cal kwadratowy) w temperaturze 121 °C przez 20 minut.
    2. Ustaw regulator platformy termicznej na 37 °C.
    3. Zważyć zwierzę i obliczyć odpowiednią dawkę do indukcji znieczulenia. Stosować mieszaninę ketaminy i ksylazyny w dawce 100 mg/kg ketaminy i 8 mg/kg ksylazyny, podawaną dootrzewnowo (rozmiar igły, 31 G). Zwierzę powinno zasnąć w ciągu 2 do 3 minut.
    4. Użyj golarki elektrycznej lub maszynki do golenia, aby ogolić pole operacyjne.
    5. Umieść zwierzę na aparacie stereotaktycznym nad wstępnie podgrzaną płytą grzewczą.
    6. Chwyć głowę zwierzęcia i włóż końcówki nauszników do każdego z uszu zwierzęcia, aby przymocować je do platformy stereotaktycznej.
    7. Sprawdź, czy nie ma bocznego przesuwania głowy i niewielkiego ruchu pionowego, powoli zmieniając ułożenie głowy zwierzęcia.
    8. Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj ją na miejscu, dokręcając.
    9. Ustawić izofluran na 1% przy 1,0 l/minO2.
    10. Nałóż maść do oczu zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.
  2. Mocowanie implantu do głowy zwierzęcia
    1. Za pomocą bawełnianych wacików przygotuj miejsce operacji za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z jodu powidonu (lub 2% chlorheksydyny) i 70% etanolu.
    2. Użyj pęsety, aby sprawdzić głębokość znieczulenia, lekko ściskając palce u nóg zwierzęcia i sprawdzając utratę odruchu wycofania pedału (szczypania palca).
    3. Wykonaj nacięcie około 3 mm za linią uszu zwierzęcia i zatrzymaj się na linii oczu. Miejsce nacięcia musi mieć około 1 cm długości, aby było wystarczająco duże, aby można było przyjąć implant.
    4. Delikatnie zeskrob czaszkę skrobakiem do kości, aby poprawić przyczepność kleju i cementu. Rób to lekko ręcznie z zamiarem stworzenia mikro zadrapań.
    5. Ostrożnie umieść haczyki chirurgiczne na luźnej skórze, aby utrzymać otwarte pole operacyjne i wolne od przeszkód, takich jak skóra i sierść.
    6. Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby wysuszyć skórę głowy zwierzęcia.
    7. Użyj mikroskopu preparacyjnego, aby uwidocznić górną część czaszki zwierzęcia.
    8. Przymocuj igłę do uchwytu stereotaktycznego i zlokalizuj bregmę. Umieść igłę bezpośrednio nad głową zwierzęcia, lekko dotykając bregmy.
    9. Wyzeruj wszystkie współrzędne na cyfrowym znaczniku, a następnie podnieś wskazówkę.
    10. Zamocuj implant tDCS na uchwycie stereotaktycznym. Umieść implant nad głową zwierzęcia i powoli opuść go na obszar zainteresowania, używając odpowiednich współrzędnych stereotaktycznych.
    11. Za pomocą igły rozprowadź 1 kroplę (około 35 μl) super kleju na podstawie implantu.
    12. Powoli przesuwaj uchwyt w dół, aż dotknie czaszki. Upewnij się, że podstawa implantu całkowicie styka się z powierzchnią.
    13. Przygotuj cement chirurgiczny zgodnie z instrukcjami producenta.
    14. Po precyzyjnym ustawieniu nałóż 3 cienkie, równe warstwy cementu w poprzek czaszki i na dolną część implantu. Nakładaj kropla po kropli za pomocą pędzla do aplikacji. Warstwy muszą tworzyć strukturę w kształcie wzgórza w celu dalszego wsparcia strukturalnego implantu.
    15. Pozostaw gwint implantu czysty z cementu, aby umożliwić gładkie, niezakłócone połączenie.
    16. Pozostaw każdą warstwę do wyschnięcia na około 4 minuty.
    17. Po wyschnięciu ostrożnie wyjmij uchwyt, aż zostanie całkowicie odłączony od implantu. Zawsze należy zachować szczególną ostrożność podczas obchodzenia się z implantem, ponieważ może on zostać przypadkowo wyjęty z czaszki zwierzęcia.
  3. Zakończenie operacji i opieka pooperacyjna
    1. Nawilżaj skórę zwierzęcia w miejscu nacięcia wacikiem nasączonym solą fizjologiczną.
    2. Pokryj skórę na podstawie implantu tDCS.
    3. Użyj pęsety, aby połączyć tkankę i zamknij nacięcie kroplą kleju do tkanek chirurgicznych na 0,2 cm tkanki.
    4. Naciekać 1-2% lidokainy w miejscu nacięcia i tkankach leżących poniżej.
    5. Nawodnij mysz 500 μl roztworu mleczanu Ringera podskórnie.
    6. Umieść mysz w ogrzanej (37 °C) czystej, pojedynczej klatce.
    7. Umieść małe naczynie z mokrymi granulkami karmy w klatce, aby mieć łatwy dostęp do jedzenia w kolejnych godzinach.
    8. Zarejestruj wagę zwierzęcia po operacji.
    9. Zwierzę należy podawać ketoprofen (5 mg/kg) podskórnie po zabiegu i przez kolejne 2 dni.
    10. Uważnie monitoruj powrót zwierzęcia do zdrowia przez co najmniej 1 tydzień. Oceń wszelkie oznaki niepokoju, takie jak piloerekcja, brak pielęgnacji, zmniejszona lokomocja, drapanie ran i zapalenie miejsca operowanego.

2. Konfiguracja i stymulacja tDCS

  1. Konfiguracja tDCS (patrz Rysunek 2)
    Nuta. Upewnij się, że stymulator tDCS jest w pełni naładowany.
    1. Podłącz anody i katody do stymulatora tDCS i udostępnij je w pobliżu miejsca stymulacji. Przymocuj elektrodę pinową do uchwytu stereotaktycznego.
    2. Ustaw platformę termiczną na 37 °C.
    3. Włączyć przepływomierz tlenu w systemie znieczulenia wziewnego na 1 l/min.
    4. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia.
    5. Włącz waporyzator izofluranowy do 3%. Pozwól zwierzęciu poddać się działaniu izofluranu przez 4 minuty.
    6. Gdy zwierzę znajduje się w komorze indukcyjnej, użyj sterylnej strzykawki, aby napełnić elektrodę ciała 0,9% roztworem soli fizjologicznej.
    7. Wyjmij zwierzę z komory indukcyjnej i umieść jego klatkę piersiową nad elektrodą ciała.
    8. Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj ją na miejscu. Obniżyć wydajność izofluranu do 1,5%.
    9. Napełnij implant i elektrodę szpilkową solą fizjologiczną i ostrożnie je przymocuj.
    10. Dostosuj czas stymulacji i aktualną intensywność.
    11. Sprawdź jakość kontaktu na stymulatorze tDCS. Optymalny kontakt wynosi od 7 do 10 w skali od 1 do 10.
  2. stymulacja
    1. Rozpocznij stymulację.
    2. Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 30 s do wybranej wartości i utrzymuje się na stałym poziomie przez ustalony czas, a następnie, pod koniec sesji, ponownie spada.
    3. Aktywuj przycisk pozorny dla myszy kontrolnych.
    4. Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 30 s do wybranej wartości, a następnie spada do 1 przez pozostałą część okresu stymulacji z końcowym wzrostem do wybranej wartości na końcu z kolejnym zwiększaniem w dół.
    5. Po zakończeniu sesji stymulacji ostrożnie przenieś zwierzę do wstępnie ogrzanej (37 °C) klatki na 10 minut
      Nuta. Zwierzęta zaczynają się budzić po 3 minutach.
    6. Wyłącz system znieczulenia wziewnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół chirurgiczny wykazał długoterminową stabilność implantu przez co najmniej jeden miesiąc, bez sygnałów zapalnych w stymulowanym miejscu ani żadnych innych niepożądanych efektów. Wszystkie zwierzęta przeżyły zabieg chirurgiczny i sesje tDCS (n = 8). W tym eksperymencie implanty tDCS umieszczono nad korą M1 i M2 (+1,0 mm przednio-tylna i 0,0 mm boczna do bregmy). Tydzień później myszy tDCS (n = 3-4) i pozorowane (n = 3) były stymulowane przez pięć kolejnych dni w ciągu 10 minut przy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich latach techniki neurostymulacji wchodzą do praktyki klinicznej jako obiecująca procedura leczenia zaburzeń neuropsychiatrycznych23. Aby zmniejszyć ograniczenia wynikające z braku wiedzy na temat mechanizmów neurostymulacji, przedstawiliśmy tutaj mysi model tDCS z elektrodą, która może celować w obszary mózgu. Ponieważ elektroda jest przewlekle wszczepialna, ten model zwierzęcy umożliwia badanie długotrwałych efektów biologicznych wywoływanych przez tDCS (przez co najmniej 1 miesiąc) w ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy Panu Rodrigo de Souza za pomoc w utrzymaniu kolonii myszy. L.A.V.M jest stypendystą CAPES. Prace te zostały wsparte grantem PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka BD Ultra-Fine 50UBD10033430026Do iniekcji dootrzewnowej.
Golarka (Philips Multigroom)Philips (Brazylia)QG3340/16Do przycinania miejsca operowanego.
Sprzęt chirurgiczny
Model 940 Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt z cyfrową konsolą wyświetlaczaKOPF940Do chirurgicznego ograniczania i pozycjonowania zwierząt.
Model 922 Pręty nauszne z końcówką 60 stopni bez pękaniaKOPF922Do chirurgicznego ograniczania i pozycjonowania zwierząt.
Uchwyt do kaniuliKOPF1766-APDo pozycjonowania implantu.
Precyzyjny mikroskop lornetkowy stereo z zoomem (III) na statywie wysięgnikaWPIPZMIII-BSDo lokalizacji bregma i pozycjonowania implantu.
Model systemu kontroli temperatury KOPFTCAT-2LVDo kontroli termicznej zwierząt.
Źródło zimnego światła WPIWA-12633Do jasności ogniskowej
Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierząt z oczyszczaczemVetEquip901820Do dostarczania izofluranu i bezpieczeństwa.
Filtr adsorpcyjny z węglem aktywnym VaporGuardVetEquip931401Środki bezpieczeństwa systemu dostarczania. 
Model 923-B Uchwyt głowicy do znieczulenia gazem mysimKOPF923-BDo ograniczania zwierząt oraz dostarczania O2 i izofluranu.
Reduktor tlenu, butla elektroniczna VetEquip901305do regulacji i dostawy O2.
Wąż tlenowy – zielony VetEquip931503Do podawania O2 i izofluranu.
Sterylizator na podczerwień 800 º CMarconiMA1201Do sterylizacji narzędzi.
Surgical Instruments
Fine Scissors - ToughCutFine Science Tools14058-11Do nacinania.
Haczyki chirurgiczneINJEX1636In House Fabricated - Służą do oczyszczania pola operacyjnego ze skóry i sierści.
Standardowa pęseta lub kleszcze-do chwytania skóry.
Surgical Consumables
Vetbond3MSC-361931Do zamykania nacięć.
Zestaw do cementu i katalizatora (Duralay)Reliance2OZDo mocowania implantu.
Sterylne waciki bawełniane (autoklawowane)JnJ75UDo antyseptyki miejsca operowanego. 
Płytka 24-dołkowa (płytka do hodowli tkankowej)SARSTEDT831,836Do przygotowania cementu.
Pędzel aplikacyjnyparkellS286Do mieszania i aplikacji cementu.
Pharmaceutics
Xylazin (ANASEDAN 2%)Ceva Pharmaceutical (Brazylia)P10160Do indukcji znieczulenia.
Ketamina (DOPALEN 10%)Ceva Pharmaceutical (Brazylia)P30101Do indukcji znieczulenia.
Izofluran (100%)Crist&aaostry; lia (Brazylia)100MLDo konserwacji znieczulenia.
Lidokaina (XYLESTESIN 5%)Cristal Pharma-Doopieki pooperacyjnej.
Ketoprofen (PROFENID 100 mg)Sanofi Aventis20MLDo opieki pooperacyjnej.
Roztwór mleczanowy RingeraSANOBIOL LAB7898153652145Do pielęgnacji pooperacyjnej.
TobraDex (deksametazon 1 mg/g)Alcon631Do nawilżania i ochrony oczu. 
Stymulacja
Stymulator przezczaszkowy dla zwierzątSoterix Medical2100Dla obecnej generacji.
Uchwyt elektrody typu sworzniowego (cylindryczna podstawa uchwytu)Soterix Medical2100Wspornik elektrody (implant).
Elektroda pinowa (Ag/AgCl)Soterix Medical2100Do dostarczania prądu (elektroda). 
Nasadka elektrody typu pinowegoSoterix Medical2100Do ochrony implantów.
Elektroda do ciała (pokryta Ag/AgCl)Soterix Medical2100Do dostarczania prądu (elektroda). 
Roztwór soli fizjologicznej (0,9%)FarmaX7896902206441Podłoże przewodzące do dostarczania prądu.
Standardowa pęseta lub kleszcze-do konfiguracji tDCS.
Reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym
BioRad CFX96 System czasu rzeczywistegoBioRadC1000Do qPCR
SsoAdvancedTM Uniwersalny SYBR Green Supermix (5 X 1mL)BioRad1725271
płytek PCR z twardą skorupą qPCR COM 50 p/ CFX96BioRadHSP9601Do qPCR
Microseal "B" pieczęć pct c/ 100BioRadMSB1001Do qPCR
Do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
  2. Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
  3. Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
  4. Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).
  5. Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
  6. Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
  7. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  8. Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
  9. Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
  10. Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
  11. Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
  12. San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
  13. Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
  14. Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
  15. Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
  16. Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
  17. Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
  18. Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100(2016).
  19. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
  20. Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
  21. Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
  22. Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
  23. Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
  24. Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).
  25. Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model mysi tDCSimplantacja elektrodekspresja gen w w korzestymulacja anodowa i katodowaaparat stereotaktycznyznieczulenie izofluranemmieszanina ketaminy i ksylazynyaplikacja cementu chirurgicznegobehawioralna analiza molekularna

Powiązane artykuły