Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie optycznej tomografii koherentnej i odpowiedzi optokinetycznej jako strukturalnych i funkcjonalnych odczytów układu wzrokowego u myszy i szczurów

11.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58571

⸱

10 stycznia 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Heinrich-Heine-University Düsseldorf, 2Department of Cell Physiology, Faculty of Biology and Biotechnology, Ruhr-University Bochum, 3Division of Neuroinflammation and Glial Biology, Department of Neurology, University of California San Francisco

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiono szczegółowy protokół oceny odczytów strukturalnych i wizualnych u gryzoni za pomocą optycznej koherentnej tomografii i odpowiedzi optokinetycznej. Wyniki dostarczają cennych informacji dla badań okulistycznych i neurologicznych.

Streszczenie

Optyczna tomografia koherentna (OCT) to szybka, nieinwazyjna, interferometryczna technika pozwalająca na obrazowanie siatkówki w wysokiej rozdzielczości. Jest to idealne narzędzie do badania procesów neurodegeneracji, neuroprotekcji i neuronaprawy obejmujących układ wzrokowy, ponieważ często są one dobrze skorelowane ze zmianami w siatkówce. Jako odczyt funkcjonalny, wizualnie wywołane kompensacyjne ruchy gałek ocznych i głowy są powszechnie stosowane w modelach eksperymentalnych obejmujących funkcję wzrokową. Połączenie obu technik pozwala na ilościowe badanie struktury i funkcji in vivo, które można wykorzystać do zbadania stanów patologicznych lub oceny potencjału nowych terapii. Dużą zaletą prezentowanych technik jest możliwość wykonywania analiz podłużnych pozwalających na badanie procesów dynamicznych, zmniejszających zmienność i zmniejszających liczbę zwierząt potrzebnych do doświadczeń. Opisany protokół ma na celu zapewnienie podręcznika do pozyskiwania i analizy wysokiej jakości skanów siatkówki myszy i szczurów przy użyciu taniego, dostosowanego uchwytu z opcją podawania znieczulenia wziewnego. Ponadto proponowany przewodnik ma służyć jako podręcznik instruktażowy dla badaczy wykorzystujących analizę odpowiedzi optokinetycznej (OKR) u gryzoni, którą można dostosować do ich specyficznych potrzeb i zainteresowań.

Wprowadzenie

Badanie szlaku wzrokowego, jako części ośrodkowego układu nerwowego, okazało się skutecznym punktem wyjścia do rozwiązania nie tylko problemów okulistycznych1,2,3,4,5, ale także neurologic6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 pytań. W ostatnich latach OCT i OKR zostały zidentyfikowane jako użyteczne, analityczne, nieinwazyjne narzędzia do oceny szerokiej gamy retinopatii i objawów siatkówkowych w różnych modelach gryzoni17,18,19,20,21,22,23,24,25. OCT pozwala na szybką i wysokorozdzielczą wizualizację in vivo morfologii i struktury siatkówki u myszy i szczurów, z wynikami dobrze zgodnymi z histologicznymi przekrojami siatkówki zwierząt 26. OKR to szybka i solidna metoda ilościowej oceny funkcji wzrokowych.

Wiele urządzeń OCT umożliwia jednoczesne obrazowanie laserowej oftalmoskopii skaningowej (cSLO) o różnych długościach fal, co dostarcza informacji diagnostycznych na temat patologii siatkówki, tj. wizualizacji złogów lipofuscyny lub zmian nabłonka barwnikowego siatkówki27. Ponadto możliwe jest obrazowanie in vivo komórek znakowanych fluorescencyjnie u zwierząt transgenicznych28,29,30,31,32. Jednak zastosowanie technologii OCT w modelach gryzoni jest nadal trudne, głównie ze względu na mały rozmiar oczu. Kilka dostępnych na rynku urządzeń wymaga adaptacji, a często do obrazowania zwierząt różnych gatunków wymagany jest inny rozmiar uchwytu. Dodatkowo zwierzęta wymagają znieczulenia do pomiaru.

OKR urządzenia mogą być używane do oceny funkcji wzrokowych u gryzoni. Zwierzęta są umieszczane na platformie w środku rzeczywistego lub wirtualnego cylindra wyświetlającego ruchomą kratę, którą zwierzęta śledzą za pomocą odruchowych ruchów głowy i szyi. Ta odpowiedź optokinekińska jest zmniejszona lub wyeliminowana w przypadku zmniejszenia lub utraty funkcji wzrokowej.

Celem tego protokołu jest przedstawienie podręcznika do pomiaru grubości siatkówki za pomocą dostępnego na rynku urządzenia OCT z niestandardowym uchwytem zapewniającym znieczulenie wziewne. Protokół ilustruje sposób analizowania skanów woluminów za pomocą oprogramowania dostarczonego przez producenta. W przypadku testów wizualnych celem jest dostarczenie instrukcji, jak korzystać z dostępnego na rynku systemu do oceny OKR.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi eksperymentalnymi zatwierdzonymi przez władze regionalne (Państwowa Agencja ds. Przyrody, Środowiska i Ochrony Konsumentów; numer referencyjny 84-02.04.2014.A059) i zgodne z Oświadczeniem Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką (ARVO) dotyczącym wykorzystywania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych oraz z europejską dyrektywą 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych.

1. Konfokalna skaningowa laserowa oftalmoskopia - optyczna koherentna tomografia

UWAGA: Protokół pomiaru cSLO-OCT można dostosować do wszystkich szczepów myszy laboratoryjnych i szczurów.

  1. Przygotowanie do konfiguracji i wstępnego obrazowania
    UWAGA: Konfiguracja systemu urządzenia OCT używanego w tym protokole została już opisana w innym miejscu31.
  2. Preparat dla gryzoni do znieczulenia wziewnego
    1. Umieść gryzonia w komorze indukcyjnej i ustaw parownik na stężenie izofluranu 2% przy 2 l/minO2.
    2. Sprawdź, czy gryzoń jest znieczulony, szczypiąc ogon, wyjmij go z komory i zawiń w ręcznik papierowy, aby się ogrzał.
    3. Umieść gryzonia w niestandardowym uchwycie33 i zaczep siekacze szczęki o zintegrowany pręt zgryzowy ustnika, podłączony do parownika (2,5% izofluranu w dawce 2 l/min O2).
    4. Nałóż jedną kroplę Phenylephrine 2,5%-Tropicamide 0,5% na każde oko, aby rozszerzyć źrenice.
    5. Po 1 minucie zetrzyj nadmiar płynu z kropli do oczu i nasmaruj oczy żelem okulistycznym na bazie metylocelulozy (np. kroplami do oczu hypromeloza 0,3%), aby uniknąć wysuszenia i zmętnienia rogówki.
    6. Umieść niestandardowe soczewki kontaktowe (+4 dioptrie) na oku myszy ręcznie lub za pomocą kleszczy. Przykryj oko szczura szklaną płytką (np. okrągłym szkiełkiem nakrywkowym o średnicy 12 mm) bez właściwości optycznych, aby zapewnić płaską powierzchnię.
      UWAGA: Monitoruj częstość oddechów podczas znieczulenia. W razie potrzeby należy zwiększyć lub zmniejszyć stężenie izofluranu.
  3. Pomiar i analiza
    UWAGA: Upewnij się, że wykonujesz i raportujesz pomiary OCT zgodnie z zaleceniami APOTEL34 i przeprowadzaj kontrolę jakości zgodnie z kryteriami konsensusu OSCAR-IB35. Ponieważ zalecenia te zostały opracowane dla obrazów OCT u ludzi, niektóre kryteria nie mają zastosowania lub mają zastosowanie tylko częściowo.
    1. Aby zobrazować lewe oko, ustaw uchwyt tak, jak pokazano na Rysunek 1A, aby upewnić się, że bańka lewego oka gryzonia jest skierowana w stronę kamery.
    2. Naciśnij przycisk Start w prawym rogu wyświetlacza panelu sterowania, aby uruchomić tryb akwizycji.
    3. Ustaw dźwignię filtra w pozycji R i wybierz BR+OCT dla obrazowania dna oka z niebieskim odbiciem i akwizycji B-scan na panelu sterowania.
    4. Ustaw odległość ostrości na ok. 38 dioptrii za pomocą pokrętła ostrości z tyłu aparatu i przybliżaj siatkówkę, aż skan OCT będzie widoczny na ekranie.
      UWAGA: Przy pierwszym pomiarze ramię referencyjne musi być przystosowane do pomiaru gryzoni. Naciśnij kombinację Ctrl+Alt+Shift+O i dostosuj wartość ramienia referencyjnego w otwartym oknie, aż na ekranie pojawi się skanowanie OCT.
    5. Aby zapewnić ścieżkę wiązki przez środek źrenicy o prostopadłym kącie do siatkówki we wszystkich płaszczyznach, ustaw tarczę nerwu wzrokowego w środku oświetlonego pola (BR) i dostosuj poziome i pionowe skany linii B do poziomu poziomego, obracając/obracając uchwyt (Rysunek 1B) lub przesuwając kamerę.
    6. Wybierz tryb skanowania woluminu i ustaw go na 25 skanów B w trybie wysokiej rozdzielczości przy 50 automatycznym śledzeniu w czasie rzeczywistym (ART, rasteryzowany z 50 uśrednionych A-Scans) na ekranie oprogramowania.
    7. Wyśrodkuj środek siatki skanowania woluminu na dysku optycznym i rozpocznij akwizycję, naciskając czarne pokrętło czułości, a następnie AQUIRE na panelu sterowania.
    8. Ustaw dźwignię filtra w pozycji A, wybierz opcję Blue Auto Florescence (BAF) na panelu sterowania i wyreguluj jasność obrazu za pomocą pokrętła czułości. Naciśnij pokrętło czułości, a następnie AQUIRE, aby zobrazować komórki fluorescencyjne (np. EGFP) lub osady autofluorescencyjne.
    9. Nałóż żel okulistyczny na oko gryzonia, aby zapobiec odwodnieniu i umieść zwierzę w osobnej klatce ze źródłem ciepła.
    10. Nadzoruj gryzonia, dopóki nie zostanie w pełni wyleczony ze znieczulenia, w oddzielnej klatce i trzymany indywidualnie. Gdy zwierzę jest w stanie chodzić, odłóż je do klatki domowej.
    11. Do analizy skanów woluminów użyj automatycznej segmentacji oprogramowania urządzenia OCT, klikając skanowanie prawym przyciskiem myszy i wybierając Segmentacja, a następnie Wszystkie warstwy. Upewnij się, że jakość obrazów OCT jest wystarczająca i określ wartości graniczne jakości dla każdego zestawu eksperymentów, np. >20 decybeli.
    12. Wykonaj ręczną korektę warstw, klikając dwukrotnie żądany skan, wybierz Profil grubości i kliknij Edytuj segmentacje warstw. Wybierz jedną warstwę, np. naciśnij ILM dla wewnętrznej membrany ograniczającej i, jeśli to konieczne, skoryguj zieloną linię, przesuwając czerwone kropki metodą "przeciągnij i upuść" do właściwej pozycji.
      UWAGA: Upewnij się, że badacz wykonujący ręczną korektę jest zaślepiony dla grup eksperymentalnych.
    13. Wybierz zakładkę Mapa grubości i wybierz siatkę badania 1, 2, 3 mm wczesnego leczenia retinopatii cukrzycowej (ETDRS). Wyśrodkuj wewnętrzny okrąg na tarczy nerwu wzrokowego (Rysunek 2, po lewej).
    14. Oblicz grubość warstw siatkówki na podstawie wartości grubości dostarczonych przez oprogramowanie dla różnych sektorów siatkówki będących przedmiotem zainteresowania. Aby obliczyć średnie wartości grubości ze skanów objętościowych, należy użyć całej siatki ETDRS 1, 2, 3 mm, która obejmuje kąt około 25°, z wyłączeniem wewnętrznego okręgu o średnicy 1 mm, który zawiera tarczę nerwu wzrokowego (Rysunek 2, po prawej).
    15. Przeprowadź analizę statystyczną za pomocą odpowiedniego oprogramowania. Jeśli uwzględniono oba oczy zwierzęcia, rozważ model statystyczny uwzględniający korelacje między oczami w obrębie obiektu (np. uogólnione równania estymujące lub mieszane modele liniowe), ponieważ oczy jednego badanego są statystycznie zależne36.

2. Odpowiedź optokinetyczna

UWAGA: Poniżej znajduje się szczegółowy podręcznik do pomiarów OKR myszy i szczurów, który można dostosować do indywidualnych potrzeb.

  1. Przygotowanie do konfiguracji i pomiaru wstępnego
    1. Włącz komputer. Po uruchomieniu systemu włącz ekrany komory testowej, jak opisano bardziej szczegółowo w innym miejscu37.
    2. Wybierz odpowiednią platformę do pomiaru myszy lub szczurów.
      UWAGA: Rozmiar platformy dobierany jest na podstawie wielkości ciała gryzonia. Zwierzę powinno być w stanie prawidłowo siedzieć na platformie bez możliwości chodzenia.
    3. Otwórz okno ustawień wstępnych, klikając dwukrotnie oprogramowanie, wybierz Nowa grupa i wybierz nazwę grupy, liczbę przedmiotów, gatunki i szczepy. Z menu rozwijanego wybierz bodziec zmienny: częstotliwość przestrzenną/czasową, czułość kontrastu, szybkość lub orientację, a następnie naciśnij Utwórz nową grupę.
    4. Ustaw ostrość na platformie, manipulując pierścieniem ostrości kamery na górze komory i skalibruj system, wyrównując (przeciągnij i upuść) czerwone kółko wokół czarnego okręgu na platformie.
  2. Pomiar i analiza
    1. Umieść zwierzę na platformie, pozwól mu przystosować się do otoczenia przez ~5 min. Podnieś zwierzę z powrotem na platformę, jeśli upadnie (Rysunek 3A).
    2. Wybierz Numer tematu i Warunek w prawym górnym rogu ekranu oprogramowania (Rysunek 3B). Jeden bodziec jest zmienny, pozostałe bodźce są utrzymywane na stałym poziomie. Potwierdza to symbol otwartej kłódki lub zamkniętej kłódki obok bodźca.
    3. Rozpocznij pomiar, wybierając ◄ dla Tak lub ■ dla Nie, jeśli zwierzę śledzi lub nie śledzi, odpowiednio.
      UWAGA: Śledzenie zgodnie z ruchem wskazówek zegara odpowiada lewemu oku, a śledzenie przeciwnie do ruchu wskazówek zegara prawemu oku. Oprogramowanie losowo zmienia kierunek poruszającej się siatki.
    4. Wybierz rozmiar kroku bodźca ręcznie, klikając strzałki w górę i w dół obok bodźca zmiennego lub pozwól mu dostosować się automatycznie przez oprogramowanie, jeśli próg bodźca jest zbieżny.
    5. Aby uzyskać optymalne wyniki, animuj zwierzę, np. za pomocą wysokich gwiżdżących dźwięków i wygaszania, klikając lub biały symbol pola na ekranie oprogramowania. Wykonuj te czynności wielokrotnie w przypadku przedłużających się pomiarów.
    6. W celu analizy danych wybierz zakładkę Podsumowanie i kliknij Plik | Eksportuj tabelę/wykres, aby wyeksportować żądany zestaw danych.
    7. Przeprowadzić analizę statystyczną za pomocą żądanego oprogramowania (patrz również krok 1.3.15).

Wyniki

Wykorzystując 3B&R W ramach obrazowania OCT w mysich modelach eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia (EAE) indukowanego peptydem glikoproteiny mieliny oligodendrocytów (MOG) uzyskano wysokorozdzielcze przekroje morfologiczne siatkówki mysiej. Z wykorzystaniem tej technologii wykazano właściwości ochronne różnych substancji.17Uzyskane wartości grubości wewnętrznych warstw siatkówki (IRL) są zgodne z liczbą komórek zwojowych siatkówki (RGC) uzyskaną poprzez barwienie histologiczne preparatów całych siatkówek (Rycina 4).

Monitorowanie OKR zapewnia funkcjonalny odczyt neurodegeneracji widocznej w OCT. W badaniach tych funkcje wzrokowe oceniane jako częstotliwość przestrzenna w OKR oraz uszkodzenia neuroaksonalne oceniane jako cieńczenie IRL w OCT wykazały ścisłą korelację17. Do badania ostrości wzroku można zastosować różne protokoły, zmieniając częstotliwość przestrzenną lub czasową, czułość kontrastową, orientację lub prędkość poruszania się siatki. W modelu EAE u zwierząt leczonych substancją 1 stwierdzono poprawę częstotliwości przestrzennej wynoszącą 0,05 cykli/stopień (c/d) w porównaniu z nieleczonymi myszami MOG-EAE (Rysunek 5).

figure-results-1
Rycina 1: Specjalistyczny uchwyt do pomiarów OCT. (A) Obrazowanie OCT myszy C57BL/6J z wykorzystaniem specjalistycznego uchwytu33 oraz (B) oś obrotu wokół oka gryzonia. Przedstawiono obrót w płaszczyźnie poprzecznej (lewo) i w płaszczyźnie osiowej (prawo). Rycina została zmodyfikowana na podstawie pracy Dietrich, M. et al.33. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-2
Rysunek 2: Analiza po akwizycji OCT. Siatka ETDRS „1, 2, 3 mm” w protokole wolumetrycznym 25 B-scan (lewo). Grubość warstw siatkówki dla różnych sektorów siatkówki jest dostarczana przez oprogramowanie (prawo). Aby zobaczyć większą wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

figure-results-3
Rysunek 3: Pomiar OKR u myszy i ustawienia bodźców. (A) Widok z góry przez kamerę analizującą mysz C57BL/6J na platformie w komorze. (B) Interfejs użytkownika i ustawienia oprogramowania OKR. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rycina 4: Myszy C57BL/6J z MOG EAE wykazują łagodniejszy przebieg choroby po podaniu substancji 1 w porównaniu z nieleczoną grupą kontrolną. (A) Degeneracja wewnętrznych warstw siatkówki jest zmniejszona (B), a kliniczny wynik EAE jest obniżony w przebiegu EAE po podaniu substancji 1. Myszy oceniano codziennie, a pomiary OCT wykonywano co miesiąc przez okres 120 dni. Wykresy przedstawiają średnią i błąd standardowy dla co najmniej dziesięciu zwierząt na grupę. (*p < 0.05, ***p < 0.001, pole pod krzywą porównano testem ANOVA z post hoc testem Dunnetta). (C) Zmiana grubości IRL jest zgodna z utratą RGC (***p < 0.001, testem ANOVA z post hoc testem Dunnetta w porównaniu z nieleczonymi myszami MOG). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rycina 5: Pomiar OKR u myszy C57BL/6J z MOG-EAE. (A) OKR wykazuje poprawę ostrości wzroku u zwierząt leczonych substancją 1 w porównaniu do nieleczonych myszy MOG EAE, zmierzoną za pomocą testu progu częstotliwości przestrzennej w okresie 120 dni. Wykresy przedstawiają średnią i błąd standardowy dla co najmniej sześciu zwierząt w grupie (**p < 0,01, ***p < 0,001, pole pod krzywą porównano analizą ANOVA z testem post hoc Dunnetta). (B) Zdjęcie myszy C57BL/6J w komorze testowej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Protokół ten zawiera instrukcję dotyczącą pomiarów grubości i badania funkcji wzrokowych u gryzoni. Odczyty wizualne są coraz częściej wykorzystywane w badaniach translacyjnych 18,26,38,39,40 i można je łatwo przenieść do badań klinicznych. Istotną zaletą OCT w porównaniu z badaniami histologicznymi w doświadczeniach na zwierzętach jest to, że możliwe są analizy podłużne, które pozwalają na badanie dynamicznych procesów patologicznych, co znacznie zmniejsza zmienność i liczbę zwierząt potrzebnych do badania. Ponadto obrazowanie in vivo za pomocą OCT nie jest narażone na artefakty utrwalające, tnące lub barwiące, które mogą wpływać na grubość warstwy w badaniach histologicznych.

Jednak ortogonalna orientacja wiązki laserowej we wszystkich płaszczyznach w stosunku do siatkówki jest krytycznym krokiem zapewniającym jakość i powtarzalność wartości grubości. Wymaga to pewnego przeszkolenia badacza i jest obowiązkowe przed nabyciem skanów OCT. Dodatkowo, ponieważ komercyjne urządzenia są budowane do zastosowań u ludzi, jakość obrazów OCT gryzoni jest nadal gorsza w porównaniu z B-skanami pacjentów. Z doświadczenia autorów wynika, że rozróżnienie różnych wewnętrznych warstw siatkówki (warstwy włókien nerwowych siatkówki, warstwy komórek zwojowych i wewnętrznej warstwy splotowatej) podczas ręcznej korekcji może być trudne. Dlatego zalecamy analizę tych warstw jako odczytu złożonego (IRL).

Układ eksperymentalny przewiduje opcję znieczulenia lotnego, np. wziewnego izofluranu, który z naszego doświadczenia wynika, że jest bezpieczniejszy i łatwiejszy do kontrolowania niż znieczulenie iniekcyjne, np. ketamina-ksylazyna41,42 i zmniejsza ryzyko przedwczesnego wybudzenia gryzoni w przypadku dłuższego czasu pozyskiwania (np. podczas wykonywania obrazowania komórek znakowanych fluorescencyjnie). We wstępnym badaniu skany objętości zostały zidentyfikowane jako protokoły o najwyższej ważności i wiarygodności. Wiarygodność międzyoceniającego i ponownego testu była doskonała, gdy skany objętościowe z wyłączeniem centralnej części zawierającej tarczę nerwu wzrokowego oceniano przy wartościach ICC (współczynnik korelacji wewnątrzklasowej) powyżej 0,85 dla wszystkich ocen.

Pomiar odpowiedzi optokinetycznej opiera się na mimowolnym odruchu optokinekine, który występuje w odpowiedzi na stale poruszające się pole. U gryzoni, w przeciwieństwie do innych gatunków, ruch obejmuje nie tylko oczy, ale całą głowę, co można łatwo wykryć za pomocą kamery.

Rozróżnienie między "śledzeniem" a normalnymi ruchami behawioralnymi zwierząt wymaga pewnego przeszkolenia badacza i ważne jest, aby być zaślepionym dla grupy eksperymentalnej. Ponadto zwierzęta potrzebują fazy adaptacji, aby dostosować się do warunków eksperymentalnych, a podczas długotrwałych protokołów pomiarowych zwierzęta muszą być wielokrotnie animowane, aby zapewnić, że "brak śledzenia" jest spowodowany osiągnięciem progu OKR, a nie zmniejszeniem uwagi. Istnieje również znaczna zmienność szczepu dotycząca funkcji wzrokowych myszy laboratoryjnych i szczurów43,44. Ostrość wzroku gryzoni powinna być zatem oceniana przed ich badaniem, a niektóre szczepy, takie jak myszy SJL, mogą nawet nie nadawać się do pomiarów OKR, ponieważ są homozygotyczne pod względem allelu Pde6brd1 (zwyrodnienie siatkówki 1).

Podsumowując, badanie morfologii siatkówki i funkcji wzrokowych w modelach zwierzęcych pozwala na nieinwazyjne, podłużne badania uszkodzeń strukturalnych i funkcjonalnych występujących w kontekście EAE oraz może być pomocne w innych modelach obejmujących układ wzrokowy, w tym m.in. w modelach retinopatii czy uszkodzeń nerwu wzrokowego.

Oświadczenia

Niezwiązane z prezentowaną pracą autorzy deklarują następujące informacje finansowe:

Michael Dietrich otrzymał honoraria mówców od Novartisu. Andrés Cruz-Herranz jest adiunktem w National Multiple Sclerosis Society. Ari J. Green zasiadał w naukowej radzie doradczej MedImmune, Novartis, OCTIMS, Inception 5 Biosciences i Bionure; jest zastępcą redaktora naczelnego czasopisma JAMA Neurology; był członkiem rady redakcyjnej czasopisma "Neurology"; posiada patent na cząsteczki i szlaki remielinizacji; konsultowany w sprawie Inception 5 Sciences; otrzymał wsparcie badawcze od Novartis Pharma OCTIMs, Inception Sciences, NINDS, NIA, National MS Society, Sherak Foundation i Hilton Foundation; posiada akcje lub opcje na akcje w Incepcji 5; oraz występował jako biegły sądowy w sprawie Mylan przeciwko Teva Pharma. Hans-Peter Hartung otrzymał honoraria za zasiadanie w komitetach sterujących od Biogen Idec, GeNeuro, Sanofi Genzyme, Merck, Novartis Pharmaceuticals, Octapharma, Opexa Therapeutics, Teva Pharmaceuticals, MedImmune, Bayer HealthCare, Forward Pharma i Roche, honoraria za zasiadanie w radach doradczych od Biogen Idec, Sanofi Genzyme, Merck, Novartis Pharmaceuticals, Octapharma, Opexa Therapeutics, Teva Pharmaceuticals i Roche oraz honoraria za wykłady od Biogen Idec. Sanofi Genzyme, Merck, Novartis Pharmaceuticals, Octapharma, Opexa Therapeutics, Teva Pharmaceuticals, MedImmune i Roche. Philipp Albrecht otrzymał wynagrodzenie za zasiadanie w naukowych radach doradczych firm Ipsen, Novartis, Biogen; otrzymał honoraria prelegentów i wsparcie w podróżach od firm Novartis, Teva, Biogen, Merz Pharmaceuticals, Ipsen, Allergan, Bayer Healthcare, Esai, UCB i Glaxo Smith Kline; otrzymał wsparcie badawcze od firm Novartis, Biogen, Teva, Merz Pharmaceuticals, Ipsen i Roche. Pozostali autorzy nie informują o żadnych ujawnieniach.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty Fundacji Dr. Roberta Pflegera i Fundacji Ilselore Luckow, a także Biogen i Novartis dla PA. Rysunek 1B został odtworzony z "Manipulatory pozycyjne całego ciała do obrazowania oka znieczulonych myszy i szczurów: przewodnik zrób to sam". Dietrich, M., Cruz-Herranz, A., Yiu, H., Aktas, O., Brandt, A. U., Hartung, HP., Green, A., Albrecht, P. BMJ Otwarta Okulistyka. 1 (1), e000008, 2017" za zgodą BMJ Publishing Group Ltd.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
System Heidelberg Spectralis HRA+OCT Heidelberg Engineering, NiemcyNiesystemu platformy obrazowania okulistycznego
Heidelberg Eye ExplorerHeidelberg Engineering, NiemcyNie dotyczywersja 1.9.10.0
niebieska soczewka bezdotykowa 25DHeidelberg Engineering, NiemcyNie dotyczysoczewka do pomiaru gryzoni
OptoMotryCerebralMechanics Inc., KanadaNie dotyczysystem do analizy funkcji wzrokowych
Oprogramowanie OptoMorty HDCerebralMechanics Inc., KanadadotyczyWersja 2.1.0
Wziewny środek znieczulający IsofluranePiramal Critical Care, Betlejem, PA, USA 803250wziewny środek znieczulający
Fenylefryna 2,5%-Tropicamid 0,5% Szpital Uniwersytecki Dü sseldorf, NiemcyNie dotyczyrozszerzenia źrenic 
Visc-OphtalDr. Robert Winzer Pharma GmbH, Berlin, Niemcy58407okulistyczny żel do oczu
GraphPad PrismGraphPad Software Inc, San Diego, CA, USAOprogramowanie do analizy statystycznej nie dotyczy, wersja 5.00
IBM SPSS StatisticsIBM Corporation, Armonk, Nowy Jork, USAOprogramowanie do analizy statystycznej nie dotyczy, wersja 20
dotyczy Nie

Bibliografia

  1. Folgar, F. A., Jaffe, G. J., Ying, G. -S., Maguire, M. G., Toth, C. A. Comparison of optical coherence tomography assessments in the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 121 (10), 1956-1965 (2014).
  2. Mowatt, G., et al. Optical coherence tomography for the diagnosis, monitoring and guiding of treatment for neovascular age-related macular degeneration: a systematic review and economic evaluation. Health Technology Assessment. 18 (69), 1-254 (2014).
  3. Schlanitz, F. G., et al. Identification of Drusen Characteristics in Age-Related Macular Degeneration by Polarization-Sensitive Optical Coherence Tomography. American Journal of Ophthalmology. 160 (2), 335-344 (2015).
  4. Makiyama, Y., et al. Prevalence and spatial distribution of cystoid spaces in retinitis pigmentosa: investigation with spectral domain optical coherence tomography. Retina. 34 (5), 981-988 (2014).
  5. Al Rashaed, S., Khan, A. O., Nowilaty, S. R., Edward, D. P., Kozak, I. Spectral-domain optical coherence tomography reveals prelaminar membranes in optic nerve head pallor in eyes with retinitis pigmentosa. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 22, (2015).
  6. Albrecht, P., et al. Retinal pathology in idiopathic moyamoya angiopathy detected by optical coherence tomography. Neurology. 85 (6), 521-527 (2015).
  7. Albrecht, P., Fröhlich, R., Hartung, H. -P., Kieseier, B. C., Methner, A. Optical coherence tomography measures axonal loss in multiple sclerosis independently of optic neuritis. Journal of Neurology. 254 (11), 1595-1596 (2007).
  8. Albrecht, P., et al. Retinal neurodegeneration in Wilson's disease revealed by spectral domain optical coherence tomography. PLoS One. 7 (11), e49825(2012).
  9. Albrecht, P., et al. Optical coherence tomography in parkinsonian syndromes. PLoS One. 7 (4), e34891(2012).
  10. Albrecht, P., et al. Degeneration of retinal layers in multiple sclerosis subtypes quantified by optical coherence tomography. Multiple Sclerosis Journal. 18 (10), 1422-1429 (2012).
  11. Bhaduri, B., et al. Detection of retinal blood vessel changes in multiple sclerosis with optical coherence tomography. Biomedical Optics Express. 7 (6), 2321-2330 (2016).
  12. Knier, B., et al. Optical coherence tomography indicates disease activity prior to clinical onset of central nervous system demyelination. Multiple Sclerosis Journal. 22 (7), 893-900 (2016).
  13. Ringelstein, M., et al. Subtle retinal pathology in amyotrophic lateral sclerosis. Annals of Clinical and Translational Neurology. 1 (4), 290-297 (2014).
  14. Ringelstein, M., et al. Retinal pathology in Susac syndrome detected by spectral-domain optical coherence tomography. Neurology. 85 (7), 610-618 (2015).
  15. Satue, M., et al. Relationship between Visual Dysfunction and Retinal Changes in Patients with Multiple Sclerosis. PLoS One. 11 (6), e0157293(2016).
  16. Thomson, K. L., Yeo, J. M., Waddell, B., Cameron, J. R., Pal, S. A systematic review and meta-analysis of retinal nerve fiber layer change in dementia, using optical coherence tomography. Alzheimer's & Dementia. 1 (2), 136-143 (2015).
  17. Dietrich, M., et al. Early alpha-lipoic acid therapy protects from degeneration of the inner retinal layers and vision loss in an experimental autoimmune encephalomyelitis-optic neuritis model. Journal of Neuroinflammation. 15 (1), 71(2018).
  18. Knier, B., et al. Neutralizing IL-17 protects the optic nerve from autoimmune pathology and prevents retinal nerve fiber layer atrophy during experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Autoimmunity. 56, 34-44 (2014).
  19. Augustin, M., et al. In Vivo Characterization of Spontaneous Retinal Neovascularization in the Mouse Eye by Multifunctional Optical Coherence Tomography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (5), 2054-2068 (2018).
  20. Tode, J., et al. Thermal Stimulation of the Retina Reduces Bruch's Membrane Thickness in Age Related Macular Degeneration Mouse Models. Translational Vision Science & Technology. 7 (3), 2(2018).
  21. Gabriele, M. L., et al. Optic nerve crush mice followed longitudinally with spectral domain optical coherence tomography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (5), 2250-2254 (2011).
  22. Carpenter, C. L., Kim, A. Y., Kashani, A. H. Normative Retinal Thicknesses in Common Animal Models of Eye Disease Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1074, 157-166 (2018).
  23. Alam, N. M., et al. A mitochondrial therapeutic reverses visual decline in mouse models of diabetes. Disease Models & Mechanisms. 8 (7), 701-710 (2015).
  24. Bricker-Anthony, C., Rex, T. S. Neurodegeneration and Vision Loss after Mild Blunt Trauma in the C57Bl/6 and DBA/2J Mouse. PLoS One. 10 (7), e0131921(2015).
  25. Segura, F., et al. Assessment of Visual and Chromatic Functions in a Rodent Model of Retinal Degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6275-6283 (2015).
  26. Fischer, M. D., et al. Noninvasive, in vivo assessment of mouse retinal structure using optical coherence tomography. PLoS One. 4 (10), e7507(2009).
  27. Ward, M. E., et al. Individuals with progranulin haploinsufficiency exhibit features of neuronal ceroid lipofuscinosis. Science Translational Medicine. 9 (385), (2017).
  28. Chauhan, B. C., et al. Longitudinal in vivo imaging of retinal ganglion cells and retinal thickness changes following optic nerve injury in mice. PLoS One. 7 (6), e40352(2012).
  29. Lidster, K., et al. Neuroprotection in a novel mouse model of multiple sclerosis. PLoS One. 8 (11), e79188(2013).
  30. Munguba, G. C., et al. Nerve fiber layer thinning lags retinal ganglion cell density following crush axonopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (10), 6505-6513 (2014).
  31. Kokona, D., Jovanovic, J., Ebneter, A., Zinkernagel, M. S. In Vivo Imaging of Cx3cr1gfp/gfp Reporter Mice with Spectral-domain Optical Coherence Tomography and Scanning Laser Ophthalmoscopy. Journal of Visualized Experiments. (129), (2017).
  32. Leung, C. K. S., et al. In vivo imaging of murine retinal ganglion cells. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 475-478 (2008).
  33. Dietrich, M., et al. Whole-body positional manipulators for ocular imaging of anaesthetised mice and rats: A do-it-yourself guide. BMJ Open Ophthalmology. 1 (1), e000008(2017).
  34. Cruz-Herranz, A., et al. The APOSTEL recommendations for reporting quantitative optical coherence tomography studies. Neurology. 86 (24), 2303-2309 (2016).
  35. Tewarie, P., et al. The OSCAR-IB consensus criteria for retinal OCT quality assessment. PLoS One. 7 (4), e34823(2012).
  36. Fan, Q., Teo, Y. -Y., Saw, S. -M. Application of advanced statistics in ophthalmology. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (9), 6059-6065 (2011).
  37. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  38. Groh, J., Stadler, D., Buttmann, M., Martini, R. Non-invasive assessment of retinal alterations in mouse models of infantile and juvenile neuronal ceroid lipofuscinosis by spectral domain optical coherence tomography. Acta Neuropathologica Communications. 2, 54(2014).
  39. Seeliger, M. W., et al. In vivo confocal imaging of the retina in animal models using scanning laser ophthalmoscopy. Vision Research. 45 (28), 3512-3519 (2005).
  40. Shindler, K. S., Guan, Y., Ventura, E., Bennett, J., Rostami, A. Retinal ganglion cell loss induced by acute optic neuritis in a relapsing model of multiple sclerosis. Multiple Sclerosis Journal. 12 (5), 526-532 (2006).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Zeitschrift für mikroskopisch-anatomische Forschung. 38 (1), 64-69 (2004).
  43. Prusky, G. T., Harker, K., Douglas, R. M., Whishaw, I. Q. Variation in visual acuity within pigmented, and between pigmented and albino rat strains. Behavioural Brain Research. 136 (2), 339-348 (2002).
  44. Wong, A. A., Brown, R. E. Visual detection, pattern discrimination and visual acuity in 14 strains of mice. Genes, Brain, and Behavior. 5 (5), 389-403 (2006).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Obrazowanie siatk wkimodele gryzoniobrazowanie nieinwazyjneanaliza OCTpomiar OKRgrubo siatk wkibadanie in vivo

Powiązane artykuły