Artykuł metodologiczny

Ekstrakcja ligniny o wysokiej zawartości β-O-4 metodą łagodnej ekstrakcji etanolem i jej wpływ na wydajność depolimeryzacji

22.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58575

⸱

7 stycznia 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemical Engineering (ENTEG), University of Groningen, 2Stratingh Institute for Chemistry, University of Groningen, 3Leibniz-Insitut f ür Katalyse e.V., Universität Rostock

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia ekstrakcji etanolem ligniny z kilku źródeł biomasy. Przedstawiono wpływ warunków ekstrakcji na uzysk ligniny i zawartość β-O-4. Na otrzymanych ligninach przeprowadza się selektywną depolimeryzację w celu uzyskania produktów o wysokiej zawartości monomerów aromatycznych.

Streszczenie

Strategie waloryzacji ligniny są kluczowym czynnikiem dla osiągnięcia bardziej konkurencyjnych ekonomicznie biorafinerii opartych na biomasie lignocelulozowej. Większość pojawiających się eleganckich procedur otrzymywania określonych produktów aromatycznych opiera się na substracie ligniny o wysokiej zawartości łatwo rozszczepialnego wiązania β-O-4, obecnego w natywnej strukturze ligniny. Zapewnia to niedopasowanie do typowych lignin technicznych, które są wysoce zdegradowane i dlatego mają niską zawartość wiązań β-O-4. Dlatego wydajność ekstrakcji i jakość otrzymanej ligniny mają ogromne znaczenie dla dostępu do nowych szlaków waloryzacji ligniny. W niniejszym artykule przedstawiono prosty protokół otrzymywania ligniny o wysokiej zawartości β-O-4 poprzez stosunkowo łagodną ekstrakcję etanolem, którą można zastosować do różnych źródeł lignocelulozy. Ponadto przedstawiono procedury analityczne mające na celu określenie jakości lignin wraz z protokołem depolimeryzacji, w wyniku którego otrzymuje się specyficzne fenolowe 2-arylometylo-1,3-dioksolany, które można wykorzystać do oceny otrzymanych lignin. Przedstawione wyniki wskazują na związek między jakością ligniny a potencjałem depolimeryzacji ligniny do określonych monomerycznych aromatycznych substancji chemicznych. Ogólnie rzecz biorąc, ekstrakcja i depolimeryzacja wykazują kompromis między wydajnością ekstrakcji ligniny a zachowaniem natywnej struktury eteru arylowego, a tym samym potencjałem ligniny do wykorzystania jako substrat do produkcji chemikaliów do zastosowań o wyższej wartości.

Wprowadzenie

Aby przemysł chemiczny stał się zrównoważony, odnawialne surowce, takie jak biomasa lignocelulozowa, powinny być używane jako alternatywa dla obecnie dominujących surowców kopalnych1. Aby jednak wykorzystanie takich surowców było ekonomicznie opłacalne, należy poszukiwać zastosowań o wysokiej wartości dla całej ich zawartości. Biomasa lignocelulozowa może zawierać około 30% wag. ligniny, która jest aromatycznym biopolimerem, dla którego obecnie opracowano tylko kilka zastosowań poza jego zastosowaniem jako paliwa o niskiej wartości2. W związku z tym metodologia dotycząca składników aromatycznych o potencjalnie podwyższonej wartości ma duże znaczenie dla zapewnienia sukcesu przyszłych biorafinerii.

Ostatnie badania skupiają się głównie na rozwoju nowatorskich metodologii selektywnego cięcia najliczniejszego wiązania β-O-4 (Rysunek 1a) w ligninie w celu uzyskania specyficznych aromatycznych, zazwyczaj fenolowych, monomerów3,4,5,6. Na przykład zastosowanie kwasów o temperaturze od 80 °C do 180 °C jest bardzo skuteczne w rozszczepianiu wiązania β-O-4 tworzącego fragmenty aldehydu i ketonów7,8. Nasze grupy i inne wykazały niedawno, że kwasoliza w połączeniu z metodologiami stabilizacji i wychwytywania reaktywnych fragmentów jest niezwykle skuteczna w uzyskiwaniu monomerów fenolowych o określonych motywach chemicznych9,10,11,12. Spośród nich, w szczególności wychwytywanie reaktywnych aldehydów przez acetale za pomocą alkoholi w celu otrzymania fenolowych 2-arylometylo-1,3-dioksolanów (acetali) okazało się skuteczne ze względu na stosunkowo proste zastosowanie i zachowanie wysoce funkcjonalizowanego charakteru monomerów ligniny (Rysunek 1b)13,14. Te acetale są otrzymywane w wyniku depolimeryzacji w stosunku odnoszącym się do rozmieszczenia monomerów H, G i S obecnych w macierzystym surowcu ligniny.

Depolimeryzacja katalizowana kwasem, podobnie jak wiele najbardziej eleganckich opracowanych metodologii, jest stosunkowo łagodna i nie rozszczepia silniejszych wiązań C-C, które występują w ligninie15. Jednak wiązania C-C stają się szczególnie obfite, gdy stosowane są surowe warunki frakcjonowania lignocelulozy ze względu na kondensację reaktywnych fragmentów uwalnianych z rozszczepienia słabszych wiązań C-O16,17. Utrata zawartości β-O-4 w wyniku metody przetwarzania biomasy jest wyraźnie wykazana przez analizę szeregu lignin technicznych, które wykazały, że zachowują tylko do 6 wiązań β-O-4 na 100 jednostek aromatycznych18, podczas gdy w lignocelulozie liczby te wahają się od 45 do 90 wiązań na 100 jednostek aromatycznych w zależności od źródła16. Przechodząc do łagodniejszych warunków ekstrakcji, ligniny można uzyskać z rozkładem wiązań, który lepiej odzwierciedla naturalną ligninę. Niemniej jednak wymaga to kompromisu między wydajnością ekstrakcji a jakością uzyskanego materiału ligninowego17. Ma to również pierwszeństwo w ekstrakcji ligniny organosolv, która jest popularną metodą frakcjonowania ligniny. Istnieje wiele odmian tego procesu, przy czym metody te wykorzystują różne temperatury, zawartość kwasów, czasy ekstrakcji i rozpuszczalniki. W tym przypadku stopień ekstrakcji ma bezpośredni wpływ na uzyskaną strukturę ligniny, a tym samym na jej przydatność do dalszej waloryzacji19,20,21. Na przykład lignina organosolv wytwarzana w procesie Alcell na bazie etanolu, działająca przez 5 lat w skali demonstracyjnej, miała stosunkowo niewielką ilość wiązań β-O-4, ponieważ była eksploatowana w stosunkowo wysokiej temperaturze, aby zapewnić wydajną delignifikację w celu uzyskania wysokiej jakości węglowodanów do produkcji bioetanolu. Niemniej jednak preferowane są rozpuszczalniki pochodzenia biologicznego o niewielkim wpływie na środowisko, takie jak etanol, a zatem interesujące są metody ekstrakcji, które skutkują ligninami o wyższej wartości. Rozpuszczalniki alkoholowe są szczególnie interesujące, ponieważ oprócz tego, że są medium ekstrakcyjnym, włączają się również w strukturę ligniny, na przykład β'-O-4 (Rysunek 1a)22, który częściowo "chroni" strukturę przed niepożądanym rozszczepieniem. Odpowiednią metodą byłoby potencjalnie najpierw uzyskanie ligniny o wysokiej zawartości β-O-4, a następnie usunięcie pozostałej części ligniny w celu uzyskania dostępu do celulozy o wysokiej wartości.

W tym manuskrypcie opisujemy prostą i wysoce powtarzalną procedurę ekstrakcji ligniny o wysokiej zawartości β-O-4 za pomocą łagodnej ekstrakcji etanolem. W zależności od źródła biomasy może to prowadzić do stosunkowo wysokiej wydajności ekstrakcji i uzysku. Przedstawiono procedury charakterystyki otrzymanej ligniny, a także sposobu "deprotectingu" eteryfikowanej β'-O-420. Dodatkowo przedstawiono procedurę oceny potencjału tych lignin w procedurach selektywnej depolimeryzacji, które polegają na selektywnym rozszczepianiu wiązań β-O-4. Ocenę tę przeprowadza się przy użyciu depolimeryzacji katalizowanej triflatem żelaza(III) w obecności glikolu etylenowego w celu otrzymania fenolowego 2-arylometylo-1,3-dioksolanowów23, co pokazuje związek między zawartością β-O-4 w materiale ligninowym a monomerem yields21. Wyniki wskazują na równowagę pomiędzy wysoką efektywnością ekstrakcji ligniny a potencjałem otrzymanej ligniny do depolimeryzacji do określonych monomerów aromatycznych.

Protokół

1. Obróbka wstępna surowca z orzecha włoskiego przed ekstrakcją ligniny

  1. Przygotowanie ciętych skorup orzecha włoskiego
    1. Wprowadzić skorupy orzecha włoskiego do rozdrabniacza młotkowego w celu ich rozkruszenia. Wyposażyć rozdrabniacz młotkowy w sito o oczkach 5 mm na wylocie. Zebrać rozkruszone skorupy orzecha włoskiego do zlewki szklanej o pojemności 1 L.
    2. Wprowadzić rozkruszone skorupy do mikro-rozdrabniacza młotkowego w celu uzyskania zmielonych skorup. Wyposażyć mikro-rozdrabniacz młotkowy w sito o oczkach 2 mm na wylocie. Zebrać zmielone skorupy orzecha włoskiego do zlewki szklanej o pojemności 1 L.
  2. Ekstrakcja kwasów tłuszczowych ze zmielonych skorup orzecha włoskiego
    1. Umieścić 150 g ciętych skorup orzecha włoskiego w kolbie okrągłodennej o pojemności 50 mL. Do kolby dodać 20 mL toluenu oraz mieszadło magnetyczne.
    2. Do kolby okrągłodennej podłączyć chłodnicę zwrotną. Podgrzewać mieszaninę w temperaturze wrzenia (11 ˚C) w kąpieli olejowej przez 2 h przy intensywnym mieszaniu.
    3. Po 2 h przerwać ogrzewanie i wyjąć kolbę z kąpieli olejowej, aby mieszanina ostygła do temperatury pokojowej.
    4. Usunąć toluen poprzez filtrację (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm). Odrzucić filtrat z toluenem.
    5. Usunąć pozostałości toluenu, ogrzewając skorupy orzecha włoskiego przez noc w piecu próżniowym w temperaturze 80 ˚C i pod ciśnieniem 50 mbar.
  3. Mielenie wstępnie ekstrahowanych skorup orzecha włoskiego
    1. Do moździerza mielącego o pojemności 250 mL wykonanego z ZrO2 włożyć 7 kul mielących z ZrO2 o średnicy 20 mm.
    2. Wypełnić moździerz 40 g cząsteczek orzecha włoskiego. Dodać do moździerza 60 mL izopropanolu.
    3. Przeprowadzić mielenie skorup orzecha włoskiego w rotacyjnej młynce kulowej. Mielić w 4 cyklach po 2 min mielenia przy 27 x g, po których następowała 4-minutowa przerwa. Temperatura moździerza musi w każdym momencie pozostawać poniżej 80 ˚C. Przeprowadzić nie więcej niż 3 serie i pozwolić moździerzowi ostygnąć po zakończeniu procesu.
    4. Zebrać drobno zmielone skorupy orzecha włoskiego do kolby okrągłodennej o pojemności 50 mL. Usunąć izopropanol za pomocą ewaporatora rotacyjnego w temperaturze 40 ˚C i pod ciśnieniem 125 mbar.
    5. Suszyć skorupy orzecha włoskiego przez noc w piecu próżniowym w temperaturze 50 ˚C i pod ciśnieniem 50 mbar.
    6. Przesiać drobno zmielone skorupy orzecha włoskiego przez sito o oczkach 1 mm. Cząstki zbyt duże ponownie zmielić w rotacyjnej młynce kulowej.

2. Przygotowanie surowców drzewnych

  1. Cięcie drewnianych desek
    1. Umieść drewniane deski pod wiertarką wyposażoną w płaskie wiertło do drewna. Zbierz wióry w zlewce szklanej.
    2. Umieść wióry w młynku do kawy, aby rozdrobnić je na mniejsze kawałki.
  2. Ekstrakcja kwasów tłuszczowych z drewna
    1. Przeprowadź ekstrakcję kwasów tłuszczowych z drewna w dokładnie taki sam sposób, jak opisano dla łupin orzecha włoskiego w kroku 1.2.
      UWAGA: Nie przeprowadza się mielenia drewna w młynku kulowym, ponieważ warunki opisane w kroku 1.3 nie doprowadziły do zmniejszenia rozmiaru cząsteczek.

3. Ekstrakcja ligniny organosolw o wysokiej zawartości wiązań β-O-4

  1. Ekstrakcja łagodnym etanolem (Metoda A)
    1. Włożyć 25 g surowca do kolby okrągło-dennej o pojemności 50 mL. Do kolby dodać mieszaninę etanolu i wody w stosunku 80:20 (20 mL), 4 mL 37% roztworu HCl (0,24 M) oraz magnetyczny mieszadło.
    2. Do kolby okrągło-dennej podłączyć chłodnicę zwrotną. Mieszaninę ogrzewać w kąpieli olejowej w temperaturze wrzenia przez 5 h przy intensywnym mieszaniu.
    3. Wyjąć naczynie z kąpieli olejowej i pozwolić mieszaninie ostygnąć do temperatury pokojowej. Mieszaninę przefiltrować (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm), a osad przemyć czterokrotnie 25 mL etanolu.
  2. Obróbka i izolacja ligniny
    1. Zebrać ciecz do kolby okrągło-dennej o pojemności 50 mL. Ciecz zagęścić za pomocą ewaporatora rotacyjnego w temperaturze 40 ˚C i pod ciśnieniem 150 mbar.
    2. Otrzymaną substancję stałą rozpuścić w 30 mL acetonu. Jeśli substancja nie rozpuści się całkowicie, zastosować kąpiel ultradźwiękową.
    3. Wytrącić ligninę, dodając mieszaninę do 60 mL wody. Jeśli nie nastąpi wytrącenie, dodać niewielką ilość nasyconego wodnego roztworu Na2SO4, aby doprowadzić do flokulacji ligniny.
    4. Zebrać ligninę poprzez filtrację (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm). Ligninę przemyć czterokrotnie 25 mL wody. Jeśli analiza frakcji hemicelulozy nie jest wymagana, odrzucić filtrat. Jeśli filtrat jest bardzo mętny, przelać go do probówki wirówkowej i zebrać (stałą) frakcję osadu poprzez wirowanie.
    5. Pozostawić ligninę do wysuszenia na powietrzu przez noc. Następnie suszyć ligninę w suszarce próżniowej (przez noc w temperaturze 50 ˚C i pod ciśnieniem 50 mbar).
    6. Wyznaczyć wydajność po wysuszeniu ligniny przez noc w suszarce próżniowej.
    7. Obliczyć efektywność ekstrakcji ligniny, dzieląc uzyskaną wartość przez całkowistą zawartość ligniny wyznaczoną metodą Klasona24.
  3. Ekstrakcja etanolem w wyższej temperaturze (Metoda B)
    1. Włożyć 15 g surowca do autoklawu o pojemności 250 mL. Dodać mieszaninę etanolu i wody w stosunku 80:20 (120 mL), 2,4 mL HCl (0,24 M) oraz magnetyczne mieszadło.
    2. Ogrzewać mieszaninę w temperaturze 120 ˚C przez 5 h przy prędkości mieszania 5,2 x g. Następnie schłodzić mieszaninę w kąpieli lodowej.
    3. Mieszaninę przefiltrować (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm), a osad przemyć czterokrotnie 15 mL etanolu.
    4. Dalszą obróbkę i izolację przeprowadzić dokładnie tak, jak opisano w Kroku 3.2.
  4. Ekstrakcja łupin orzecha włoskiego etanolem w wyższej temperaturze w większej skali (Metoda C*)
    1. Włożyć 90 g drobno zmielonych łupin orzecha włoskiego do autoklawu wysokociśnieniowego o pojemności 1 L. Dodać mieszaninę etanolu i wody w stosunku 80:20 (750 mL) oraz 6,25 mL H2SO4 (0,12 M).
    2. Ogrzewać mieszaninę w temperaturze 120 ˚C przez 5 h przy prędkości mieszania 35,8 x g. Po 5-godzinnym czasie reakcji schłodzić mieszaninę do temperatury pokojowej, uruchamiając system chłodzenia reaktora.
    3. Mieszaninę przefiltrować (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm), a osad przemyć czterokrotnie 75 mL etanolu.
      UWAGA: Użycie kilku filtrów pozwala znacznie zaoszczędzić czas.
    4. Zebrać ciecze w dwóch równych partiach. Przeprowadzić obróbkę i izolację zgodnie z opisem w Kroku 3.2, stosując podwójną ilość rozpuszczalników dla obu partii.
  5. Doświadczenia kontrolne do Kroku 3.1. (Metoda A*) i Kroku 3.3. (Metoda B*) (opcjonalnie)
    1. Zastosować dokładnie te same materiały, co w Kroku 3.1.1, zastępując jednak roztwór HCl ilością 1,67 mL H2SO4 (0,12 M). Pozostała część Kroków 3.1-3.2 jest identyczna z Metodą A.
    2. Zastosować dokładnie te same materiały, co w Kroku 3.3.1, zastępując jednak roztwór HCl ilością 1,0 mL H2SO4 (0,12 M). Pozostała część Kroku 3.3 jest identyczna z Metodą B.

4. Deeteryfikacja ligniny (opcjonalnie)

  1. Rozpuścić 10 mg ligniny w 24 mL mieszaniny 1,4-dioksanu z wodą w stosunku 1:1 w kolbie okrągło-dennej o pojemności 10 mL. Do mieszaniny dodać 1 mL 37% roztworu HCl.
  2. Wprowadzić mieszadło magnetyczne i podłączyć chłodnicę zwrotną do kolby okrągło-dennej. Podgrzewać mieszaninę w łaźni olejowej do 10 ˚C przez 5 h przy intensywnym mieszaniu.
  3. Wyjąć kolbę z łaźni olejowej i pozwolić mieszaninie ostygnąć do temperatury pokojowej. Wlać mieszaninę do 160 mL wody w celu wytrącenia ligniny.
  4. zebrać ligninę poprzez filtrację (średnica 185 mm, wielkość porów 10 µm) i przemyć ją 25 mL wody dwa razy. Pozostawić ligninę do wyschnięcia na powietrzu przez noc. Dalsze suszenie ligniny przeprowadzić w suszarce próżniowej (przez noc w temperaturze 50 ˚C i pod ciśnieniem 50 mbar).

5. Analiza ligniny

  1. Analiza dwuwymiarowego rezonansu magnetycznego jądra (2D-NMR)
    1. Rozpuścić 60 mg wysuszonej ligniny w 0,7 mL d6-acetonu. Jeśli lignina nie rozpuści się całkowicie, dodać kilka kropli D2O. Przenieść mieszaninę do probówki NMR i zarejestrować widma dwuwymiarowej heterojądrowej pojedynczej korelacji kwantowej protonów (HSQC) za pomocą spektrometru NMR z następującymi parametrami: (1, -1), (160, -10), nt = 4, ni = 51220.
    2. Przeanalizować otrzymane widma HSQC. Skorygować widma poprzez ręczną korekcję fazy na obu osiach, aż wszystkie sygnały będą dodatnie, co jest szczególnie istotne dla osi poziomej (f2). Nie wykonywać korekcji linii bazowej. Pozycje wszystkich wiązań podano w krokach 5.1.3 i 5.1.6.
    3. Zintegrować sygnały w obszarze aromatycznym odpowiadające trzem różnym jednostkom aromatycznym (numeracja protonów zgodnie z Rysunkiem 4). Sygnały te znajdują się w zakresie [(zakres protonów)(zakres węgla)]:
      S2/6:                [(6,48-6,90)(104-109)]
      S'2/6:               [(7,17-7,50)(105-109)]
      Scondensed:       [(6,35-6,65)(106-109)]
      G2:                 [(6,78-7,14)(1,5-16)]
      G5:                 [(6,48-7,06)(15-120,5)]
      G6:                 [(6,65-6,96)(120,5-124,5)]
      H2/6:               [(7,05-7,29)(128,5-13)]
      Uwaga: H3/5 nakłada się na sygnał G5 i przyjmuje się, że H2/6 ma taką samą intensywność jak H3/5. Sygnał dla skondensowanego G nakłada się na G5. Brak (lub znikoma obecność) sygnałów G2 i G6 wskazuje na całkowitą kondensację G.
    4. Obliczyć ilość jednostek aromatycznych według wzoru:
      Suma aromatycznych = (((S2/6 + S'2/6)/ 2) + Scondensed) + ((G2 + G5 + G6- H2/6) / 3) + (H2/6 / 2)
    5. Obliczyć procentowy udział jednostek G, H i S według następujących wzorów:
      Udział S = (((S2/6 + S'2/6)/ 2) + Scondensed): suma aromatycznych x 100%
      Udział G = ((G2 + G5 + G6- H2/6) / 3) : suma aromatycznych x 10%
      Udział H = (H2/6 / 2) : suma aromatycznych x 10%
    6. Zintegrować sygnały w obszarze alifatycznym odpowiadające wiązaniom β-O-4, β-β i β-5 oraz ketonom Hibberta. Znajdują się one w zakresie [(zakres protonów)(zakres węgla)]:
      β-O-4α                          [(4,76-5,10)(73-7,5)]
      β'-O-4α                         [(4,4-4,84)(81,5-86)]
      β-O-4β i β'-O-4β      [(4,03-4,48)(85-90,5)]
      β-O-4γ i β'-O-4γ       [(3,10-4,0)(58,5-62)]
      β-5α                              [(5,42-5,63)(8-92)]
      β-5β                              [(3,36-3,56)(53-54,5)]
      β-5γ                              [(3,50-4,0)(62-64,5)]
      β-βα                              [(4,59-4,77)(86,5-89,5)]
      β-ββ                              [(2,98-3,20)(5,5-59)]
      β-βγ                              [(3,75-3,96)(72,5-76)] oraz [(4,10-4,31)(72,5-76)]
      HKγ                               [(4,20-4,30)(6-68)]
      Uwaga: Protony β wiązań β-O-4 i β'-O-4 nakładają się na siebie. Motywy strukturalne tych wiązań przedstawiono na Rysunku 1.
    7. Całkowita liczba wiązań na 10 jednostek C9 opiera się na sygnale protonu α tych wiązań. Obliczyć całkowitą liczbę wiązań według następujących wzorów:
      wiązania β-O-4 = (β-O-4α + β'-O-4α) / suma aromatycznych x 10
      # wiązań β-5 = β-5α / suma aromatycznych x 10
      wiązania β-βlinkages = β-βα / suma aromatycznych x 100
  2. Analiza chromatografii żelowej (GPC)
    1. Rozpuścić 10 mg wysuszonej ligniny w 1 mL tetrahydrofuranu (THF) (z kroplą toluenu jako standardu wewnętrznego). Przefiltrować mieszaninę przez filtr strzykawkowy 0,45 µm do fiolki autosamplera z wlotem o zredukowanej objętości 0,3 mL. Zamknąć fiolkę autosamplera zakrętką.
    2. Wstrzyknąć 20 µL próbki do układu THF GPC. Przetworzyć otrzymane dane.
    3. Skorygować otrzymany sygnał względem sygnału referencyjnego (toluen). Wybrać objętość elucji dla właściwego zakresu (~20-10 Da). Obliczyć rozkład masy za pomocą oprogramowania.

6. Depolimeryzacja lignin do fenolowych 2-arylmetylo-1,3-dioksolanów (acetali)

  1. Umieść 50 mg wysuszonej ligniny w 20 mL fiolce mikrofalowej z mieszadłem magnetycznym, służącej jako naczynie reakcyjne. Dodaj 0,85 mL 1,4-dioksanu, 50 µL glikolu etylowego w 1,4-dioksanie (0,54 mL/mL) oraz 50 µL oktadekanu (standard wewnętrzny) w 1,4-dioksanie (26 mg/mL).
  2. Zamknij naczynie reakcyjne i podgrzej roztwór do 140 °C, mieszając przy 3,8 x g.
  3. Gdy naczynie reakcyjne osiągnie temperaturę 140 °C, dodaj 50 µL Fe(III)OTf3 w 1,4-dioksanie (0,1 g/mL).
  4. Mieszaj zawartość reaktora przez 15 min.
  5. Ochłodź reaktor do temperatury pokojowej i pobierz ciecz po depolimeryzacji zgodnie z opisem w kroku 7.1.

7. Przeróbka i analiza mieszanin depolimeryzacyjnych

  1. Przefiltruj ciecz przez Celite (przepuszczalność: 2,60-6-50 darcy; wielkość cząstek: 150 mesh Tyler; zatrzymanie na sicie (140 M US): 2,0-25,0%) i zbierz do 2-mililitrowej probówki do wirowania.
  2. Zagęścić ciecz w ciągu nocy w temperaturze 35 °C w rotacyjnym koncentratorze próżniowym.
  3. Wyodrębnić końcowy olej/ciało stałe zgodnie z poniższą procedurą:
    1. Zawiesić i napęcznieć pozostałość w 0,15 ml dichlorometanu (DCM) poprzez intensywne mieszanie (w vorteksie), 15 minut sonikacji oraz 30 minut w automatycznym wytrząsarce kołowej.
    2. Odwiruj próbki przez maksymalnie 10 s w wirówce stołowej typu minispin, aby upewnić się, że ciecz znajduje się na dnie probówki (prędkość wirowania: 671 x g).
    3. Dodać 0,75 ml toluenu i wymieszać bardzo dokładnie (za pomocą vortexera oraz 10-minutowej sonikacji).
    4. Odwirować próbki przez maksymalnie 10 s w wirówce stołowej typu minispin (prędkość wirowania: 671 x g), aby upewnić się, że ciecz znajduje się na dnie probówki.
    5. Oddziel lekki organiczny płyn od ciała stałego lub gęstej tłustej pozostałości, przefiltruj ten płyn przez wkład z Celite i zbierz go do szklanej fiolki.
      UWAGA: Procedurę zawieszania/płukania powtarza się trzykrotnie, a podczas ostatniej ekstrakcji należy użyć 0,5 ml toluenu.
  4. Skoncentruj połączone fazy organiczne za pomocą rotavapora (40 ˚C, 20 mbar).
  5. Rozpuścić tłustą pozostałość w 1 ml DCM w celu przeprowadzenia analizy metodą chromatografii gazowej z detektorem jonizacyjnym płomienia (GC-FID).
  6. Przeprowadź analizę GC-FID przy użyciu chromatografu gazowego wyposażonego w detektor FID, stosując hel jako gaz nośny. Ustawienia standardowe: 1 µL wtryskiwanie, stosunek podziału (split ratio) 50:1, przepływ helu 0,95 ml/min. Wyposażyć aparat GC w kolumnę HP5 (30 m x 0,25 mm x 0.25 µm) i przeprowadzić z profilem temperaturowym, który rozpoczyna się od 5 min 60 °C izoterma. Następnie przeprowadzono 10 °Cpodgrzewanie z szybkością /min przez 20 min do 260 °CUtrzymać tę temperaturę przez 20 min.
  7. Ręcznie zintegruj piki na widmach. Czasy retencji pików są następujące: oktadekan (21,4 min), acetal H (19,5 min), acetal G (20,8 min), acetal S (23,4 min). Uzyskane wartości wykorzystaj w kroku 7.8 do przeprowadzenia ilościowego oznaczenia.
  8. Należy przeprowadzić oznaczanie ilościowe acetalu G, w oparciu o krzywą kalibracyjną z wykorzystaniem związku wzorca wyizolowanego przy użyciu standardu wewnętrznego (oktadekanu).
    UWAGA: Krzywa kalibracyjna: Schemat formuły stosunku chemicznego dla oznaczania ilościowego acetalu i oktadekanu, zawierający symbole obliczeniowe. (R2=0,9991)
    Wydajność acetalu G: Stosunek gramów acetalu G do ligniny, formuła dla analizy konwersji, obliczenia chemiczne.
    Na podstawie wcześniejszych wyników9,21,23 współczynnik odpowiedzi oszacowano odpowiednio na 2,19 dla acetalu H oraz 1,82 dla acetalu S.

Wyniki

Na Rysunku 2 pokazano uzyskany surowiec po wstępnym przygotowaniu (lewa kolumna). Wszystkie surowce uzyskano w postaci drobnych wiórek, z wyjątkiem drewna buku, które zakupiono w postaci strużek o odpowiedniej wielkości cząstek do ekstrakcji. Ligniny uzyskane po ekstrakcji wykazują szeroki zakres kolorów i wielkości cząstek. Ligniny uzyskane z łagodnych metod (metoda A oraz druga kolumna Rysunek 2) mają zazwyczaj czerwony/różowy kolor i są dostępne w postaci drobnych płatków. Gdy stosuje się bardziej agresywne warunki (metody B i C*), uzyskane ligniny mają brązowy lub brązowoszary kolor (trzecia i czwarta kolumna Rysunek 2). Wydajność wzrosła we wszystkich ekstrakcjach przeprowadzonych w bardziej agresywnych warunkach (metody B i C*) w porównaniu z łagodniejszymi warunkami (schemat reakcji na Rysunku 1, wyniki w Tabeli 1). Efekt ten był znacznie bardziej wyraźny dla orzechu włoskiego (wzrost o 10,2%), buku (wzrost o 8,5%) i drewna cedrowego (wzrost o 5,1%) w porównaniu z drewnem sosnowym (tylko 0,5% wzrostu). Na podstawie zawartości ligniny w biomasa przed ekstrakcją (40,3% dla orzechu włoskiego, 28,6% dla sosny25, 18,8% dla buku25 i 35,1% dla cedru25), efektywność ekstrakcji ligniny z drewna buku jest szczególnie wysoka (73,9%), podczas gdy dla innych źródeł uzyskano niższą wydajność ekstrakcji. Metody A* i B*, czyli doświadczenia kontrolne z kwasem siarkowym dla metod A i B, wykazały pewne wyraźne różnice w wydajności ekstrakcji. Łagodna ekstrakcja łupin orzechów z kwasem siarkowym (metoda A*) dała jedynie bardzo niską wydajność 2,6%, co jest znacznie niższe niż ekstrakcja z kwasem solnym (metoda A) (2,6% i 5,0%). Natomiast przy bardziej agresywnych warunkach ekstrakcji, ekstrakcja z kwasem siarkowym (metoda B*) wykazuje wyższą wydajność w porównaniu z kwasem solnym (metoda B) (19,3% i 15,2%), należy jednak zauważyć, że w produkcie uzyskanym po ekstrakcji kwasem siarkowym występują śladowe ilości cukrów.

Na podstawie analizy NMR różnych lignin (przykład pokazano na Rysunku 4) określono stosunek H/G/S oraz ilość wiązań (Tabela 1). Ze względu na nakładanie się sygnałów protonów β i γ wiązań β-O-4 oraz β'-O-4, ilość tych wiązań wyznaczono na podstawie sygnałów protonów α. Dodatkowo, sygnały G5/6 i H3/5 się nakładają, jednak można to skorygować, odpowiednio dostosowując stosunki na podstawie sygnałów H2/6. Wykryto również sygnał odpowiadający protonom γ ketonów Hibberta oraz sygnał utlenionych jednostek S, które najprawdopodobniej wynikają z końcowych grup ligniny.

Stosunki uzyskane z NMR pokazują, że ogólnie ekstrakcje metodą B dają ligninę o wyższej zawartości jednostek S w porównaniu z metodą A, o ile materiał natywny zawiera jednostki S. Ponadto ekstrakcje metodą B dają ligninę o mniejszej ilości całkowitej wiązań β-O-4 w porównaniu z metodą A, co wskazuje na zwiększoną degradację wraz ze wzrostem temperatury. Wyjątkiem jest lignina z orzechów włoskich uzyskana metodami A i B, dla której ilość całkowita wiązań β-O-4 była bardzo podobna. Liczba wiązań β-β i β-5 zmniejsza się przy zastosowaniu surowszych warunków, choć w mniejszym stopniu. Dodatkowo NMR ujawniło, że wszystkie ligniny uzyskane po ekstrakcji etanolem wykazywały stopień modyfikacji strukturalnej wiązania β-O-4. Mają one co najmniej ~50% substytucji w grupie α-OH, co prowadzi do powstania α-etoksyliowanego wiązania β'-O-4. Ekstrakcja ligniny charakteryzuje się wysoką powtarzalnością, co potwierdzono poprzez czterokrotne przeprowadzenie łagodnej ekstrakcji łupin orzechów włoskich (metoda A). Szczególnie niewielkie odchylenie występuje w całkowitej liczbie wiązań β-O-4. Gdy ekstrakcję przeprowadzono w surowszych warunkach (metody B i C*), procent α-etoksyliacji wzrósł. W widmie HSQC ligniny bukowej wyekstrahowanej w surowszych warunkach (metoda B) widoczny jest sygnał pochodzący od S skondensowanego, co idealnie odpowiada znaczącemu spadkowi ilości wiązań β-O-4. Ekstrakcja orzechów włoskich przeprowadzona na dużą skalę (metoda C*) wykazuje znaczny spadek wszystkich wiązań oraz sygnał pochodzący od S skondensowanego w widmie HSQC. Relatywnie wysoki wydajność ekstrakcji cedru w łagodnych warunkach (metoda A) wynika z obecności znacznej ilości kwasów tłuszczowych. Eksperymenty kontrolne z kwasem siarkowym dały dobre wgląd w wpływ kwasu na skład uzyskanej ligniny. Przy łagodnych warunkach ekstrakcji (metoda A*), uzyskano bardzo czystą ligninę, podobną pod względem składu do innych łagodnych ekstrakcji (metoda A). Nieco niższa ilość wiązań β-O-4 może wynikać z mniej efektywnego włączenia etanolu do szkieletu ligniny, co prowadzi do mniejszej liczby wiązań β'-O-4. W surowszych warunkach ekstrakcji (metoda B*), różnice w uzyskanej ligninie są znacznie bardziej wyraźne w porównaniu z ligniną uzyskaną z łupin orzechów włoskich ekstrahowanych w obecności kwasu solnego (metoda B). Całkowita liczba wiązań β-O-4 wykazuje gwałtowny spadek (odpowiednio 35 i 74), a lignina uzyskana z kwasem siarkowym wykazuje dużą ilość kondensacji w rejonie aromatycznym (48%), co określono poprzez całkowanie sygnałów odpowiadających Scondensed i Gcondensed (krok 5.1.3). Tak duża ilość kondensacji może być całkowicie przypisana kwasowi siarkowemu, ponieważ produkt uzyskany z tej samej ekstrakcji z kwasem solnym nie wykazywał kondensacji w rejonie aromatycznym. Skład produktu uzyskanego w surowej ekstrakcji na dużą skalę (metoda C*) nie wykazuje dużych różnic w porównaniu z produktem uzyskanym w mniejszej skali (metoda B*). Jedyną dużą różnicą jest mniejsza ilość kondensacji w rejonie aromatycznym w ekstrakcji na dużą skalę (9%) i odpowiednio większa ilość wiązań β-O-4. Różnica ta może wynikać z różnicy w profilu nagrzewania pomiędzy różnymi autoklawami.

Ligniny analizowano również metodą GPC (Rycina 5) w celu uzyskania informacji na temat masy cząsteczkowej (Tabela 2). Wynika z tego, że w przypadku zastosowania surowszych warunków ekstrakcji (metoda B) średnia masa cząsteczkowa ważona względem masy (Mw) oraz polidyspersyjność rosną dla wszystkich źródeł. Średnia masa cząsteczkowa liczona według liczby (Mn) warunki ekstrakcji są porównywalne dla każdego źródła. Ogólnie rzecz biorąc, wyniki te wskazują, że surowsze warunki ekstrakcji wywołują podwójny efekt, polegający na wyodrębnieniu dłuższych fragmentów oraz dodatkowym rozkładzie tych fragmentów.

W przypadku niektórych zastosowań powstawanie wiązania β'-O-4 jest niepożądane, na przykład przy stosowaniu metod depolimeryzacji opartych na utlenianiu benzylicznej (α) grupy hydroksylowej26,27,28. Przekształcenie wiązania β'-O-4 ligniny etanolowej do typowych wiązań β-O-4 zostało opisane wcześniej20 i przeprowadzono je na partii ligniny uzyskanej z powłok orzechów włoskich, porównywalnej do ligniny pochodzącej z powłok orzechów włoskich opisanej w niniejszej pracy (Rycina 6). Lignina ta składała się z 30 wiązań β-O-4 pochodzenia naturalnego oraz 39 α-etylooksylowanych wiązań β'-O-4 (odpowiednio 34 i 38 wiązań dla ligniny opisanej w tej pracy). Deeteryfikacja przekształciła prawie wszystkie α-etylooksyowane wiązania w strukturę naturalną, ponieważ otrzymana lignina zawierała 57 wiązań β-O-4 i jedynie 3 α-etylooksylowane wiązania β'-O-4, co wskazuje na niewielką utratę całkowitej liczby jednostek β-O-4. Masa ligniny wyniosła 72% masy ligniny pierwotnej, co przede wszystkim wynika z utraty grupy etylowej.

Aby zademonstrować potencjał ligniny w produkcji monomerów aromatycznych poprzez łagodną depolimeryzację, przeprowadzono reakcje kwasolizy z udziałem Fe(OTf)3 w obecności glikolu etylenowego (Rycina 7). Reakcja ta prowadzi do powstania trzech różnych fenolowych pochodnych 2-arylotrylo-1,3-dioxolanów (acetalów), które odpowiadają jednostkom H, G oraz S obecnym w ligninie. Tabela 3 przedstawia wydajność acetalów S, G i H, a całkowite wydajności pokazano na Rycina 8. Można zauważyć, że metoda ekstrakcji ligniny ma istotny wpływ na uzyskane wydajności acetalów. Niższe wydajności uzyskuje się dla ligniny wydzielonej w bardziej agresywnych warunkach (metoda B). Jest to najprawdopodobniej spowodowane bardziej zmodyfikowaną (wyższym odsetkiem etoksylacji w pozycji α) i skondensowaną strukturą, jak opisano w poprzednim akapicie.

Znaczenie jednostek β-O-4 ujawnia się poprzez korelacje z wydajnością monomerów w procesie depolimeryzacji, jak pokazano w protokole (Rysunek 9). Widoczny jest wyraźny trend dotyczący całkowitej zawartości wiązań β-O-4 oraz niemieszczonych wiązań β-O-4, zgodnie z którym wyższa zawartość β-O-4 prowadzi ogólnie do większej wydajności fenolowych 2-arylotometylo-1,3-dioxolanów (acetalów), co jest zgodne z wcześniejszymi wynikami21. Przy rozpatrywaniu zmieszczonych wiązań β'-O-4 trend również jest wyraźny i wskazuje, że wydajność depolimeryzacji nie zależy od liczby wiązań β'-O-4. W warunkach reakcji zmieszczone wiązania β-O-4 mogą ulec demeszyceniu, jednak dodatkowy ten etap wiąże się z utratą materiału, jak opisano wcześniej.

Ogólnie rzecz biorąc, po skorygowaniu wydajności depolimeryzacji monomerów o wydajność ekstrakcji ligniny, można uzyskać następujące wyniki (Tabela 4). Wynika z nich, że porównując metody A i B, zdecydowanie większe ilości acetalu można uzyskać przy użyciu intensywniejszej ekstrakcji, zapewniającej wyższe całkowite wydajności ligniny, po której następuje (mniej selektywna) depolimeryzacja. Jednak wyniki dla drewna sosnowego pokazują również, że zależy to od źródła biomasy, ponieważ zwiększenie intensywności ekstrakcji nie prowadzi do istotnego wzrostu wydajności. Dla tego typu drewna wskazane jest zachowanie struktury β-O-4, aby osiągnąć wyższe ogólne wydajności fenolowych 2-fenylo-metylo-1,3-dioksolanów (acetalów).

Diagramy struktury ligniny z katalizowaną kwasem konwersją do H-acetalu, G-acetalu, S-acetalu; chemia.
Rycina 1. Struktury chemiczne otrzymanych produktów. (a) Typowe motywy strukturalne występujące w strukturze ligniny. (b) Kwasem katalizowana depolimeryzacja ligniny połączona z przechwytywaniem acetalowym w celu uzyskania fenolowych 2-arylotometylo-1,3-dioksolanów (acetalów). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Diagram degradacji termicznej surowców: orzech włoski, sosna, buk, cedr, poddane obróbce cieplnej w 80°C, 120°C.
Rycina 2. Pozyskany lignina z różnych surowców. Obraz czterech różnych surowców ligninocelulozowych po wstępnym przygotowaniu (kroki 1 i 2) oraz pozyskanej ligniny po ekstrakcji organosolwentalnej w różnych warunkach (metoda A – krok 3.1, metoda B – krok 3.3 oraz metoda C* – krok 3.4). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat konwersji lignocelulozy; wiązania β-O-4, β-β, β-5; schemat reakcji chemicznej.
Rycina 3. Schemat reakcji ekstrakcji etanosolwowej. Przegląd uzyskanych wiązań: β-O-4 (R' = H), β'-O-4 (R' = Et), β-β i β-5. Warunki: (A) 80 ˚C, 0,24 M HCl (krok 3.1), (B) 120 ˚C, 0,24 M HCl (krok 3.3), (C*) 120 ˚C, 0,12 M H2SO4 (krok 3.4) oraz doświadczenie kontrolne A* i B* (krok 3.5). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Diagram spektroskopii NMR z strukturami chemicznymi do analizy ligniny, pokazujący dane korelacyjne 2D.
Rycina 4. Analiza HSQC ligniny. Identyfikacja wszystkich wiązań ligniny zmierzonych metodą 2D-HSQC ligniny uzyskanej z powłok orzechów nerkowca przy zastosowaniu łagodnego zabiegu (krok 3.1). Sygnały dla HKγ i S'2/6 zostały powiększone, aby je lepiej widzieć. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Analiza polimeru drzewnego; wykres, względna intensywność vs Mw; porównanie próbek orzechu, sosny, buku, cedru.
Rycina 5. Waga cząsteczkowa ligniny. Wykresy GPC uzyskanych lignin podzielone według źródła (a = orzech, b = drewno sosnowe, c = drewno bukowe i d = drewno cedrowe). Linie odpowiadają różnym próbkom, jak podano w Tabeli 2. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat reakcji chemicznej, przemiana wiązania β-O-4 z 1,4-dioksanem, H2O i HCl.
Rycina 6. Dezeterfikacja ligniny. Schemat reakcji dezeterfikacji otrzymanej ligniny etanolowej z łupin orzechów włoskich (krok 4). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Schemat reakcji delignifikacji z produktami acetalowymi aromatycznymi S, G, H za pomocą katalizatora Fe(OTf)3.
Rycina 7. Delignifikacja do acetalów. Schemat reakcji delignifikacji ligniny do fenolowych 2-arylotometylo-1,3-dioksanów (acetalów). Jednostka H: R1 = R2 = H; jednostka G: R1 = OMe, R2 = H; jednostka S: R1 = R2 = OMe (krok 6). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres słupkowy wydajności acetalu; metody A, B dla orzechu, sosny, buku, cedru; składniki S, G, H.
Rycina 8. Wydajność acetalu w zależności od źródła. Wydajności fenolowych 2-arylotymetylo-1,3-dioxolanów (acetalów) uzyskanych z depolimeryzacji ligniny z różnych źródeł. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Wykres równowagi statycznej; zawartość wiązań β-O-4 a wydajność acetalu; analiza danych depolimeryzacji ligniny organosolwowej.
Ryc. 9. Wpływ wiązań β-O-4 na wydajność acetalu. Wydajności fenolowych 2-arylotometylo-1,3-dioksolanów (acetalów) uzyskanych z depolimeryzacji ligniny w porównaniu do całkowitej zawartości wiązań β-O-4 (niebieski), nieeterowanych β-O-4 (pomarańczowy) i eterowanych β-O-4 (szary) w surowcu ligninowym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

ŹródłoWarunkiUzysk (%)Skuteczność ekstrakcji (%)1Stosunek S/G/HCałkowity β-O-4β-O-4β’-O-4β-ββ-5
WalnutA5,0 ± 0,712,445/46/975 ± 2,536 ± 2,639 ± 3,111 ± 0,75 ± 1,5
WalnutA*2,66,547/45/853322194
WalnutB15,237,759/37/474205496
Walnut2B*19,347,975/25/03553073
Walnut2C*16,240,265/33/245103583
PineA3,512,20/>99/<1592237014
PineB4,014,00/>99/<14673908
BeechA5,428,763/37/0824339125
Beech3B13,973,983/17/045113592
CedarA6,418,20/>99/<164283606
CedarB11,532,80/>99/<14173407

Tabela 1. Wyniki ekstrakcji metodą ethanosolv. Uzyskane wydajności, rozkład aromatyczny i połączenia dla różnych ekstrakcji przeprowadzonych na biomasie. *Kwas siarkowy jest używany jako kwas. 1 Wydajność ligniny (wg %)/zawartość ligniny w surowcu, określona metodą Klasona. 2 Hemiceluloza i skondensowana lignina S obecne w produkcie. 3 32% jednostek S jest skondensowanych.

ŹródłoWarunkiMn (g/mol)Mw (g/mol)Ð
WalnutA109618051.65
WalnutB117429342.50
WalnutC*124829302.35
PineA133130712.31
PineB131935962.73
BeechA164537432.28
BeechB136843033.14
CedarA86016261.89
CedarB118832922.77

Tabela 2: Masy cząsteczkowe otrzymanych lignin.

ŹródłoWarunkiUzysk (%)Stosunek S/G/HCałkowite β-O-4Acetal S (wg%)Acetal G (wg%)Acetal H (wg%)Całkowity uzysk acetalu (wg%)
WalnutA5.045/46/9724.55.92.112.5
WalnutB15.259/37/4743.64.71.09.3
WalnutC*16.265/33/2453.83.90.68.3
PineA3.50/>99/<15909.90.310.2
PineB4.00/>99/<14601.101.1
BeechA5.463/37/0827.76.7014.4
BeechB13.983/17/0453.63.407.0
CedarA6.40/>99/<16408.10.18.2
CedarB11.50/>99/<14104.704.7

Tabela 3: Wydajności acetalów w procesie depolimeryzacji ligniny. Wydajności fenolowych 2-arylotlenko-1,3-dioxolanów (acetalów) uzyskanych w wyniku depolimeryzacji ligniny pochodzącej z różnych źródeł. Warunki: 50 mg ligniny, 60 mas.% etylenoglikolu, 10 mas.% Fe(OTf)3, rozpuszczalnik: 1,4-dioksan, 140 °C (całkowita objętość 1 mL), 15 minut (krok 7).

ŹródłoWarunkiWydatek ekstrakcji ligniny (%)β-O-4β'-O-4Łącznie β-O-4Całkowity wydatek acetalu (wg%)Całkowity wydatek acetalu skorygowany o wydatek ekstrakcji ligniny (wg%)1
WalnutA5.034387212.50.63
WalnutB15.22054749.31.41
WalnutC*16.21035458.21.33
PineA3.522375910.20.36
PineB4.0739461.10.04
BeechA5.443398214.40.78
BeechB13.91135456.90.96
CedarA6.42836648.20.52
CedarB11.5734414.70.54

Tabela 4: Całkowita wydajność acetalu skorygowana ze względu na wydajność ekstrakcji. Wydatki fenolowych 2-arylotio-1,3-dioksanów (acetalów) uzyskanych w wyniku depolimeryzacji ligniny pochodzącej z różnych źródeł, skorygowane o wydajność ekstrakcji ligniny. 1Obliczenie: 100*(wydajność ligniny/100)*(całkowita wydajność acetalu/100). Warunki: 50 mg ligniny, 60% wag. glikolu etylenowego, 10% wag. Fe(OTf)3, rozpuszczalnik: 1,4-dioksan, 140 °C, 15 min (reakcja zgodnie z krokiem 6) & przeróbka zgodnie z krokiem 7)

Dyskusja

Wyniki ekstrakcji w różnych warunkach i z różnych źródeł biomasy pokazują, jak optymalne warunki ekstrakcji ligniny o stosunkowo wysokiej zawartości wiązań β-O-4 mogą się różnić w zależności od źródła. Na przykład ekstrakcja orzecha włoskiego w trudniejszych warunkach (metoda B) zapewnia trzykrotny wzrost plonu przy prawie zatrzymaniu ilości jednostek β-O-4, podczas gdy w przypadku buka i cedru plon wzrasta, ale towarzyszy mu znaczny spadek ilości jednostek β-O-4. Z drugiej strony, w przypadku sosny, surowsze warunki ekstrakcji zapewniają bardzo małe korzyści w plonach, a także prowadzą do powstania ligniny o bardzo niskiej ilości jednostek β-O-4. Oznacza to, że zazwyczaj konieczna jest pewna forma optymalizacji, aby uzyskać właściwą równowagę między plonem ligniny a jakością w postaci zatrzymania ilości jednostek β-O-4 w otrzymanym materiale ligniny.

Duży wzrost Mw materiale ligninowym uzyskanym w trudniejszych warunkach ekstrakcji pokazuje, że w tych warunkach można ekstrahować większe fragmenty, zapewniając wyższe plony. Jednak w tych warunkach zachodzi dodatkowa fragmentacja, dostarczająca dodatkowego materiału o niższej masie cząsteczkowej, a tym samym zwiększająca polidyspersyjność, co wyraźnie widać na wykresach GPC orzecha włoskiego (rysunek 5a) i cedru (rysunek 5d) w postaci sygnału o temperaturze ~500 Da.

HSQC NMR jest ważnym narzędziem informacyjnym dostarczającym danych porównawczych na temat jakości różnych lignin. Należy zauważyć, że w tej procedurze przeprowadzany jest standardowy eksperyment HSQC, co świetnie nadaje się do uzyskania danych porównawczych, ale niekoniecznie jest ilościowe ze względu na różnice w czasach relaksacji. Duża liczba wiązań przedstawiona dla niektórych lignin w tabeli 1 jest przeszacowana. Ilościowe eksperymenty HSQC dają lepsze wyniki, ale kosztują znacznie więcej czasu NMR, chociaż istnieją alternatywy29. Z naszego doświadczenia wynika, że liczby w tabeli 1 należy podzielić przez współczynnik 1,3, aby lepiej odzwierciedlić rzeczywistą ilość jednostek β-O-4 na 100 jednostek aromatycznych.

Jak wspomniano wcześniej, przedstawione wyniki wskazują, w jaki sposób znalezienie optymalnych warunków może się różnić w zależności od źródła w celu uzyskania maksymalnej wydajności monomeru. Na przykład, gdy jako materiał wyjściowy stosuje się orzech włoski, ogólny całkowity plon acetali wzrasta około dwukrotnie, jeśli do ekstrakcji ligniny stosuje się surowsze warunki (metoda B). Wynika to jednak głównie z dużej różnicy w wydajności ekstrakcji ligniny, bez wpływu na zawartość β-O-4. W przeciwnym razie, gdy stosuje się sosnę, preferowane są łagodniejsze warunki ekstrakcji (metoda A). W rzeczywistości ekstrakcja ligniny daje bardzo podobną wydajność w obu przypadkach, ale trudniejsze warunki powodują spadek jednostek β-O-4 (zwłaszcza nieeteryfikowanych wiązań β-O-4), co może być przyczyną tak niskiej wydajności monomeru, jak wskazano w poprzednim akapicie. Znaczną utratę nieeteryfikowanych wiązań β-O-4 można również zaobserwować w przypadku buka i cedru, jeśli do ekstrakcji stosuje się warunki (metoda B), które mogą prowadzić do niższego uzysku monomerów. Jednak ogólna wydajność acetalu nie różni się zbytnio w zależności od warunków ekstrakcji. W rzeczywistości obserwuje się około dwukrotny wzrost wydajności ekstrakcji ligniny w przypadku obu źródeł biomasy, które przechodzą z metod A na B, co kompensuje mniej więcej dwukrotny spadek wydajności monomeru.

Oświadczenia

Autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów

Podziękowania

Praca została sfinansowana przez Unię Europejską (Marie Curie ITN 'SuBiCat' PITN-GA-2013-607044, PJD, KB i JGdV), oprócz wsparcia finansowego od Europejskiej Rady ds. Badań Naukowych, ERC Starting Grant 2015 (CatASus) 638076 (AdS i KB) oraz programu badawczego Talent Scheme (Vidi) o numerze projektu 723.015.005 (KB), który jest częściowo finansowany przez Holenderską Organizację Badań Naukowych (NWO).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Materiały
Żelazo (III) triflateSigma Aldrich708801-1Gczystość: 90%
OktadekanSigma Aldrich0652-100Gczystość: 99%
CeliteAlfa AesarH33152.0B
Żel krzemionkowySiliCycleR12030B-1KGP60 40-63 μ
m DichlorometanMacron Fine Chemicals6779-25
Łupiny orzecha włoskiego
Drewno
Drewno
Drewno
EtanolJT Baker Chemicals00832000001Etanol absolutny
IsopropanolAcros Organics14932002599,5 + % ekstra czysty
acetonMacron Fine Chemicals2440-06
TetrahydrofuranBoom BV164240025stabilizowany BHT
ToluenMacron Fine Chemicals8608-02
WodaDemi z wewnętrznego źródła
zasilania 1,4-DioksanAcros Organics40882001099+% ekstra czysty
kwas solnyAcros Organics12462002637% roztwór w wodzie
Kwas siarkowyBoom B.V.76051908100095-97%
Aceton-d6Acros Organics32532050099,8 atomu% D
Tlenek deuteruSigma Aldrich151882-100G99,9 atomu% D
FiltryMunktell400303185średnica 185 mm, 10 μ m wielkość porów
Mieszadła magnetyczneVWR442-4525
Filtr strzykawkowySartorius17559-Q0,45 μ m
filtr Fiolka do automatycznego podajnika próbek (2 ml)Brązowa151123
Wlot o zmniejszonej objętości (0,3 ml)Brązowy150820
Nasadki do automatycznego podajnika próbek (11 mm)Brązowy151216
Zaciskarka
kąpieli
olejowej (1 ml)Henke Sass Wolf4010-200V0
Blok grzewczy-4 pozycjeIKA
Micro probówki 2 mlSarstedt72691
Uszczelki zaciskane-20 mmChromatografia brązowa dostarcza151287z przegrodami silikonowymi/PTFE
Sprzęt
Młyn kulowyFritsch06.2000.00Laboratoryjny planetarny młyn mono PULVERISETTE 6
Młyn młotkowyBrabender
Micro Młyn młotkowyBrabender
Piec próżniowyHeraeusHeraeus Vacutherm
Konfiguracja refluksu i inne wyroby szklaneDostawcy CBN BVKondensator zwrotny, kolba okrągłodenna, szkło zlewki i lejki
Parownik obrotowyAutoklaw
250 mlwysokociśnieniowy Berghof
1 LMedimex
Kąpiel ultradźwiękowaEmersontyp Branson 3210
Przyrząd NMRBrukerAscend 600
THF-GPCHewlett Packard1100
series Mieszadło magnetyczneSalmenKippSK861492220263 typ x-1250
Młynek do kawyProfi CookPC-KSW1021
WiertarkaSolidtyp TB 13 S
GC-FIDShimadzu
BUCHI Reveleris PREP system oczyszczania Kolumna Buchi
BUCHI C18 Buchi150 mm & czasy; 21,2 mm & czasy; 10 μ
m Fiolki do kuchenek mikrofalowych o pojemności 20 ml???
Rotacyjny koncentrator próżniowy Univapo 150 ECH WirówkaUniEquip
Eppendorf minispin Eppendorf
SB2 rotatorStuart
VortexWilten
Processing Software
WinGPC Unichrom
MestReNova
sosnowecedrowebukowedo fiolek autosamplera Strzykawki do wysokociśnieniowy IKA Autoklaw stołowa

Bibliografia

  1. Tuck, C. O., Pérez, E., Horváth, I. T., Sheldon, R. A., Poliakoff, M. Valorization of Biomass: Deriving More Value from Waste. Science. 337, 695-699 (2012).
  2. Ragauskas, A. J., et al. Lignin Valorization: Improving Lignin Processing in the Biorefinery. Science. 344, 709-719 (2014).
  3. Sun, Z., Fridrich, B., de Santi, A., Elangovan, S., Barta, K. Bright Side of Lignin Depolymerization: Toward New Platform Chemicals. Chemical Reviews. 118 (2), 614-678 (2018).
  4. Schutyser, W., Renders, T., Van den Bosch, S., Koelewijn, S. F., Beckham, G. T., Sels, B. F. Chemicals from lignin: an interplay of lignocellulose fractionation, depolymerization, and upgrading. Chemical Society Reviews. 47 (3), 852-908 (2018).
  5. Kärkäs, M. D., Matsuura, B. S., Monos, T. M., Magallanes, G., Stephenson, C. R. J. Transition-metal catalyzed valorization of lignin: the key to a sustainable carbon-neutral future. Organic & Biomolecular Chemistry. 14 (6), 1853-1914 (2016).
  6. Deuss, P. J., Barta, K. From models to lignin: Transition metal catalysis for selective bond cleavage reactions. Coordination Chemistry Review. 306, 510-532 (2016).
  7. Yokoyama, T. Revisiting the Mechanism of β-O-4 Bond Cleavage During Acidolysis of Lignin. Part 6: A Review. Journal of Wood Chemistry and Technology. 35 (1), 27-42 (2014).
  8. Sturgeon, M. R., et al. A Mechanistic Investigation of Acid-Catalyzed Cleavage of Aryl-Ether Linkages: Implications for Lignin Depolymerization in Acidic Environments. ACS Sustainable Chemistry and Engineering. 2 (3), 472-485 (2014).
  9. Deuss, P. J., Scott, M., Tran, F., Westwood, N. J., de Vries, J. G., Barta, K. Aromatic monomers by in situ conversion of reactive intermediates in the acid-catalyzed depolymerization of lignin. Journal of the American Chemical Society. 137 (23), 7456-7467 (2015).
  10. Jastrzebski, R., Constant, S., Lancefield, C. S., Westwood, N. J., Weckhuysen, B. M., Bruijnincx, P. C. A. Tandem Catalytic Depolymerization of Lignin by Water-Tolerant Lewis Acids and Rhodium Complexes. ChemSusChem. 9 (16), 2074-2079 (2016).
  11. Kaiho, A., Kogo, M., Sakai, R., Saito, K., Watanabe, T. In situ trapping of enol intermediates with alcohol during acid-catalysed de-polymerization of lignin in a nonpolar solvent. Green Chemistry. 17 (5), 2780-2783 (2015).
  12. Huang, X., Zhu, J., Korányi, T. I., Boot, D. B., Hensen, E. J. M. Effective Release of Lignin Fragments from Lignocellulose by Lewis Acid Metal Triflates in the Lignin-First Approach. ChemSusChem. 9 (23), 3262-3267 (2016).
  13. Kaiho, A., Mazzarella, D., Satake, M., Kogo, M., Sakai, R., Watanabe, T. Construction of di(trimethylolpropane) cross linkage and phenylnaphthalene structure coupled with selective β-O-4 bond cleavage for synthesizing lignin-based epoxy resins with controlled glass transition temperature. Green Chemistry. 18 (24), 6526-6535 (2016).
  14. Lahive, C. W., et al. Advanced model compounds for understanding acid-catalyzed lignin depolymerization: Identification of renewable aromatics and a lignin-derived solvent. Journal of the American Chemical Society. 138 (28), 8900-8911 (2016).
  15. Shuai, L., Saha, B. Towards high-yield lignin monomer production. Green Chemistry. 19 (16), 3752-3758 (2017).
  16. Rinaldi, R., et al. Paving the Way for Lignin Valorisation: Recent Advances in Bioengineering, Biorefining and Catalysis. Angewandte Chemie International Edition. 55 (29), 8167-8215 (2016).
  17. Schutyser, W., Renders, T., van den Bosch, S., Koelewijn, S. F., Beckham, G. T., Sels, B. F. Chemicals from lignin: an interplay of lignocellulose fractionation, depolymerization, and upgrading. Chemical Society Reviews. 47 (3), 852-908 (2018).
  18. Constant, S., et al. New insights into the structure and composition of technical lignins: a comparative characterization study. Green Chemistry. 18 (9), 2651-2665 (2016).
  19. Smit, A., Huijgen, W. Effective fractionation of lignocellulose in herbaceous biomass and hardwood using a mild acetone organosolv process. Green Chemistry. 19 (22), 5505-5514 (2017).
  20. Lancefield, C. S., Panovic, I., Deuss, P. J., Barta, K., Westwood, N. J. Pre-treatment of lignocellulosic feedstocks using biorenewable alcohols: towards complete biomass valorization. Green Chemistry. 19 (1), 202-214 (2017).
  21. Deuss, P. J., Lancefield, C. S., Narani, A., de Vries, J. G., Westwood, N. J., Barta, K. Phenolic acetals from lignins of varying compositions via iron (III) triflate catalysed depolymerization. Green Chemistry. 19 (12), 2774-2782 (2017).
  22. Bauer, S., Sorek, H., Mitchell, V. D., Ibáñez, A. B., Wemmber, D. E. Characterization of Miscanthus giganteus Lignin Isolated by Ethanol Organosolv Process under Reflux Condition. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 60 (33), 8203-8212 (2012).
  23. Deuss, P. J., et al. Metal triflates for the production of aromatics from lignin. ChemSusChem. 9 (2), 2974-2981 (2016).
  24. Nicholson, D. J., Leavit, A. T., Francis, R. C. A three-stage Klason method for more accurate determinations of hardwood lignin content. Cellulose Chemistry and Technology. 48 (1-2), 53-59 (2014).
  25. Sun, Z., et al. Complete lignocellulose conversion with integrated catalyst recycling yielding valuable aromatics and fuels. Nature catalysis. 1, 82-92 (2018).
  26. Lancefield, C. S., Ojo, O. S., Tran, F., Westwood, N. J. Isolation of Functionalized Phenolic Monomers through Selective Oxidation and C-O Bond Cleavage of the β-O-4 Linkages in Lignin. Angewandte Chemie International Edition. 54 (1), 258-262 (2015).
  27. Rahimi, A., Ulbrich, A., Coon, J. J., Stahl, S. S. Formic-acid-induced depolymerization of oxidized lignin to aromatics. Nature. 515, 249-252 (2014).
  28. Bosque, I., Magallanes, G., Rigoulet, M., Kärkäs, M. D., Stephenson, C. R. J. Redox Catalysis Facilitates Lignin Depolymerization. ACS Central Science. 3 (6), 621-628 (2017).
  29. Sette, M., Wechselberger, R., Crestini, C. Elucidation of Lignin Structure by Quantitative 2D NMR. Chemistry - A European Journal. 17 (34), 9529-9535 (2011).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ekstrakcja ligninywi zanie beta O 4depolimeryzacja ligninyanaliza NMRdepolimeryzacja mikrofalowajako strukturalnawydajno ekstrakcjiacetale fenolowewaloryzacja ligniny

Powiązane artykuły