Artykuł metodologiczny

Badania przesiewowe genotypów bawełny pod kątem odporności na nicienie Reniform

DOI:

10.3791/58577

⸱

2 maja 2019

 , 
1Crop Genetics Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj przedstawiono protokół szybkiego, nieniszczącego badania przesiewowego genotypów bawełny pod kątem odporności na nicienie reniform. Protokół obejmuje wizualne badanie korzeni sadzonek bawełny zakażonych nicieniami w celu określenia odpowiedzi na infekcję. Pęd wegetatywny z każdej rośliny jest następnie rozmnażany w celu odzyskania roślin do produkcji nasion.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół szybkiej nieniszczącej kontroli nicieni reniform (Rotylenchulus reniformis) jest potrzebny do opracowania odpornych odmian bawełny (Gossypium hirsutum) w celu poprawy zarządzania nicieniami. Większość protokołów obejmuje ekstrakcję nicieni robakowatych lub jaj z systemu korzeniowego bawełny lub gleby doniczkowej w celu określenia gęstości populacji lub wskaźnika reprodukcji. Podejścia te są na ogół czasochłonne i wymagają oceny niewielkiej liczby genotypów. Opisano tutaj alternatywne podejście, w którym system korzeniowy jest wizualnie badany pod kątem infekcji nicieniami. Protokół polega na zaszczepieniu sadzonki bawełny 7 dni po posadzeniu nicieniami robakowatymi i określeniu liczby samic przyczepionych do systemu korzeniowego 28 dni po zaszczepieniu. Dane są wyrażone jako liczba samic na gram masy świeżych korzeni w celu uwzględnienia zmian we wzroście korzeni. Protokół zapewnia doskonałą metodę oceny odporności roślin żywicielskich związanej ze zdolnością nicieni do ustanowienia miejsca infekcji; Nie ocenia się jednak odporności utrudniającej rozmnażanie nicieni. Podobnie jak w przypadku innych protokołów badań przesiewowych, często obserwuje się różnice w zakażeniu nicieniami między poszczególnymi genotypami w ramach eksperymentów i między nimi. Dane przedstawiono w celu zilustrowania zakresu zmienności obserwowanej za pomocą protokołu. Aby dostosować się do tej zmienności, w eksperymentach uwzględnia się genotypy kontrolne. Niemniej jednak protokół zapewnia prostą i szybką metodę oceny odporności roślin żywicielskich. Protokół został z powodzeniem wykorzystany do identyfikacji opornych akcesji z G. Zbieranie plazmy zarodkowej w Arboreum i ocena segregacji populacji liczących ponad 300 osobników w celu określenia genetyki odporności. Opracowano również metodę rozmnażania wegetatywnego w celu odzyskania roślin do hodowli odpornościowej. Po usunięciu systemu korzeniowego w celu oceny nicieni, pęd wegetatywny jest przesadzany, aby umożliwić rozwój nowego systemu korzeniowego. Ponad 95% pędów zazwyczaj rozwija nowy system korzeniowy, a rośliny osiągają dojrzałość.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rotylenchulus reniformis (Linford i Oliveira), powszechnie określany jako nicień reniform, jest jednym z głównych pasożytniczych gatunków nicieni obecnych w glebach południowo-wschodnich Stanów Zjednoczonych1,2,3. Nicień jest obowiązkowym, osiadłym półpasożytem pół-endopasożytniczym, wymagającym od rośliny żywicielskiej zakończenia swojego cyklu życiowego2,4. Przeddorosłe samice nicieni robakowatych przenikają do systemu korzeniowego gospodarza, aby ustanowić miejsce żerowania w stel2,3. Gdy nicienie żerują i dojrzewają, tylna część pozostająca poza korzeniem żywiciela pęcznieje podczas produkcji jaj, tworząc charakterystyczny kształt nerki (Ryc. 1). Rotylenchulus reniformis jest zdolny do żerowania na systemie korzeniowym ponad 300 gatunków roślin, w tym bawełny4. Bawełna wyżynna (Gossypium hirsutum L.) jest szeroko uprawiana w południowo-wschodnich Stanach Zjednoczonych, ale brak R. Odmiany odporne na reniformis utrudniają zwalczanie nicieni2,3. W celu zmniejszenia R-u w glebie zastosowano strategie zarządzania, takie jak stosowanie nematocydów i płodozmian z gatunkami roślin niebędących żywicielami. Gęstość zaludnienia Reniformis5,6, ale straty w plonach bawełny mogą zwykle wynosić od 1 do 5%2. Objawy R. Zakażenie reniformis może obejmować zahamowanie wzrostu roślin, niedobory żywieniowe, poronienia owoców i opóźnioną dojrzałość2. Jednak objawy mogą nie być widoczne ze względu na jednolitość objawów na całej polu; w związku z tym podejścia do oceny R. Zakażenie reniformis jest potrzebne do identyfikacji i rozwoju odpornych odmian bawełny wyżynnej. Ocena R. Odporność reniformis na bawełnę jest uważana za trudną7, ponieważ zainfekowany system korzeniowy może wyglądać normalnie, mimo że roślina może wykazywać objawy infekcji8.

Do identyfikacji R. wymagany jest skuteczny protokół badania przesiewowego na obecność nicieni. Akcesje odporne na reniformis z kolekcji bawełnianej plazmy zarodkowej oraz w celu określenia genetyki odporności na te akcesje. Taki protokół pomoże w transferze genów odporności do bawełny wyżynnej. Do oceny R zastosowano różne metody testów biologicznych. Zakażenie Reniformis w Cotton8,9,10,11,12,13,14,15. Ogólnie rzecz biorąc, do identyfikacji R zastosowano dwa główne podejścia. Genotypy bawełny odporne na reniformis. Najczęściej stosowanym podejściem jest ekstrakcja jaj i/lub nicienia robakowatego z zakażonych roślin lub gleby8,11,12,14,15. Ogólna metodologia tego podejścia polega na sadzeniu nasion dla poszczególnych genotypów bawełny w oddzielnych doniczkach, pozwalając siewkom rozwijać się przez 7 do 14 dni, zaszczepianiu sadzonek poprzez dodanie mieszaniny stadiów robaka R. reniformis do gleby i pozwalając nicieniom zainfekować system korzeniowy przez 30 do 60 dni. Następnie nicienie robakowate i/lub jaja są ekstrahowane z zainfekowanego systemu korzeniowego każdej rośliny lub z gleby doniczkowej. Następnie określa się liczbę wyekstrahowanych nicieni lub jaj w celu oszacowania gęstości populacji i wskaźnika reprodukcji, które są porównywane z genotypami kontrolnymi w celu identyfikacji odpornych genotypów.

Alternatywne podejście, opisane tutaj, polega na mikroskopowym badaniu systemu korzeniowego bawełny, który został zainfekowany nicieniami, w celu określenia liczby samic nicieni pasożytujących na korzeniach10,16. Podobnie jak w przypadku innych podejść, genotypy bawełny sadzi się w oddzielnych doniczkach i zaszczepia nicieniami robakowatymi około 7 dni po posadzeniu. W ciągu 30 dni po inokulacji system korzeniowy jest usuwany z poszczególnych roślin, a gleba jest spłukiwana z korzeni. Następnie nicienie przyczepione do systemu korzeniowego są barwione czerwonym barwnikiem spożywczym17, a korzenie są badane mikroskopowo w celu określenia liczby miejsc infekcji z odpornymi genotypami bawełny (identyfikowanymi na podstawie liczby nicieni na gram korzenia) w porównaniu z podatną kontrolą16. To drugie podejście ma tę zaletę, że zwiększa przepustowość poprzez zmniejszenie liczby dni wymaganych do oceny i zwiększenie liczby poszczególnych genotypów ocenianych w jednym eksperymencie. Metodologie badań przesiewowych, które oceniają gęstość zaludnienia lub współczynnik reprodukcji, są często bardziej czasochłonne niż te oparte na wizualnych obserwacjach objawów infekcji7. Jednak jednym z ograniczeń tego podejścia jest to, że odporność roślin żywicielskich, która utrudnia rozmnażanie nicieni, określona na podstawie produkcji jaj, nie jest oceniana13.

Protokoły przesiewowe dla R. Odporność na reniformis często niszczy system korzeniowy podczas oceny7 i wiąże się z odrzuceniem pędu wegetatywnego. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, opracowano metodę rozmnażania wegetatywnego, która umożliwia regenerację roślin do produkcji nasion18. Po usunięciu systemu korzeniowego w celu oceny nicieni, pęd wegetatywny sadzi się w glebie doniczkowej, aby umożliwić odrost systemu korzeniowego. Ta metoda ma szerokie zastosowanie dla większości R. Protokoły badań przesiewowych reniformis. Prosta i szybka metoda rozmnażania wegetatywnego ma kluczowe znaczenie dla hodowli R. Odporne na reniformis górskie odmiany bawełny, w przypadku których wymagany jest odzysk potomstwa, aby przenieść odporne genotypy do następnego pokolenia.

Przedstawiono protokół dla zakrojonego na szeroką skalę badania przesiewowego genotypów bawełny pod kątem odporności na nicienie reniform. Celem jest opracowanie prostej i szybkiej nieniszczącej metody przesiewowej do oceny populacji hodowlanych bawełny pod kątem odporności na nicienie, aby pomóc w hodowli odpornych odmian bawełny wyżynnej. Korzystając z tego protokołu, dane są zwykle uzyskiwane w ciągu 35 dni, przy czym w jednym eksperymencie ocenia się ponad 300 genotypów. Przedstawiono dane dotyczące genotypów odpornych i podatnych w celu zilustrowania zmienności powszechnie obserwowanej przy użyciu tych metod.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Utrzymanie źródła R. Reniformis Inokulum

  1. Napełnij doniczki z gliny terakotowej (15 cm średnicy, 13,5 cm wysokości) pasteryzowaną parą 1-częściową gliny piaszczystej i 2-częściowego piasku. Posadź podatną odmianę pomidora (Solanum lycopersicon) w każdej doniczce i umieść doniczki w szklarni.
    UWAGA: Zamiast pomidorów można stosować inne wrażliwe odmiany roślin, takie jak bawełna.
  2. Zaszczepić rośliny pomidora nicieniami robakowatymi (patrz krok 3.3). Utrzymuj rośliny w szklarni w temperaturze około 28 °C.

2. Sadzenie genotypów bawełny dla R. Reniformis Ocena odporności

  1. Przygotuj glebę, łącząc 2 części drobnego piasku z 1 częścią gliny piaszczystej zebranej z pola.
  2. Pasteryzuj parą wodną mieszankę gleby, aby upewnić się, że gleba jest wolna od nicieni i patogenów roślin przenoszonych przez glebę.
  3. Dodaj mieszankę gleby do stożkowych plastikowych doniczek (4 cm średnicy, 21 cm wysokości). Przed napełnieniem doniczek umieść kłębek bawełny na dnie doniczki, aby zapobiec utracie gleby. Częściowo wypełnij doniczki ziemią około 2 cm od góry.
  4. Przygotuj plastikowy kołek dla każdej doniczki, aby oznaczyć genotyp do psadzenia.
  5. Nasiona roślin o genotypach bawełny wybrane do oceny.
    1. Posadź pojedyncze nasiono w każdej doniczce, aby ocenić segregację populacji, w której każde nasiono reprezentuje unikalny genotyp.
    2. W przypadku odmian bawełny lub dostępu do plazmy rozrodczej należy posadzić od 2 do 3 nasion w jednej doniczce, aby zapewnić kiełkowanie co najmniej jednej rośliny, a pozostałe sadzonki zostaną usunięte z doniczek przed inokulacją nicieni.
      Uwaga: Alternatywnie, nasiona można kiełkować przez 24 do 72 godzin przed sadzeniem, aby zminimalizować liczbę doniczek z nieżywotnymi nasionami.
  6. Nasiona roślin o wyselekcjonowanych odpornych i podatnych genotypach zwalczania.
    Uwaga: Genotypy kontrolne są replikowane od 5 do 10 razy w celu oceny naturalnych zmian nieodłącznie związanych z metodologią badań przesiewowych.
  7. Napełnij doniczki dodatkową ziemią, aby przykryć nasiona w każdej doniczce.
  8. Umieść doniczki w komorze wzrostowej. Utrzymywać stałą temperaturę komory wzrostowej wynoszącą 28 °C, czyli temperaturę otoczenia powietrza. Zapewnij sztuczne oświetlenie mieszanką świetlówek i żarówek o 16 godzinnym fotoperiodze.
  9. Umieść emitery wody w każdej doniczce i podlewaj doniczki dwa razy dziennie za pomocą automatycznego systemu nawadniania. Dostosuj system nawadniania, aby dostarczać dodatkową wodę w miarę wzrostu rośliny.

3. Inokulacja roślin bawełny nicieniami i przygotowanie próbek korzeniowych

  1. Ekstrakcja nicieni vermiform reniform utrzymywanych na podatnych roślinach pomidora (patrz krok 1) przy użyciu metodologii elutriacji19 i flotacji odśrodkowej20 dzień przed inokulacją. Wyekstrahowane nicienie przechowywać w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: Ekstrakcja lejkowa Baermanna21 to alternatywna metoda ekstrakcji nicieni.
  2. Oznaczyć liczbę nicieni wyekstrahowanych, zliczając liczbę nicieni w podpróbce o objętości 100 μl i przygotować zawiesinę 1 000 nicieni/ml w wodzie z kranu do inokulacji.
  3. Zaszczepić sadzonki bawełny 7 dni po posadzeniu zawiesiną nicieni. Stwórz małe zagłębienie w glebie obok rośliny i odpipetuj 1 ml zawiesiny nicieni reniform do wgłębienia.
  4. Usuń rośliny z doniczek 28 dni po zaszczepieniu w celu oceny nicieni.
    UWAGA: Na tym etapie rośliny osiągają około 15 cm wysokości i 4 do 6 w pełni rozwiniętych liści.
    1. Usuń większość w pełni rozwiniętych liści z roślin za pomocą nożyczek przed wyjęciem roślin z doniczek.
    2. Aby wyjąć rośliny z doniczek, ściśnij doniczkę i wysuń ziemię do ręki.
    3. Delikatnie usuń glebę z korzeni, mieszając system korzeniowy w wodzie z kranu w pojemniku o pojemności 10 litrów. Krótko spłucz system korzeniowy w pojemniku z czystą wodą z kranu.
    4. Usuń system korzeniowy z rośliny około 1 cm poniżej linii gleby za pomocą nożyczek.
  5. Umieść system korzeniowy w plastikowym, niesterylnym, jednorazowym pojemniku na próbki o pojemności 120 ml wraz z plastikowym kołkiem z doniczki używanej do identyfikacji.
    UWAGA: Przed przejściem do kroku 3.7 przetwarzanych jest wiele próbek. Przejdź do kroku 4 w celu wegetatywnego rozmnażania pędu rośliny.
  6. Przygotuj 12,5% (v/v) roztwór czerwonego barwnika spożywczego17 w wodzie z kranu, aby zabarwić nicienie przyczepione do systemu korzeniowego.
  7. Dodaj około 30 ml czerwonego roztworu barwnika spożywczego do próbki korzenia w pojemniku na próbkę, aby całkowicie pokryć system korzeniowy.
  8. Umieść pojemnik na próbkę w kuchence mikrofalowej i podgrzej próbkę korzenia, aż roztwór barwiący zacznie wrzeć. Wyjąć próbkę z kuchenki mikrofalowej i pozostawić próbkę do ostygnięcia w temperaturze pokojowej.
  9. Zdekantować czerwony roztwór barwnika spożywczego z próbki korzeniowej i dodać około 100 ml wody z kranu do pojemnika na próbkę, aby usunąć nadmiar plamy. Umieścić pokrywę na pojemniku na próbkę i przechowywać próbkę w lodówce w temperaturze 4 °C. Przejść do kroku 5 w celu oceny infekcji korzeni.
    UWAGA: Protokół można wstrzymać w tym miejscu przed przejściem do kroku 5.

4. Rozmnażanie wegetatywne w celu odzyskania roślin do produkcji nasion

  1. Umieść kłębek bawełny na dnie stożkowej plastikowej doniczki (patrz krok 2.3) i częściowo wypełnij doniczkę podłożem doniczkowym z mchu torfowego. Następnie umieść pęd wegetatywny w doniczce i mocno dodaj podłoże doniczkowe, aby wypełnić doniczkę. Umieść nowy oznaczony plastikowy kołek w każdej doniczce, aby oznaczyć genotyp bawełny.
  2. Umieść tacę z doniczkami w plastikowym pojemniku (73,6 cm długości x 45,7 cm szerokości x 15,2 cm wysokości) z wodą i krótko podlej rośliny, aby zwilżyć podłoże doniczkowe. Umieść doniczki w komorze wzrostowej o stałej temperaturze 28 °C za pomocą 16-godzinnego fotoperiodu. W razie potrzeby dodaj dodatkową wodę do plastikowego pojemnika, aby utrzymać wilgotność gleby.
  3. Przesadzaj rośliny do większych doniczek w celu produkcji nasion po około 30 dniach. Częściowo napełnij plastikową doniczkę o pojemności 6 litrów podłożem doniczkowym (patrz krok 4.1), wyjmij roślinę z małej doniczki, umieść roślinę w doniczce o pojemności 6 litrów i mocno dodaj podłoże doniczkowe, aby napełnić doniczkę.
  4. Umieść rośliny w szklarni i dodaj wodę, aby zwilżyć podłoże doniczkowe. Utrzymuj temperaturę w szklarni na poziomie około 28 °C (sztuczne oświetlenie nie jest wymagane).
    1. Podlewaj rośliny ręcznie w razie potrzeby przez około 30 dni.
    2. Gdy około 75% roślin wymaga codziennego podlewania, podlewaj rośliny codziennie za pomocą automatycznego systemu nawadniania. Dostosuj automatyczny system nawadniania, aby podlewać częściej, zgodnie z potrzebami do wzrostu roślin.
    3. Dodaj około 10 g nawozu o spowolnionym uwalnianiu do każdej doniczki przed rozpoczęciem inicjacji kwitnienia.
  5. Zbieraj rośliny w wieku dojrzałym i przetwarzaj próbki nasion bawełny w celu uzyskania nasion do dalszej oceny.
    1. Aby zebrać nasiona bawełny, ręcznie usuń bawełnę z otwartych torebek nasiennych na roślinie i umieść ją w oznaczonej papierowej torbie. Nasiona są przymocowane do włókien bawełnianych, które są usuwane w następujących krokach.
    2. Usuń włókna kłaczków z próbek nasion za pomocą 10-piłowego ginu laboratoryjnego.
    3. Usunąć rozmyte włókna z próbek nasion za pomocą stężonego kwasu siarkowego. Zneutralizować próbki nasion w 15% (v/v) roztworze węglanu sodu, przepłukać próbki wodą z kranu i wysuszyć próbki w suszarce z wymuszonym osuszaczem.
    4. Umieść próbki nasion w oznakowanych kopertach do przechowywania.

5. Ocena R. Reniformis Infekcja korzeni

  1. Wyjmij próbkę korzenia z pojemnika na próbkę i policz liczbę samic nicieni przyczepionych do systemu korzeniowego za pomocą mikroskopu stereoskopowego (20-krotne powiększenie).
    UWAGA: Tylko samice nicieni reniform są zdolne do infekowania korzeni roślin.
  2. Umieść system korzeniowy na ręcznikach papierowych na około 10 minut, aby usunąć nadmiar wilgoci. Zważ system korzeniowy, aby określić masę świeżego korzenia.
  3. Wprowadź dane dotyczące liczby nicieni i masy świeżych korzeni do komputerowego arkusza kalkulacyjnego i oblicz liczbę samic na gram korzenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zakażenie systemu korzeniowego Rotylenchulus reniformis dla dwóch odmian jest przedstawione w Rysunek 1. Stosunkowo mniej samic nicieni reniform jest w stanie stworzyć miejsce żerowania dla opornego genotypu bawełny w porównaniu z genotypem podatnym. Różnice we wzroście korzeni są powszechne między akcesjami, co ilustruje Rysunek 2. Tę różnicę, mierzoną masą świeżych korzeni, można również zaobserwować między roślinami o tym samym...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Skuteczny protokół badań przesiewowych jest wymagany do 1) identyfikacji R. Genotypy bawełny odporne na reniformis w celu oceny genetyki odporności i 2) hodowli odmian odpornych. Większość protokołów ocenia R. Zagęszczenie populacji Reniformis lub wskaźniki reprodukcji poprzez ekstrakcję nicieni lub jaj robakowatych z systemu korzeniowego bawełny lub gleby doniczkowej 8,11,12,14,15....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez Departament Rolnictwa Stanów Zjednoczonych, Służbę Badań Rolniczych. Wzmianki o nazwach handlowych i produktach komercyjnych w tym artykule służą wyłącznie dostarczeniu konkretnych informacji i nie oznaczają zaleceń ani poparcia Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych. USDA jest dostawcą równych szans i pracodawcą. Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów. Pomocy technicznej udzieliła Kristi Jordan.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ray Leach Cone-tainerStuewe and Sons Inc.SC10U
Taca na stożkiStuewe and Sons Inc.RL98
Szlifujróżne
wacikiróżne
4-calowe etykiety roślinne Pylon (4 cale dł. x 5/8 cala szer.)Pylon PlaticsL-4-WDopuszczalna jest dowolna marka lub sprzedawca.
4 uncje pojemniki na próbkiFisher Scientific16-320-731Każda marka lub sprzedawca jest dopuszczalny
Czerwony barwnik spożywczyMcCormick & Co., Inc.
1 ml Końcówki do pipet,różne
pojemniki 10 lróżneniedrogie wiadra działają dobrze.
Doniczki 6 LArtykuły szkółkarskie Inc.Poly-Tainer-Can No2AKażda marka lub sprzedawca jest dopuszczalny. Można używać doniczek o różnych rozmiarach
Podłoża doniczkoweSun Gro HorticultureMetro-Mix 360Dopuszczalna jest każda marka lub dostawca.
NawózEverris NA Inc.Osmocote PlusKażda marka lub sprzedawca jest dopuszczalny
Pojemnik plastikowy (73,6 cm dł. x 45,7 cm szer. x 15,2 cm gł.)Rubbermaid3O29 Każda marka lub sprzedawca jest dopuszczalny
, ., ..

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
  2. Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
  3. Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
  4. Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
  5. Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
  6. Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
  7. Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
  8. Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
  9. Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
  10. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
  11. Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
  12. Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
  13. Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
  14. Usery, S. R. Jr, Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
  15. Yik, C. -P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
  16. Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
  17. Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
  18. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
  19. Byrd, D. W. Jr, et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
  20. Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692(1964).
  21. Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
  22. Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
  23. Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Przesiewowe badanie nicienianaliza infekcji korzeniodporno ro liny ywicielskiejhodowla wspomagana markeramiocena systemu korzeniowegoliczenie samic nicienirozmna anie wegetatywneinokulacja nicieniami

Powiązane artykuły