Artykuł metodologiczny

Synteza miękkich elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych do stosowania wewnątrzgałkowego

14K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58590

⸱

8 marca 2019

 ,  ,  ,  , 
1Reutlingen Research Institute, Reutlingen University, 2School of Applied Chemistry, Reutlingen University, 3Fraunhofer-Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology IGB, 4Institute of Interfacial Process Engineering and Plasma Technology IGVP, University of Stuttgart

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie opisuje metody syntezy dla zakończonych aminopropylami polidimetylosiloksanów i kopolimerów blokowych polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanów oraz dla miękkich elastomerów mocznika (PSU) na bazie polisiloksanu. Przedstawiono w nim zastosowanie zasilaczy jako akomodujących soczewkę wewnątrzgałkową. Opisano również metodę oceny cytotoksyczności in vitro.

Streszczenie

To badanie omawia drogę syntezy miękkich elastomerów mocznikowych (PSU) na bazie polisiloksanów do ich zastosowań jako akomodacyjnych soczewek wewnątrzgałkowych (a-IOL). Polidimetylosiloksany zakończone aminopropylem (PDMS) zostały wcześniej przygotowane poprzez równoważenie łańcuchów pierścieniowych cyklicznego siloksanu oktametylocyklotetrasiloksanu (D4) i 1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodiloksanu (APTMDS). Grupy fenylowe wprowadzono do szkieletu siloksanowego poprzez kopolimeryzację D4 i 2,4,6,8-tetrametylo-2,4,6,8-tetrafenylo-cyklotetrasiloksanu (D4Me,Ph). Te kopolimery blokowe polidimetylo-metylo-fenylosiloksanu zsyntetyzowano w celu zwiększenia współczynników załamania światła polisiloksanów. W przypadku zastosowań jako a-IOL, współczynnik załamania światła polisiloksanów musi być równoważny współczynnikowi soczewki młodego ludzkiego oka. Masa cząsteczkowa polisiloksanu jest kontrolowana przez stosunek cyklicznego siloksanu do endblokera APTMDS. Przezroczystość elastomerów PSU jest badana poprzez pomiar transmitancji folii o długości fali od 200 do 750 nm za pomocą spektrofotometru UV-Vis. Wartości transmitancji przy 750 nm (górna granica widma widzialnego) są wykreślane w stosunku do masy cząsteczkowej PDMS i obserwuje się > 90% transmitancji, aż do masy cząsteczkowej 18 000 g·mol-1. Właściwości mechaniczne elastomerów PSU są badane za pomocą testów naprężeniowo-odkształceniowych na wykrawanych próbkach w kształcie kości psa. W celu oceny stabilności mechanicznej histerezę mechaniczną mierzy się poprzez wielokrotne rozciąganie (10x) próbek do wydłużenia 5% i 100%. Histereza znacznie zmniejsza się wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS. Cytotoksyczność in vitro niektórych wybranych elastomerów PSU ocenia się za pomocą testu żywotności komórek MTS. Metody opisane w niniejszym dokumencie pozwalają na syntezę miękkiego, przezroczystego i niecytotoksycznego elastomeru PSU o współczynniku załamania światła w przybliżeniu równym współczynnikowi załamania światła soczewki młodego ludzkiego oka.

Wprowadzenie

Zaćma starcza, dotykająca grupę wiekową ≥ 60 lat, prowadzi do zaawansowanego zmętnienia naturalnej soczewki krystalicznej. Ten stan związany z wiekiem jest prawdopodobnie spowodowany zmianami oksydacyjnymi, które są przyspieszane przez promieniowanie UV1,2,3. Konwencjonalne leczenie zaćmy starczej polega na chirurgicznym usunięciu soczewki zaćmy, a następnie wszczepieniu sztucznej soczewki wewnątrzgałkowej (IOL) do pustej torebki soczewki za pomocą systemu iniekcyjnego2. Jednak większość soczewek wewnątrzgałkowych jest wytwarzana z polimerów akrylowych (hydrofobowych i hydrofilowych polimerów akrylowych lub metakrylanowych) o wyjątkowo sztywnej strukturze; W związku z tym oko traci zdolność do dostosowywania się do różnych odległości2,4. Dlatego pacjenci z jednoogniskowymi implantami IOL są uzależnieni od okularów do bliży (np. podczas czytania gazety lub książki)5.

Zgłoszono różne podejścia do przywrócenia zdolności akomodacji po operacji zaćmy. Wśród tych podejść można wyróżnić dwie główne strategie: napełnianie pustej kapsułki soczewki poprzez wstrzyknięcie płynnych lub żelowych polimerów i opracowanie miękkich, składanych a-IOLs6,7,8. Koncepcja "uzupełniania soczewek" jest obiecująca, ponieważ żele mogą być przygotowywane z modułami Younga tak niskimi, jak w naturalnej soczewce ludzkiego oka (ok. 1 - 2 kPa)9; Jednak to podejście jest nadal eksperymentalne8, a badania są prowadzone tylko na oczach zwierząt.

Kapsułki z soczewkami zostały ponownie napełnione poprzez wszczepienie nadmuchiwanych balonów silikonowych10 wypełnionych płynnym silikonem lub poprzez bezpośrednie wstrzyknięcie silikonu11,12, który następnie został utwardzony w kapsule poprzez hydrosililację. Zauważono jednak problemy związane ze zmarszczkami powierzchniowymi na balonach, niższą amplitudą akomodacji w porównaniu ze stanem przedoperacyjnym oraz powstawaniem ciężkiej zaćmy wtórnej (zmętnienie torebki przedniej i tylnej)7,8,12,13. W szczególności długi czas utwardzania (70 min - 12 h) powoduje zwiększone ryzyko przeciekania do otaczających przedziałów oka, co prowadzi do pooperacyjnego stanu zapalnego10,14. Dlatego zalecane są inne materiały do wymiany soczewek krystalicznych, w tym hydrożele na bazie diakrylanu glikolu polietylenowego, modyfikowane akrylanem kopolimery alkoholu winylowego (N-winylopirolidon)15, polisiloksany modyfikowane metakrylanem16,17, poloxamer18 oraz polialkohole usieciowane diizocyjanianem9. Jednak głównymi problemami są lepkość monomeru (tj. pęcznienie żelu po wstrzyknięciu i usieciowaniu), wyjątkowo niskie lub wysokie współczynniki załamania światła, stabilność mechaniczna i integralność, nieprzewidywalna refrakcja pooperacyjna, niski zakres akomodacji i powstawanie zaćmy po zaćmie6,7,8,9,15,18. Komercyjnie, zdolność do akomodacji jest głównie przywracana przez rozwój składanych a-IOL. Takie a-IOL powinny zapewniać akomodację poprzez ruch optyki soczewki IOL do przedniego miejsca torebki soczewki poprzez skurcz mięśnia rzęskowego. W latach 1996, 2001 i 2002 wprowadzono na rynek kilka modeli7,8. Jednak podczas badań klinicznych szacowane amplitudy akomodacji dla osób z wszczepionymi a-IOL były bardzo niskie (≤ 1,5 D), aby umożliwić samodzielne czytanie (3 - 4 D)6,7,8,19,20. W związku z tym opracowywany jest a-IOL składający się z dwóch połączonych układów optycznych (dwuoptyczny IOL) w celu zwiększenia zakresu akomodacji6,21. Konstrukcja tylko jednego obiektywu została zbadana pod kątem jego akomodacji w ludzkich oczach, chociaż zgłoszono sprzeczne wyniki22,23,24,25.

Zazwyczaj, elastomery silikonowe są uważane za biologicznie obojętne i nietoksyczne; dlatego elastomery silikonowe mają długą historię stosowania jako materiały biokompatybilne w medycynie i inżynierii medycznej (np. w implantach piersi, implantach twarzoczaszki, protetyce stawów, opatrunkach na rany, cewnikach, drenach i zastawkach)26,27. Ze względu na swoją miękkość, przezroczystość i wysoką przepuszczalność tlenu, elastomery silikonowe znajdują również zastosowanie jako soczewki kontaktowe i soczewki wewnątrzgałkowe2,28,29. Jednak silikony muszą być sieciowane kowalencyjnie i często wymagają wypełniaczy wzmacniających, aby uzyskać wystarczającą integralność mechaniczną. Sieciowanie jest niekorzystne, ponieważ uniemożliwia późniejsze przetwarzanie elastomerów metodami termoplastycznymi (np. formowanie wtryskowe) lub przetwarzanie z roztworów (np. odlewanie rozpuszczalnikowe). Natomiast poliuretany termoplastyczne wykazują stabilność mechaniczną, ale są podatne na degradację w środowisku biologicznym, szczególnie w przypadku stosowania makrodioli na bazie poliestru lub polieteru. W związku z tym wysiłki zmierzające do połączenia elastyczności i stabilności hydrolitycznej lub oksydacyjnej z doskonałymi właściwościami mechanicznymi koncentrują się na włączeniu hydroksyl- lub aminofunkcyjnych PDMS jako miękkich segmentów do poliuretanów, poliuretanowo-moczników i polimoczników27. Aby zwiększyć kompatybilność polarnego segmentu uretanowego lub twardego mocznika z wysoce niepolarnym segmentem miękkim PDMS oraz poprawić właściwości mechaniczne, wraz z PDMS30,31,32. W szczególności grupa Thilak Gunatillake systematycznie badała rozwój poliuretanów silikonowych o ulepszonej biostabilności i właściwościach mechanicznych do długoterminowych zastosowań biomedycznych, takich jak izolacja rozruszników serca lub sztuczne zastawki serca33. Zsyntetyzowali aromatyczne poliuretany z mieszanymi miękkimi segmentami zawierającymi PDMS zakończonych hydroksylem i różne polietery, a także alifatyczne poliwęglanowe diole. Spośród wszystkich zsyntetyzowanych poliuretanów, połączenie tlenku poliheksametylenu (PHMO) i PDMS wykazuje najlepsze właściwości mechaniczne w odniesieniu do kompatybilności z twardymi segmentami30. W kolejnych badaniach zbadali wpływ stosunku PDMS do PHMO i zastosowania przedłużacza łańcucha na bazie disiloksanu na właściwości mechaniczne poliuretanów silikonowych34,35,36. Wyniki ujawniły, że kompozycja makrodiolu składająca się z 80% wagowych PDMS i 20% wagowych PHMO, w połączeniu z przedłużaczem współłańcuchowym, takim jak 1,3-bis(4-hydroksybutylo)-tetrametylodiloksan (BHTD), daje bardziej miękkie poliuretany o dobrych właściwościach mechanicznych i przetwarzalności termoplastycznej. Co więcej, te poliuretany silikonowe wykazują zwiększoną biostabilność w porównaniu z powszechnie stosowanym miękkim polieterem uretanowym37,38,39.

Zgłoszono również biokompatybilność i stabilność podobnych materiałów oraz ich zastosowanie w zastosowaniach sercowo-naczyniowych40,41,42. Na podstawie tych wyników uważa się, że elastomery polimocznikowe (lub PSU) na bazie silikonu z przedłużaczem łańcucha na bazie disiloksanu zapewniają wysoką elastyczność i miękkość, aczkolwiek przy wystarczającej wytrzymałości mechanicznej, aby zachować swój kształt po zastosowaniu powtarzających się naprężeń. Na przykład, Hermans i in. skonstruowali eksperymentalny prototyp dwuoptycznego a-IOL na bazie poliuretanu, ponieważ konstrukcja, która była wcześniej używana do produkcji z użyciem silikonu, była niezwykle miękka, aby poradzić sobie z obciążeniami przyłożonymi w wyłuszczonych oczach świni43.

Ten artykuł opisuje syntezę miękkiego zasilacza na bazie siloksanu, który jest zoptymalizowany pod względem właściwości mechanicznych i optycznych do zastosowań jako akomodacyjny IOL. Ponieważ właściwości mechaniczne elastomerów PSU mogą być zmieniane przez masę cząsteczkową siloksanu, tę samą procedurę można zastosować do opracowania zasilaczy na bazie siloksanu, które mogą znaleźć zastosowanie w powłokach i opatrunkach na skórę. Ponadto procedura ta może być stosowana do przygotowania elastomerów poliuretanowych lub poliuretanowo-mocznikowych na bazie siloksanów, jeśli stosuje się PDMS zakończony karbinolem. W zależności od rodzaju diizocyjanianu (tj. alifatycznego lub aromatycznego) użytego do syntezy, może być konieczna zmiana warunków reakcji (w tym czasu, temperatury i być może składu rozpuszczalnika). W przypadku stosowania alifatycznych diizocyjanianów, takich jak 4,4-metylenobis(cykloheksyloizocyjanian) (H12MDI) lub diizocyjanian izoforonu, reakcję należy przyspieszyć przy użyciu katalizatora cynoorganicznego, takiego jak dilaurynian dibutylocyny lub distanoksan diacetoksytetrabutylu. Na przykład reakcja między PDMS zakończonym hydroksypropylem a H12MDI przebiega w obecności katalizatora. Ponadto należy zwiększyć temperaturę reakcji do 50 - 60 °C. W przypadku zastosowania aromatycznego diizocyjanianu, takiego jak 4,4-metylenobis(fenyloizocyjanian) (MDI), temperatura reakcji musi być umiarkowana, ale wystarczająco, ponieważ diizocyjaniany aromatyczne są zazwyczaj bardziej reaktywne w stosunku do grup nukleofilowych niż diizocyjaniany alifatyczne. Reakcja MDI z PDMS zakończonym karbinolem może być promowana przez zastosowanie mieszanin rozpuszczalników bezwodnego tetrahydrofuranu (THF) i dimetyloformamidu (DMF) lub dimetyloacetamidu (DMAc), ponieważ aminy trzeciorzędowe wykazują pewną aktywność katalityczną.

Protokół

UWAGA: Przed użyciem należy zapoznać się ze wszystkimi odpowiednimi kartami charakterystyki materiałów (MSDS). Kilka chemikaliów użytych w syntezach wykazuje ostrą toksyczność i silnie drażni skórę, oczy oraz drogi oddechowe. Należy stosować środki ochrony indywidualnej (fartuchy laboratoryjne, okulary ochronne, rękawice, długie spodnie i pełne obuwie) i operować chemikaliami, jeśli to możliwe, pod wyciągiem lub w dobrze wentylowanym pomieszczeniu. Wszystkie syntezy należy przeprowadzać pod wyciągiem. Pentahydrat wodorotlenku tetrametylammonium (TMAH): TMAH jest silną zasadą, toksyczną w przypadku połknięcia, a w kontakcie ze skórą powoduje poważne oparzenia chemiczne skóry i oczu. Jest on wrażliwy na działanie powietrza i higroskopijny. Należy go przechowywać w warunkach chłodniczych i w atmosferze azotu. Ze względu na silny zapach przypominający amoniak, TMAH należy obsługiwać w dobrze wentylowanym pomieszczeniu. APTMDS: APTMDS jest wrażliwy na działanie powietrza i musi być przechowywany pod azotem. Powoduje poważne oparzenia skóry i uszkodzenia oczu. H12MDI: H12MDI jest toksyczny w przypadku inhalacji oraz drażni skórę i oczy. D4: D4 może upośledzać płodność. THF: THF jest szkodliwy, drażni drogi oddechowe przy inhalacji i prawdopodobnie jest rakotwórczy. Chloroform (CHCl3): CHCl3 jest szkodliwy przy inhalacji, prawdopodobnie rakotwórczy, może powodować uszkodzenia płodności oraz uszkodzenia płodu, a jego opary mogą wywoływać senność.

1. Synteza katalizatora oraz aminoterminalnych makromonomerów polisiloksanowych

  1. Synteza katalizatora tetrametyloamoniowy-3-aminopropylo-dimetylosilanolan
    UWAGA: Katalizator zsyntetyzowano zgodnie z metodą opisaną przez Hoffmana i Leira44.
    1. Odgazuj APTMDS w próżni przed użyciem i przechowuj pod azotem. Odmierz strzykawką około 10 g APTMDS.
    2. Do trójszyjnej kolby okrągłodنnej o pojemności 100 mL dodaj 8,13 g (33,0 mmol) odgazowanego APTMDS i 11,88 g (66,0 mmol) TMAH. Dodaj 20 mL THF, aby rozpuścić APTMDS i zawiesić TMAH, oraz duży owalny magnetyczny mieszadło.
      OSTRZEŻENIE: TMAH jest substancją higroskopijną, żrącą i toksyczną o silnym zapachu amoniaku i powinien być przechowywany szczelnie zamknięty w lodówce. Odważ TMAH natychmiast w dobrze wentylowanym miejscu; podczas pracy używaj ochronnych rękawic i okularów ochronnych. APTMDS jest wrażliwy na działanie powietrza i powoduje oparzenia skóry oraz uszkodzenia oczu. Odważ APTMDS ze szczelnej butelki za pomocą strzykawki; podczas pracy używaj ochronnych rękawic i okularów ochronnych.
    3. Wyposaż trójszyjną kolbę okrągłodnną w chłodnicę zwrotną oraz wloty i wyloty dla azotu, a następnie podgrzej mieszaninę reakcyjną do 80 °C, korzystając z kąpieli grzewczej z gliceryny lub oleju silikonowego. Mieszaj mieszaninę reakcyjną przez 2 h w warunkach refluksu i przy lekkim, ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Początkowa, lekko mętna zawiesina zmienia się w klarowny roztwór w ciągu 2 h.
    4. Zdejmij chłodnicę zwrotną i odparuj THF za pomocą aspiratora próżniowego. Następnie wysusz lekko żółty produkt surowy w próżni 0,1 mbar przez 5 h w temperaturze 70 °C, korzystając z linii Schlenka.
      UWAGA: Po tym etapie produkt surowy można przechowywać w lodówce w temperaturze 10 °C do następnego dnia.
    5. Ponownie zawieś produkt surowy w 50 mL THF. W razie potrzeby użyj szpatułki do rozbicia dużych aglomeratów, a następnie przefiltruj zawiesinę za pomocą aspiratora próżniowego. Przemywaj osad co najmniej 3x porcjami 20 mL THF, aż produkt stanie się białą substancją o strukturze proszku.
    6. Wysusz produkt w próżni 0,1 mbar w temperaturze pokojowej przez 3 h. Następnie przechowuj katalizator w lodówce w temperaturze 10 °C pod azotem do momentu użycia.
  2. Synteza α,ω-bis(3-aminopropylo)-polidimetylosiloksanów
    UWAGA: Synteza PDMS o masie cząsteczkowej ~15 500 g·mol-1.
    1. Odgazuj D4 i APTMDS w próżni przed użyciem. Odmierz strzykawką około 1,5 g APTMDS.
    2. Do trójszyjnej kolby okrągłodnnej o pojemności 100 mL, wyposażonej w mieszadło odśrodkowe z powłoką PTFE oraz wlot i wylot azotu, dodaj 19,5 g (65,7 mmol) odgazowanego D4 i 0,9 g (3,6 mmol) APTMDS.
    3. Dodaj ~26 mg katalizatora (z sekcji 1.1) i mieszaj mieszaninę reakcyjną przez 30 min w temperaturze 80 °C przy lekkim, ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Można zastosować kąpiel grzewczą z gliceryny lub oleju silikonowego.
    4. Do mieszaniny reakcyjnej dodaj kroplami 45,5 g (153,4 mmol) D4, używając lejka rozdzielczego (w ciągu 2–3 h), a następnie mieszaj dalej w temperaturze 80 °C przez 24 h pod ciągłym przepływem azotu.
      UWAGA: Reakcja może przebiegać przez noc.
    5. Podgrzej mieszaninę reakcyjną do 150 °C i mieszaj przez 2 h w celu rozkładu katalizatora. Następnie pozwól PDMS ostygnąć do temperatury pokojowej.
    6. Zamień mieszadło odśrodkowe na duży owalny mieszadło magnetyczne i zamknij trójszyjną kolbę okrągłodnną dwoma korkami. Używając adaptera z zaworem, powoli podgrzej PDMS do 150 °C w próżni 0,1 mbar, aby oddestylować cykliczne produkty uboczne za pomocą linii Schlenka. Pozwól PDMS ostygnąć do temperatury pokojowej.
      UWAGA: Destylacja próżniowa trwa zazwyczaj od 4 do 5 h.
  3. Synteza α,ω-bis(3-aminopropylo)-polidimetylo-metylo-fenylosiloksanu
    UWAGA: Ta sekcja opisuje procedurę syntezy polisiloksanu o masie cząsteczkowej ~15 500 g·mol-1 i zawartości 14 mol% metylo-fenylosiloksanu; procedura ta jest analogiczna do syntezy PDMS opisanej w sekcji 1.2.
    1. Odgazuj D4 i APTMDS w próżni przed użyciem. Odmierz strzykawką około 1,5 g APTMDS. Umieść D4Me,Ph w temperaturze 70 °C przez 3–5 h w komorze próżniowej, aby całkowicie stopić i zhomogenizować produkt przed użyciem.
    2. Do trójszyjnej kolby okrągłodnnej o pojemności 100 mL, wyposażonej w mieszadło odśrodkowe z powłoką PTFE oraz wlot i wylot azotu, dodaj 4,54 g (15,3 mmol) D4, 14,96 g (27,5 mmol) D4Me,Ph i 0,9 g (3,6 mmol) APTMDS.
    3. Dodaj ~26 mg katalizatora (z sekcji 1.1) i mieszaj mieszaninę reakcyjną w temperaturze 80 °C przez 30 min pod ciągłym przepływem azotu.
    4. Do mieszaniny reakcyjnej dodaj kroplami 45,5 g (153,4 mmol) D4, używając lejka rozdzielczego (w ciągu 2–3 h), a następnie mieszaj dalej w temperaturze 80 °C przez 24 h pod ciągłym przepływem azotu.
      UWAGA: Reakcja może przebiegać przez noc.
    5. Kontynuuj syntezę, wykonując kroki 1.2.5 i 1.2.6.

2. Wyznaczanie masy cząsteczkowej polisyloksanu

  1. Teoretyczna masa cząsteczkowa polisiloksanu
    1. Oblicz teoretyczną masę cząsteczkową Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równania chemii polimerów. polisiloksanu zgodnie z następującym równaniem:
      Wzór równowagi dynamicznej; Mn=konwersja/100% w równaniu chemii polimerów. (1)
      Gdzie Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równania chemii polimerów. to liczbowa średnia masa cząsteczkowa polidimetylosiloksanu, m to masa (g) użytych monomerów D4 i APTMDS, a n to ilość APTMDS w molach.
  2. Wyznaczenie masy cząsteczkowej polisiloksanu metodą spektroskopii 1H-NMR
    1. Rozpuść 10 - 20 mg polisiloksanu w 0,5 mL CDCl3, zarejestruj jego widmo NMR i skalibruj przesunięcia chemiczne [δ] względem sygnału rozpuszczalnika przy 7,26 ppm.
    2. Oblicz masę cząsteczkową Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równania chemii polimerów. polisiloksanu z wartości całek zgodnie z następującym równaniem.
      Obliczanie masy cząsteczkowej polimeru, wzór; Mₙ=stosunek całek, analiza spektroskopowa, wynik. (2)
  3. Wyznaczenie masy cząsteczkowej polisiloksanu metodą miareczkowania
    1. Wprowadź 1,5 - 2 g polisiloksanu do kolby stożkowej o pojemności 250 mL i rozpuść go w 50 mL THF przy ciągłym mieszaniu za pomocą magnetycznego mieszadła.
    2. Zmiareczkuj grupy aminowe roztworem 0,1 M HCl z użyciem błękitu bromofenolowego, aż do zaobserwowania zmiany barwy z niebieskiej na żółtą. Powtórz miareczkowanie dla trzech próbek, aby obliczyć liczbową średnią masę cząsteczkową.

3. Synteza elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych

UWAGA: Ta sekcja opisuje procedurę syntezy elastomeru mocznikowego na bazie PDMS o zawartości segmentów twardych (HS%) wynoszącej 10 w% (PDMS: 15,500 g·mol-1).

Wzór HS% dla H12MDI, APTMDS i polisyloksanu; równanie obliczeń chemicznych. (3)

  1. Dodać 2,939 g (11,2 mmol) H12MDI do czteroszyjnej kolby reakcyjnej o dnie okrągłym o pojemności 250 mL, wyposażonej w mieszadło odśrodkowe z powłoką z PTFE, lejek rozdzielczy oraz wlot i wylot azotu, a następnie rozpuścić go w 20 mL THF.
    UWAGA: H12MDI jest nisko lotnym diizocyjanianem i wywołuje podrażnienia skóry oraz oczu. Należy stosować rękawice ochronne i okulary ochronne.
    UWAGA: Alternatywnie rozpuścić H12MDI w THF w zlewce o pojemności 50 ml i przelej roztwór przez lejek lub szkło tulipanowe do kolby reakcyjnej. Następnie przepłucz zlewkę i lejek 10 ml THF.
    1. Rozpuścić 45,0 g (2,9 mmol) odgazowanego PDMS w 100 ml THF; dodać ten roztwór kroplami do H12roztwór MDI za pomocą lejka kroplowego przy ciągłym mieszaniu i przepływie azotu w temperaturze pokojowej. Przepłukać zlew i lejek kroplowy 50 ml THF, a następnie dodać ten roztwór do mieszaniny reakcyjnej.
    2. Kontrola tworzenia prepolimeru poprzez Spektroskopia FTIR.
      UWAGA: Postęp reakcji można monitorować na dwa sposoby: za pomocą spektroskopii ATR-FTIR w trybie online lub offline.
      1. W przypadku spektroskopii ATR-FTIR w układzie przepływowym (inline), na początku reakcji należy wprowadzić do centralnego złącza sondę ATR-FTIR podłączoną do spektrometru. Zamiast mieszadła z powłoką PTFE należy zastosować duży owalny magnes mieszający. Należy rozpocząć rejestrację widm H12roztwór MDI i wybierz piki absorpcji NCO przy 2266 cm⁻¹-1 aby monitorować konwersję grup izocyjanianowych.
      2. W celu przeprowadzenia analizy offline za pomocą spektroskopii ATR-FTIR, należy pobrać próbki mieszaniny reakcyjnej za pomocą pipety Pasteura i nanieść kilka kropel na kryształ ATR. Rozpuszczalnik należy odparować w strumieniu azotu, aż na powierzchni kryształu ATR pozostanie cienka warstwa. Widma należy rejestrować na różnych etapach reakcji (po całkowitym dodaniu PDMS oraz po dodaniu każdej porcji APTMDS).
    3. Do roztworu prepolimeru należy dodać porcje stechiometrycznej ilości przedłużacza łańcucha APTMDS.
      UWAGA: Dodawanie przedłużacza łańcucha może przebiegać na dwa sposoby (patrz kroki 3.1.3.1 i 3.1.3.2).
      1. Odważoną ilość przedłużacza łańcucha rozpuścić w 5–10 ml THF, a następnie dodać roztwór kroplami do mieszaniny reakcyjnej, używając pipety Pasteura lub lejka rozdzielczego, po czym ponownie przepłukać 3 ml THF.
      2. Nabierz odpowiednie ilości przedłużacza łańcucha do strzykawki, a następnie dodawaj go kroplami do mieszaniny reakcyjnej. W tym przypadku czwarte złącze należy uszczelnić gumowym septem.
        1. Do prepolimeru należy dodać 1,65 g (6,6 mmol) APTMDS, co odpowiada 80% obliczonej ilości APTMDS. Następnie należy kontrolować przebieg reakcji. poprzez Spektroskopia FTIR.
        2. Następnie do mieszaniny reakcyjnej należy dodać 0,21 g (0,8 mmol) APTMDS (łącznie 90% wyliczonej ilości), a przebieg reakcji kontrolować za pomocą spektroskopii FTIR.
        3. Do mieszaniny reakcyjnej dodać 0,1 g (0,4 mmol) APTMDS (czystość całkowita 95%) i kontrolować przebieg reakcji za pomocą spektroskopii FTIR.
        4. Na koniec do mieszaniny reakcyjnej należy dodać ostatnią porcję przedłużacza łańcucha (0,102 g, 0,41 mmol) i sprawdzić zanik pasma absorpcji NCO w widmie FTIR.
          UWAGA: Po dodaniu pierwszej porcji przedłużacza łańcucha odnotowuje się wzrost lepkości.
    4. Wlać roztwór PSU do szklanej szalki Petri pokrytej folią PTFE i odparować rozpuszczalnik przez noc w dygestorium. Następnie wysuszyć PSU w komorze próżniowej w 80 °C przez 12 h.

4. Procedura badań mechanicznych

  1. Przygotowanie folii z elastomeru polisiloksanowo-mocznikowego
    1. Rozpuścić 7 - 8 g małych kawałków PSU w 200 - 250 mL CHCl3 w kolbie stożkowej o pojemności 300 mL, luźno zamknąć kolbę szklanym korkiem i mieszać mieszaninę za pomocą magnetycznego mieszadła przez co najmniej 24 h. W razie potrzeby dodać kolejne porcje rozpuszczalnika.
      OSTRZEŻENIE: Chloroform jest prawdopodobnie rakotwórczy. Opary mogą powodować senność po wdychaniu. Chloroformem należy posługiwać się w dobrze wentylowanym miejscu.
    2. Przenieść jednorodny roztwór do szklanej szalki Petriego i przykryć go perforowaną folią aluminiową. Pozostawić rozpuszczalnik do powolnego odparowania, umieszczając szalkę Petriego w dobrze wentylowanym miejscu lub w dygestorium z otwartą szybą.
      UWAGA: Podczas umieszczania szalki Petriego w dygestorium należy, jeśli to możliwe, zmniejszyć przepływ powietrza. Bardzo szybkie odparowanie rozpuszczalnika prowadzi do niejednorodności i powstania nieprzezroczystych plam wewnątrz przezroczystych folii.
    3. Wysuszyć folię w temperaturze 80 °C w komorze próżniowej przez 12 h.
    4. Ostrożnie oddzielić folię od szklanej powierzchni za pomocą małej cienkiej szpatułki i przechowywać folię PSU w przezroczystej kopercie do późniejszego wykorzystania w charakterystyce mechanicznej.
  2. Testy naprężenie-odkształcenie folii z elastomeru polisiloksanowo-mocznikowego
    1. Przygotować wycięte w kształcie kości próbki z folii PSU zgodnie z Keiper45 (typ S2). Umieścić folię PSU, przykrytą foliami ochronnymi, pod jednostką noża dziurkującego o kształcie pokazanym na Rysunku 4. Nacisnąć dźwignię, aby wyciąć próbkę badawczą i przechowywać ją przez co najmniej 72 h w temperaturze otoczenia (23 ± 2 °C).
    2. Włączyć maszynę do badań rozciągania oraz komputer. Uruchomić oprogramowanie, klikając ikonę. Wybrać metodę tensile test (test rozciągania) i sprawdzić, czy w maszynie do badań zainstalowana jest właściwa ogniwa pomiarowa (100 N).
    3. Wybrać method assistant (asystent metody) i sprawdzić, czy wszystkie ustawienia testu są poprawne. Przejść do sekcji pre-test (przedtest) i sprawdzić, czy aktywne są następujące ustawienia: pierwotna długość próbki (L0) wynosząca 20 mm, obciążenie wstępne na poziomie 0,1 MPa oraz prędkość do osiągnięcia obciążenia wstępnego wynosząca 5 mm/min.
    4. Przejść do sekcji test parameter (parametr testu) i sprawdzić, czy aktywne są następujące ustawienia: prędkość wyznaczania modułu Younga 1 mm/min, prędkość do momentu zerwania próbki 25 mm/min, detekcja zerwania próbki przy 80% Fmax, wyznaczanie modułu Younga metodą regresji, początek wyznaczania modułu Younga przy odkształceniu 2% oraz koniec wyznaczania modułu Younga przy odkształceniu 6%. Wyjść z method assistant i przejść do głównego okna oprogramowania.
    5. Nacisnąć przycisk power on na maszynie do badań i kliknąć przycisk go to starting position (przejdź do pozycji startowej) w głównym oknie oprogramowania.
    6. Zdjąć folie ochronne i obejrzeć próbkę pod polaryzatorem krzyżowym, aby wykluczyć jakiekolwiek naprężenia wewnętrzne. Zmierzyć grubość i szerokość próbki za pomocą suwmiarki. Następnie wprowadzić wartości grubości i szerokości próbki do odpowiednich pól w głównym oknie oprogramowania.
    7. Zamocować próbkę badawczą między górnymi szczękami zaciskowymi maszyny do badań. Kliknąć przycisk zero force (wyzeruj siłę) w głównym oknie oprogramowania. Zamocować dolny koniec próbki badawczej między dolnymi szczękami zaciskowymi maszyny do badań.
      UWAGA: Jeśli powierzchnie szczęk zaciskowych są śliskie, należy umieścić końce próbki między drobinami papieru ściernego o drobnej ziarnistości, aby zapobiec poślizgowi próbki podczas pomiaru.
    8. Kliknąć przycisk start measurement (rozpocznij pomiar), aby rozpocząć test rozciągania.
    9. Po zakończeniu pomiaru wykonać kroki 4.2.6 i 4.2.7. Po zamocowaniu próbki między górnymi szczękami zaciskowymi i wybraniu zero force, wybrać przycisk go to starting position w głównym oknie oprogramowania. Następnie zamocować dolny koniec próbki badawczej między dolnymi szczękami zaciskowymi i ponownie kliknąć start measurement.
    10. Powtórzyć kroki 4.2.6 - 4.2.8 dla jednej próbki PSU co najmniej dodatkowe 3 razy w celu statystycznej oceny modułu Younga, wytrzymałości na rozciąganie i wydłużenia przy zerwaniu.
  3. Testy histerezy folii elastomerowych PSU
    1. Włączyć maszynę do badań rozciągania oraz komputer. Uruchomić oprogramowanie, klikając ikonę. Wybrać metodę cyclic tensile test (cykliczny test rozciągania) i sprawdzić instalację właściwego ogniwa pomiarowego (100 N) w maszynie do badań.
    2. Wybrać method assistant i sprawdzić, czy wszystkie ustawienia testu są poprawne. Przejść do sekcji pre-test i sprawdzić, czy aktywne są następujące ustawienia: pierwotna długość próbki (L0) wynosząca 20 mm, obciążenie wstępne na poziomie 0,05 MPa oraz prędkość do osiągnięcia obciążenia wstępnego wynosząca 5 mm/min.
    3. Przejść do sekcji test parameter i sprawdzić aktywację następujących ustawień: liczba cykli 10, wartość docelowa obciążania przy odkształceniu 100%, wartość docelowa odciążania przy odkształceniu 0% oraz prędkość 25 mm/min. Wyjść z method assistant i przejść do głównego okna oprogramowania.
    4. Wykonać kroki 4.2.5 - 4.2.8.
    5. Powtórzyć pomiary histerezy na dwóch próbkach w celu oceny statystycznej. Obliczyć histerezę mechaniczną dla każdego cyklu zgodnie z poniższym równaniem.
      Wzór na % histerezy dla analizy materiałowej, schemat równania w mechanice. (4)

5. Procedura hodowli komórek HaCaT

  1. Ogrzać probówkę kriogeniczną z komórkami HaCaT i pożywką DMEM (Dulbecco’s modified Eagle’s medium) w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. W warunkach bezpiecznej szafy mikrobiologicznej szybko przenieść zawiesinę komórkową do stożkowej probówki wirówkowej o pojemności 10 mL wypełnionej ciepłą pożywką DMEM.
    1. Wirować zawiesinę komórkową przez 6 min przy 845 x g. Usunąć większość nadsączu za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura podłączonej do pompy próżniowej, a następnie resuspender osad komórkowy w pozostałej cieczy, delikatnie pipetując aglomeraty komórek w górę i w dół za pomocą pipety Eppendorfa.
    2. Przenieść resuspenderowane komórki do kolby hodowlanej o powierzchni 25 cm2 i dodać 9 mL pożywki DMEM uzupełnionej o 10% FBS. Inkubować komórki w inkubatorze w temperaturze 37 ± 1 °C i przy 5% CO2. Codziennie kontrolować proliferację komórek za pomocą mikroskopu odwróconego. Wymieniać pożywkę DMEM co trzeci dzień, aż komórki osiągną stan subkonfluencji.
    3. Przeprowadzić pasaż komórek w szafie bezpiecznej, usuwając pożywkę DMEM za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura. Dodać 10 mL buforu PBS w celu przemycia warstwy komórkowej. Ponownie usunąć bufor PBS za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura.
    4. Do kolby hodowlanej o powierzchni 25 cm2 dodać 1 mL roztworu trypsyny/EDTA w celu odklejenia komórek i inkubować je w inkubatorze CO2. Sprawdzić pod mikroskopem odwróconym, czy komórki znajdują się w zawiesinie.
    5. Do kolby hodowlanej dodać 3 mL pożywki DMEM w celu inaktywacji trypsyny. Przenieść zawiesinę komórkową do probówki wirówkowej i wirować komórki przez 6 min przy 845 x g. Usunąć większość nadsączu za pomocą szklanej pipety Pasteura. Resuspender komórki w pozostałej pożywce DMEM i dodać 10 mL świeżej, ciepłej pożywki DMEM uzupełnionej o 10% FBS.
    6. Przenieść po 5 mL zawiesiny komórkowej do każdej z kolb hodowlanych o powierzchni 75 cm2 i dodać 15 mL świeżej, ciepłej pożywki DMEM uzupełnionej o 10% FBS. Hodować komórki HaCaT w temperaturze 37 ± 1 °C i przy 5% CO2 w inkubatorze CO2 aż do osiągnięcia stanu subkonfluencji.
    7. Powtórzyć pasaż komórek zgodnie z krokami 5.1.3 – 5.1.6, stosując tym razem 2 mL roztworu trypsyny/EDTA oraz 6 mL pożywki DMEM do inaktywacji trypsyny.

6. Procedura badania żywotności komórek metodą MTS z użyciem komórek HaCaT

UWAGA: Testy cytotoksyczności in vitro przeprowadzono zgodnie z metodą Wenzelewskiego46, wykorzystując ekstrakty z pożywki komórkowej. Próbki PSU oraz próbki poliuretanu klasy biomedycznej zostały wysterylizowane tlenkiem etylenu.

  1. Hodować komórki HaCaT w temperaturze 37 ± 1 °C i 5% CO2 w pożywce DMEM uzupełnionej o 10% FBS w 75 cm2 kolbie do hodowli komórek. Komórek należy użyć do testów cytotoksyczności in vitro co najmniej po czwartym pasażu.
    1. Do 50 mL stożkowych probówek wirówkowych dodać sterylne próbki PSU oraz materiał referencyjny (0,7 g), a następnie ekstrahować próbki w pożywce DMEM bez FBS przez 72 ± 2 h w 37 °C i 5% CO2 przy stosunku ekstrakcji 0,1 g/mL. Dla każdej próbki PSU należy przygotować trzy ekstrakty. Próbki ślepe przygotować poprzez napełnienie 50 mL stożkowych probówek wirówkowych pożywką DMEM bez FBS i przeprowadzić analogową ekstrakcję.
    2. W 2. dniu procedury ekstrakcji przeprowadzić odrywanie komórek zgodnie z krokami 5.1.3 - 5.1.5, używając 2 mL trypsyny/EDTA i 6 mL DMEM. Pobrać 100 µL aliquoty zawiesiny komórkowej i dodać 100 µL DMEM. Z tej rozcieńczonej zawiesiny pobrać 20 µL aliquoty i dodać 10 µL 0,5% roztworu błękitu trypanu w celu zabarwienia martwych komórek.
    3. Inkubować komórki przez 2 min. Napełnić hemocytometr za pomocą mikropipety i niezwłocznie przeliczyć komórki w czterech komorach. Obliczyć liczbę komórek żywych i martwych, aby ocenić żywotność komórek w procentach.
      UWAGA: Alternatywnie komórki można przeliczyć za pomocą systemu zliczania komórek.
    4. Wysiać komórki HaCaT (czwarty pasaż) w stężeniu 20 x 103 komórek/dołek w 200 µL DMEM na mikropłytki 96-dołkowe i inkubować komórki przez 24 h w 37 °C i 5% CO2.
    5. W 3. dniu, po ekstrakcji, dodać 10% FBS do każdego z ekstraktów i próbek ślepych, a następnie ogrzać próbki do 37 °C w kąpieli wodnej. Usunąć DMEM z każdego wysianego dołka i zastąpić pożywkę ekstraktami, próbkami ślepymi oraz odpowiednimi kontrolami pozytywną i negatywną. Dla każdego ekstraktu PSU (użyć trzech ekstraktów dla każdej próbki PSU) nanieść pipetą 200 µL ekstraktu do sześciu dołków.
    6. Nanieść pipetą 200 µL próbki ślepej (DMEM + 10% FBS) do sześciu dołków. Nanieść pipetą 200 µL świeżej pożywki DMEM uzupełnionej o 10% FBS (kontrola negatywna) do sześciu dołków. Nanieść pipetą 200 µL kontroli pozytywnej (DMEM + 10% FBS + 1% SDS) do sześciu dołków. Inkubować komórki z ekstraktami i kontrolami przez 24 h w 37 °C i 5% CO2.
      UWAGA: W celu przygotowania kontroli pozytywnej należy sporządzić 20% roztwór SDS w wodzie i rozcieńczyć go pożywką DMEM w stosunku 1:2. Następnie rozcieńczyć go dalej pożywką DMEM, aby przygotować 1% roztwór SDS.
    7. W 4. dniu, krótko przed końcem czasu inkubacji, przygotować roztwór zapasowy MTS i DMEM bez FBS (dla każdego dołka użyć 20 µL roztworu MTS + 100 µL DMEM). Po czasie inkubacji usunąć ekstrakty, roztwory ślepe i kontrole, a następnie nanieść pipetą 120 µL roztworu zapasowego MTS do każdego dołka, a także do sześciu dołków bez komórek w celu wyznaczenia tła. Inkubować komórki przez 4 h w 37°C i 5% CO2.
    8. W 4. dniu, po inkubacji z roztworem MTS, zmierzyć absorbancję każdego dołka przy 492 nm za pomocą czytnika mikropłytek. Odjąć zmierzoną absorbancję tła od absorbancji dołków z wysianymi komórkami. Przyjąć, że zmierzone wartości absorbancji z kontroli pozytywnej reprezentują 0% proliferacji i przypisać tym wartościom 0. Przyjąć, że zmierzone wartości absorbancji z kontroli negatywnej reprezentują 100% proliferacji i przypisać tym wartościom 100.
    9. Obliczyć proliferację komórek z wartości absorbancji jako procent wartości absorbancji z kontroli negatywnej (100% proliferacji) i kontroli pozytywnej (0% proliferacji). Ekstrakty z próbek wykazujące proliferację komórek do 81% ocenić jako nietoksyczne.
      UWAGA: Zgodnie z informacją dostawcy47, absorbancję można zmierzyć w późniejszym czasie. Nanieść pipetą 25 µL 10% roztworu SDS do każdego dołka, aby zatrzymać reakcję, i przechowywać mikropłytkę do 18 h w temperaturze pokojowej w komorze wilgotnościowej, chroniąc przed światłem.

Wyniki

Równowaga pierścień-łańcuch D4 oraz D4Me,Ph z endoblokerem APTMDS doprowadziła odpowiednio do otrzymania polidimetylosiloksanów z aminopropylowym zakończeniem oraz kopolimerów polidimetyl-metylo-fenylo-siloksanu, które zsyntetyzowano z masami cząsteczkowymi od 3 000 do 33 000 g·mol-1 poprzez regulację stosunku monomerów D4 do APTMDS (Rycina 6). Masy cząsteczkowe Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równań chemii polimerów. przygotowanego PDMS, wyznaczone na podstawie widm 1H-NMR (Rycina 5), były zbliżone do wartości uzyskanych z miareczkowania. Wartości te były zgodne z obliczonymi teoretycznymi masami cząsteczkowymi do 15 000 g·mol-1. Podczas przygotowania PDMS o wyższych masach cząsteczkowych, uzyskane masy cząsteczkowe były nieco wyższe niż te założone w obliczeniach teoretycznych. Kopolimeryzację cyklicznego siloksanu z bocznymi grupami fenylowymi D4Me,Ph uznano za skuteczną w celu niewielkiego zwiększenia współczynnika załamania światła polisiloksanów. Współczynnik załamania światła (wyznaczony za pomocą refraktometru Abbego w 37 °C) wzrósł z 1,401 (niemodyfikowany PDMS) do 1,4356 (14 mol% metylo-fenylo-siloksanu) (Rycina 7). Elastomery PSU zsyntetyzowano w dwóch etapach, wykorzystując przygotowany PDMS z aminopropylowym zakończeniem, alifatyczny diizocyjanian H12MDI oraz APTMDS, stosując THF jako rozpuszczalnik. Metoda ta pozwoliła na otrzymanie wysokocząsteczkowych PSU o strukturze segmentowej, składającej się z segmentów miękkich (PDMS) i twardych (diizocyjanian + mocznik). Spektroskopia FTIR in situ potwierdziła niezwykle szybką reakcję grup izocyjanianowych z grupami aminowymi z PDMS i przedłużaczem łańcucha APTMDS (Rycina 3 i Rycina 8). W przeciwieństwie do przygotowania elastomerów poliuretanowych, które trwa kilka godzin, przygotowanie elastomerów PSU było wygodne. Przezroczystość i właściwości mechaniczne elastomerów PSU były zależne od masy cząsteczkowej PDMS. Przezroczyste błony elastomeru PSU wykazywały transmitancję >90% aż do masy cząsteczkowej PDMS wynoszącej 18 000 g·mol-1. Przy wyższych masach cząsteczkowych PDMS błony PSU stawały się coraz bardziej nieprzezroczyste (Rycina 9). Wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS można było przygotować miękkie elastomery PSU. Moduł Younga elastomerów PSU spadł z ~5,5 MPa (przy masie cząsteczkowej PDMS 3 000 g·mol-1) do 0,6 MPa (przy masie cząsteczkowej PDMS ≥26 000 g·mol-1) (Rycina 10). Ponadto, histereza mechaniczna, wykorzystana do oceny stabilności mechanicznej pod wpływem wielokrotnie przyłożonego naprężenia, uległa zmniejszeniu w przypadku elastomerów PSU przygotowanych z wysokocząsteczkowego PDMS. Wartości histerezy dla pierwszego cyklu przy odkształceniu 100% spadły z 54% (przy masie cząsteczkowej PDMS 3 000 g·mol-1) do 6% (przy masie cząsteczkowej PDMS 33 000 g·mol-1) (Rycina 11). Zastosowana metoda syntezy pozwoliła na przygotowanie elastomerów PSU, które nie uwalniają cytotoksycznych pozostałości, co pokazują przykłady z testów żywotności komórek przeprowadzonych z ekstraktami wybranych elastomerów PSU na komórkach HaCaT (Rycina 12).

Reakcja syntezy chemicznej, TMAH z APTMDS tworzące silanolan tetrametylammoniumu, schemat.
Rycina 1: Synteza katalizatora silanolanu tetrametylammoniumu-3-aminopropylo-dimetylowego.
Piwowodnian wodorotlenek tetrametylammoniumu (TMAH) oraz 1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodizyloksan (APTMDS) poddano reakcji przez 2 h w THF w temperaturze 80 °C. Katalizator silanolan tetrametylammoniumu-3-aminopropylo-dimetylowy otrzymano w postaci białego ciała stałego po przemyciu produktu surowego THF. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Synteza chemiczna polisiloksanu, APTMDS reaguje z katalizatorem, tworząc struktury makrocykliczne.
Rysunek 2: Ścieżka syntezy aminopropylowo-końcowych polidimetylosiloksanów (PDMS) oraz kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu. Monomery cykliczne D4/D4Me,Ph są wyrównywane z użyciem blokera końcowego disiloksanu APTMDS w temperaturze 80 °C przez 24 h przy użyciu katalizatora tetrametylammonium-3-aminopropylo-dimetylosilanolanu. Rysunek został zmodyfikowany na podstawie pracy Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Proces syntezy polimeru; równania chemiczne; schemat; tworzenie prepolimeru za pomocą H12MDI, przedłużanie łańcucha APTMDS; struktura segmentów twardych i miękkich.
Rycina 3: Dwuetapowa synteza segmentowych elastomerów mocznikowych na bazie polisiloksanu (PSU). W pierwszym etapie, w wyniku reakcji H, powstaje prepolimer zawierający aktywne grupy izocyjanianowe12MDI z polisiloksanem zakończonym grupą aminopropylową (R = CH3: PDMS; R = Ph; kopolimer). W drugim kroku zwiększana jest masa cząsteczkowa polimeru poprzez reakcję pozostałych aktywnych grup izocyjanianowych z przedłużaczem łańcucha APTMDS. Powstały elastomer jest polimerem segmentowym składającym się z twardych segmentów mocznikowych i miękkich segmentów silikonowych. Rysunek został zmodyfikowany na podstawie pracy Riehle i wsp.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Schemat próbki rozciąganej z wymiarami, równowaga statyczna, układ do testów mechanicznych.
Rysunek 4: Specyfikacja próbki testowej w kształcie dog-bone do testów naprężenie-odkształcenie. Rysunek został zmodyfikowany na podstawie pracy Keiper45. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Wykres spektroskopii NMR analizujący strukturę chemiczną, gdzie piki wskazują otoczenie molekularne.
Rycina 5: Widmo 1H-NMR polidimetylosiloksanu zakończonego grupami aminopropylowymi. Do obliczenia masy cząsteczkowej wykorzystano wartości całek protonów metylenowych d (δ 2,69 ppm) i b (δ 0,56 ppm) oraz protonów metylowych a (δ ~ 0,07 ppm). Pik c (δ ~1,5 ppm) jest przesłonięty przez pik HDO49, odpowiadający wymianie protonowej śladów wody z rozpuszczalnikiem CDCl3; w związku z tym pik ten nie jest używany do obliczania masy cząsteczkowej. Masa cząsteczkowa PDMS w tym widmie wynosi ~16 365 g·mol-1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres analizy polimeru; Mn PDMS względem 1/APTMDS; zawiera dane NMR, teoretyczne i z miarek; R²=0,9964.
Rycina 6: Liniowa korelacja między masą cząsteczkową Symbol formuły masy molowej (M̄n) dla badania nad nauką o polimerach, schemat do celów edukacyjnych. polidimetylosiloksanów zakończonych grupami aminopropylowymi a stężeniem blokera końcowego. Wartości Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równania chemii polimerów. wyznaczono za pomocą spektroskopii 1H-NMR, miarek grup końcowych amin oraz obliczeń teoretycznych zgodnie z równaniem (1). Rycina została przedrukowana za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres współczynnika załamania światła w funkcji zawartości metylo-fenylo-siloksanu w PDMS, efekt temperatury przy 20°C i 37°C.
Rycina 7: Współczynniki załamania światła kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu zakończonych grupami aminopropylowymi. Współczynniki załamania światła (RI) kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu określono w temperaturach 20 °C (czarne kwadraty) i 37 °C (czerwone okręgi) przy użyciu refraktometru Abbego. Wartości RI zwiększały się liniowo wraz z ilością włączonych jednostek metylo-fenylo-siloksanu. Wartości RI przy 0 mol% reprezentują wartości dla niemodyfikowanego PDMS o masie cząsteczkowej porównywalnej z kopolimerami polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu. Optymalny RI wynoszący 1,4346 (37 °C) uzyskano dla kopolimeru zawierającego 14 mol% metylo-fenylo-siloksanu. Rycina została przedrukowana za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres trójwymiarowej spektroskopii absorpcyjnej przejściowej przedstawiający wyniki analizy dopasowania spektralnego.
Rysunek 8: Konwersja izocyjanianu podczas syntezy polidimetylosiloksanu-mocznika (PSU). Na rysunku przedstawiono zależność od czasu pasma absorpcji NCO przy 2,266 cm1 monitorowanego za pomocą spektroskopii FTIR-ATR w trybie inline podczas syntezy PSU. Po dodaniu polidimetylosiloksanu zakończonego grupami aminopropylowymi wysokość pasma NCO zmalała, co wskazuje na tworzenie łańcuchów prepolimeru zakończonych grupami NCO. Po dodaniu przedłużacza łańcucha APTMDS pasmo NCO całkowicie zniknęło z widm IR. Rysunek został przedrukowany za zgodą Riehle et al.50. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres transmitancji w funkcji Mn_PDMS przy 750 nm, przedstawiający właściwości optyczne polimeru.
Rysunek 9: Zależność transmitancji folii elastomerowych PSU przy 750 nm od masy cząsteczkowej polidimetylosiloksanu. Transmitancję folii PSU określono za pomocą spektroskopii UV-Vis. Transmitancja PSU przy 750 nm (górna granica widma widzialnego) wynosiła >90%, jeśli PSU syntetyzowano z użyciem PDMS o masach cząsteczkowych w zakresie od 3,000 do 18,000 g·mol-1. Wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS wzrastała mętność folii. Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres modułu Younga w funkcji masy molowej PDMS, analiza elastyczności, punkty danych z słupkami błędów.
Rysunek 10: Moduł Younga elastomerów PSU w funkcji masy cząsteczkowej polidimetylosiloksanu. Moduły Younga (YM) określono na podstawie pomiarów naprężenie-odkształcenie folii PSU. Wartości przedstawiono jako średnią uzyskaną z pięciu powtórzeń pomiaru. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. Największy spadek YM zaobserwowano dla PSU zsyntetyzowanych z PDMS o masie od 3,000 do 9,000 g·mol-1. Przy masach cząsteczkowych PDMS między 12,000 a 18,000 g·mol-1, wartości YM mieściły się w przedziale od 1.5 MPa do 1.0 MPa. Przy masach cząsteczkowych większych niż 26,000 g·mol-1, wartości YM wynosiły ~0.6 MPa. Rysunek przedrukowano za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres naprężenie-odkształcenie dla próbek PSU; analiza właściwości mechanicznych; wyniki testów polimerów.
Rycina 11: Krzywe histerezy 100% elastomerów PSU. Przedstawiono krzywe histerezy pierwszego cyklu elastomerów PSU przy wydłużeniu 100%. Oznaczenia polimerów odnoszą się do masy cząsteczkowej PDMS (np. PSU-3T to elastomer poliureiny przygotowany z PDMS o masie cząsteczkowej 3,000 g·mol-1). Najwyższą histerezę mechaniczną (43% - 54%) zaobserwowano w elastomerach PSU zsyntetyzowanych z niskocząsteczkowego PDMS, co wskazuje wyraźnie zaznaczona pętla histerezy. Histereza malała wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS od 14% (15,000 g·mol-1) do 6% (33,000 g·mol-1). Rycina ta została przedrukowana za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres słupkowy proliferacji komórek (%) z porównaniem różnych materiałów: Blank, Pellethane, warianty PSU.
Rycina 12: Wyniki testów cytotoksyczności in vitro na komórkach HaCaT traktowanych ekstraktami PSU. Rycina ta przedstawia proliferację komórek HaCaT traktowanych ekstraktami z pożywek komórkowych elastomerów PSU. Wartości wyrażone są jako średnia uzyskana z trzech przetestowanych ekstraktów na próbkę, przy sześciu powtórzeniach pomiarów dla każdego ekstraktu (łącznie 18 powtórzeń). Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe tych pomiarów. Blank reprezentuje pożywkę komórkową DMEM (bez próbki), traktowaną analogicznie do pożywki komórkowej użytej do ekstrakcji. Jako materiał referencyjny wybrano polieter uretan klasy medycznej. Jako reprezentatywne próbki testowe wybrano elastomerowe polimoczniki na bazie silikonu (PSU-18T, PSU-16T i PSU-14Ph), które oparto na PDMS o masach cząsteczkowych 18 000 i 16 000 g·mol-1 (PSU-18T i PSU-16T), natomiast PSU-14Ph oparto na kopolimerze polidimetylometylofenylosiloksanu z 14 mol% metylofenylosiloksanu i masą cząsteczkową ~16 600 g·mol-1. Średnia proliferacja komórek HaCaT traktowanych ekstraktami elastomerów PSU oraz referencyjnego poliuretanu wyniosła 100% i więcej. Zatem ekstrakty elastomerów PSU i referencyjnego poliuretanu nie są cytotoksyczne. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dyskusja

Aby uzyskać wysokocząsteczkowy PDMS z grupami końcowymi aminopropylowymi via równowagowanie łańcuchów pierścieniowych, kluczowe jest zastosowanie bezwodnego, silnie zasadowego katalizatora. Inne powszechnie stosowane katalizatory, takie jak wodorotlenek tetrametyluamoniu (TMAH) lub wodorotlenek potasu (KOH), zawierają pozostałości wody, które sprzyjają reakcjom ubocznym; w konsekwencji otrzymuje się mieszaninę dwufunkcyjnych, jednofunkcyjnych i niefunkcjonalnych łańcuchów PDMS o podobnych masach cząsteczkowych44. Ponadto w przypadku zastosowania TMAH reakcja wymaga >48 h do ukończenia i nie zawsze przebiega z całkowitym zużyciem monomeru44.

W szczególności, odważenie blokera końcowego APTMDS ma krytyczne znaczenie dla uzyskania pożądanej masy cząsteczkowej PDMS. Na przykład, jeśli do syntezy PDMS, opisanej w sekcji 2.1 protokołu, zamiast 0,9 g APTMDS użyje się 0,85 g, doprowadzi to do uzyskania teoretycznej masy cząsteczkowej wynoszącej w przybliżeniu >900 g·mol-1. Ponadto, teoretyczna masa cząsteczkowa zależy od stopnia konwersji. Jeśli produkty uboczne w postaci cykli nie zostaną w znacznym stopniu usunięte via destylacja próżniowa, uzyskana zostanie wysoka wartość konwersji. Przykładowo, stosując tę samą procedurę syntezy (jak w sekcji 2.1 protokołu), obliczona konwersja na poziomie 90% doprowadziłaby do uzyskania teoretycznie wyliczonej masy cząsteczkowej; wartość ta jest o 910 g·mol-1 większa niż w przypadku założenia konwersji na poziomie 85%. Odchylenia w oznaczaniu masy cząsteczkowej polisyloksanu metodą miareczkowania mogą być związane z odważaniem PDMS do kolb, szczególnie jeśli do miareczkowania używana jest biureta o pojemności 50 mL. Odchylenie związane z odważeniem 0,06 g polisyloksanu może prowadzić do obliczonej różnicy rzędu ~650 g·mol-1. Dlatego zaleca się stosowanie miareczkowarza półautomatycznego.

Współczynnik załamania światła PDMS można zwiększyć poprzez wprowadzenie grup fenylowych17,51, halogenowanych grup fenylowych52 lub grup zawierających siarkę53. Próby wprowadzenia grup fenylowych do PDMS via kopolimeryzację oktafenylocyklotetrasiloksanu (D4Ph), opisane przez Yilgöra, Riffle i McGratha54, zakończyły się niepowodzeniem w zastosowanych warunkach reakcji, prawdopodobnie dlatego, że masywny szkielet pierścienia uniemożliwił zastosowanemu katalizatorowi rozrywanie wiązań siloksanowych w wybranej temperaturze reakcji. Pierścień D4Ph może zostać otwarty przy użyciu KOH w temperaturze reakcji 160 °C. Otrzymuje się jednak polisiloksany o ekstremalnie wysokiej masie cząsteczkowej, które prawdopodobnie zawierają duże ilości niefunkcjonalnych zanieczyszczeń. Ponadto usuwanie katalizatora KOH w tych kopolimerach nie jest proste i wymaga etapu neutralizacji przy użyciu etanolowego HCl, a następnie ekstrakcji wodnej katalizatora. Następnie PDMS musi zostać rozpuszczony w rozpuszczalniku organicznym, takim jak CH2Cl2, aby oddzielić fazę wodną od organicznej fazy zawierającej PDMS. Na koniec fazę organiczną należy osuszyć nad MgSO4, a następnie poddać filtracji i destylacji próżniowej przy użyciu rotacyjnego odparowacza54. W przeciwieństwie do tego, metoda przedstawiona w niniejszej pracy pozwala na natychmiastowe usunięcie katalizatora via rozkład termiczny. Dlatego, zamiast stosowania stałego monomeru D4Ph, grupy fenylowe są z sukcesem wprowadzane do szkieletu PDMS poprzez kopolimeryzację ciekłego monomeru D4Me,Ph, co zostało potwierdzone za pomocą spektroskopii 29Si-NMR50.

Zsyntetyzowane elastomery PSU wykazywały YM w zakresie 0,6 - 5,5 MPa oraz wysoką elastyczność z wartościami wydłużenia do 1 000%. Tak wysokie wartości wydłużenia wiązały się nie tylko z segmentową strukturą polimeru, ale także z wysokimi masami cząsteczkowymi elastomerów PSU (Symbol średniej masy cząsteczkowej \( \overline{M}_n \); analiza równania chemii polimerów. > 100 000 g·mol-1)48. W temperaturze pokojowej zachodzi błyskawiczna reakcja pomiędzy grupami aminowymi a alifatycznymi grupami izocyjanianowymi, co prowadzi do szybkiego wzrostu masy cząsteczkowej. Wynik ten został dodatkowo potwierdzony poprzez przeprowadzenie reakcji w rozpuszczalniku, ponieważ niewielki wzrost lepkości nie wydawał się znacząco spowalniać szybkości reakcji, co w przeciwnym razie drastycznie wpłynęłoby na masę cząsteczkową przy niemal zrównoważonym stosunku stechiometrycznym. W przeciwieństwie do tego, gdy jako przedłużacz łańcucha zastosowano krótkołańcuchowy diol, taki jak 1,4-butanodiol, otrzymane elastomery poliuretanowo-mocznikowe były nie tylko mniej elastyczne, ale utraciły również znaczną stabilność mechaniczną, szczególnie w przypadku użycia wysokocząsteczkowego PDMS do syntezy. Wynik ten był prawdopodobnie związany ze znacznie niskimi masami cząsteczkowymi elastomerów (wyniki nieopublikowane), co odpowiadało niepełnej konwersji wszystkich grup izocyjanianowych w ostatnim etapie poliadycji. Ponadto różnice w reaktywności grup aminowych i hydroksylowych względem alifatycznych diizocyjanianów drastycznie wpłynęły na wyniki uzyskane w testach cytotoksyczności in vitro. Ekstrakty elastomeru PSU przygotowanego z aminowego przedłużacza łańcucha APTMDS nie wykazały żadnego efektu cytotoksycznego wobec komórek HaCaT (Rycina 12). Jednakże w przypadku zastosowania ekstraktów z elastomeru poliuretanowo-mocznikowego na bazie siloksanu, żywotność komórek została drastycznie zmniejszona (wyniki nieopublikowane), co prawdopodobnie wiązało się z obecnością nisko-cząsteczkowych substancji wymywalnych oraz pozostałych, niezwiązanych grup izocyjanianowych.

Niniejszy protokół opisuje wygodną metodę otrzymywania polisiloksanów funkcjonalizowanych grupami aminowymi, które mogą być następnie wykorzystane jako makrodiaminy do syntezy wysokocząsteczkowych, miękkich i elastycznych elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych. Ponieważ właściwości mechaniczne PSU mogą być zmieniane w zależności od masy cząsteczkowej PDMS, polimery te można zastosować w innych obszarach. Ponadto procedura otrzymywania polisiloksanów funkcjonalizowanych grupami aminowymi może służyć do wprowadzania grup bocznych, takich jak grupy winylowe, poprzez kopolimeryzację cyklicznego siloksanu z zawieszonymi grupami winylowymi (wyniki niepokazane). Może to otworzyć nowe pola zastosowań, w tym przygotowanie miękkich sieciowanych żeli polisiloksanowych (np. poprzez hydrosylylację katalizowaną Pt z silikonem funkcjonalizowanym grupą wodorkową lub poprzez aktywowaną UV addycję tiol-en PDMS funkcjonalizowanego grupami merkaptowymi) (wyniki niepokazane).

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Federalnemu Ministerstwu Edukacji i Badań Naukowych (BMBF) za sfinansowanie tej pracy w ramach grantu numer 13FH032I3. Z wdzięcznością dziękujemy za wsparcie finansowe ze strony Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Gepris project 253160297). Autorzy pragną również wyrazić swoje podziękowania dla Priski Kolb i Paula Schulera z Uniwersytetu w Tybindze za wykonanie 1pomiarów H-NMR i 29Si-NMR. Podziękowania należą się również firmie CSC Jäkle Chemie GmbH & Co. KG za dostarczenie H12MDI. Autorzy chcieliby podziękować Herbertowi Thelenowi i André Lemme z firmy Biotronik za przeprowadzenie sterylizacji tlenkiem etylenu próbek PSU oraz Ladzie Kitaevej (Reutlingen University) za wsparcie w pomiarach stresu, odkształcenia i histerezy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oktametylocyklotetrasiloksan (D4), 97 %ABCR GmbHAB111277przypuszczalnie upośledza płodność, musi zostać odgazowany przed użyciem
CAS:  556-67-2
1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodiloksan, 97%ABCR GmbH110832wrażliwy na powietrze, musi być przechowywany w atmosferze azotu
CAS:  2469-55-8
2,4,6,8-tetrametylo-2,4,6,8-tetrafenylocyklotetrasiloksan Sigma Aldrich40094klasa techniczna
CAS:  77-63-4
Tetramethyloammonium wodorotlenek pentahydratAlfa AesarL09658działa toksycznie po połknięciu i w kontakcie ze skórą, mocna zasada, wrażliwa na powietrze, higroskopijna, przechowywać w lodówce i w atmosferze azotu
CAS:  10424-65-4
4,4¢-Methylenbis(cykloheksylosocyjanian) (H12MDI)Covestro przez CSC Jä kle Chemie GmbH & Co. KGtoksycznie w przypadku wdychania, działa drażniąco na skórę i oczy
CAS:  5124-30-1
Tetrahydrofuran (bezwodny) 99,8 %Alfa Aesar44608stabilizowany BHT
CAS:  109-99-9
Chloroform 99 %Grü ssing GmbH Analytica1025125000stabilizowany etanolem, przypuszczalnie rakotwórczym, może upośledzać płodność i powodować uszkodzenia u nienarodzonego dziecka
CAS:  67-66-3
Chloroform-d, 99,8 %Sigma Aldrich151823CAS:  865-49-6
Dulbecco's modified Eagle's Medium (DMEM) o wysokiej zawartości glukozyThermo Fisher Scientific Life Technologies GmbH41965-039
Surowica bydlęca płodu (FBS)Thermo Fisher Scientific Life Technologies GmbHA3160801
Trypsyna/EDTA, 0,25 % czerwieni fenolowejThermo Fisher Scientific Life Technologies GmbH25200056
Test proliferacji komórek w roztworze wodnym (MTS)Promega GmbHG3580
Komórki HaCaTCLS Cell Lines Service GmbH300493
BioComFold Morcher GmbHskładana soczewka wewnątrzgałkowa
Akomodacyjna 1CUHuman Optics AGskładana soczewka wewnątrzgałkowa
CrystaLens Bausch i Lomb Inc.składana soczewka wewnątrzgałkowa
Silmer OH-Di10Siltech Corp.Synchronizacja polidimetylosiloksanu zakończonego karbinolem
 Visiogen Inc.dwuoptyczna, składana, mieszcząca soczewkę wewnątrzgałkową
Elast-EonAorTech International plctermoplastyczny poliuretan na bazie PDMS-PHMO do zastosowań medycznych
Pellethane 2363-80ALubrizol Nauki Przyrodnicze termoplastycznypoliuretan na bazie polieteru do zastosowań medycznych
Uniwersalna maszyna do prób rozciągania Zwick model 81565 i oprogramowanie testXpert IIZwick GmbH & Co. KGMaszyna do prób rozciągania
CASYRoche Innovatis AGSystem liczenia komórek
MultisizerBeckman Coulter System liczenia komórek w naukach przyrodniczych
działa

Bibliografia

  1. Berman, E. R. Biochemistry of the Eye. , Springer Science and Business Media. New York, NY. (1991).
  2. Bozukova, D., Pagnoulle, C., Jérôme, R., Jérôme, C. Polymers in modern ophthalmic implants-Historical background and recent advances. Materials Science and Engineering: R: Reports. 69 (6), 63-83 (2010).
  3. Kohnen, T., Baumeister, M., Kook, D., Klaproth, O. K., Ohrloff, C. Kataraktchirurgie mit Implantation einer Kunstlinse. Deutsches Ärzteblatt International. 106 (43), 695-702 (2009).
  4. Lace, R., Murray-Dunning, C., Williams, R. Biomaterials for ocular reconstruction. Journal of Materials Science. 50 (4), 1523-1534 (2015).
  5. Ong, H. S., Evans, J. R., Allan, B. D. S. Accommodative intraocular lens versus standard monofocal intraocular lens implantation in cataract surgery. Cochrane Database of Systematic Reviews. 5 (5), 1-44 (2014).
  6. Sheppard, A. L., Bashir, A., Wolffsohn, J. S., Davies, L. N. Accommodating intraocular lenses: a review of design concepts, usage and assessment methods. Clinical and Experimental Optometry. 93 (6), 441-452 (2010).
  7. Menapace, R., Findl, O., Kriechbaum, K., Leydolt-Koeppl, C. Accommodating intraocular lenses: a critical review of present and future concepts. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245 (4), 473-489 (2007).
  8. Dick, H. B. Accommodative intraocular lenses: current status. Current Opinion in Ophthalmology. 16 (1), 8-26 (2005).
  9. De Groot, J. H., et al. Hydrogels for an Accommodating Intraocular Lens. An Explorative Study. Biomacromolecules. 4 (3), 608-616 (2003).
  10. Nishi, O., et al. Refilling the lens with an inflatable endocapsular balloon: surgical procedure in animal eyes. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 230 (1), 47-55 (1992).
  11. Nishi, O., Nishi, K. Accommodation amplitude after lens refilling with injectable silicone by sealing the capsule with a plug in primates. Archives of Ophthalmology. 116 (10), 1358-1361 (1998).
  12. Nishi, O., Nishi, K., Mano, C., Ichihara, M., Honda, T. Lens refilling with injectable silicone in rabbit eyes. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 24 (7), 975-982 (1998).
  13. Nishi, O., Nakai, Y., Mizumoto, Y., Yamada, Y. Capsule opacification after refilling the capsule with an inflatable endocapsular balloon. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 23 (10), 1548-1555 (1997).
  14. Koopmans, S. A., et al. Accommodative Lens Refilling in Rhesus Monkeys. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  15. de Groot, J. H., et al. Injectable intraocular lens materials based upon hydrogels. Biomacromolecules. 2 (3), 628-634 (2001).
  16. Hao, X., et al. Functionalised polysiloxanes as injectable, in situ curable accommodating intraocular lenses. Biomaterials. 31 (32), 8153-8163 (2010).
  17. Hao, X., et al. High refractive index polysiloxane as injectable, in situ curable accommodating intraocular lens. Biomaterials. 33 (23), 5659-5671 (2012).
  18. Han, Y. K., et al. In vitro and in vivo study of lens refilling with poloxamer hydrogel. British Journal of Ophthalmology. 87, 1399-1402 (2003).
  19. Glasser, A. Accommodation: Mechanism and Measurement. Ophthalmology Clinics. 19 (1), 1-12 (2006).
  20. Glasser, A. Restoration of accommodation. Current Opinion in Ophthalmology. 17 (1), 12-18 (2006).
  21. Tomas-Juan, J., Murueta-Goyena, L. A. Axial movement of the dual-optic accommodating intraocular lens for the correction of the presbyopia: Optical performance and clinical outcomes. Journal of Optometry. 8 (2), 67-76 (2015).
  22. McLeod, S. D., Vargas, L. G., Portney, V., Ting, A. Synchrony dual-optic accommodating intraocular lens: Part 1: Optical and biomechanical principles and design considerations. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 33 (1), 37-46 (2007).
  23. McDonald, J. P., et al. Sarfarazi Elliptical Accommodating IntraOcular Lens (EAIOL) in Rhesus Monkey Eyes In Vitro and In Vivo. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44 (13), 256(2003).
  24. Ossma, I. L., et al. Synchrony dual-optic accommodating intraocular lens: Part 2: Pilot clinical evaluation. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 33 (1), 47-52 (2007).
  25. Alio, J. L., Plaza-Puche, A. B., Montalban, R., Ortega, P. Near visual outcomes with single-optic and dual-optic accommodating intraocular lenses. Journal of Cataract Refractive Surgery. 38 (9), 1568-1575 (2012).
  26. Chen, Q., Liang, S., Thousas, G. A. Elastomeric biomaterials for tissue engineering. Progress in Polymer Science. 38, 584-671 (2013).
  27. Ward, R. S., Jones, R. L. Polyurethanes and Silicone Polyurethane Copolymers. Comprehensive Biomaterials. Ducheyne, P. , Elsevier Science. 431-477 (2011).
  28. Yoda, R. Elastomers for biomedical applications. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 9 (6), 561-626 (1998).
  29. Nicolson, P. C., Vogt, J. Soft contact lens polymers: an evolution. Biomaterials. 22 (24), 3273-3283 (2001).
  30. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Meijs, G. F. Mixed macrodiol-based siloxane polyurethanes: effect of the comacrodiol structure on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 78 (5), 1071-1082 (2000).
  31. Sheth, J. P., et al. Structure-property behavior of poly(dimethylsiloxane) based segmented polyurea copolymers modified with poly(propylene oxide). Polymer. 46 (19), 8185-8193 (2005).
  32. Yilgor, I., Yilgor, E. Silicone-urea copolymers modified with polyethers. ACS Symposium Series. 964, Science and Technology of Silicones and Silicone-Modified Materials. 100-115 (2007).
  33. Elast-Eon biocompatible polyurethane - CSIROpedia. , Available from: https://csiropedia.csiro.au/elast-eon-biocompatible-polyurethane/ (2008).
  34. Gunatillake, P. A., Meijs, G. F., McCarthy, S. J., Adhikari, R. Poly(dimethylsiloxane)/poly(hexamethylene oxide) mixed macrodiol based polyurethane elastomers. I. Synthesis and properties. Journal of Applied Polymer Science. 76 (14), 2026-2040 (2000).
  35. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Meijs, G. F. Low-modulus siloxane-based polyurethanes. I. Effect of the chain extender 1,3-bis(4-hydroxybutyl)1,1,3,3-tetramethyldisiloxane (BHTD) on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 83 (4), 736-746 (2002).
  36. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Bown, M., Meijs, G. F. Low-modulus siloxane-polyurethanes. Part II. Effect of chain extender structure on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 87 (7), 1092-1100 (2003).
  37. Martin, D. J., et al. Polydimethylsiloxane/polyether-mixed macrodiol-based polyurethane elastomers: biostability. Biomaterials. 21 (10), 1021-1029 (2000).
  38. Simmons, A., et al. Long-term in vivo biostability of poly(dimethylsiloxane)/poly(hexamethylene oxide) mixed macrodiol-based polyurethane elastomers. Biomaterials. 25 (20), 4887-4900 (2004).
  39. Gunatillake, P. A., Martin, D. J., Meijs, G. F., McCarthy, S. J., Adhikari, R. Designing biostable polyurethane elastomers for biomedical implants. Australian Journal of Chemistry. 56 (6), 545-557 (2003).
  40. Briganti, E., et al. Silicone based polyurethane materials: a promising biocompatible elastomeric formulation for cardiovascular applications. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 17 (3), 259-266 (2006).
  41. Lim, F., Buchko, C., Shah, A., Simhambhatla, M. Medical device formed of silicone-polyurethane. U.S. Patent Application. , 09/879,023 (2002).
  42. Ward, R., Anderson, J., McVenes, R., Stokes, K. In vivo biostability of polysiloxane polyether polyurethanes: Resistance to biologic oxidation and stress cracking. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 77 (3), 580-589 (2006).
  43. Hermans, E. A., et al. Development of a ciliary muscle-driven accommodating intraocular lens. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 34 (12), 2133-2138 (2008).
  44. Hoffman, J. J., Leir, C. M. Tetramethylammonium 3-aminopropyl dimethylsilanolate-A new catalyst for the synthesis of high purity, high molecular weight α,ω-bis(aminopropyl) polydimethylsiloxanes. Polymer International. 24, 131-138 (1991).
  45. Keiper, F. D. I. N. Prüfung von Kautschuk und Elastomeren - Bestimmung von Reißfestigkeit, Zugfestigkeit, Reißdehnung und Spannungswerten im Zugversuch. Deutsches Institut für Normung e.V. , (2017).
  46. Wenzelewski, K. DIN EN ISO 10993-5. Biologische Beurteilung von Medizinprodukten - Teil 5: Prüfungen auf In-vitro-Zytotoxizität (ISO 10993-5:2009); Deutsche Fassung EN ISO 10993-5:2009. Deutsches Institut für Normung e.V. , (2009).
  47. Promega. CellTiter 96® AQ One Solution Cell Proliferation Assay. Technical Bulletin. , Available from: https://www.promega.com/-/media/files/resources/protocols/technical-bulletins/0/celltiter-96-aqueous-one-solution-cell-proliferation-assay-system-protocol.pdf (2012).
  48. Riehle, N., et al. Influence of PDMS molecular weight on transparency and mechanical properties of soft polysiloxane-urea-elastomers for intraocular lens application. European Polymer Journal. 101, 190-201 (2018).
  49. Gottlieb, H. E., Kotlyar, V., Nudelman, A. NMR Chemical Shifts of Common Laboratory Solvents as Trace Impurities. Journal of Organic Chemistry. 62 (21), 7512-7515 (1997).
  50. Riehle, N., Götz, T., Kandelbauer, A., Tovar, G. E. M., Lorenz, G. Data on the synthesis and mechanical characterization of polysiloxane-based urea-elastomers prepared from amino-terminated polydimethylsiloxanes and polydimethyl-methyl-phenyl-siloxane-copolymers. Data in Brief. 18, 1784-1794 (2018).
  51. Christ, R., Nash, B. A., Petraitis, D. J. Optically clear reinforced silicone elastomers of high optical refractive index and improved mechanical properties for use in intraocular lenses. U.S. Patent 5494946 A. , (1993).
  52. Jha, G. S., Seshadri, G., Mohan, A., Khandal, R. K. Sulfur containing optical plastics and its ophthalmic lenses applications. e-Polymers. 8 (1), 376-402 (2008).
  53. Rogulska, M., Kultys, A., Olszewska, E. New thermoplastic poly(thiourethane-urethane) elastomers based on hexane-1,6-diyl diisocyanate (HDI). Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 114 (2), 903-916 (2013).
  54. Yilgör, I., Riffle, J. S., McGrath, J. E. Reactive Siloxane Oligomers. Reactive Oligomers. Harris, F. W., Spinelli, H. J. , American Chemical Society. Washington, DC. 161-174 (1985).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

PDMS zakończony grupą aminopropylowąrównowagowanie łańcuchów pierścieniowychkopolimeryzacja grupy fenylowejpomiar współczynnika załamania światłaanaliza transmitancjibadanie histerezy mechanicznejocena cytotoksycznościnaprężenie rozciągające i odkształcenie
Synteza miękkich elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych do stosowania wewnątrzgałkowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.