Artykuł metodologiczny

Synteza miękkich elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych do stosowania wewnątrzgałkowego

DOI:

10.3791/58590

⸱

8 marca 2019

 ,  ,  ,  , 
1Reutlingen Research Institute, Reutlingen University, 2School of Applied Chemistry, Reutlingen University, 3Fraunhofer-Institute for Interfacial Engineering and Biotechnology IGB, 4Institute of Interfacial Process Engineering and Plasma Technology IGVP, University of Stuttgart

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie opisuje metody syntezy dla zakończonych aminopropylami polidimetylosiloksanów i kopolimerów blokowych polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanów oraz dla miękkich elastomerów mocznika (PSU) na bazie polisiloksanu. Przedstawiono w nim zastosowanie zasilaczy jako akomodujących soczewkę wewnątrzgałkową. Opisano również metodę oceny cytotoksyczności in vitro.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie omawia drogę syntezy miękkich elastomerów mocznikowych (PSU) na bazie polisiloksanów do ich zastosowań jako akomodacyjnych soczewek wewnątrzgałkowych (a-IOL). Polidimetylosiloksany zakończone aminopropylem (PDMS) zostały wcześniej przygotowane poprzez równoważenie łańcuchów pierścieniowych cyklicznego siloksanu oktametylocyklotetrasiloksanu (D4) i 1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodiloksanu (APTMDS). Grupy fenylowe wprowadzono do szkieletu siloksanowego poprzez kopolimeryzację D4 i 2,4,6,8-tetrametylo-2,4,6,8-tetrafenylo-cyklotetrasiloksanu (D4Me,Ph). Te kopolimery blokowe polidimetylo-metylo-fenylosiloksanu zsyntetyzowano w celu zwiększenia współczynników załamania światła polisiloksanów. W przypadku zastosowań jako a-IOL, współczynnik załamania światła polisiloksanów musi być równoważny współczynnikowi soczewki młodego ludzkiego oka. Masa cząsteczkowa polisiloksanu jest kontrolowana przez stosunek cyklicznego siloksanu do endblokera APTMDS. Przezroczystość elastomerów PSU jest badana poprzez pomiar transmitancji folii o długości fali od 200 do 750 nm za pomocą spektrofotometru UV-Vis. Wartości transmitancji przy 750 nm (górna granica widma widzialnego) są wykreślane w stosunku do masy cząsteczkowej PDMS i obserwuje się > 90% transmitancji, aż do masy cząsteczkowej 18 000 g·mol-1. Właściwości mechaniczne elastomerów PSU są badane za pomocą testów naprężeniowo-odkształceniowych na wykrawanych próbkach w kształcie kości psa. W celu oceny stabilności mechanicznej histerezę mechaniczną mierzy się poprzez wielokrotne rozciąganie (10x) próbek do wydłużenia 5% i 100%. Histereza znacznie zmniejsza się wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS. Cytotoksyczność in vitro niektórych wybranych elastomerów PSU ocenia się za pomocą testu żywotności komórek MTS. Metody opisane w niniejszym dokumencie pozwalają na syntezę miękkiego, przezroczystego i niecytotoksycznego elastomeru PSU o współczynniku załamania światła w przybliżeniu równym współczynnikowi załamania światła soczewki młodego ludzkiego oka.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaćma starcza, dotykająca grupę wiekową ≥ 60 lat, prowadzi do zaawansowanego zmętnienia naturalnej soczewki krystalicznej. Ten stan związany z wiekiem jest prawdopodobnie spowodowany zmianami oksydacyjnymi, które są przyspieszane przez promieniowanie UV1,2,3. Konwencjonalne leczenie zaćmy starczej polega na chirurgicznym usunięciu soczewki zaćmy, a następnie wszczepieniu sztucznej soczewki wewnątrzgałkowej (IOL) do pustej torebki soczewki za pomocą systemu iniekcyjnego2. Jednak większość soczewek wewnątrzgałkowych jest wytwarzana z polimerów akrylowych (hydrofobowych i hydrofilowych polimerów akrylowych lub metakrylanowych) o wyjątkowo sztywnej strukturze; W związku z tym oko traci zdolność do dostosowywania się do różnych odległości2,4. Dlatego pacjenci z jednoogniskowymi implantami IOL są uzależnieni od okularów do bliży (np. podczas czytania gazety lub książki)5.

Zgłoszono różne podejścia do przywrócenia zdolności akomodacji po operacji zaćmy. Wśród tych podejść można wyróżnić dwie główne strategie: napełnianie pustej kapsułki soczewki poprzez wstrzyknięcie płynnych lub żelowych polimerów i opracowanie miękkich, składanych a-IOLs6,7,8. Koncepcja "uzupełniania soczewek" jest obiecująca, ponieważ żele mogą być przygotowywane z modułami Younga tak niskimi, jak w naturalnej soczewce ludzkiego oka (ok. 1 - 2 kPa)9; Jednak to podejście jest nadal eksperymentalne8, a badania są prowadzone tylko na oczach zwierząt.

Kapsułki z soczewkami zostały ponownie napełnione poprzez wszczepienie nadmuchiwanych balonów silikonowych10 wypełnionych płynnym silikonem lub poprzez bezpośrednie wstrzyknięcie silikonu11,12, który następnie został utwardzony w kapsule poprzez hydrosililację. Zauważono jednak problemy związane ze zmarszczkami powierzchniowymi na balonach, niższą amplitudą akomodacji w porównaniu ze stanem przedoperacyjnym oraz powstawaniem ciężkiej zaćmy wtórnej (zmętnienie torebki przedniej i tylnej)7,8,12,13. W szczególności długi czas utwardzania (70 min - 12 h) powoduje zwiększone ryzyko przeciekania do otaczających przedziałów oka, co prowadzi do pooperacyjnego stanu zapalnego10,14. Dlatego zalecane są inne materiały do wymiany soczewek krystalicznych, w tym hydrożele na bazie diakrylanu glikolu polietylenowego, modyfikowane akrylanem kopolimery alkoholu winylowego (N-winylopirolidon)15, polisiloksany modyfikowane metakrylanem16,17, poloxamer18 oraz polialkohole usieciowane diizocyjanianem9. Jednak głównymi problemami są lepkość monomeru (tj. pęcznienie żelu po wstrzyknięciu i usieciowaniu), wyjątkowo niskie lub wysokie współczynniki załamania światła, stabilność mechaniczna i integralność, nieprzewidywalna refrakcja pooperacyjna, niski zakres akomodacji i powstawanie zaćmy po zaćmie6,7,8,9,15,18. Komercyjnie, zdolność do akomodacji jest głównie przywracana przez rozwój składanych a-IOL. Takie a-IOL powinny zapewniać akomodację poprzez ruch optyki soczewki IOL do przedniego miejsca torebki soczewki poprzez skurcz mięśnia rzęskowego. W latach 1996, 2001 i 2002 wprowadzono na rynek kilka modeli7,8. Jednak podczas badań klinicznych szacowane amplitudy akomodacji dla osób z wszczepionymi a-IOL były bardzo niskie (≤ 1,5 D), aby umożliwić samodzielne czytanie (3 - 4 D)6,7,8,19,20. W związku z tym opracowywany jest a-IOL składający się z dwóch połączonych układów optycznych (dwuoptyczny IOL) w celu zwiększenia zakresu akomodacji6,21. Konstrukcja tylko jednego obiektywu została zbadana pod kątem jego akomodacji w ludzkich oczach, chociaż zgłoszono sprzeczne wyniki22,23,24,25.

Zazwyczaj, elastomery silikonowe są uważane za biologicznie obojętne i nietoksyczne; dlatego elastomery silikonowe mają długą historię stosowania jako materiały biokompatybilne w medycynie i inżynierii medycznej (np. w implantach piersi, implantach twarzoczaszki, protetyce stawów, opatrunkach na rany, cewnikach, drenach i zastawkach)26,27. Ze względu na swoją miękkość, przezroczystość i wysoką przepuszczalność tlenu, elastomery silikonowe znajdują również zastosowanie jako soczewki kontaktowe i soczewki wewnątrzgałkowe2,28,29. Jednak silikony muszą być sieciowane kowalencyjnie i często wymagają wypełniaczy wzmacniających, aby uzyskać wystarczającą integralność mechaniczną. Sieciowanie jest niekorzystne, ponieważ uniemożliwia późniejsze przetwarzanie elastomerów metodami termoplastycznymi (np. formowanie wtryskowe) lub przetwarzanie z roztworów (np. odlewanie rozpuszczalnikowe). Natomiast poliuretany termoplastyczne wykazują stabilność mechaniczną, ale są podatne na degradację w środowisku biologicznym, szczególnie w przypadku stosowania makrodioli na bazie poliestru lub polieteru. W związku z tym wysiłki zmierzające do połączenia elastyczności i stabilności hydrolitycznej lub oksydacyjnej z doskonałymi właściwościami mechanicznymi koncentrują się na włączeniu hydroksyl- lub aminofunkcyjnych PDMS jako miękkich segmentów do poliuretanów, poliuretanowo-moczników i polimoczników27. Aby zwiększyć kompatybilność polarnego segmentu uretanowego lub twardego mocznika z wysoce niepolarnym segmentem miękkim PDMS oraz poprawić właściwości mechaniczne, wraz z PDMS30,31,32. W szczególności grupa Thilak Gunatillake systematycznie badała rozwój poliuretanów silikonowych o ulepszonej biostabilności i właściwościach mechanicznych do długoterminowych zastosowań biomedycznych, takich jak izolacja rozruszników serca lub sztuczne zastawki serca33. Zsyntetyzowali aromatyczne poliuretany z mieszanymi miękkimi segmentami zawierającymi PDMS zakończonych hydroksylem i różne polietery, a także alifatyczne poliwęglanowe diole. Spośród wszystkich zsyntetyzowanych poliuretanów, połączenie tlenku poliheksametylenu (PHMO) i PDMS wykazuje najlepsze właściwości mechaniczne w odniesieniu do kompatybilności z twardymi segmentami30. W kolejnych badaniach zbadali wpływ stosunku PDMS do PHMO i zastosowania przedłużacza łańcucha na bazie disiloksanu na właściwości mechaniczne poliuretanów silikonowych34,35,36. Wyniki ujawniły, że kompozycja makrodiolu składająca się z 80% wagowych PDMS i 20% wagowych PHMO, w połączeniu z przedłużaczem współłańcuchowym, takim jak 1,3-bis(4-hydroksybutylo)-tetrametylodiloksan (BHTD), daje bardziej miękkie poliuretany o dobrych właściwościach mechanicznych i przetwarzalności termoplastycznej. Co więcej, te poliuretany silikonowe wykazują zwiększoną biostabilność w porównaniu z powszechnie stosowanym miękkim polieterem uretanowym37,38,39.

Zgłoszono również biokompatybilność i stabilność podobnych materiałów oraz ich zastosowanie w zastosowaniach sercowo-naczyniowych40,41,42. Na podstawie tych wyników uważa się, że elastomery polimocznikowe (lub PSU) na bazie silikonu z przedłużaczem łańcucha na bazie disiloksanu zapewniają wysoką elastyczność i miękkość, aczkolwiek przy wystarczającej wytrzymałości mechanicznej, aby zachować swój kształt po zastosowaniu powtarzających się naprężeń. Na przykład, Hermans i in. skonstruowali eksperymentalny prototyp dwuoptycznego a-IOL na bazie poliuretanu, ponieważ konstrukcja, która była wcześniej używana do produkcji z użyciem silikonu, była niezwykle miękka, aby poradzić sobie z obciążeniami przyłożonymi w wyłuszczonych oczach świni43.

Ten artykuł opisuje syntezę miękkiego zasilacza na bazie siloksanu, który jest zoptymalizowany pod względem właściwości mechanicznych i optycznych do zastosowań jako akomodacyjny IOL. Ponieważ właściwości mechaniczne elastomerów PSU mogą być zmieniane przez masę cząsteczkową siloksanu, tę samą procedurę można zastosować do opracowania zasilaczy na bazie siloksanu, które mogą znaleźć zastosowanie w powłokach i opatrunkach na skórę. Ponadto procedura ta może być stosowana do przygotowania elastomerów poliuretanowych lub poliuretanowo-mocznikowych na bazie siloksanów, jeśli stosuje się PDMS zakończony karbinolem. W zależności od rodzaju diizocyjanianu (tj. alifatycznego lub aromatycznego) użytego do syntezy, może być konieczna zmiana warunków reakcji (w tym czasu, temperatury i być może składu rozpuszczalnika). W przypadku stosowania alifatycznych diizocyjanianów, takich jak 4,4-metylenobis(cykloheksyloizocyjanian) (H12MDI) lub diizocyjanian izoforonu, reakcję należy przyspieszyć przy użyciu katalizatora cynoorganicznego, takiego jak dilaurynian dibutylocyny lub distanoksan diacetoksytetrabutylu. Na przykład reakcja między PDMS zakończonym hydroksypropylem a H12MDI przebiega w obecności katalizatora. Ponadto należy zwiększyć temperaturę reakcji do 50 - 60 °C. W przypadku zastosowania aromatycznego diizocyjanianu, takiego jak 4,4-metylenobis(fenyloizocyjanian) (MDI), temperatura reakcji musi być umiarkowana, ale wystarczająco, ponieważ diizocyjaniany aromatyczne są zazwyczaj bardziej reaktywne w stosunku do grup nukleofilowych niż diizocyjaniany alifatyczne. Reakcja MDI z PDMS zakończonym karbinolem może być promowana przez zastosowanie mieszanin rozpuszczalników bezwodnego tetrahydrofuranu (THF) i dimetyloformamidu (DMF) lub dimetyloacetamidu (DMAc), ponieważ aminy trzeciorzędowe wykazują pewną aktywność katalityczną.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Proszę zapoznać się ze wszystkimi odpowiednimi kartami charakterystyki substancji niebezpiecznej (MSDS) przed użyciem. Kilka substancji chemicznych stosowanych w syntezach wykazuje ostrą toksyczność i silne działanie drażniące na skórę i oczy, a także podczas wdychania. Należy nosić środki ochrony osobistej (fartuchy laboratoryjne, okulary ochronne, rękawice do rąk, długie spodnie i buty z zakrytymi palcami) i obchodzić się z chemikaliami, jeśli to możliwe, pod wyciągiem lub w dobrze wentylowanym miejscu. Wszystkie syntezy należy wykonywać pod wyciągiem. Pięciowodny wodorotlenek tetrametyloamonu (TMAH): TMAH jest mocną zasadą, silnie toksyczną po połknięciu, a w kontakcie ze skórą powoduje poważne oparzenia chemiczne skóry i oczu. Jest wrażliwy na powietrze i higroskopijny. Przechowuj go w lodówce i azocie. Z TMAH należy obchodzić się w dobrze wentylowanym miejscu ze względu na silny zapach podobny do amoniaku. APTMDS: APTMDS jest wrażliwy na powietrze i musi być przechowywany w atmosferze azotu. Powoduje poważne oparzenia skóry i uszkodzenia oczu. H12MDI: H12MDI jest toksyczny przy wdychaniu i działa drażniąco na skórę i oczy. D4: D4 może zaburzać płodność. THF: THF jest szkodliwy, powoduje podrażnienie przy wdychaniu i prawdopodobnie jest rakotwórczy. Chloroform (CHCl3): CHCl3 jest szkodliwy przy wdychaniu, przypuszczalnie rakotwórczy, może powodować możliwe uszkodzenie płodności i nienarodzonego dziecka, a jego opary mogą powodować senność.

1. Synteza katalizatora i makromonomerów polisiloksanowych zakończonych aminowo

  1. Synteza katalizatora tetrametyloamonio-3-aminopropylodimetylosilianolanu
    UWAGA: Katalizator został zsyntetyzowany zgodnie z metodą opisaną przez Hoffmana i Leir44.
    1. Przed użyciem odgazowuje APTMDS w próżni i przechowuje go w azocie. Odpipetować około 10 g APTMDS za pomocą strzykawki.
    2. Dodać 8,13 g (33,0 mmol) odgazowanego APTMDS i 11,88 g (66,0 mmol) TMAH do 100 ml kolby okrągłodennej z trzema szyjkami. Dodaj 20 ml THF, aby rozpuścić APTMDS i zawiesić TMAH, wraz z dużym owalnym mieszadłem magnetycznym.
      UWAGA: TMAH jest higroskopijną, i toksyczną substancją o silnym zapachu podobnym do amoniaku i powinna być przechowywana szczelnie zamknięta w lodówce. Natychmiast zważyć TMAH w dobrze wentylowanym miejscu; Podczas obsługi należy nosić rękawice ochronne i okulary ochronne. APTMDS jest wrażliwy na powietrze i powoduje oparzenia skóry i uszkodzenia oczu. Zważyć APTMDS z zamkniętej butelki za pomocą strzykawki; Podczas obsługi należy nosić rękawice ochronne i okulary ochronne.
    3. Wyposażyć kolbę okrągłodenną z trzema szyjkami w chłodnicę zwrotną oraz wloty i wyloty azotu i podgrzać mieszaninę reakcyjną do temperatury 80 °C przy użyciu łaźni grzewczej z gliceryną lub olejem silikonowym. Mieszaninę reakcyjną mieszać przez 2 godziny pod chłodnicą zwrotną i przy niewielkim, ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Początkowa, lekko mętna zawiesina zmienia się w klarowny roztwór w ciągu 2 godzin.
    4. Wyjmij skraplacz zwrotny i oddestyluj THF za pomocą aspiratora próżniowego. Następnie suszyć lekko żółty produkt surowy w próżni 0,1 mbar przez 5 godzin w temperaturze 70 °C przy użyciu linii Schlenka.
      UWAGA: Po tym etapie surowy produkt można przechowywać w lodówce w temperaturze 10 °C do następnego dnia.
    5. Zawiesić surowy produkt w 50 ml THF. W razie potrzeby użyj szpatułki do rozdrobnienia dużych aglomeratów i przefiltruj zawiesinę za pomocą aspiratora próżniowego. Przemyć osad co najmniej 3 razy porcjami po 20 ml THF, aż produkt stanie się białym sproszkowanym ciałem stałym.
    6. Suszyć produkt w próżni 0,1 mbar w temperaturze pokojowej przez 3 godziny. Następnie należy przechowywać katalizator w lodówce w temperaturze 10 °C w atmosferze azotu do czasu użycia.
  2. Synteza α,ω-bis(3-aminopropylo)-polidimetylosiloksanów
    UWAGA: Synteza PDMS o masie cząsteczkowej ~15 500 g·mol-1.
    1. Degas D4 i APTMDS pod próżnią przed użyciem. Odpipetować około 1,5 g APTMDS za pomocą strzykawki.
    2. Dodać 19,5 g (65,7 mmol) odgazowanego D4 i 0,9 g (3,6 mmol) APTMDS do 100 ml kolby okrągłodennej z trzema szyjkami, która jest wyposażona w mieszadło odśrodkowe pokryte PTFE oraz wlot i wylot azotu.
    3. Dodać ~26 mg katalizatora (z sekcji 1.1) i mieszać mieszaninę reakcyjną przez 30 minut w temperaturze 80 °C przy niewielkim, ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Można użyć kąpieli grzewczej z gliceryną lub olejem silikonowym.
    4. Dodać 45,5 g (153,4 mmol) D4 kroplami do mieszaniny reakcyjnej, używając zakraplacza (w ciągu 2 - 3 godzin), a następnie mieszać w temperaturze 80 °C przez 24 godziny przy ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Reakcja może przebiegać z dnia na dzień.
    5. Podgrzać mieszaninę reakcyjną do temperatury 150 °C i mieszać przez 2 godziny w celu rozkładu katalizatora. Następnie pozwól PDMS ostygnąć do temperatury pokojowej.
    6. Wymień mieszadło odśrodkowe na duże owalne mieszadło magnetyczne i uszczelnij kolbę okrągłodenną z trzema szyjkami dwoma korkami. Użyj adaptera z zaworem i powoli podgrzej PDMS do 150 °C pod próżnią 0,1 mbar, aby oddestylować cykliczne produkty uboczne za pomocą linii Schlenk. Poczekaj, aż PDMS ostygnie do temperatury pokojowej.
      UWAGA: Destylacja próżniowa odbywa się zwykle w ciągu 4 - 5 godzin.
  3. Synteza α,ω-bis(3-aminopropylo)-polidimetylo-metylo-fenylosiloksan
    UWAGA: W tej sekcji opisano procedurę syntezy polisiloksanu o masie cząsteczkowej ~15 500 g·mol-1 i 14% molo-fenylosiloksanu; procedura ta jest porównywalna z syntezą PDMS, która została opisana w sekcji 1.2.
    1. Degas D4 i APTMDS pod próżnią przed użyciem. Odpipetować około 1,5 g APTMDS za pomocą strzykawki. Umieścić D4Me, Ph w temperaturze 70 °C przez 3 - 5 godzin w komorze próżniowej, aby całkowicie stopić i homogenizować produkt przed użyciem.
    2. Dodać 4,54 g (15,3 mmol) D4, 14,96 g (27,5 mmol) D4Me,Ph i 0,9 g (3,6 mmol) APTMDS do 100 ml kolby okrągłodennej z trzema szyjkami, która jest wyposażona w mieszadło odśrodkowe pokryte PTFE oraz wlot i wylot azotu.
    3. Dodać ~26 mg katalizatora (z ppkt 1.1) i mieszać mieszaninę reakcyjną w temperaturze 80 °C przez 30 minut przy ciągłym przepływie azotu.
    4. Dodać 45,5 g (153,4 mmol) D4 kroplami do mieszaniny reakcyjnej, używając zakraplacza (w ciągu 2 - 3 godzin) i dalej mieszać w temperaturze 80 °C przez 24 godziny przy ciągłym przepływie azotu.
      UWAGA: Reakcja może przebiegać z dnia na dzień.
    5. Kontynuuj syntezę, wykonując kroki 1.2.5 i 1.2.6.

2. Oznaczanie masy cząsteczkowej polisiloksanu

  1. Teoretyczna masa cząsteczkowa polisiloksanu
    1. Oblicz teoretyczną masę cząsteczkową figure-protocol-1 polisiloksanu zgodnie z następującym równaniem:
      figure-protocol-2 (1)
      Tutaj figure-protocol-3 to średnia liczbowa masa cząsteczkowa polidimetylosiloksanu, m to masa (g) użytych monomerów D4 i APTMDS, a n to ilość APTMDS w molach.
  2. Oznaczanie masy cząsteczkowej polisiloksanu metodą spektroskopii 1H-NMR
    1. Rozpuść 10 - 20 mg polisiloksanu w 0,5 ml CDCl3, zarejestruj jego widmo NMR i skalibruj przesunięcia chemiczne [δ] do sygnału rozpuszczalnika przy 7,26 ppm.
    2. Oblicz masę cząsteczkową figure-protocol-4 polisiloksanu z wartości całkowych zgodnie z następującym równaniem.
      figure-protocol-5 (2)
  3. Oznaczanie masy cząsteczkowej polisiloksanu metodą miareczkowania
    1. Dodać 1,5 - 2 g polisiloksanu do kolby stożkowej o pojemności 250 ml i rozpuścić w 50 ml THF pod ciągłym mieszaniem za pomocą mieszadła magnetycznego.
    2. Miareczkować grupy aminowe za pomocą 0,1 M HCl za pomocą błękitu bromofenolowego, aż do zaobserwowania zmiany koloru z niebieskiego na żółty. Powtórzyć miareczkowanie z trzema próbkami, aby obliczyć średnią liczbową masę cząsteczkową.

3. Synteza elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych

UWAGA: Ta sekcja opisuje procedurę syntezy elastomeru mocznikowego na bazie PDMS o zawartości 10% twardego segmentu (HS%) (PDMS: 15 500 g·mol-1).

figure-protocol-6 (3)

  1. Dodać 2,939 g (11,2 mmol) H12MDI do 250 ml okrągłodennej kolby reakcyjnej o pojemności 250 ml, która jest wyposażona w mieszadło odśrodkowe pokryte PTFE, lejek do zakraplacza oraz wlot i wylot azotu, a następnie rozpuścić w 20 ml THF.
    UWAGA: H12MDI jest diizocyjanianem o niskiej zawartości lotnych substancji i powoduje podrażnienie skóry i oczu. Nosić rękawice ochronne i okulary ochronne.
    UWAGA: Alternatywnie, rozpuścić H12MDI w THF w zlewce o pojemności 50 ml i dodać roztwór przez lejek lub szklankę tulipanową do kolby reakcyjnej. Następnie przepłukać zlewkę i lejek z 10 ml THF.
    1. Rozpuścić 45,0 g (2,9 mmol) odgazowanego PDMS w 100 ml THF; dodać ten roztwór kroplami do roztworu H12MDI, używając lejka do zakraplaczania przy ciągłym mieszaniu i przepływie azotu w temperaturze pokojowej. Przepłukać zlewkę i wkraplacz 50 ml THF i dodać ten roztwór do mieszaniny reakcyjnej.
    2. Kontroluj tworzenie się prepolimeru za pomocą spektroskopii FTIR.
      UWAGA: Postęp reakcji można monitorować na dwa sposoby: za pomocą spektroskopii ATR-FTIR inline lub offline.
      1. W przypadku spektroskopii inline ATR-FTIR należy włożyć wbudowaną sondę ATR-FTIR, która jest podłączona do spektrometru, do centralnego złącza na początku reakcji. Użyj dużego owalnego mieszadła magnetycznego zamiast mieszadła pokrytego PTFE. Rozpocznij rejestrację widm roztworu H12MDI i wybierz pik absorpcji NCO na 2266 cm-1, aby śledzić konwersję grup izocyjanianowych.
      2. W przypadku spektroskopii ATR-FTIR w trybie offline należy pobrać próbki mieszaniny reakcyjnej za pomocą pipety Pasteura i dodać kilka kropli na kryształ ATR. Odparować rozpuszczalnik pod strumieniem azotu, aż na powierzchni kryształu ATR pozostanie cienka warstwa. Rejestruj widma na różnych etapach reakcji (po całkowitym dodaniu PDMS i po dodaniu każdej porcji APTMDS).
    3. Dodać porcje stechiometrycznej ilości przedłużacza łańcucha APTMDS do roztworu prepolimeru.
      UWAGA: Dodawanie przedłużacza łańcucha może przebiegać na dwa sposoby (patrz kroki 3.1.3.1 i 3.1.3.2).
      1. Rozpuścić zważoną ilość przedłużacza łańcucha w 5 - 10 ml THF i dodać roztwór kroplami do mieszaniny reakcyjnej za pomocą pipety Pasteura lub lejka do zakraplacza, a następnie ponownie spłukać 3 ml THF.
      2. Dodać porcje przedłużacza łańcucha do strzykawki i dodawać przedłużacz łańcucha kroplami do mieszaniny reakcyjnej. W takim przypadku uszczelnij czwarte staw za pomocą gumowego korka do przegrody.
        1. Dodać 1,65 g (6,6 mmol) APTMDS, co odpowiada 80% obliczonej ilości APTMDS, do prepolimeru. Następnie kontroluj postęp reakcji za pomocą spektroskopii FTIR.
        2. Następnie dodać 0,21 g (0,8 mmol) APTMDS (w sumie 90% obliczonej ilości) do mieszaniny reakcyjnej i kontrolować postęp reakcji za pomocą FTIR.
        3. Dodać 0,1 g (0,4 mmol) APTMDS (łącznie 95%) do mieszaniny reakcyjnej i kontrolować postęp reakcji za pomocą FTIR.
        4. Na koniec dodać ostatnią porcję przedłużacza łańcucha (0,102 g, 0,41 mmol) do mieszaniny reakcyjnej i sprawdzić zanik pasma absorpcji NCO w widmie FTIR.
          UWAGA: Po dodaniu pierwszej porcji przedłużacza łańcucha obserwuje się wzrost lepkości.
    4. Wlej roztwór zasilacza do szklanej szalki Petriego pokrytej folią PTFE i odparuj rozpuszczalnik przez noc pod wyciągiem. Ponadto zasilacz należy suszyć w komorze próżniowej w temperaturze 80 °C przez 12 godzin.

4. Procedura testów mechanicznych

  1. Przygotowanie folii z elastomeru polisiloksanowo-mocznikowego
    1. Rozpuścić 7-8 g małych kawałków PSU w 200-250 ml CHCl3 w kolbie stożkowej o pojemności 300 ml, luźno zamknąć kolbę szklanym korkiem i mieszać mieszaninę za pomocą mieszadła magnetycznego przez co najmniej 24 godziny. W razie potrzeby dodać dodatkowe porcje rozpuszczalnika.
      UWAGA: Chloroform jest prawdopodobnie rakotwórczy. Opary mogą powodować senność podczas wdychania. Z chloroformem należy obchodzić się w dobrze wentylowanym miejscu.
    2. Dodaj jednorodny roztwór do szklanej szalki Petriego i przykryj ją perforowaną folią aluminiową. Pozwolić, aby rozpuszczalnik powoli odparował, umieszczając szalkę Petriego w dobrze wentylowanym miejscu lub w dygestorium przy otwartym oknie skrzydła.
      UWAGA: Umieszczając szalkę Petriego w dygestorium, jeśli to możliwe, zmniejsz przepływ powietrza. Niezwykle szybkie odparowanie rozpuszczalnika prowadzi do niejednorodności i powstawania nieprzezroczystych plam w przezroczystych foliach.
    3. Suszyć folię w temperaturze 80 °C w komorze próżniowej przez 12 godzin.
    4. Ostrożnie usuń folię z powierzchni szkła za pomocą małej cienkiej szpatułki i przechowuj folię zasilacza w przezroczystej kopercie po kolejnym użyciu w celu charakterystyki mechanicznej.
  2. Testy wytrzymałościowo-odkształceniowe na foliach z elastomeru polisiloksanowo-mocznikowego
    1. Przygotuj wycięte próbki w kształcie kości psa z folii zasilacza zgodnie z Keiper45 (typ S2). Umieść folię zasilacza, która jest pokryta foliami kopertowymi, pod nożem do dziurkowania o kształcie pokazanym na rysunku 4. Popchnąć dźwignię w dół, aby wybić próbkę do badań i przechowywać ją przez co najmniej 72 godziny w temperaturze otoczenia (23 ± 2 °C).
    2. Włączyć maszynę do prób rozciągania i komputer. Uruchom oprogramowanie, klikając ikonę. Wybierz metodę jako próbę rozciągania i sprawdź, czy w maszynie wytrzymałościowej zainstalowany jest właściwy czujnik wagowy (100 N).
    3. Wybierz asystenta metody i sprawdź, czy wszystkie ustawienia testu są poprawne. Przejdź do testu wstępnego i sprawdź, czy aktywowane są następujące ustawienia: oryginalna długość próbki (L0) przy 20 mm, napięcie wstępne przy 0,1 MPa oraz prędkość do momentu osiągnięcia napięcia wstępnego przy 5 mm/min.
    4. Przejdź do parametru testowego i sprawdź, czy aktywowane są następujące ustawienia: prędkość do wyznaczenia modułu Younga przy 1 mm/min, prędkość do pęknięcia próbki przy 25 mm/min, detekcja pęknięcia próbki przy 80% Fmax, wyznaczenie modułu Younga przy regresji, początek wyznaczania modułu Younga przy odkształceniu 2%, i koniec wyznaczania modułu Younga przy 6% odkształceniu. Opuść asystenta metody i przełącz się na główne okno oprogramowania.
    5. Naciśnij przycisk włączania na maszynie testującej i kliknij przycisk przejdź do pozycji wyjściowej w głównym oknie oprogramowania.
    6. Usuń folie ochronne i sprawdź próbkę pod polaryzatorem krzyżowym, aby wykluczyć jakiekolwiek naprężenia wewnętrzne. Zmierzyć grubość i szerokość próbki za pomocą kalibru. Następnie wprowadź wartości grubości i szerokości próbki w odpowiednich polach w głównym oknie oprogramowania.
    7. Zamocuj próbkę do badań między górnymi szczękami zaciskowymi maszyny wytrzymałościowej. Kliknij przycisk zero force w głównym oknie oprogramowania. Zamocuj dolny koniec próbki do badań między dolnymi szczękami zaciskowymi maszyny wytrzymałościowej.
      UWAGA: Jeśli powierzchnie szczęk zaciskowych są śliskie, umieść końce próbki między drobnoziarnistym papierem ściernym, aby zapobiec ślizganiu się próbki podczas pomiaru.
    8. Kliknij przycisk rozpoczęcia pomiaru, aby rozpocząć próbę rozciągania.
    9. Po zakończeniu pomiaru należy postępować zgodnie z krokami 4.2.6 i 4.2.7. Po zamocowaniu próbki do badań między górnymi szczękami zaciskowymi i wybraniu siły zerowej, należy wybrać przycisk przejdź do pozycji początkowej w oknie głównym oprogramowania. Następnie zamocuj dolny koniec próbki testowej między dolnymi szczękami zaciskowymi i ponownie rozpocznij pomiar.
    10. Powtórzyć kroki 4.2.6 - 4.2.8 dla jednej próbki zasilacza co najmniej dodatkowe 3 razy w celu statystycznej oceny modułu Younga, wytrzymałości na rozciąganie i wydłużenia przy zerwaniu.
  3. Testy histerezy na foliach elastomerowych zasilacza
    1. Włączyć maszynę do prób rozciągania i komputer. Uruchom oprogramowanie, klikając ikonę. Wybierz metodę jako cykliczną próbę rozciągania i sprawdź montaż prawidłowego ogniwa obciążnikowego (100 N) w maszynie wytrzymałościowej.
    2. Wybierz asystenta metody i sprawdź, czy wszystkie ustawienia testu są poprawne. Przejdź do testu wstępnego i sprawdź, czy aktywowane są następujące ustawienia: oryginalna długość próbki (L0) przy 20 mm, napięcie wstępne przy 0,05 MPa oraz prędkość do momentu osiągnięcia napięcia wstępnego przy 5 mm/min.
    3. Przejdź do parametru testowego i sprawdź aktywację następujących ustawień: liczba cykli przy 10, obciążenie wartości zadanej przy 100% odkształceniu, odciążenie wartości zadanej przy 0% odkształceniu oraz prędkość przy 25 mm/min. Opuść asystenta metody i przełącz się na główne okno oprogramowania.
    4. Wykonaj kroki 4.2.5 - 4.2.8.
    5. Powtórz pomiary histerezy z dwiema próbkami w celu oceny statystycznej. Obliczyć histerezę mechaniczną dla każdego cyklu zgodnie z następującym równaniem.
      figure-protocol-7 (4)

5. Procedura hodowli komórek HaCaT

  1. Ogrzej krioprobówkę z komórkami HaCaT i zmodyfikowaną pożywką Eagle'a (DMEM) firmy Dulbecco w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Pod stołem bezpieczeństwa mikrobiologicznego szybko przenieś zawiesinę komórek do stożkowej probówki wirówkowej o pojemności 10 ml, która jest wypełniona ciepłym DMEM.
    1. Zawiesinę komórkową należy poddać wirowaniu przez 6 minut przy 845 x g. Odrzucić większość supernatantu za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura, która jest podłączona do pompy próżniowej, i ponownie zawiesić osad komórek w pozostałym płynie, delikatnie pipetując aglomeraty komórek w górę iw dół za pomocą pipety Eppendorf.
    2. Przenieść zawieszone komórki do kolby hodowlanej o średnicy 25 cm i dodać 9 ml DMEM, który uzupełnia się 10% FBS. Inkubować komórki w temperaturze 37 ± 1 °C i 5% CO2 w komorze inkubatora. Kontroluj proliferację komórek codziennie za pomocą odwróconego mikroskopu. Zmieniaj DMEM co trzeci dzień, aż komórki staną się subkonfluentne.
    3. Wykonaj przejście przez komórkę pod stołem bezpieczeństwa, wyjmując DMEM za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura. Dodaj 10 ml buforu PBS, aby przepłukać warstwę komórek. Ponownie usunąć bufor PBS za pomocą jednorazowej szklanej pipety Pasteura.
    4. Dodać 1 ml roztworu trypsyny/EDTA do kolby do hodowli komórkowych o średnicy 25cm2 w celu odłączenia komórek i inkubacji w komorze inkubatora CO2 . Sprawdź, czy komórki są obecne w zawiesinie, używając mikroskopu odwróconego.
    5. Dodaj 3 ml DMEM do kolby do hodowli komórkowych, aby dezaktywować trypsynę. Przenieść zawiesinę komórek do probówki wirówkowej i poddać komórki wirowaniu przez 6 minut przy 845 x g. Usunąć większość supernatantu za pomocą szklanej pipety Pasteura. Ponownie zawiesić komórki w pozostałym DMEM i dodać 10 ml świeżego ciepłego DMEM, który jest uzupełniony 10% FBS.
    6. Przenieść 5 ml zawiesiny komórkowej do każdej z 75 cm2 kolb do hodowli komórkowych i dodać 15 ml świeżego ciepłego DMEM, uzupełnionego 10% FBS. Hodować komórki HaCaT w temperaturze 37 ± 1 °C i 5% CO2 w komorze inkubatora CO2 do momentu, aż komórki staną się subkonfluentne.
    7. Powtórzyć przejście komórkowe zgodnie z krokami 5.1.3 - 5.1.6, ale tym razem użyj 2 ml roztworu trypsyny/EDTA i 6 ml DMEM do dezaktywacji trypsyny.

6. Procedura badania żywotności komórek MTS przy użyciu komórek HaCaT

UWAGA: Testy cytotoksyczności in vitro zostały przeprowadzone zgodnie z Wenzelewski46, przy użyciu ekstraktów z pożywki komórkowej. Próbki PSU i próbki poliuretanu klasy biomedycznej sterylizowano przy użyciu tlenku etylenu.

  1. Hodować komórki HaCaT w temperaturze 37 ± 1 °C i 5% CO2 w DMEM, który jest uzupełniony 10% FBS w kolbie do hodowli komórkowych o długości 75cm2. Wykorzystać komórki do badań cytotoksyczności in vitro, przynajmniej po czwartym pasażu.
    1. Dodać sterylne próbki PSU i materiału odniesienia (0,7 g) do stożkowych probówek wirówkowych o pojemności 50 ml i ekstrahować próbki za pomocą DMEM, bez FBS, przez 72 ± 2 godziny w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przy stosunku ekstrakcji 0,1 g/ml. Na każdą próbkę zasilacza należy użyć trzech ekstraktów. Przygotować ślepe próbki, napełniając DMEM, bez FBS, stożkowymi probówkami wirówkowymi o pojemności 50 ml i przeprowadzić tę samą ekstrakcję.
    2. W 2 dniu procedury ekstrakcji należy przeprowadzić oddzielenie komórek zgodnie z krokami 5.1.3 - 5.1.5 za pomocą 2 ml trypsyny/EDTA i 6 ml DMEM. Pobrać 100 μl podwielokrotności zawiesiny komórek i dodać 100 μl DMEM. Z tej rozcieńczonej zawiesiny pobrać 20 μl podwielokrotności i dodać 10 μl 0,5% roztworu błękitu trypanowego, aby zabarwić martwe komórki.
    3. Inkubować komórki przez 2 minuty. Napełnić hemocytometr za pomocą mikropipety i natychmiast policzyć komórki w czterech komorach. Oblicz liczbę komórek żywotnych i nieżywotnych, aby ocenić żywotność komórek w procentach.
      UWAGA: Alternatywnie komórki można policzyć za pomocą systemu zliczania komórek.
    4. Nasiona komórek HaCaT (czwarte pasaże) w stężeniu 20 x 103 komórek/basenik w 200 μl DMEM do 96-dołkowych mikropłytek i inkubować komórki przez 24 godziny w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
    5. W 3 dniu, po ekstrakcji, dodać 10% FBS do każdej z próbek ekstraktu i ślepych próbek, a następnie ogrzać próbki do temperatury 37 °C w łaźni wodnej. Usunąć DMEM z każdej studzienki z nasionami i zastąpić pożywkę ekstraktami, ślepymi próbkami i odpowiednimi kontrolami dodatnimi i ujemnymi. Dla każdego ekstraktu PSU (należy użyć trzech ekstraktów dla każdej próbki PSU) pipetować 200 μl ekstraktu do sześciu studzienek.
    6. Pobrać pipetą 200 μl ślepej próbki (DMEM + 10% FBS) do sześciu dołków. Odpipetować 200 μl świeżego DMEM, uzupełnionego 10% FBS (kontrola ujemna), do sześciu studzienek. Odpipetować 200 μl kontroli pozytywnej (DMEM + 10% FBS + 1% SDS) do sześciu studzienek. Inkubować komórki z ekstraktami i kontrolami przez 24 godziny w temperaturze 37 °C i 5% CO2,
      UWAGA: W celu przygotowania kontroli pozytywnej należy przygotować 20% roztwór SDS w wodzie i rozcieńczyć go DMEM w stosunku 1:2. Następnie należy go dodatkowo rozcieńczyć DMEM, aby przygotować 1% roztwór SDS.
    7. W 4 dniu, na krótko przed końcem czasu inkubacji, należy przygotować roztwór podstawowy MTS i DMEM bez FBS (na każdą studzienkę należy użyć 20 μL roztworu MTS + 100 μL DMEM). Po czasie inkubacji usunąć ekstrakty, roztwory ślepe i kontrole, a następnie odpipetować 120 μl roztworu podstawowego MTS do każdej studzienki, a także do sześciu studzienek bez komórek w celu określenia tła. Inkubować komórki przez 4 godziny w temperaturze 37°C i 5% CO2 .
    8. W 4 dniu po inkubacji roztworu MTS zmierzyć absorbancję każdej studzienki przy długości fali 492 nm, używając czytnika mikropłytek. Odejmij zmierzoną absorbancję tła od absorbancji dołków z nasionami. Zakładamy, że zmierzone wartości absorbancji z kontroli dodatniej reprezentują 0 % proliferacji i należy ustawić te wartości absorbancji na 0. Załóżmy, że zmierzone wartości absorbancji z kontroli ujemnej reprezentują 100% proliferację i ustaw te wartości na 100.
    9. Obliczyć proliferację komórek na podstawie wartości absorbancji jako procent wartości absorbancji z kontroli ujemnej (100% proliferacji) i kontroli pozytywnej (0% proliferacji). Oceń ekstrakty próbek, które wykazują proliferację komórek do 81%, jako niecytotoksyczne.
      UWAGA: Zgodnie z informacjami dostawcy47, zmierz absorbancję później. Odpipetować 25 μl 10% roztworu SDS do każdego dołka, aby zatrzymać reakcję i przechowywać mikropłytkę do 18 godzin, chroniąc przed światłem w temperaturze pokojowej w wilgotnej komorze.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Równowaga łańcucha pierścieniowego D4 i D4Me,Ph z blokerem końcowym APTMDS dała odpowiednio zakończone aminopropylem polidimetylosiloksany i kopolimery polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu, które zostały zsyntetyzowane o masie cząsteczkowej między 3 000 a 33 000 g·mol-1 poprzez dostosowanie stosunku monomerów między D4 a APTMDS (Rysunek 6). Masy cząsteczkowe figure-results-1 przygotowanych PDMS, które wyznaczono na podstawie widma 1H-NMR (ryc. 5), były podobne do wartości uzyskanych z miareczkowania. Wartości te były zgodne z obliczonymi teoretycznymi masami cząsteczkowymi do 15 000 g·mol-1. Podczas otrzymywania PDMS o większych masach cząsteczkowych uzyskane masy cząsteczkowe były nieco większe niż zakładane w obliczeniach teoretycznych. Kopolimeryzacja cyklicznego siloksanu z wiszącymi grupami fenylowymi D4Me, Ph została uznana za udaną w przypadku nieznacznego zwiększenia indeksu załamania światła polisiloksanów. Współczynnik załamania światła (określony za pomocą refraktometru Abbego w temperaturze 37 °C) wzrósł z 1,401 (niezmodyfikowany PDMS) do 1,4356 (14 mol% metylo-fenylo-siloksan) (Rysunek 7). Elastomery PSU zsyntetyzowano w dwóch etapach przy użyciu przygotowanych PDMS zakończonych aminopropylem, alifatycznego diizocyjanianu H12MDI i APTMDS, przy użyciu THF jako rozpuszczalnika. Metoda ta pozwoliła na skonstruowanie wysokocząsteczkowych zasilaczy o segmentowej strukturze segmentów miękkich (PDMS) i segmentów twardych (diizocyjanian + mocznik). Spektroskopia FTIR inline potwierdziła niezwykle szybką reakcję grup izocyjanianowych z grupami aminowymi z PDMS i przedłużacza łańcucha APTMDS (Rysunek 3 i Rysunek 8). W przeciwieństwie do przygotowania elastomerów poliuretanowych, które zajmuje kilka godzin, przygotowanie elastomerów PSU było wygodne. Przezroczystość i właściwości mechaniczne elastomerów PSU zależały od masy cząsteczkowej PDMS. Przezroczyste folie elastomerowe PSU wykazywały przepuszczalność >90% do masy cząsteczkowej PDMS 18 000 g·mol-1. Przy wyższych masach cząsteczkowych PDMS folie PSU stawały się coraz bardziej nieprzezroczyste (Rysunek 9). Wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS można było przygotować miękkie elastomery PSU. Moduł Younga elastomerów PSU zmniejszył się z ~5,5 MPa (przy masie cząsteczkowej PDMS 3 000 g·mol-1) do 0,6 MPa (przy masie cząsteczkowej PDMS ≥26 000 g·mol-1) (Rysunek 10). Co więcej, histereza mechaniczna, która została wykorzystana do oceny stabilności mechanicznej przy powtarzającym się przyłożeniu naprężeń, została zmniejszona w przypadku elastomerów zasilacza, gdy zostały one przygotowane z PDMS o dużej masie cząsteczkowej. Wartości histerezy dla pierwszego cyklu przy 100% odkształceniu zmniejszyły się z 54% (przy masie cząsteczkowej PDMS 3 000 g·mol-1) do 6% (przy masie cząsteczkowej PDMS 33 000 g·mol-1) (Rysunek 11). Zastosowana metoda syntezy pozwoliła na otrzymanie elastomerów PSU, które nie uwalniają pozostałości cytotoksycznych, czego przykładem są testy żywotności komórek przeprowadzone z ekstraktami niektórych wybranych elastomerów PSU na komórkach HaCaT (Rysunek 12).

figure-results-2
Rysunek 1: Synteza katalizatora tetrametyloamonio-3-aminopropylodimetylosilananu.
Pentahydrat wodorotlenku tetrametyloamonu (TMAH) i 1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodidiloksan (APTMDS) przechodziło reakcję 2 godzin w THF w temperaturze 80 °C. Katalizator tetrametyloamonio-3-aminopropylo-dimetylosilanolan otrzymuje się w postaci białego ciała stałego po umyciu surowego produktu THF. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 2: Droga syntezy polidimetylosiloksanów zakończonych aminopropylem (PDMS) i kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanów. Cykliczne monomery D4 / D4Me,Ph równoważy się za pomocą endblokera disiloksanu APTMDS w temperaturze 80 °C przez 24 godziny przy użyciu katalizatora tetrametyloamonio-3-aminopropylodimetylosilananu. Rysunek ten został zmodyfikowany na podstawie Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 3: Dwuetapowa synteza segmentowych elastomerów mocznikowych (PSU) na bazie polisiloksanu. W pierwszym etapie po reakcji H12MDI z polisiloksanem zakończonym aminopropylem powstaje prepolimer zawierający aktywne grupy izocyjanianowe (R =CH3: PDMS; R = Ph; kopolimer). W drugim etapie masa cząsteczkowa polimeru jest zwiększana w wyniku reakcji pozostałych aktywnych grup izocyjanianowych z przedłużaczem łańcucha APTMDS. Otrzymany elastomer jest segmentowanym polimerem składającym się z twardych segmentów mocznika i miękkich segmentów silikonowych. Rysunek ten został zmodyfikowany na podstawie Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 4: Specyfikacja próbki testowej w kształcie kości psa do badań wytrzymałościowo-odkształceniowych. Ten rysunek został zmodyfikowany z Keiper45. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 5: 1widmo H-NMR polidimetylosiloksanu zakończonego aminopropylem. Do obliczenia masy cząsteczkowej wykorzystano wartości całkowania protonów metylenu d (δ 2,69 ppm) i b (δ 0,56 ppm) oraz protonów metylu a (δ ~ 0,07 ppm). Pik c (δ ~1,5 ppm) jest nałożony na szczyt HDO 49, co odpowiada wymianie protonów śladów wody z rozpuszczalnikiem CDCl3; W związku z tym pik ten nie jest używany do obliczania masy cząsteczkowej. Masa cząsteczkowa PDMS w tym widmie wynosi ~16 365 g·mol-1. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 6: Liniowa korelacja między masą cząsteczkową figure-results-8 polidimetylosiloksanów zakończonych aminopropylem a stężeniem endblokera. figure-results-9 wartości zostały określone za pomocą 1Spektroskopia H-NMR, miareczkowanie grup końcowych aminowych i obliczenia teoretyczne zgodnie z równaniem (1). Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-10
Rysunek 7: Współczynniki załamania światła kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanowych zakończonych aminopropylem. Współczynniki załamania światła (RI) kopolimerów polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu oznaczono w temperaturze 20 °C (czarne kwadraty) i 37 °C (czerwone kółka) za pomocą refraktometru Abbego. Wartości RI rosły liniowo wraz z ilością włączonych jednostek metylo-fenylo-siloksanu. Wartości RI przy 0 mol% reprezentują wartości niezmodyfikowanych PDMS o masie cząsteczkowej porównywalnej z kopolimerami polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanu. Optymalna RI 1,4346 (37 °C) została uzyskana dla kopolimeru o stężeniu 14% molowym metylofenylosiloksanu. Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58590/58590fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-11
Rysunek 8: Konwersja izocyjanianów podczas syntezy polidimetylosiloksanu-mocznika (PSU). Rysunek ten przedstawia zależny od czasu wykres pasma absorpcji NCO na wysokości 2 266cm1, po którym następuje spektroskopia FTIR-ATR w linii podczas syntezy PSU. Po dodaniu polidimetylosiloksanu zakończonego aminopropylem wysokość pasma NCO zmniejszyła się, co wskazuje na tworzenie się łańcuchów prepolimerowych zakończonych NCO. Po dodaniu przedłużacza łańcucha APTMDS, pasmo NCO całkowicie zniknęło z widm IR. Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.50. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-12
Rysunek 9: Zależność transmitancji warstw elastomerowych PSU przy długości fali 750 nm od masy cząsteczkowej polidimetylosiloksanu. Przepuszczalność folii PSU określono za pomocą spektroskopii UV-Vis. Przepuszczalność PSU przy 750 nm (górna krawędź widzialnego spektrum) wynosiła >90%, jeśli PSU zostały zsyntetyzowane przy użyciu PDMS o masie cząsteczkowej w zakresie od 3 000 do 18 000 g·mol-1. Wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS zwiększyła się nieprzezroczystość folii. Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-13
Rysunek 10: Moduł Younga elastomerów PSU w funkcji masy cząsteczkowej polidimetylosiloksanu. Moduły Younga (YM) wyznaczono na podstawie pomiarów naprężenie-odkształcenie folii zasilacza. Wartości są wyrażone jako średnia wartość uzyskana z pięciu powtórzonych pomiarów. Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe. Największy spadek YM zaobserwowano w przypadku zasilaczy syntetyzowanych z PDMS w zakresie od 3 000 do 9 000 g·mol-1. Przy masach cząsteczkowych PDMS od 12 000 do 18 000 g·mol-1 wartości YM wynosiły od 1,5 MPa do 1,0 MPa. Przy masach cząsteczkowych większych niż 26 000 g·mol-1 wartości YM wynosiły ~0,6 MPa. Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-14
Rysunek 11: 100% krzywe histerezy elastomerów zasilacza. Przedstawiono krzywe histerezy pierwszego cyklu elastomerów zasilacza przy wydłużeniu 100%. Oznaczenie polimeru odnosi się do masy cząsteczkowej PDMS (np. PSU-3T to elastomer polimocznikowy przygotowany z PDMS o masie cząsteczkowej 3 000 g·mol-1). Najwyższą histerezę mechaniczną (43% - 54%) zaobserwowano w elastomerach PSU syntetyzowanych z PDMS o niskiej masie cząsteczkowej, na co wskazują wyraźne krzywe histerezy. Histereza zmniejszała się wraz ze wzrostem masy cząsteczkowej PDMS z 14% (15 000 g·mol-1) do 6% (33 000 g·mol-1). Rysunek ten został przedrukowany za zgodą Riehle et al.48. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58590/58590fig11large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-15
Rycina 12: Wyniki badań cytotoksyczności in vitro na komórkach HaCaT poddanych działaniu ekstraktów z PSU. Rysunek ten przedstawia proliferację komórek HaCaT traktowanych ekstraktami elastomerów PSU z pożywką komórkową. Wartości są wyrażone jako średnia wartość uzyskana z trzech badanych ekstraktów na próbkę, z sześcioma powtórzonymi pomiarami dla każdego ekstraktu (łącznie 18 powtórzeń). Słupki błędów reprezentują odchylenie standardowe od tych pomiarów. Ślepa próba reprezentuje pożywkę komórkową DMEM (bez próbki), która została potraktowana analogicznie do pożywki komórkowej użytej do ekstrakcji. Jako materiał referencyjny wybrano polieter uretanowy klasy medycznej. Jako reprezentatywne próbki testowe wybrano elastomery polimocznikowe na bazie silikonu (PSU-18T, PSU-16T i PSU-14Ph), które oparto na PDMS o masie cząsteczkowej 18 000 i 16 000 g·mol-1 (PSU-18T i PSU-16T), natomiast PSU-14Ph oparto na kopolimerze polidimetylo-metylo-fenylo-siloksanowym o zawartości 14 mol% metylofenylo-siloksanu i masie cząsteczkowej ~16 600 g·mol-1. Średnia proliferacja komórek HaCaT, traktowanych ekstraktami elastomerów PSU, oraz poliuretanu referencyjnego wynosiła 100% i więcej. W związku z tym ekstrakty z elastomerów PSU i poliuretanu referencyjnego nie są cytotoksyczne. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby osiągnąć PDMS zakończony aminopropylem o dużej masie cząsteczkowej poprzez równoważenie łańcucha pierścieniowego, kluczowe znaczenie ma użycie bezwodnego, silnie zasadowego katalizatora. Inne zwykle stosowane katalizatory, takie jak wodorotlenek tetrametyloamonu (TMAH) lub wodorotlenek potasu (KOH), zawierają pozostałości wody, które sprzyjają reakcjom ubocznym; w związku z tym otrzymuje się mieszaninę dwufunkcyjnych, monofunkcyjnych i niefunkcjonalnych łańcuchów PDMS o podobnych masach cząsteczkowych44. Ponadto, jeśli stosuje się TMAH, reakcja wymaga >48 godzin na zakończenie i nie zawsze przebiega przy całkowitym zużyciu monomeru44.

W szczególności ważenie endblokera APTMDS ma kluczowe znaczenie dla uzyskania pożądanej masy cząsteczkowej PDMS. Na przykład, zamiast 0,9 g APTMDS, jeśli do syntezy PDMS użyje się 0,85 g, jak opisano w sekcji 2.1 protokołu, doprowadzi to do teoretycznej masy cząsteczkowej około >900 g·mol-1. Ponadto teoretyczna masa cząsteczkowa zależy od konwersji. Jeżeli cykliczne produkty uboczne nie zostaną w znacznym stopniu usunięte w procesie destylacji próżniowej, uzyska się wysoką wartość konwersji. Na przykład, aby zastosować tę samą procedurę syntezy (jak w sekcji 2.1 protokołu), obliczona konwersja 90% doprowadziłaby do teoretycznie obliczonej masy cząsteczkowej; Wartość ta jest o 910 g·mol-1 większa niż w przypadku założenia konwersji na poziomie 85%. Odchylenia w oznaczaniu masy cząsteczkowej polisiloksanu przez miareczkowanie są prawdopodobnie związane z ważeniem PDMS do kolb, szczególnie jeśli do miareczkowania używana jest biureta o pojemności 50 ml. Odchylenie związane z ważeniem 0,06 g polisiloksanu może prowadzić do obliczonej różnicy ~650 g·mol-1. Dlatego zaleca się stosowanie titratora półautomatycznego.

Współczynnik załamania światła PDMS można zwiększyć przez włączenie grup fenylowych17,51, chlorowcowanych grup fenylowych52 lub grup zawierających siarkę53. Próby włączenia grup fenylowych do PDMS poprzez kopolimeryzację oktafenylocyklotetrasiloksanu (D4Ph), jak opisali Yilgör, Riffle i McGrath54, nie powiodły się w zastosowanych warunkach reakcji, prawdopodobnie dlatego, że masywny szkielet pierścieniowy uniemożliwiał zastosowanemu katalizatorowi zerwanie wiązań siloksanowych w wybranej temperaturze reakcji. Pierścień D4Ph można otworzyć, jeżeli KOH jest używany w temperaturze reakcji 160 °C. Otrzymuje się jednak polisiloksany o wyjątkowo dużej masie cząsteczkowej, które przypuszczalnie zawierają duże ilości zanieczyszczeń niefunkcjonalnych. Ponadto usunięcie katalizatora KOH z tych kopolimerów nie jest proste i wymaga etapu neutralizacji przy użyciu etanolowego HCl, a następnie ekstrakcji katalizatora w wodzie. Następnie PDMS należy rozpuścić w rozpuszczalniku organicznym, takim jak CH2Cl2, aby oddzielić fazę wodną od fazy zawierającej organiczny PDMS. Na koniec faza organiczna musi zostać wysuszona powyżejMgSO4, a następnie poddana filtracji i destylacji próżniowej przy użyciu wyparki obrotowej54. W przeciwieństwie do tego, metoda przedstawiona w tym manuskrypcie pozwala na natychmiastowe usunięcie katalizatora poprzez rozkład termiczny. Dlatego zamiast stosowania stałego monomeru D4Ph, grupy fenylowe są z powodzeniem wprowadzane do szkieletu PDMS przez kopolimeryzację ciekłego monomeru D4Me, Ph, co potwierdza spektroskopia 29Si-NMR50.

Zsyntetyzowane elastomery PSU wykazywały YM na poziomie 0,6 - 5,5 MPa oraz wysoką elastyczność przy wartościach wydłużenia do 1 000%. Tak wysokie wartości wydłużenia były związane nie tylko z segmentową strukturą polimeru, ale także z wysoką masą cząsteczkową elastomerów PSU (Mean molar mass formula \( \overline{M}_n \); essential for polymer science calculations. > 100 000 g·mol-1)48. W temperaturze pokojowej zachodzi natychmiastowa reakcja między grupami aminowymi a alifatycznymi grupami izocyjanianowymi, prowadząca do szybkiego wzrostu masy cząsteczkowej. Wynik ten został dodatkowo poparty przeprowadzeniem reakcji w rozpuszczalniku, ponieważ niewielki wzrost lepkości nie wydawał się znacząco spowalniać szybkości reakcji, co w przeciwnym razie dramatycznie wpłynęłoby na masę cząsteczkową przy prawie zrównoważonym stosunku stechiometrycznym. W przeciwieństwie do tego, gdy jako przedłużacz łańcucha zastosowano krótkołańcuchowy diol, taki jak 1,4-butanodiol, powstałe elastomery poliuretanowo-mocznikowe były nie tylko mniej elastyczne, ale także traciły znaczną stabilność mechaniczną, szczególnie jeśli do syntezy stosowano PDMS o dużej masie cząsteczkowej. Wynik ten był prawdopodobnie związany ze znacznie niską masą cząsteczkową elastomerów (wyniki nie opublikowane), odpowiadającą niepełnej konwersji wszystkich grup izocyjanianowych na ostatnim etapie poliaddycji. Ponadto różnice w reaktywności między grupami aminowymi i hydroksylowymi w stosunku do alifatycznych diizocyjanianów dramatycznie wpłynęły na wyniki uzyskane z testów cytotoksyczności in vitro . Ekstrakty elastomeru PSU przygotowane z przedłużacza łańcucha aminowego APTMDS nie wykazywały żadnego działania cytotoksycznego na komórki HaCaT (ryc. 12). Jeśli jednak użyto ekstraktów elastomeru poliuretanowo-mocznikowego na bazie siloksanów, żywotność komórek była drastycznie zmniejszona (wyniki nie zostały opublikowane), co mogło być związane z wymywaniem o niskiej masie cząsteczkowej i resztkowymi nieprzereagowanymi grupami izocyjanianowymi.

Protokół ten opisuje wygodną metodę otrzymywania aminofunkcyjnych polisiloksanów, które mogą być następnie stosowane jako makrodiaminy do syntezy elastomerów polisiloksanowo-mocznikowych o wysokiej masie cząsteczkowej. Ponieważ właściwości mechaniczne zasilaczy mogą się zmieniać w zależności od masy cząsteczkowej PDMS, możliwe jest zastosowanie tych polimerów w innych obszarach zastosowań. Ponadto procedura otrzymywania aminofunkcyjnych polisiloksanów może być stosowana do wprowadzania grup bocznych, takich jak grupy winylowe, poprzez kopolimeryzację cyklicznego siloksanu z wiszącymi grupami winylowymi (wyniki nie pokazane). Może to otworzyć nowe obszary zastosowań, w tym otrzymywanie miękkich usieciowanych żeli polisiloksanowych (np. przez hydrosililowanie katalizowane Pt z silikonem funkcyjnym wodorkowym lub przez aktywowane promieniowaniem UV dodawanie tiol-enu merkaptofunkcyjnego PDMS) (wyniki nie pokazane).

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do zadeklarowania.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Federalnemu Ministerstwu Edukacji i Badań Naukowych (BMBF) za sfinansowanie tej pracy w ramach grantu numer 13FH032I3. Z wdzięcznością dziękujemy za wsparcie finansowe ze strony Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Gepris project 253160297). Autorzy pragną również wyrazić swoje podziękowania dla Priski Kolb i Paula Schulera z Uniwersytetu w Tybindze za wykonanie 1pomiarów H-NMR i 29Si-NMR. Podziękowania należą się również firmie CSC Jäkle Chemie GmbH & Co. KG za dostarczenie H12MDI. Autorzy chcieliby podziękować Herbertowi Thelenowi i André Lemme z firmy Biotronik za przeprowadzenie sterylizacji tlenkiem etylenu próbek PSU oraz Ladzie Kitaevej (Reutlingen University) za wsparcie w pomiarach stresu, odkształcenia i histerezy.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Oktametylocyklotetrasiloksan (D4), 97 %ABCR GmbHAB111277przypuszczalnie upośledza płodność, musi zostać odgazowany przed użyciem
CAS:  556-67-2
1,3-bis(3-aminopropylo)-tetrametylodiloksan, 97%ABCR GmbH110832wrażliwy na powietrze, musi być przechowywany w atmosferze azotu
CAS:  2469-55-8
2,4,6,8-tetrametylo-2,4,6,8-tetrafenylocyklotetrasiloksan Sigma Aldrich40094klasa techniczna
CAS:  77-63-4
Tetramethyloammonium wodorotlenek pentahydratAlfa AesarL09658działa toksycznie po połknięciu i w kontakcie ze skórą, mocna zasada, wrażliwa na powietrze, higroskopijna, przechowywać w lodówce i w atmosferze azotu
CAS:  10424-65-4
4,4¢-Methylenbis(cykloheksylosocyjanian) (H12MDI)Covestro przez CSC Jä kle Chemie GmbH & Co. KGtoksycznie w przypadku wdychania, działa drażniąco na skórę i oczy
CAS:  5124-30-1
Tetrahydrofuran (bezwodny) 99,8 %Alfa Aesar44608stabilizowany BHT
CAS:  109-99-9
Chloroform 99 %Grü ssing GmbH Analytica1025125000stabilizowany etanolem, przypuszczalnie rakotwórczym, może upośledzać płodność i powodować uszkodzenia u nienarodzonego dziecka
CAS:  67-66-3
Chloroform-d, 99,8 %Sigma Aldrich151823CAS:  865-49-6
Dulbecco's modified Eagle's Medium (DMEM) o wysokiej zawartości glukozyThermo Fisher Scientific Life Technologies GmbH41965-039
Surowica bydlęca płodu (FBS)Thermo Fisher Scientific Life Technologies GmbHA3160801
Trypsyna/EDTA, 0,25 % czerwieni fenolowejThermo Fisher Scientific Life Technologies GmbH25200056
Test proliferacji komórek w roztworze wodnym (MTS)Promega GmbHG3580
Komórki HaCaTCLS Cell Lines Service GmbH300493
BioComFold Morcher GmbHskładana soczewka wewnątrzgałkowa
Akomodacyjna 1CUHuman Optics AGskładana soczewka wewnątrzgałkowa
CrystaLens Bausch i Lomb Inc.składana soczewka wewnątrzgałkowa
Silmer OH-Di10Siltech Corp.Synchronizacja polidimetylosiloksanu zakończonego karbinolem
 Visiogen Inc.dwuoptyczna, składana, mieszcząca soczewkę wewnątrzgałkową
Elast-EonAorTech International plctermoplastyczny poliuretan na bazie PDMS-PHMO do zastosowań medycznych
Pellethane 2363-80ALubrizol Nauki Przyrodnicze termoplastycznypoliuretan na bazie polieteru do zastosowań medycznych
Uniwersalna maszyna do prób rozciągania Zwick model 81565 i oprogramowanie testXpert IIZwick GmbH & Co. KGMaszyna do prób rozciągania
CASYRoche Innovatis AGSystem liczenia komórek
MultisizerBeckman Coulter System liczenia komórek w naukach przyrodniczych
działa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Berman, E. R. Biochemistry of the Eye. , Springer Science and Business Media. New York, NY. (1991).
  2. Bozukova, D., Pagnoulle, C., Jérôme, R., Jérôme, C. Polymers in modern ophthalmic implants-Historical background and recent advances. Materials Science and Engineering: R: Reports. 69 (6), 63-83 (2010).
  3. Kohnen, T., Baumeister, M., Kook, D., Klaproth, O. K., Ohrloff, C. Kataraktchirurgie mit Implantation einer Kunstlinse. Deutsches Ärzteblatt International. 106 (43), 695-702 (2009).
  4. Lace, R., Murray-Dunning, C., Williams, R. Biomaterials for ocular reconstruction. Journal of Materials Science. 50 (4), 1523-1534 (2015).
  5. Ong, H. S., Evans, J. R., Allan, B. D. S. Accommodative intraocular lens versus standard monofocal intraocular lens implantation in cataract surgery. Cochrane Database of Systematic Reviews. 5 (5), 1-44 (2014).
  6. Sheppard, A. L., Bashir, A., Wolffsohn, J. S., Davies, L. N. Accommodating intraocular lenses: a review of design concepts, usage and assessment methods. Clinical and Experimental Optometry. 93 (6), 441-452 (2010).
  7. Menapace, R., Findl, O., Kriechbaum, K., Leydolt-Koeppl, C. Accommodating intraocular lenses: a critical review of present and future concepts. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245 (4), 473-489 (2007).
  8. Dick, H. B. Accommodative intraocular lenses: current status. Current Opinion in Ophthalmology. 16 (1), 8-26 (2005).
  9. De Groot, J. H., et al. Hydrogels for an Accommodating Intraocular Lens. An Explorative Study. Biomacromolecules. 4 (3), 608-616 (2003).
  10. Nishi, O., et al. Refilling the lens with an inflatable endocapsular balloon: surgical procedure in animal eyes. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 230 (1), 47-55 (1992).
  11. Nishi, O., Nishi, K. Accommodation amplitude after lens refilling with injectable silicone by sealing the capsule with a plug in primates. Archives of Ophthalmology. 116 (10), 1358-1361 (1998).
  12. Nishi, O., Nishi, K., Mano, C., Ichihara, M., Honda, T. Lens refilling with injectable silicone in rabbit eyes. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 24 (7), 975-982 (1998).
  13. Nishi, O., Nakai, Y., Mizumoto, Y., Yamada, Y. Capsule opacification after refilling the capsule with an inflatable endocapsular balloon. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 23 (10), 1548-1555 (1997).
  14. Koopmans, S. A., et al. Accommodative Lens Refilling in Rhesus Monkeys. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  15. de Groot, J. H., et al. Injectable intraocular lens materials based upon hydrogels. Biomacromolecules. 2 (3), 628-634 (2001).
  16. Hao, X., et al. Functionalised polysiloxanes as injectable, in situ curable accommodating intraocular lenses. Biomaterials. 31 (32), 8153-8163 (2010).
  17. Hao, X., et al. High refractive index polysiloxane as injectable, in situ curable accommodating intraocular lens. Biomaterials. 33 (23), 5659-5671 (2012).
  18. Han, Y. K., et al. In vitro and in vivo study of lens refilling with poloxamer hydrogel. British Journal of Ophthalmology. 87, 1399-1402 (2003).
  19. Glasser, A. Accommodation: Mechanism and Measurement. Ophthalmology Clinics. 19 (1), 1-12 (2006).
  20. Glasser, A. Restoration of accommodation. Current Opinion in Ophthalmology. 17 (1), 12-18 (2006).
  21. Tomas-Juan, J., Murueta-Goyena, L. A. Axial movement of the dual-optic accommodating intraocular lens for the correction of the presbyopia: Optical performance and clinical outcomes. Journal of Optometry. 8 (2), 67-76 (2015).
  22. McLeod, S. D., Vargas, L. G., Portney, V., Ting, A. Synchrony dual-optic accommodating intraocular lens: Part 1: Optical and biomechanical principles and design considerations. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 33 (1), 37-46 (2007).
  23. McDonald, J. P., et al. Sarfarazi Elliptical Accommodating IntraOcular Lens (EAIOL) in Rhesus Monkey Eyes In Vitro and In Vivo. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44 (13), 256(2003).
  24. Ossma, I. L., et al. Synchrony dual-optic accommodating intraocular lens: Part 2: Pilot clinical evaluation. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 33 (1), 47-52 (2007).
  25. Alio, J. L., Plaza-Puche, A. B., Montalban, R., Ortega, P. Near visual outcomes with single-optic and dual-optic accommodating intraocular lenses. Journal of Cataract Refractive Surgery. 38 (9), 1568-1575 (2012).
  26. Chen, Q., Liang, S., Thousas, G. A. Elastomeric biomaterials for tissue engineering. Progress in Polymer Science. 38, 584-671 (2013).
  27. Ward, R. S., Jones, R. L. Polyurethanes and Silicone Polyurethane Copolymers. Comprehensive Biomaterials. Ducheyne, P. , Elsevier Science. 431-477 (2011).
  28. Yoda, R. Elastomers for biomedical applications. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 9 (6), 561-626 (1998).
  29. Nicolson, P. C., Vogt, J. Soft contact lens polymers: an evolution. Biomaterials. 22 (24), 3273-3283 (2001).
  30. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Meijs, G. F. Mixed macrodiol-based siloxane polyurethanes: effect of the comacrodiol structure on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 78 (5), 1071-1082 (2000).
  31. Sheth, J. P., et al. Structure-property behavior of poly(dimethylsiloxane) based segmented polyurea copolymers modified with poly(propylene oxide). Polymer. 46 (19), 8185-8193 (2005).
  32. Yilgor, I., Yilgor, E. Silicone-urea copolymers modified with polyethers. ACS Symposium Series. 964, Science and Technology of Silicones and Silicone-Modified Materials. 100-115 (2007).
  33. Elast-Eon biocompatible polyurethane - CSIROpedia. , Available from: https://csiropedia.csiro.au/elast-eon-biocompatible-polyurethane/ (2008).
  34. Gunatillake, P. A., Meijs, G. F., McCarthy, S. J., Adhikari, R. Poly(dimethylsiloxane)/poly(hexamethylene oxide) mixed macrodiol based polyurethane elastomers. I. Synthesis and properties. Journal of Applied Polymer Science. 76 (14), 2026-2040 (2000).
  35. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Meijs, G. F. Low-modulus siloxane-based polyurethanes. I. Effect of the chain extender 1,3-bis(4-hydroxybutyl)1,1,3,3-tetramethyldisiloxane (BHTD) on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 83 (4), 736-746 (2002).
  36. Adhikari, R., Gunatillake, P. A., McCarthy, S. J., Bown, M., Meijs, G. F. Low-modulus siloxane-polyurethanes. Part II. Effect of chain extender structure on properties and morphology. Journal of Applied Polymer Science. 87 (7), 1092-1100 (2003).
  37. Martin, D. J., et al. Polydimethylsiloxane/polyether-mixed macrodiol-based polyurethane elastomers: biostability. Biomaterials. 21 (10), 1021-1029 (2000).
  38. Simmons, A., et al. Long-term in vivo biostability of poly(dimethylsiloxane)/poly(hexamethylene oxide) mixed macrodiol-based polyurethane elastomers. Biomaterials. 25 (20), 4887-4900 (2004).
  39. Gunatillake, P. A., Martin, D. J., Meijs, G. F., McCarthy, S. J., Adhikari, R. Designing biostable polyurethane elastomers for biomedical implants. Australian Journal of Chemistry. 56 (6), 545-557 (2003).
  40. Briganti, E., et al. Silicone based polyurethane materials: a promising biocompatible elastomeric formulation for cardiovascular applications. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 17 (3), 259-266 (2006).
  41. Lim, F., Buchko, C., Shah, A., Simhambhatla, M. Medical device formed of silicone-polyurethane. U.S. Patent Application. , 09/879,023 (2002).
  42. Ward, R., Anderson, J., McVenes, R., Stokes, K. In vivo biostability of polysiloxane polyether polyurethanes: Resistance to biologic oxidation and stress cracking. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 77 (3), 580-589 (2006).
  43. Hermans, E. A., et al. Development of a ciliary muscle-driven accommodating intraocular lens. Journal of Cataract & Refractive Surgery. 34 (12), 2133-2138 (2008).
  44. Hoffman, J. J., Leir, C. M. Tetramethylammonium 3-aminopropyl dimethylsilanolate-A new catalyst for the synthesis of high purity, high molecular weight α,ω-bis(aminopropyl) polydimethylsiloxanes. Polymer International. 24, 131-138 (1991).
  45. Keiper, F. D. I. N. Prüfung von Kautschuk und Elastomeren - Bestimmung von Reißfestigkeit, Zugfestigkeit, Reißdehnung und Spannungswerten im Zugversuch. Deutsches Institut für Normung e.V. , (2017).
  46. Wenzelewski, K. DIN EN ISO 10993-5. Biologische Beurteilung von Medizinprodukten - Teil 5: Prüfungen auf In-vitro-Zytotoxizität (ISO 10993-5:2009); Deutsche Fassung EN ISO 10993-5:2009. Deutsches Institut für Normung e.V. , (2009).
  47. Promega. CellTiter 96® AQ One Solution Cell Proliferation Assay. Technical Bulletin. , Available from: https://www.promega.com/-/media/files/resources/protocols/technical-bulletins/0/celltiter-96-aqueous-one-solution-cell-proliferation-assay-system-protocol.pdf (2012).
  48. Riehle, N., et al. Influence of PDMS molecular weight on transparency and mechanical properties of soft polysiloxane-urea-elastomers for intraocular lens application. European Polymer Journal. 101, 190-201 (2018).
  49. Gottlieb, H. E., Kotlyar, V., Nudelman, A. NMR Chemical Shifts of Common Laboratory Solvents as Trace Impurities. Journal of Organic Chemistry. 62 (21), 7512-7515 (1997).
  50. Riehle, N., Götz, T., Kandelbauer, A., Tovar, G. E. M., Lorenz, G. Data on the synthesis and mechanical characterization of polysiloxane-based urea-elastomers prepared from amino-terminated polydimethylsiloxanes and polydimethyl-methyl-phenyl-siloxane-copolymers. Data in Brief. 18, 1784-1794 (2018).
  51. Christ, R., Nash, B. A., Petraitis, D. J. Optically clear reinforced silicone elastomers of high optical refractive index and improved mechanical properties for use in intraocular lenses. U.S. Patent 5494946 A. , (1993).
  52. Jha, G. S., Seshadri, G., Mohan, A., Khandal, R. K. Sulfur containing optical plastics and its ophthalmic lenses applications. e-Polymers. 8 (1), 376-402 (2008).
  53. Rogulska, M., Kultys, A., Olszewska, E. New thermoplastic poly(thiourethane-urethane) elastomers based on hexane-1,6-diyl diisocyanate (HDI). Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 114 (2), 903-916 (2013).
  54. Yilgör, I., Riffle, J. S., McGrath, J. E. Reactive Siloxane Oligomers. Reactive Oligomers. Harris, F. W., Spinelli, H. J. , American Chemical Society. Washington, DC. 161-174 (1985).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

PDMS zako czony grup aminopropylowr wnowagowanie a cuch w pier cieniowychkopolimeryzacja grupy fenylowejpomiar wsp czynnika za amania wiat aanaliza transmitancjibadanie histerezy mechanicznejocena cytotoksyczno cinapr enie rozci gaj ce i odkszta cenie

Powiązane artykuły