Artykuł metodologiczny

Supramaksymalna intensywność ćwiczeń hipoksyjnych i ocena funkcji naczyń krwionośnych u myszy

DOI:

10.3791/58708

⸱

15 marca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Angiology, Heart and Vessel Department, Lausanne University Hospital (CHUV), 2Institute of Sport Sciences, Faculty of Biology and Medicine, University of Lausanne, 3Neonatal Research Laboratory, Clinic of Neonatology, Department Woman-Mother-Child, Lausanne University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Trening o wysokiej intensywności w niedotlenieniu to protokół, który, jak udowodniono, wywołuje adaptacje naczyniowe, potencjalnie korzystne u niektórych pacjentów i poprawia zdolność sportowców do powtarzalnego sprintu. Tutaj testujemy wykonalność szkolenia myszy przy użyciu tego protokołu i identyfikujemy te adaptacje naczyniowe za pomocą oceny funkcji naczyń krwionośnych ex vivo.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Trening fizyczny jest ważną strategią dla utrzymania zdrowia i zapobiegania wielu chorobom przewlekłym. Jest to pierwsza linia leczenia zalecana przez międzynarodowe wytyczne dla pacjentów cierpiących na choroby układu krążenia, a dokładniej choroby tętnic kończyn dolnych, w których zdolność chodzenia pacjentów jest znacznie zmieniona, co wpływa na jakość ich życia.

Tradycyjnie, zarówno niskie ćwiczenia ciągłe, jak i trening interwałowy były stosowane. Ostatnio wykazano również, że trening supramaksymalny poprawia wyniki sportowców między innymi poprzez adaptacje naczyniowe. Połączenie tego rodzaju treningu z hipoksją może przynieść dodatkowy i/lub synergiczny efekt, który może być interesujący w przypadku niektórych patologii. Tutaj opisujemy, jak wykonywać sesje treningowe o supramaksymalnej intensywności w hipoksji na zdrowych myszach przy 150% ich maksymalnej prędkości, przy użyciu zmotoryzowanej bieżni i pudełka do hipoksyji. Pokazujemy również, jak przeprowadzić sekcję myszy w celu pobrania interesujących narządów, w szczególności tętnicy płucnej, aorty brzusznej i tętnicy biodrowej. Na koniec pokazujemy, jak przeprowadzić ocenę funkcji naczyń krwionośnych ex vivo na pobranych naczyniach, wykorzystując izometryczne badania naprężeń.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niedotlenieniu, zmniejszona wdychana frakcja tlenu (O2) prowadzi do hipoksemii (obniżonego ciśnienia tętniczego w niedotlenieniu) i zmienionej zdolności transportowej O21. Ostra niedotlenienie wywołuje zwiększoną aktywność współczulnego środka zwężającego naczynia krwionośne skierowaną na mięśnie szkieletowe2 i przeciwstawne "kompensacyjne" rozszerzenie naczyń krwionośnych.

Przy submaksymalnej intensywności w niedotlenieniu, to 'kompensacyjne' rozszerzenie naczyń krwionośnych, w stosunku do tego samego poziomu ćwiczeń w warunkach normoksyjnych, jest dobrze ugruntowane3. To rozszerzenie naczyń krwionośnych jest niezbędne, aby zapewnić zwiększony przepływ krwi i utrzymać (lub ograniczyć zmianę) dostarczania tlenu do aktywnych mięśni. Wykazano, że adenozyna nie odgrywa niezależnej roli w tej odpowiedzi, podczas gdy tlenek azotu (NO) wydaje się być głównym źródłem śródbłonka, ponieważ odnotowano znaczne stępienie zwiększonego rozszerzenia naczyń krwionośnych z hamowaniem syntazy tlenku azotu (NOS) podczas ćwiczeń hipoksyjnych4. Kilka innych substancji wazoaktywnych prawdopodobnie odgrywa rolę w kompensacyjnym rozszerzeniu naczyń krwionośnych podczas ćwiczeń hipoksyjnych.

To zwiększone przekrwienie hipoksyjnego wysiłku jest proporcjonalne do wywołanego niedotlenieniem spadku zawartości O2 w tętnicach i jest większe wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń, na przykład podczas intensywnych ćwiczeń przyrostowych w niedotlenieniu.

Składnik kompensacyjnego rozszerzenia naczyń krwionośnych za pośrednictwem NO, jest regulowany różnymi szlakami wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń3: jeśli stymulowany receptorem β-adrenergicznym składnik NO wydaje się najważniejszy podczas ćwiczeń o niskiej intensywności, źródło NO przyczyniające się do kompensacyjnego poszerzenia wydaje się mniej zależne od mechanizmów β-adrenergicznych wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń. Istnieją inni kandydaci do stymulowania uwalniania NO podczas ćwiczeń hipoksyjnych o większej intensywności, takich jak ATP uwalniane z erytrocytów i / lub prostaglandyny pochodzące ze śródbłonka.

Supramaximal exercise in hypoxia (nazwane w literaturze dotyczącej fizjologii ćwiczeń powtarzającym się treningiem sprinterskim w hipoksji [RSH]) to najnowsza metoda treningowa5 zapewniająca poprawę wydajności u zawodników w sportach zespołowych lub rakietowych. Ta metoda różni się od treningu interwałowego w hipoksji wykonywanego z maksymalną prędkością lub blisko niej6 (Vmax), ponieważ RSH wykonywany z maksymalną intensywnością prowadzi do większej perfuzji i dotlenienia mięśni7 i specyficznych odpowiedzi transkrypcyjnych mięśni8. Zaproponowano kilka mechanizmów wyjaśniających skuteczność RSH: podczas sprintów w niedotlenieniu kompensacyjne rozszerzenie naczyń krwionośnych i związany z tym wyższy przepływ krwi przyniosłyby większe korzyści włóknom szybkokurczliwym niż włóknom wolnokurczliwym. W związku z tym wydajność RSH będzie prawdopodobnie selektywna dla włókien i zależna od intensywności. Spekulujemy, że poprawa reakcji układu naczyniowego jest kluczowa w RSH.

Trening fizyczny był intensywnie badany na myszach, zarówno u zdrowych osób, jak i na patologicznych modelach myszy9,10. Najczęstszym sposobem trenowania myszy jest użycie bieżni dla gryzoni, a tradycyjnie stosowanym schematem jest trening o niskiej intensywności, na poziomie 40%–60%V max (określonego za pomocą przyrostowego testu na bieżni11), przez 30–60 min12,13,14,15. Trening interwałowy o maksymalnej intensywności i jego wpływ na patologie były szeroko badane na myszach16,17; W związku z tym opracowano protokoły treningu interwałowego dla myszy. Protokoły te zwykle składają się z około 10 serii biegania na 80%–100% Vmax na bieżni z napędem gryzoni, przez 1–4 minuty, przeplatanych aktywnym lub pasywnym odpoczynkiem16,18.

Zainteresowanie myszami ćwiczącymi z intensywnością supramaksymalną (tj. powyżej Vmax) w niedotlenieniu wynika z poprzednich wyników, że kompensacja mikrokrążenia rozszerzającego naczynia krwionośne i przerywana wydajność ćwiczeń są bardziej zwiększone przy intensywności supramaksymalnej niż przy maksymalnej lub umiarkowanej. Jednak, o ile nam wiadomo, nie ma wcześniejszych doniesień o supramaksymalnym protokole treningu u myszy, ani w normoksji, ani w niedotlenieniu.

Pierwszym celem niniejszego badania było przetestowanie wykonalności treningu o supramaksymalnej intensywności na myszach oraz określenie akceptowalnego i odpowiedniego protokołu (intensywność, czas trwania sprintu, regeneracja, itp.). Drugim celem była ocena wpływu różnych schematów treningowych w normoksji i niedotlenieniu na czynność naczyń krwionośnych. Dlatego testujemy hipotezy, że (1) myszy dobrze tolerują supramaksymalne ćwiczenia w hipoksji oraz (2) że ten protokół wywołuje większą poprawę funkcji naczyń krwionośnych niż ćwiczenia w normoksji, ale także niż ćwiczenia w hipoksji przy mniejszej intensywności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lokalny państwowy komitet ds. opieki nad zwierzętami (Service de la Consommation et des Affaires Vétérinaires [SCAV], Lozanna, Szwajcaria) zatwierdził wszystkie eksperymenty (autoryzacja VD3224; 01.06.2017) i wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi wytycznymi i przepisami.

1. Pomieszczenia dla zwierząt i ich przygotowanie

  1. Trzymanie od 6 do 8 tygodniowych samców myszy C57BL/6J w pomieszczeniu dla zwierząt przez co najmniej 1 tydzień przed rozpoczęciem eksperymentów, aby myszy przyzwyczaiły się do nowych warunków utrzymania. Ze względów praktycznych myszy z tej samej grupy eksperymentalnej są zwykle trzymane razem.
  2. Myszy należy przechowywać w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (22 ± 1 °C) z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności z dostępem ad libitum do pożywienia i wody.

2. Określenie maksymalnej prędkości i standardowa ocena poprawy wydajności za pomocą testu przyrostowego na bieżni

UWAGA: Następujące kroki są kluczowe dla ukończenia protokołów treningowych.

  1. Użyj zmotoryzowanej bieżni dla myszy, gdzie myszy mogą znajdować się na wielu pasach obok siebie, z nachyleniem 0° i zamontowane z siatką elektryczną ustawioną na 0.2 mA z tyłu toru, aby zachęcić myszy do biegania.
  2. Przed pierwszym testem poddaj myszy 4-dniowej aklimatyzacji na bieżni, zgodnie z poniższym protokołem.
    1. W pierwszym dniu niech myszy biegają przez 10 minut z prędkością 4,8 m/min.
    2. W dniu 2 niech myszy biegają przez 10 minut z prędkością 6 m/min.
    3. W dniu 3 niech myszy biegają przez 10 minut z prędkością 7,2 m/min.
    4. W dniu 4 niech myszy biegają przez 10 minut z prędkością 8,4 m/min.
  3. W dniu 5 poddaj myszy testowi przyrostowemu do wyczerpania, zgodnie z poniższym protokołem.
    1. Pozwól myszom rozgrzać się przez 5 minut z prędkością 4,8 m/min (przy nachyleniu 0°).
    2. Zwiększaj prędkość o 1,2 m/min co 3 minuty (np. 5 min przy 4,8 m/min, następnie 3 min przy 6 m/min, 3 min przy 7,2 m/min, 3 min przy 8,4 m/min itd.) aż do wyczerpania, które osiąga się, gdy mysz spędzi 3 kolejne sekundy na sieci elektrycznej lub otrzyma 100 wstrząsów (wyświetlanych przez urządzenie).
    3. Zapisz osiągniętą prędkość (rozpatrywaną jako Vmax), czas trwania, dystans, liczbę wstrząsów i całkowity czas spędzony na siatce.
      nuta: Typowo Vmax wynosił 28,8 ± 3,7 m/min.
    4. W trakcie treningu ponownie prześlij myszy do tego testu, aby dostosować prędkości treningu do zaktualizowanego Vmax myszy (np. jeśli protokół treningowy trwa 8 tygodni, wykonaj test przyrostowy w trakcie treningu po 4 tygodniach. W takim przypadku zastąp jeden z zaplanowanych treningów testem) i zrób to ponownie na końcu badania, aby ocenić poprawę wydajności.
    5. Wprowadź 48-godzinny okres odpoczynku przed i po tym teście.
      nuta: Wszystkie testy przyrostowe zostały wykonane rano.

3. Środowisko niedotlenione

  1. W przypadku sesji treningowych w hipoksji umieść bieżnię w pudełku do hipoksyi (Rysunek 1) połączonym z mieszalnikiem gazów. Używaj skalibrowanego pulsoksymetru, aby regularnie kontrolować otaczającą frakcję tlenu (FiO2 [tj. poziom hipoksji]) w pudełku.
  2. Ustaw mieszalnik gazów na 100% azotu (N2) i za pomocą pulsoksymetru sprawdź poziom niedotlenienia. Gdy FiO2 = 0,13 zmień parametr mieszalnika gazów ze 100% N2 na 13% O2.
  3. Aby uniknąć długotrwałego biernego narażenia na niedotlenienie, umieść myszy w tymczasowej mniejszej klatce ze ściółką i wzbogaceniem, a następnie szybko umieść je w pudełku po osiągnięciu FiO2 = 0,13. Sprawdzić, czy po umieszczeniu klatki w środowisku nadal panuje 13%O2; Jeśli nie, dostosuj go ponownie.
  4. Regularnie sprawdzaj poziom O2 w trakcie sesji treningowej, aby upewnić się, że pozostaje on na poziomie FiO2 = 0,13 ± 0,002.

4. Środowisko normoksyczne

  1. Podczas sesji treningowych w normoksji trzymaj bieżnię w pudełku do hipoksyji, ale zdejmij rękawice, aby było powietrze z otoczenia (FiO2 = 0,21). Celem jest odtworzenie tego samego środowiska treningowego, co myszy w niedotlenieniu.

5. Trening o supramaksymalnej intensywności

  1. Umieść myszy na poszczególnych torach w bieżni (pod kątem 0°) i poddaj je poniższemu protokołowi.
    1. Niech myszy rozgrzewają się przez 5 minut z prędkością 4,8 m/min, a następnie 5 minut z prędkością 9 m/min.
    2. Ustaw prędkość sprintów na 150% wcześniej ustalonej Vmax.
      nuta: Zazwyczaj prędkość sprintu wynosiła 42,1 ± 5,5 m/min.
    3. Trenuj myszy do czterech serii sprintów po 5 x 10 s z 20 sekundami odpoczynku między każdym sprintem. Przerwa między nimi trwa 5 minut (Rysunek 2).
      nuta: Dodaj okres ochładzania, jeśli łączne obciążenie sesji treningowej musi być zgodne z obciążeniem innej grupy treningowej.
  2. Wykonuj ten trening 3 razy w tygodniu, najlepiej z 48 godzinami między sesjami treningowymi.
  3. Używaj bawełnianych wacików jako metody uzupełniającej do wstrząsów elektrycznych, aby zachęcić myszy do biegania. Umieść bawełniany wacik w szczelinie w górnej części pasa, między myszą a siecią elektryczną i delikatnie szturchnij mysz, gdy dotrze do tylnej części bieżni. Pozwoli to uniknąć porażenia prądem i pobudzi myszy do bardziej miękkiego biegania.

6. Trening o niskiej intensywności

  1. Umieść myszy na poszczególnych torach w bieżni (pod kątem 0°) i poddaj je poniższemu protokołowi.
    1. Niech myszy rozgrzewają się przez 5 minut z prędkością 4,8 m/min, a następnie 5 minut z prędkością 7,2 m/min.
    2. Ustaw prędkość ciągłej sesji biegowej na 40% wcześniej ustalonej wartości Vmax.
      nuta: Zazwyczaj prędkość biegu ciągłego wynosiła 9,9 m/min.
    3. Trenuj myszy przez 40 minut.
    4. Wykonuj ten trening 3 razy w tygodniu z najlepiej 48 godzinami między sesjami treningowymi.
    5. Używaj bawełnianych wacików jako metody uzupełniającej do wstrząsów elektrycznych, aby zachęcić myszy do biegania.

7. Eutanazja myszy i pobieranie narządów

  1. Pod koniec protokołu treningowego i co najmniej 24 godziny po ostatnim teście przyrostowym znieczulić mysz w komorze indukcyjnej za pomocą izofluranu (4%-5% wO2 w celu wywołania znieczulenia i 1%-2% w 100%O2 w celu utrzymania znieczulenia). Potwierdź prawidłowe znieczulenie za pomocą odruchu wycofania łapy (mocno uszczypnij łapę zwierzęcia; znieczulenie uważa się za właściwe, gdy zwierzę nie reaguje na bodziec).
  2. Za pomocą igły 25 G wykonaj przezskórne nakłucie serca, aby pobrać maksymalną objętość krwi, jak opisano wcześniej19.
  3. Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy i usuń skórę myszy, przecinając pierwszą warstwę skóry na brzuchu nożyczkami z okrągłą końcówką i ciągnąc po obu stronach nacięcia (w kierunku głowy i ogona).
  4. Przetnij otrzewną pod klatką piersiową po lewej stronie myszy nożyczkami z cienką końcówką, aby dotrzeć do śledziony i usunąć ją w razie potrzeby.
    nuta: W razie potrzeby wypreparuj mięśnie.
  5. Wyciąć tętnicę płucną.
    1. Używając zarówno małych nożyczek, jak i kleszczy, usuń klatkę piersiową i oczyść obszar płuco-serce.
    2. Za pomocą pęsety "samozamykającej się" ściśnij serce jak najbliżej wierzchołka i delikatnie pociągnij, aby rozciągnąć podstawę łuku aorty i tętnicę płucną.
    3. Prawą ręką włóż zakrzywioną pęsetę pod tętnicę płucną i aortę, a następnie przesuń pęsetę nieco do tyłu, aby przytrzymać tylko tętnicę płucną (Rysunek 3).
    4. Użyj lewej ręki, aby włożyć kolejną parę pęsety, aby zastąpić tę trzymaną prawą ręką.
    5. Używając ostrych, prostych mikronożyczek w prawej ręce, wypreparuj tętnicę płucną jak najbliżej serca z jednej strony i jak najdalej z drugiej strony.
      nuta: Nie ma znaczenia, która ręka trzyma który instrument, chociaż stwierdziliśmy, że łatwiej jest ciąć prawą ręką niż lewą.
    6. Umieść go w probówce o pojemności 2 ml z zimnym buforem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) i trzymaj na lodzie.
  6. Wykonaj perfuzję całego ciała.
    1. W górnej części prawej kończyny dolnej myszy użyj pęsety, aby oczyścić zewnętrzno-wewnętrzną prawą tętnicę biodrową w dół do prawej tętnicy udowej (pod więzadłem pachwinowym). Za pomocą ostrych, prostych mikronożyczek wykonaj pełne cięcie w tętnicy udowej.
    2. Włożyć strzykawkę o pojemności 5 ml i 25 G wypełnioną zimnym PBS do lewej komory serca i delikatnie wstrzyknąć zimny PBS, aby usunąć pozostałą krew z naczyń.
      nuta: Ze względu na ekstrakcję tętnicy płucnej możliwe jest, że PBS nie krąży aż do nacięcia.
  7. Za pomocą pęsety usuń tkankę miękką otaczającą aortę od lewego i prawego więzadła pachwinowego do serca tak dokładnie, jak to możliwe.
    nuta: W razie potrzeby serce można pobrać do dalszej analizy.
  8. Za pomocą pęsety i mikronożyczek wypreparuj serce aż do najniższego punktu zewnętrznej tętnicy biodrowej (zarówno w lewej, jak i prawej kończynie) i umieść całkowicie wycięty fragment w naczyniu o średnicy 10 cm z zimnym PBS.
  9. Za pomocą pęsety i/lub mikronożyczek zakończ czyszczenie pozostałego tłuszczu wokół aorty i tętnic, delikatnie odciągając lub odcinając go od naczyń.
  10. Za pomocą mikronożyczek przetnij lewą tętnicę biodrową w rozwidleniu tętnicy biodrowej lewej i prawej i przechowuj ją do dalszej analizy.
  11. Za pomocą mikronożyczek przetnij aortę brzuszną pod lewą tętnicą nerkową i umieść pobrane naczynie w zimnym buforze PBS na lodzie (Ryc. 4).
  12. Pozostałe oczyszczone naczynie, od łuku aorty do prawej strony nad lewą tętnicą nerkową, należy przechowywać w celu dalszej analizy.

figure-protocol-1
Rysunek 4: Zdjęcie rozciętych naczyń. Pobrane naczynie od górnej części aorty brzusznej (pod lewą tętnicą nerkową) do końca prawej tętnicy biodrowej, gotowe do umieszczenia w zimnym buforze PBS na lodzie. (1) Aorta brzuszna. (2) Prawa tętnica biodrowa wspólna. (3) Tętnica biodrowa zewnętrzna. (4) Tętnica biodrowa wewnętrzna. (5) Tętnica udowa. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

8. Ocena funkcji naczyń krwionośnych ex vivo

UWAGA: Mycie odpowiada opróżnianiu i ponownym napełnianiu komór za pomocą Krebsa.

  1. Zgodnie z wcześniej opisanym protokołem20, przetnij izolowaną tętnicę płucną, aortę brzuszną i segmenty prawej tętnicy biodrowej na pierścienie naczyniowe o długości 1,0–2,0 mm i zamontuj każdy pierścień na dwóch strzemionach o średnicy 0,1 mm przechodzących przez światło.
  2. Zawiesić pierścienie naczyń w pionowych komorach narządowych wypełnionych 10 ml modyfikowanego roztworu wodorowęglanu Krebsa-Ringera (118,3 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 2,5 mM CaCl2, 1,2 mMMgSO4, 1,2 mM KH2PO4, 25,0 mMNaHCO3 i 11,1 mM glukozy) utrzymywanym w temperaturze 37 °C i napowietrzonym 95% O2-5% CO2 (pH 7,4). Jedno strzemię jest zakotwiczone na dnie komory organowej, a drugie jest połączone z tensometrem do pomiaru siły izometrycznej w gramach.
  3. Doprowadź naczynia do optymalnego napięcia spoczynkowego: rozciągnij pierścienie do 0,5 g w przypadku tętnicy płucnej, 1,5 g w przypadku tętnicy biodrowej i 2 g w przypadku aorty brzusznej i umyj je po 20-minutowym okresie równowagi. Powtórz kroki rozciągania, równoważenia i prania 1x.
  4. Aby sprawdzić żywotność naczyń, należy napić pierścienie 235 μl KCl (10-1 M) przez 10 minut, myć je przez kolejne 10 minut i ponownie skurczyć za pomocą 235 μl KCl (10-1 M) przez około 20 minut, aż do osiągnięcia plateau.
  5. Ponownie myć naczynia przez 10 minut i dodawać 58,4 μl indometacyny (10-5 M) (inhibitora aktywności cyklooksygenazy) przez co najmniej 20 minut, aby uniknąć ewentualnej interferencji endogennych prostanoidów.
  6. Dodać skumulowane dawki fenylefryny (Phe) od 10-9 (10 μL) do 10-4 M (lub 10-9 do 10-5 M dla tętnicy płucnej; 9 μL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M), aby skurczyć naczynia.
  7. Po ostatniej dawce Phe należy odczekać około 1 godziny, aż naczynia osiągną w miarę stabilny stan skurczu (plateau).
  8. Dodać skumulowane dawki zależnej od śródbłonka acetylocholiny rozszerzającej naczynia krwionośne (ACh), od 10-9 do 10-4 M (58,4 μl dla 10-9 M i naprzemiennie 12,6 μl i 40 μL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M), aby wywołać relaksację za pośrednictwem tlenku azotu (NO).
  9. Pod koniec krzywej relaksacji myj naczynia przez 10 minut i dodaj 58,4 μl indometacyny (10-5 M), a także 184 μl NG-nitro-L-argininy (NLA, 10-4 M), która jest inhibitorem NOS, przez co najmniej 20 min.
  10. Ponownie nakurcz naczynia za pomocą unikalnej dawki 10 μl Phe (10-5 i 10-4 M dla tętnicy płucnej i 10-4 M dla aorty brzusznej i tętnicy biodrowej) przez 1 godzinę, aby wywołać stosunkowo stabilny skurcz.
  11. Dodaj unikalną dawkę 40 μL ACh (10-4 M), aż do osiągnięcia plateau.
  12. Ponownie myć naczynia przez 10 minut, a następnie dodać 58,4 μl indometacyny (10-5 M) i 184 μl NLA (10-4 M) przez 20 minut.
  13. Zaopatrzyć naczynia w 10 μl Phe (10-5 i 10-4 M) na 1 godzinę.
  14. Dodać dawki skumulowane (10-9 [58,4 μL] do 10-4 M [40 μL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M]) dietyloaminy (DEA)/NO, dawcy NO, w celu oceny relaksacji indukowanej przez NO niezależnej od śródbłonka.
  15. Pod koniec eksperymentu przechowuj naczynia w ciekłym azocie do przyszłych analiz, jeśli zajdzie taka potrzeba.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O ile nam wiadomo, niniejsze badanie jest pierwszym, które opisuje program treningu o supramaksymalnej intensywności w normoksji i niedotlenieniu u myszy. W tym protokole myszy przeprowadziły cztery serie po pięć 10-sekundowych sprintów z 20-sekundową regeneracją pomiędzy każdym sprintem. Sety były przeplatane 5-minutowymi okresami rekonwalescencji. Nie wiadomo było, czy myszy będą w stanie utrzymać taki protokół i prawidłowo go wykonać. Jednak według Rysunek 5

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pierwszym celem tego badania była ocena wykonalności treningu o wysokiej intensywności u myszy w hipoksyi oraz określenie odpowiednich cech protokołu, które byłyby dobrze tolerowane przez myszy. Celowo, ponieważ nie ma danych wykorzystujących supramaksymalną (tj. większą niż Vmax) intensywność treningu u myszy, musieliśmy przeprowadzić próby oparte na poprzednich protokołach opracowanych ze sportowcami, które składały się z czterech do pięciu serii po pięć sprintów totalnych (około 200% Vmax), przep...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować Danilo Gubianowi i Stephane'owi Altausowi z warsztatu mechanicznego Szpitala Uniwersyteckiego w Lozannie (CHUV) za pomoc w stworzeniu konfiguracji hipoksyjnej. Autorzy chcieliby również podziękować Diane Macabrey i Melanie Sipion za ich pomoc w szkoleniu zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wacik bawełnianyQ-tip
Mieszalnik gazów Sonimix 7100LSI Swissgas, Genewa, SzwajcariaPrzepływ gazu: 10 l/min i 1 l/min odpowiednio dla O2 i CO2
Skrzynka hipoksyjna DomoweWykonane z pleksi
Zmotoryzowana bieżnia dla gryzoni Panlab LE-8710Bioseb, Francja
Pulsoksymetr Greisinger GOX 100GREISINGER electronic Gmbh, Regenstauf, Niemcy
Oprogramowanie SedacomBioseb, Francja
TensometrPowerLab/8SP; Instrumenty ADInstruments

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Calbet, J. A., et al. Determinants of maximal oxygen uptake in severe acute hypoxia. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 284 (2), 291-303 (2003).
  2. Hanada, A., Sander, M., González-Alonso, J. Human skeletal muscle sympathetic nerve activity, heart rate and limb haemodynamics with reduced blood oxygenation and exercise. The Journal of Physiology. 551, Pt 2 635-647 (2003).
  3. Casey, D. P., Joyner, M. J. Compensatory vasodilatation during hypoxic exercise: mechanisms responsible for matching oxygen supply to demand. The Journal of Physiology. 590 (24), 6321-6326 (2012).
  4. Casey, D. P., et al. Nitric oxide contributes to the augmented vasodilatation during hypoxic exercise. The Journal of Physiology. 588, Pt 2 373-385 (2010).
  5. Girard, O., Brocherie, F., Millet, G. P. Effects of Altitude/Hypoxia on Single- and Multiple-Sprint Performance: A Comprehensive Review. Sports Medicine. 47 (10), 1931-1949 (2017).
  6. Faiss, R., Girard, O., Millet, G. P. Advancing hypoxic training in team sports: from intermittent hypoxic training to repeated sprint training in hypoxia. British Journal of Sports Medicine. 47, Suppl 1 45-50 (2013).
  7. Brocherie, F., Girard, O., Faiss, R., Millet, G. P. Effects of Repeated-Sprint Training in Hypoxia on Sea-Level Performance: A Meta-Analysis. Sports Medicine.(Auckland, N.Z). 47 (8), 1651-1660 (2017).
  8. Brocherie, F., et al. Repeated maximal-intensity hypoxic exercise superimposed to hypoxic residence boosts skeletal muscle transcriptional responses in elite team-sport athletes. Acta Physiologica. 222 (1), 12851(2018).
  9. Pellegrin, M., et al. New insights into the vascular mechanisms underlying the beneficial effect of swimming training on the endothelial vasodilator function in apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 190 (1), 35-42 (2007).
  10. Picard, M., et al. Acute exercise remodels mitochondrial membrane interactions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 115 (10), 1562-1571 (2013).
  11. Ayachi, M., Niel, R., Momken, I., Billat, V. L., Mille-Hamard, L. Validation of a Ramp Running Protocol for Determination of the True VO2max in Mice. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  12. Pellegrin, M., et al. Running Exercise and Angiotensin II Type I Receptor Blocker Telmisartan Are Equally Effective in Preventing Angiotensin II-Mediated Vulnerable Atherosclerotic Lesions. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 22 (2), (2016).
  13. Semin, I., Acikgöz, O., Gönenc, S. Antioxidant enzyme levels in intestinal and renal tissues after a 60-minute exercise in untrained mice. Acta Physiologica Hungarica. 88 (1), 55-62 (2001).
  14. Cho, J., et al. Treadmill Running Reverses Cognitive Declines due to Alzheimer Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (9), 1814-1824 (2015).
  15. Schill, K. E., et al. Muscle damage, metabolism, and oxidative stress in mdx mice: Impact of aerobic running. Muscle & Nerve. 54 (1), 110-117 (2016).
  16. Cho, J., Kim, S., Lee, S., Kang, H. Effect of Training Intensity on Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (8), 1624-1634 (2015).
  17. Sabatier, M. J., Redmon, N., Schwartz, G., English, A. W. Treadmill training promotes axon regeneration in injured peripheral nerves. Experimental Neurology. 211 (2), 489-493 (2008).
  18. Rolim, N., et al. Aerobic interval training reduces inducible ventricular arrhythmias in diabetic mice after myocardial infarction. Basic Research in Cardiology. 110 (4), 44(2015).
  19. Lab Animal Research. Blood Withdrawal I. JoVE Science Education Database. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10246/blood-withdrawal-i (2018).
  20. Peyter, A. -C., et al. Muscarinic receptor M1 and phosphodiesterase 1 are key determinants in pulmonary vascular dysfunction following perinatal hypoxia in mice. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), 201-213 (2008).
  21. Faiss, R., et al. Significant Molecular and Systemic Adaptations after Repeated Sprint Training in Hypoxia. PLOS ONE. 8 (2), (2013).
  22. Faiss, R., et al. Repeated Double-Poling Sprint Training in Hypoxia by Competitive Cross-country Skiers. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (4), 809-817 (2015).
  23. Billat, V. L., Mouisel, E., Roblot, N., Melki, J. Inter- and intrastrain variation in mouse critical running speed. Journal of Applied Physiology. 98 (4), 1258-1263 (2005).
  24. Ferguson, S. K., et al. Effects of living at moderate altitude on pulmonary vascular function and exercise capacity in mice with sickle cell anemia. The Journal of Physiology. , (2018).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debate, K. A., Kleeberger, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Medicine & Science in Sports & Exercise. 33 (12), (2001).
  26. Wojewoda, M., et al. Running Performance at High Running Velocities Is Impaired but V'O2max and Peripheral Endothelial Function Are Preserved in IL-6-/- Mice. PLOS ONE. 9 (2), (2014).
  27. Muller, C. R., Américo, A. L. V., Fiorino, P., Evangelista, F. S. Aerobic exercise training prevents kidney lipid deposition in mice fed a cafeteria diet. Life Sciences. 211, 140-146 (2018).
  28. Petrosino, J. M., et al. Graded Maximal Exercise Testing to Assess Mouse Cardio-Metabolic Phenotypes. PLOS ONE. 11 (2), 0148010(2016).
  29. Poole, D. C., Jones, A. M. Oxygen Uptake Kinetics. Comprehensive Physiology. , (2012).
  30. Copp, S. W., Hirai, D. M., Musch, T. I., Poole, D. C. Critical speed in the rat: implications for hindlimb muscle blood flow distribution and fibre recruitment. The Journal of Physiology. 588, Pt 24 5077-5087 (2010).
  31. Kregel, K., et al. Resource Book for the Design of Animal Exercise Protocols. , American Physiological Society. (2006).
  32. Lamy, S., et al. Air puffs as refinement of electric shocks for stimulation during treadmill exercise test. The FASEB Journal. 30, 1 Supplement 1014(2016).
  33. Koenen, K., et al. Sprint Interval Training Induces A Sexual Dimorphism but does not Improve Peak Bone Mass in Young and Healthy Mice. Scientific Reports. 7, (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

wiczenia supramaksymalnetrening hipoksyjnybie nia dla myszynapi cie izometrycznesekcja t tnict tnica p ucnaaorta brzusznat tnica biodrowaadaptacja r db onka

Powiązane artykuły