Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Supramaksymalna intensywność ćwiczeń hipoksyjnych i ocena funkcji naczyń krwionośnych u myszy

8.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58708

⸱

15 marca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Angiology, Heart and Vessel Department, Lausanne University Hospital (CHUV), 2Institute of Sport Sciences, Faculty of Biology and Medicine, University of Lausanne, 3Neonatal Research Laboratory, Clinic of Neonatology, Department Woman-Mother-Child, Lausanne University Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Trening o wysokiej intensywności w niedotlenieniu to protokół, który, jak udowodniono, wywołuje adaptacje naczyniowe, potencjalnie korzystne u niektórych pacjentów i poprawia zdolność sportowców do powtarzalnego sprintu. Tutaj testujemy wykonalność szkolenia myszy przy użyciu tego protokołu i identyfikujemy te adaptacje naczyniowe za pomocą oceny funkcji naczyń krwionośnych ex vivo.

Streszczenie

Trening fizyczny jest ważną strategią dla utrzymania zdrowia i zapobiegania wielu chorobom przewlekłym. Jest to pierwsza linia leczenia zalecana przez międzynarodowe wytyczne dla pacjentów cierpiących na choroby układu krążenia, a dokładniej choroby tętnic kończyn dolnych, w których zdolność chodzenia pacjentów jest znacznie zmieniona, co wpływa na jakość ich życia.

Tradycyjnie, zarówno niskie ćwiczenia ciągłe, jak i trening interwałowy były stosowane. Ostatnio wykazano również, że trening supramaksymalny poprawia wyniki sportowców między innymi poprzez adaptacje naczyniowe. Połączenie tego rodzaju treningu z hipoksją może przynieść dodatkowy i/lub synergiczny efekt, który może być interesujący w przypadku niektórych patologii. Tutaj opisujemy, jak wykonywać sesje treningowe o supramaksymalnej intensywności w hipoksji na zdrowych myszach przy 150% ich maksymalnej prędkości, przy użyciu zmotoryzowanej bieżni i pudełka do hipoksyji. Pokazujemy również, jak przeprowadzić sekcję myszy w celu pobrania interesujących narządów, w szczególności tętnicy płucnej, aorty brzusznej i tętnicy biodrowej. Na koniec pokazujemy, jak przeprowadzić ocenę funkcji naczyń krwionośnych ex vivo na pobranych naczyniach, wykorzystując izometryczne badania naprężeń.

Wprowadzenie

W niedotlenieniu, zmniejszona wdychana frakcja tlenu (O2) prowadzi do hipoksemii (obniżonego ciśnienia tętniczego w niedotlenieniu) i zmienionej zdolności transportowej O21. Ostra niedotlenienie wywołuje zwiększoną aktywność współczulnego środka zwężającego naczynia krwionośne skierowaną na mięśnie szkieletowe2 i przeciwstawne "kompensacyjne" rozszerzenie naczyń krwionośnych.

Przy submaksymalnej intensywności w niedotlenieniu, to 'kompensacyjne' rozszerzenie naczyń krwionośnych, w stosunku do tego samego poziomu ćwiczeń w warunkach normoksyjnych, jest dobrze ugruntowane3. To rozszerzenie naczyń krwionośnych jest niezbędne, aby zapewnić zwiększony przepływ krwi i utrzymać (lub ograniczyć zmianę) dostarczania tlenu do aktywnych mięśni. Wykazano, że adenozyna nie odgrywa niezależnej roli w tej odpowiedzi, podczas gdy tlenek azotu (NO) wydaje się być głównym źródłem śródbłonka, ponieważ odnotowano znaczne stępienie zwiększonego rozszerzenia naczyń krwionośnych z hamowaniem syntazy tlenku azotu (NOS) podczas ćwiczeń hipoksyjnych4. Kilka innych substancji wazoaktywnych prawdopodobnie odgrywa rolę w kompensacyjnym rozszerzeniu naczyń krwionośnych podczas ćwiczeń hipoksyjnych.

To zwiększone przekrwienie hipoksyjnego wysiłku jest proporcjonalne do wywołanego niedotlenieniem spadku zawartości O2 w tętnicach i jest większe wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń, na przykład podczas intensywnych ćwiczeń przyrostowych w niedotlenieniu.

Składnik kompensacyjnego rozszerzenia naczyń krwionośnych za pośrednictwem NO, jest regulowany różnymi szlakami wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń3: jeśli stymulowany receptorem β-adrenergicznym składnik NO wydaje się najważniejszy podczas ćwiczeń o niskiej intensywności, źródło NO przyczyniające się do kompensacyjnego poszerzenia wydaje się mniej zależne od mechanizmów β-adrenergicznych wraz ze wzrostem intensywności ćwiczeń. Istnieją inni kandydaci do stymulowania uwalniania NO podczas ćwiczeń hipoksyjnych o większej intensywności, takich jak ATP uwalniane z erytrocytów i / lub prostaglandyny pochodzące ze śródbłonka.

Supramaximal exercise in hypoxia (nazwane w literaturze dotyczącej fizjologii ćwiczeń powtarzającym się treningiem sprinterskim w hipoksji [RSH]) to najnowsza metoda treningowa5 zapewniająca poprawę wydajności u zawodników w sportach zespołowych lub rakietowych. Ta metoda różni się od treningu interwałowego w hipoksji wykonywanego z maksymalną prędkością lub blisko niej6 (Vmax), ponieważ RSH wykonywany z maksymalną intensywnością prowadzi do większej perfuzji i dotlenienia mięśni7 i specyficznych odpowiedzi transkrypcyjnych mięśni8. Zaproponowano kilka mechanizmów wyjaśniających skuteczność RSH: podczas sprintów w niedotlenieniu kompensacyjne rozszerzenie naczyń krwionośnych i związany z tym wyższy przepływ krwi przyniosłyby większe korzyści włóknom szybkokurczliwym niż włóknom wolnokurczliwym. W związku z tym wydajność RSH będzie prawdopodobnie selektywna dla włókien i zależna od intensywności. Spekulujemy, że poprawa reakcji układu naczyniowego jest kluczowa w RSH.

Trening fizyczny był intensywnie badany na myszach, zarówno u zdrowych osób, jak i na patologicznych modelach myszy9,10. Najczęstszym sposobem trenowania myszy jest użycie bieżni dla gryzoni, a tradycyjnie stosowanym schematem jest trening o niskiej intensywności, na poziomie 40%–60%V max (określonego za pomocą przyrostowego testu na bieżni11), przez 30–60 min12,13,14,15. Trening interwałowy o maksymalnej intensywności i jego wpływ na patologie były szeroko badane na myszach16,17; W związku z tym opracowano protokoły treningu interwałowego dla myszy. Protokoły te zwykle składają się z około 10 serii biegania na 80%–100% Vmax na bieżni z napędem gryzoni, przez 1–4 minuty, przeplatanych aktywnym lub pasywnym odpoczynkiem16,18.

Zainteresowanie myszami ćwiczącymi z intensywnością supramaksymalną (tj. powyżej Vmax) w niedotlenieniu wynika z poprzednich wyników, że kompensacja mikrokrążenia rozszerzającego naczynia krwionośne i przerywana wydajność ćwiczeń są bardziej zwiększone przy intensywności supramaksymalnej niż przy maksymalnej lub umiarkowanej. Jednak, o ile nam wiadomo, nie ma wcześniejszych doniesień o supramaksymalnym protokole treningu u myszy, ani w normoksji, ani w niedotlenieniu.

Pierwszym celem niniejszego badania było przetestowanie wykonalności treningu o supramaksymalnej intensywności na myszach oraz określenie akceptowalnego i odpowiedniego protokołu (intensywność, czas trwania sprintu, regeneracja, itp.). Drugim celem była ocena wpływu różnych schematów treningowych w normoksji i niedotlenieniu na czynność naczyń krwionośnych. Dlatego testujemy hipotezy, że (1) myszy dobrze tolerują supramaksymalne ćwiczenia w hipoksji oraz (2) że ten protokół wywołuje większą poprawę funkcji naczyń krwionośnych niż ćwiczenia w normoksji, ale także niż ćwiczenia w hipoksji przy mniejszej intensywności.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Lokalna komisja ds. opieki nad zwierzętami (Service de la Consommation et des Affaires Vétérinaires [SCAV], Lozanna, Szwajcaria) zatwierdziła wszystkie eksperymenty (zezwolenie VD324; 01.06.2017), a wszystkie badania zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi wytycznymi i przepisami.

1. Zakwaterowanie i przygotowanie zwierząt

  1. Utrzymuj 6-8 tygodniowe samce myszy C57BL/6J w pomieszczeniu dla zwierząt przez co najmniej 1 tydzień przed rozpoczęciem eksperymentów, aby myszy mogły przyzwyczaić się do nowych warunków bytowania. Z powodów praktycznych myszy z tej samej grupy eksperymentalnej są zazwyczaj kwaterowane razem.
  2. Przetrzymuj myszy w pomieszczeniu o kontrolowanej temperaturze (2 ± 1 °C) z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności oraz z dostępem ad libitum do pożywienia i wody.

2. Wyznaczenie maksymalnej prędkości i standardowa ocena poprawy wydolności za pomocą inkrementalnego testu na bieżni

UWAGA: Następujące kroki są kluczowe dla wykonania protokołów szkoleniowych.

  1. Użyć zmotoryzowanej bieżni dla myszy z wieloma równoległymi torami, z nachyleniem 0° i zamontowaną na końcu toru siatką elektryczną ustawioną na 0,2 mA, aby stymulować myszy do biegu.
  2. Przed pierwszym testem poddać myszy 4-dniowej aklimatyzacji do bieżni zgodnie z poniższym protokołem.
    1. W dniu 1. myszy powinny biec przez 10 min z prędkością 4,8 m/min.
    2. W dniu 2. myszy powinny biec przez 10 min z prędkością 6 m/min.
    3. W dniu 3. myszy powinny biec przez 10 min z prędkością 7,2 m/min.
    4. W dniu 4. myszy powinny biec przez 10 min z prędkością 8,4 m/min.
  3. W dniu 5. poddać myszy testowi inkrementalnemu do wyczerpania zgodnie z poniższym protokołem.
    1. Pozwolić myszom na 5-minutową rozgrzewkę przy prędkości 4,8 m/min (przy nachyleniu 0°).
    2. Zwiększać prędkość o 1,2 m/min co 3 min (np. 5 min przy 4,8 m/min, następnie 3 min przy 6 m/min, 3 min przy 7,2 m/min, 3 min przy 8,4 m/min itd.) aż do momentu wyczerpania. Wyczerpanie następuje, gdy mysz spędzi 3 kolejne sekundy na siatce elektrycznej lub otrzyma 100 wstrząsów (wyświetlonych przez aparaturę).
    3. Zanotować osiągniętą prędkość (przyjętą jako Vmax), czas trwania, dystans, liczbę wstrząsów oraz całkowity czas spędzony na siatce.
      UWAGA: Typowa wartość Vmax wynosiła 28,8 ± 3,7 m/min.
    4. W połowie okresu treningowego ponownie poddać myszy temu testowi w celu dostosowania prędkości treningowych do aktualnej Vmax myszy (np. jeśli protokół treningowy trwa 8 tygodni, przeprowadzić test inkrementalny w 4. tygodniu; w takim przypadku zastąpić jeden z zaplanowanych treningów testem). Powtórzyć procedurę na koniec badania, aby ocenić poprawę wydajności.
    5. Wprowadzić 48-godzinny okres odpoczynku przed i po tym teście.
      UWAGA: Wszystkie testy inkrementalne były wykonywane rano.

3. Środowisko hipoksyczne

  1. W przypadku sesji treningowych w warunkach hipoksji, umieść bieżnię w komorze hipoksycznej (Rysunek 1>) podłączonej do mieszalnika gazów. Używaj skalibrowanego oksymetru do regularnej kontroli frakcji tlenu w otoczeniu (FiO2 [tj. poziomu hipoksji]) wewnątrz komory.
  2. Ustaw mieszalnik gazów na 10% azotu (N2) i użyj oksymetru, aby zweryfikować poziom hipoksji. Gdy FiO2 osiągnie wartość 0,13, zmień parametr mieszalnika gazów ze 10% N2 na 13% O2.
  3. Aby uniknąć przedłużonej pasywnej ekspozycji na hipoksję, umieść myszy w tymczasowej, mniejszej klatce z ściółką i wzbogaceniem środowiskowym, a następnie szybko wprowadź ją do komory po osiągnięciu wartości FiO2 = 0,13. Sprawdź, czy po włożeniu klatki środowisko nadal utrzymuje poziom 13% O2; w przeciwnym razie dokonaj korekty.
  4. Regularnie sprawdzaj poziom O2 w trakcie sesji treningowej, aby upewnić się, że utrzymuje się on na poziomie FiO2 = 0,13 ± 0,02.

4. Środowisko normoksyczne

  1. W przypadku sesji treningowych w warunkach normoksji należy pozostawić bieżnię w komorze hipoksycznej, ale zdjąć rękawice, aby zapewnić dostęp powietrza otoczenia (FiO2 = 0.21). Celem jest odtworzenie takiego samego środowiska treningowego, w jakim znajdują się myszy w warunkach hipoksji.

5. Trening o intensywności supramaksymalnej

  1. Umieść myszy w poszczególnych torach bieżni (przy nachyleniu 0°) i przeprowadź poniższy protokół.
    1. Poddaj myszy rozgrzewce przez 5 min przy prędkości 4,8 m/min, a następnie przez 5 min przy 9 m/min.
    2. Ustaw prędkość sprintów na 150% wcześniej określonej Vmax.
      UWAGA: Typowo prędkość sprintu wynosiła 42,1 ± 5,5 m/min.
    3. Trenuj myszy w czterech seriach po 5x 10 s sprintów, z 20 s odpoczynku między każdym sprintem. Odpoczynek między seriami wynosi 5 min (Rycina 2).
      UWAGA: Dodaj okres schładzania, jeśli całkowite obciążenie treningowe sesji musi odpowiadać obciążeniu innej grupy treningowej.
  2. Przeprowadzaj ten trening 3x w tygodniu, najlepiej z zachowaniem 48 h odstępu między sesjami treningowymi.
  3. Używaj patyczków watnych jako uzupełniającej metody względem wstrząsów elektrycznych, aby zachęcić myszy do biegu. Umieść patyczek watny w szczelinie na górze toru, pomiędzy myszą a siatką elektryczną, i delikatnie popychaj mysz, gdy dotrze ona do tylnej części bieżni. Pozwoli to uniknąć podawania wstrząsów elektrycznych i w łagodniejszy sposób stymulować myszy do biegu.

6. Trening o niskiej intensywności

  1. Umieść myszy w osobnych torach na bieżni (przy nachyleniu 0°) i poddaj je następującemu protokołowi.
    1. Przeprowadź rozgrzewkę myszy przez 5 min przy prędkości 4,8 m/min, a następnie przez 5 min przy 7,2 m/min.
    2. Ustaw prędkość sesji biegu ciągłego na 40% wcześniej wyznaczonej wartości Vmax.
      UWAGA: Zazwyczaj prędkość biegu ciągłego wynosiła 9,9 m/min.
    3. Trenuj myszy przez 40 min.
    4. Wykonuj ten trening 3x w tygodniu, najlepiej z 48 h odstępu między sesjami treningowymi.
    5. Używaj patyczków higienicznych jako metody uzupełniającej w stosunku do wstrząsów elektrycznych, aby zachęcić myszy do biegu.

7. Eutanazja myszy i pobieranie organów

  1. Pod koniec protokołu treningowego i co najmniej 24 h po ostatnim teście inkrementalnym, znieczul mysz w komorze indukcyjnej przy użyciu izofluranu (4%–5% w O2 do indukcji znieczulenia i 1%–2% w 10% O2 do podtrzymania znieczulenia). Potwierdź prawidłowe znieczulenie, sprawdzając odruch cofania łapy (mocno uciśnij łapę zwierzęcia; znieczulenie uznaje się za prawidłowe, gdy zwierzę nie reaguje na bodziec).
  2. Używając igły 25 G, wykonaj przezskórną punkcję serca, aby pobrać maksymalną objętość krwi, zgodnie z wcześniej opisanym sposobem19.
  3. Wykonaj zwichnięcie szyi i usuń skórę myszy, przecinając pierwszą warstwę skóry na brzuchu nożyczkami z zaokrąglonymi końcami i rozciągając obie strony nacięcia (w kierunku głowy i ogona).
  4. Przetnij otrzewną pod klatką piersiową po lewej stronie myszy za pomocą nożyczek z cienkimi końcami, aby dotrzeć do śledziony i ewentualnie ją wyciąć.
    UWAGA: W razie potrzeby wypreparuj mięśnie.
  5. Wypreparuj tętnicę płucną.
    1. Używając małych nożyczek i pęsety, usuń klatkę piersiową i odsłoń obszar serca i płuc.
    2. Za pomocą pęsety typu „samozamykającego” uciśnij serce jak najbliżej wierzchołka i delikatnie pociągnij, aby rozciągnąć podstawę łuku aorty i tętnicę płucną.
    3. Prawą ręką wprowadź zakrzywioną pęsetę pod tętnicę płucną i aortę, a następnie przesuń pęsetę nieco w tył, aby chwycić tylko tętnicę płucną (Rysunek 3).
    4. Lewą ręką wprowadź drugą pęsetę, aby zastąpić tę trzymaną w prawej ręce.
    5. Używając ostrych, prostych mikronozyczek w prawej ręce, wypreparuj tętnicę płucną jak najbliżej serca z jednej strony i jak najdalej od niego z drugiej strony.
      UWAGA: Nie ma znaczenia, która ręka trzyma który instrument, choć stwierdzono, że łatwiej jest ciąć prawą ręką niż lewą.
    6. Umieść naczynie w probówce 2 mL z zimnym buforem PBS (fosforanowym buforem solnym) i przechowuj na lodzie.
  6. Wykonaj perfuzję całego ciała.
    1. W górnej części prawej kończyny dolnej myszy, używając pęsety, odsłoń zewnętrzną i wewnętrzną prawą tętnicę żylną aż do prawej tętnicy udowej (pod więzadłem pachwinowym). Używając ostrych, prostych mikronozyczek, wykonaj pełne cięcie w tętnicy udowej.
    2. Wprowadź strzykawkę 5 mL 25 G wypełnioną zimnym PBS do lewej komory serca i powoli wstrzyknij zimny PBS, aby usunąć pozostałą krew z naczyń.
      UWAGA: Ze względu na wycięcie tętnicy płucnej, możliwe jest, że PBS nie dopłynie do miejsca nacięcia.
  7. Używając pęsety, usuń tkankę miękką otaczającą aortę od lewego i prawego więzadła pachwinowego do serca tak dokładnie, jak to możliwe.
    UWAGA: W razie potrzeby serce można wyciąć do dalszych analiz.
  8. Używając pęsety i mikronozyczek, wypreparuj serce aż do najniższego punktu tętnicy biodrowej zewnętrznej (w obu kończynach, lewej i prawej) i umieść cały wypreparowany odcinek w naczyniu o średnicy 10 cm z zimnym PBS.
  9. Używając pęsety i/lub mikronozyczek, dokończ oczyszczanie pozostałego tłuszczu wokół aorty i tętnic, delikatnie odciągając go lub wycinając z naczyń.
  10. Używając mikronozyczek, przetnij lewą tętnicę biodrową w miejscu rozwidlenia tętnic biodrowych lewej i prawej i zachowaj ją do dalszych analiz.
  11. Używając mikronozyczek, przetnij aortę brzuszną poniżej lewej tętnicy nerkowej i umieść wypreparowane naczynie w zimnym buforze PBS na lodzie (Rysunek 4).
  12. Pozostałą oczyszczoną część naczynia, od łuku aorty do miejsca tuż nad lewą tętnicą nerkową, przechowuj do dalszych analiz.

Obraz mikroskopowy nicienia; oznaczone segmenty; badanie biologiczne; badanie preparatu; analiza badawcza.
Rycina 4Zdjęcie wypreparowanych naczyń. Wyekstrahowane naczynie, od górnej części aorty brzusznej (poniżej lewej tętnicy nerkowej) do końca prawej tętnicy biodrowej, gotowe do umieszczenia w zimnym buforze PBS na lodzie.1) Aorta brzuszna. (2) Prawa tętnica biodrowa wspólna. (3) Tętnica biodrowa zewnętrzna. (4) Tętnica biodrowa wewnętrzna. (5tętnica udowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

8. Ocena funkcji naczyniowej ex vivo

UWAGA: Mycie polega na opróżnieniu i ponownym napełnieniu komór roztworem Krebsa.

  1. Zgodnie z wcześniej opisanym protokołem20, wyizolowane segmenty tętnicy płucnej, aorty brzusznej i prawej tętnicy biodrowej należy pociąć na pierścienie naczyniowe o długości 1,0–2,0 mm i zamocować każdy pierścień na dwóch strzemionach o średnicy 0,1 mm przeprowadzonych przez światło naczynia.
  2. Pierścienie naczyń należy zawiesić w pionowych komorach organowych wypełnionych 10 mL zmodyfikowanego roztworu Krebsa-Ringera z wodorowęglanami (18,3 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 2,5 mM CaCl2, 1,2 mM MgSO4, 1,2 mM KH2PO4, 25,0 mM NaHCO3 oraz 1,1 mM glukozy), utrzymywanych w temperaturze 37 °C i napowietrzanych mieszanką 95% O2-5% CO2 (pH 7,4). Jedno strzemię jest przymocowane do dna komory organowej, a drugie połączone z przetwornikiem tensometrycznym w celu pomiaru izometrycznej siły w gramach.
  3. Naczynia należy doprowadzić do optymalnego napięcia spoczynkowego: rozciągnąć pierścienie do 0,5 g dla tętnicy płucnej, 1,5 g dla tętnicy biodrowej i 2 g dla aorty brzusznej, a następnie przepłukać po 20-minutowym okresie równoważenia. Kroki rozciągania, równoważenia i płukania należy powtórzyć 1 raz.
  4. Aby sprawdzić żywotność naczyń, należy skurczyć pierścienie za pomocą 235 µL KCl (10-1 M) przez 10 min, płukać przez kolejne 10 min, a następnie ponownie skurczyć za pomocą 235 µL KCl (10-1 M) przez około 20 min, aż do osiągnięcia plateau.
  5. Naczynia należy ponownie płukać przez 10 min, a następnie dodać 58,4 µL indometacyny (10-5 M) (inhibitora aktywności cyklooksygenazy) na co najmniej 20 min, aby uniknąć możliwego wpływu endogennych prostanoidów.
  6. W celu skurczenia naczyń należy dodać kumulacyjne dawki fenylefryny (Phe) od 10-9 (10 µL) do 10-4 M (lub od 10-9 do 10-5 M dla tętnicy płucnej; 9 µL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M).
  7. Po ostatniej dawce Phe należy odczekać około 1 h, aż naczynia osiągną względnie stabilny stan skurczu (plateau).
  8. Aby wywołać rozkurcz zależny od tlenku azotu (NO), należy dodać kumulacyjne dawki zależnego od śródbłonka rozkurczacza naczyń – acetylocholiny (ACh), od 10-9 do 10-4 M (58,4 µL dla 10-9 M oraz naprzemiennie 12,6 µL i 40 µL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M).
  9. Na końcu krzywej rozkurczu należy płukać naczynia przez 10 min, a następnie dodać 58,4 µL indometacyny (10-5 M) oraz 184 µL N-nitro-L-argininy (NLA, 10-4 M), która jest inhibitorem NOS, na co najmniej 20 min.
  10. Naczynia należy ponownie skurczyć za pomocą pojedynczej dawki 10 µL Phe (10-5 i 10-4 M dla tętnicy płucnej oraz 10-4 M dla aorty brzusznej i tętnicy biodrowej) przez 1 h, aby wywołać względnie stabilny skurcz.
  11. Należy dodać pojedynczą dawkę 40 µL ACh (10-4 M) aż do osiągnięcia plateau.
  12. Naczynia należy ponownie płukać przez 10 min przed dodaniem 58,4 µL indometacyny (10-5 M) i 184 µL NLA (10-4 M) na 20 min.
  13. Naczynia należy skurczyć za pomocą 10 µL Phe (10-5 i 10-4 M) przez 1 h.
  14. W celu oceny niezależnego od śródbłonka rozkurczu indukowanego przez NO należy dodać kumulacyjne dawki (od 10-9 [58,4 µL] do 10-4 M [40 µL dla wszystkich stężeń powyżej 10-9 M]) donora NO – diethylaminy (DEA)/NO.
  15. Po zakończeniu eksperymentu naczynia należy przechowywać w ciekłym azocie do późniejszych analiz, jeśli będą one wymagane.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Z tego co nam wiadomo, niniejsze badanie jest pierwszym, które opisuje program treningu o intensywności supramaksymalnej w warunkach normoksji i hipoksji u myszy. W tym protokole myszy przebiegały cztery serie po pięć 10 s sprintów z 20 s przerwy regeneracyjnej między każdym sprintem. Serie były przedzielone 5 min okresami odpoczynku. Nie było wiadomo, czy myszy będą zdolne do utrzymania takiego protokołu i prawidłowego jego ukończenia. Jednakże, zgodnie z Rysunkiem 5...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pierwszym celem tego badania była ocena wykonalności treningu o wysokiej intensywności u myszy w hipoksyi oraz określenie odpowiednich cech protokołu, które byłyby dobrze tolerowane przez myszy. Celowo, ponieważ nie ma danych wykorzystujących supramaksymalną (tj. większą niż Vmax) intensywność treningu u myszy, musieliśmy przeprowadzić próby oparte na poprzednich protokołach opracowanych ze sportowcami, które składały się z czterech do pięciu serii po pięć sprintów totalnych (około 200% Vmax), przep...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Danilo Gubianowi i Stephane'owi Altausowi z warsztatu mechanicznego Szpitala Uniwersyteckiego w Lozannie (CHUV) za pomoc w stworzeniu konfiguracji hipoksyjnej. Autorzy chcieliby również podziękować Diane Macabrey i Melanie Sipion za ich pomoc w szkoleniu zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wacik bawełnianyQ-tip
Mieszalnik gazów Sonimix 7100LSI Swissgas, Genewa, SzwajcariaPrzepływ gazu: 10 l/min i 1 l/min odpowiednio dla O2 i CO2
Skrzynka hipoksyjna DomoweWykonane z pleksi
Zmotoryzowana bieżnia dla gryzoni Panlab LE-8710Bioseb, Francja
Pulsoksymetr Greisinger GOX 100GREISINGER electronic Gmbh, Regenstauf, Niemcy
Oprogramowanie SedacomBioseb, Francja
TensometrPowerLab/8SP; Instrumenty ADInstruments

Bibliografia

  1. Calbet, J. A., et al. Determinants of maximal oxygen uptake in severe acute hypoxia. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 284 (2), 291-303 (2003).
  2. Hanada, A., Sander, M., González-Alonso, J. Human skeletal muscle sympathetic nerve activity, heart rate and limb haemodynamics with reduced blood oxygenation and exercise. The Journal of Physiology. 551, Pt 2 635-647 (2003).
  3. Casey, D. P., Joyner, M. J. Compensatory vasodilatation during hypoxic exercise: mechanisms responsible for matching oxygen supply to demand. The Journal of Physiology. 590 (24), 6321-6326 (2012).
  4. Casey, D. P., et al. Nitric oxide contributes to the augmented vasodilatation during hypoxic exercise. The Journal of Physiology. 588, Pt 2 373-385 (2010).
  5. Girard, O., Brocherie, F., Millet, G. P. Effects of Altitude/Hypoxia on Single- and Multiple-Sprint Performance: A Comprehensive Review. Sports Medicine. 47 (10), 1931-1949 (2017).
  6. Faiss, R., Girard, O., Millet, G. P. Advancing hypoxic training in team sports: from intermittent hypoxic training to repeated sprint training in hypoxia. British Journal of Sports Medicine. 47, Suppl 1 45-50 (2013).
  7. Brocherie, F., Girard, O., Faiss, R., Millet, G. P. Effects of Repeated-Sprint Training in Hypoxia on Sea-Level Performance: A Meta-Analysis. Sports Medicine.(Auckland, N.Z). 47 (8), 1651-1660 (2017).
  8. Brocherie, F., et al. Repeated maximal-intensity hypoxic exercise superimposed to hypoxic residence boosts skeletal muscle transcriptional responses in elite team-sport athletes. Acta Physiologica. 222 (1), 12851(2018).
  9. Pellegrin, M., et al. New insights into the vascular mechanisms underlying the beneficial effect of swimming training on the endothelial vasodilator function in apolipoprotein E-deficient mice. Atherosclerosis. 190 (1), 35-42 (2007).
  10. Picard, M., et al. Acute exercise remodels mitochondrial membrane interactions in mouse skeletal muscle. Journal of Applied Physiology. 115 (10), 1562-1571 (2013).
  11. Ayachi, M., Niel, R., Momken, I., Billat, V. L., Mille-Hamard, L. Validation of a Ramp Running Protocol for Determination of the True VO2max in Mice. Frontiers in Physiology. 7, (2016).
  12. Pellegrin, M., et al. Running Exercise and Angiotensin II Type I Receptor Blocker Telmisartan Are Equally Effective in Preventing Angiotensin II-Mediated Vulnerable Atherosclerotic Lesions. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 22 (2), (2016).
  13. Semin, I., Acikgöz, O., Gönenc, S. Antioxidant enzyme levels in intestinal and renal tissues after a 60-minute exercise in untrained mice. Acta Physiologica Hungarica. 88 (1), 55-62 (2001).
  14. Cho, J., et al. Treadmill Running Reverses Cognitive Declines due to Alzheimer Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (9), 1814-1824 (2015).
  15. Schill, K. E., et al. Muscle damage, metabolism, and oxidative stress in mdx mice: Impact of aerobic running. Muscle & Nerve. 54 (1), 110-117 (2016).
  16. Cho, J., Kim, S., Lee, S., Kang, H. Effect of Training Intensity on Nonalcoholic Fatty Liver Disease. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (8), 1624-1634 (2015).
  17. Sabatier, M. J., Redmon, N., Schwartz, G., English, A. W. Treadmill training promotes axon regeneration in injured peripheral nerves. Experimental Neurology. 211 (2), 489-493 (2008).
  18. Rolim, N., et al. Aerobic interval training reduces inducible ventricular arrhythmias in diabetic mice after myocardial infarction. Basic Research in Cardiology. 110 (4), 44(2015).
  19. Lab Animal Research. Blood Withdrawal I. JoVE Science Education Database. , Available from: https://www.jove.com/science-education/10246/blood-withdrawal-i (2018).
  20. Peyter, A. -C., et al. Muscarinic receptor M1 and phosphodiesterase 1 are key determinants in pulmonary vascular dysfunction following perinatal hypoxia in mice. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), 201-213 (2008).
  21. Faiss, R., et al. Significant Molecular and Systemic Adaptations after Repeated Sprint Training in Hypoxia. PLOS ONE. 8 (2), (2013).
  22. Faiss, R., et al. Repeated Double-Poling Sprint Training in Hypoxia by Competitive Cross-country Skiers. Medicine & Science in Sports & Exercise. 47 (4), 809-817 (2015).
  23. Billat, V. L., Mouisel, E., Roblot, N., Melki, J. Inter- and intrastrain variation in mouse critical running speed. Journal of Applied Physiology. 98 (4), 1258-1263 (2005).
  24. Ferguson, S. K., et al. Effects of living at moderate altitude on pulmonary vascular function and exercise capacity in mice with sickle cell anemia. The Journal of Physiology. , (2018).
  25. Lightfoot, J. T., Turner, M. J., Debate, K. A., Kleeberger, S. R. Interstrain variation in murine aerobic capacity. Medicine & Science in Sports & Exercise. 33 (12), (2001).
  26. Wojewoda, M., et al. Running Performance at High Running Velocities Is Impaired but V'O2max and Peripheral Endothelial Function Are Preserved in IL-6-/- Mice. PLOS ONE. 9 (2), (2014).
  27. Muller, C. R., Américo, A. L. V., Fiorino, P., Evangelista, F. S. Aerobic exercise training prevents kidney lipid deposition in mice fed a cafeteria diet. Life Sciences. 211, 140-146 (2018).
  28. Petrosino, J. M., et al. Graded Maximal Exercise Testing to Assess Mouse Cardio-Metabolic Phenotypes. PLOS ONE. 11 (2), 0148010(2016).
  29. Poole, D. C., Jones, A. M. Oxygen Uptake Kinetics. Comprehensive Physiology. , (2012).
  30. Copp, S. W., Hirai, D. M., Musch, T. I., Poole, D. C. Critical speed in the rat: implications for hindlimb muscle blood flow distribution and fibre recruitment. The Journal of Physiology. 588, Pt 24 5077-5087 (2010).
  31. Kregel, K., et al. Resource Book for the Design of Animal Exercise Protocols. , American Physiological Society. (2006).
  32. Lamy, S., et al. Air puffs as refinement of electric shocks for stimulation during treadmill exercise test. The FASEB Journal. 30, 1 Supplement 1014(2016).
  33. Koenen, K., et al. Sprint Interval Training Induces A Sexual Dimorphism but does not Improve Peak Bone Mass in Young and Healthy Mice. Scientific Reports. 7, (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

ćwiczenia supramaksymalnetrening hipoksyjnybieżnia dla myszynapięcie izometrycznesekcja tętnictętnica płucnaaorta brzusznatętnica biodrowaadaptacja śródbłonka
Supramaksymalna intensywność ćwiczeń hipoksyjnych i ocena funkcji naczyń krwionośnych u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.