Nieszczelność zespolenia lub awaria po operacji jest główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności pooperacyjnej. Nasz zabieg chirurgiczny do tworzenia zespolenia jelita grubego jest wiarygodną i powtarzalną metodą badania mechanizmów gojenia się zespoleń.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Tworzenie zespolenia okrężnicy u myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zespolenia jelitowe są powszechnie wykonywane zarówno w operacjach planowych, jak i nagłych. Mimo to nieszczelności zespolenia są bardzo przerażającym powikłaniem operacji okrężnicy i mogą wystąpić nawet w 26% zespoleń chirurgicznych, a śmiertelność wynosi do 39% u pacjentów z takim wyciekiem. Obecnie nadal brakuje danych szczegółowo opisujących komórkowe mechanizmy gojenia się zespoleń. Opracowanie strategii zapobiegawczych i metod leczenia nieszczelności zespolenia może być znacznie wzmocnione dzięki lepszemu zrozumieniu prawidłowego gojenia zespolenia.
Model mysi jest idealny, ponieważ poprzednie badania wykazały, że zespolenie mysie jest klinicznie najbardziej podobne do ludzkiego przypadku w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Oferujemy łatwy do odtworzenia mysi model zespolenia okrężnicy u myszy, który pozwoli na dalsze zobrazowanie gojenia zespolenia.
Wprowadzenie
Wysoce obawiającym się powikłaniem operacyjnego zespolenia jelita jest uszkodzenie lub nieszczelność zespolenia. Nieszczelność zespolenia, która powoduje rozlanie się treści śródświetlnej do jamy brzusznej, zagraża życiu i może szybko doprowadzić do sepsy wewnątrzbrzusznej; Częstość wstrząsów waha się od 0,3% do 5,5% po zespoleniach jelita cienkiego i wzrasta do 0,5% do 26% w przypadku zespoleń okrężnicy1,2. Śmiertelność po wyciekach może sięgać nawet 39% ze względu na szybki początek sepsy i szybką progresję do zgonu po zakażeniu wewnątrzbrzusznym3. Strategie zapobiegawcze i metody leczenia opierają się obecnie na patofizjologii, która nie jest w pełni poznana.
Obecnie gojenie się zespolenia jest często porównywane do szerzej badanego gojenia ran skórnych, które okazuje się być stosunkowo słabym faksymile. Gojenie zachodzi w serii nakładających się na siebie faz, począwszy od początkowej fazy opóźnienia. W dniach 0-4 po utworzeniu zespolenia jelitowego faza opóźnienia jest definiowana przez ostrą reakcję zapalną, która oczyszcza ranę z resztek komórkowych. Następnie, w ciągu 3-4 dni, proliferacja fibroblastyczna i produkcja kolagenu jest typowa dla fazy fibrofazji. Wreszcie, po 10 dniu, przedłużony okres przebudowy kolagenu jest znany jako faza dojrzewania. Ważne jest, aby pamiętać, że siła zespolenia jest dość niska i zależy od zewnętrznego podparcia chirurgicznie umieszczonych zszywek lub szwu do momentu zdeponowania kolagenu4. Zrozumienie roli i czasu, w którym każda warstwa ściany jelita odgrywa w gojeniu się ran zespolenia oraz udziału w typach komórek o pośredniczeniu zapalnym, takich jak makrofagi, a także wyjaśnienie markerów zastępczych w celu przewidywania niewydolności lub powodzenia zespolenia, może znacznie zmniejszyć zachorowalność, śmiertelność i wydatki na opiekę zdrowotną po operacjach jelita grubego5.
W poprzednich badaniach wykazano, że model mysi jest przydatny w naśladowaniu ludzkiego zespolenia6. Chociaż istnieją popularne, sprawdzone i dobrze zbadane przykłady mysiego modelu zespolenia okrężnicy, w szczególności metoda opisana przez Komena i wsp.7, te modele faworyzują techniki zespolenia krętniczo-kątniczego lub wstępującego okrężnicy8. Wcześniejsze badania na ludziach wykazały znaczną różnicę w częstości przeciekania między zespoleniami krętniczo-kątniczymi, okrężnicowymi i jelita grubego, co podkreśla potrzebę dalszych modeli eksperymentalnych w różnych lokalizacjach anatomicznych. Dodatkowe, powszechnie stosowane metody mają na celu opracowanie modelu, który celowo tworzy nieszczelność zespolenia, a nie wyjaśnia mechanizmów komórkowych wymaganych do prawidłowego gojenia się ran zespoleniowych9. Modele szczurów były próbowane w przeszłości, ale wskaźniki rozejścia się zespolenia i/lub oznak wycieku (tj. tworzenia się ropnia) są znacznie niższe niż u ludzi i myszy6,7. Ponadto u myszy dostępnych jest więcej genetycznie zmodyfikowanych linii eksperymentalnych niż u szczurów. To sprawia, że model szczura jest mniej przydatny w modelu zespolenia. Ponadto modele świń i psów miały mniej badań klinicznych niż model mysi6,7.
Proponujemy bezpieczną, technicznie prostą oraz łatwo i szybko powtarzalną procedurę tworzenia zespoleń okrężnicy w modelu mysim, która powinna ułatwić dalsze badania nad niedocenianym mechanizmem gojenia się ran zespoleniowych10.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Następujący protokół został zatwierdzony przez University of Oklahoma Health Sciences Center, Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) i jest zgodny ze wszystkimi instytucjonalnymi wytycznymi etycznymi dotyczącymi wykorzystywania zwierząt badawczych. Ponadto wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z przepisami instytucjonalnymi, stanowymi i federalnymi dotyczącymi badań na zwierzętach doświadczalnych.
UWAGA: Do tego protokołu użyliśmy samic i samców kongenicznych myszy C57BL6/J w wieku od 12 do 72 tygodni. Wszystkie myszy użyte do tej procedury były trzymane w naszym ośrodku bez barier przez co najmniej tydzień przed operacją, aby przystosować się do lokalnego biomu. Zwierzętom pozwolono karmić się do czasu operacji i nie stosowaliśmy doustnego mechanicznego preparatu jelitowego ani płukania doodbytnicy przed zabiegiem.
1) Tworzenie zespoleń
- Narzędzia chirurgiczne należy sterylizować w autoklawie, ogrzać roztwór do irygacji solą fizjologiczną i dokładnie oczyścić wszystkie powierzchnie operacyjne 70% etanolem.
- Aby wywołać znieczulenie, umieść mysz w pudełku indukcyjnym, które jest podłączone do waporyzatora. Dostarczaj 2-3% izofluranu w tempie 1-2 l/min, aż myszy zostaną uspokojone.
- Umieść zwierzę na urządzeniu rozgrzewającym, takim jak poduszka grzewcza, aby zapobiec hipotermii.
- Podskórnie wstrzyknąć jednorazową dawkę 0,1 mg/kg buprenorfiny (3 μg dla myszy 30 g) w przypadku analgezji pooperacyjnej oraz jednorazową dawkę 10 mg/kg enrofloksacyny w przedoperacyjnej profilaktyce antybiotykowej.
UWAGA: Chociaż antybiotyki przed i po operacji nie są wymagane do tej operacji, wytyczne instytucjonalne oraz komisja ds. opieki nad zwierzętami i ich stosowania w naszej placówce zaleciły ich stosowanie w naszej placówce. - Umieść znieczulający stożek nosowy wokół pyska myszy. Przez cały czas trwania operacji należy uważnie monitorować częstość oddechów zwierzęcia i w razie potrzeby dostosować szybkość przepływu środka znieczulającego. Utrzymuj częstość oddechów na poziomie 30-40 oddechów na minutę.
- Użyj maszynki do strzyżenia włosów, a następnie środka do depilacji, aby usunąć włosy z całej powierzchni skóry brzucha. Dokładnie usuń środek do depilacji gazą zwilżoną wodą lub 70% etanolem. Dokładnie osusz zwierzę.
- Przed przygotowaniem brzucha przyklej kończyny myszy do poduszki grzewczej lub powierzchni operacyjnej na końcu każdej nogi, aby zapobiec przesuwaniu się myszy podczas operacji. Zdezynfekuj brzuch chlorheksydyną. Uwzględnij cały ogolony obszar, a także włosy na krawędziach ogolonego obszaru. Umieść sterylną serwetkę na myszy (Rysunek 1A).
- Przed nałożeniem na zasłonę wytnij małe jajowate lub prostokątne okienko, aby odsłonić przygotowany brzuch.
UWAGA: Okno powinno odsłaniać cały brzuch myszy, ale zakrywać kończyny, ogon, głowę i klatkę piersiową. Wycinamy okno o wymiarach 4 x 3cm2 do naszych operacji (Rysunek 1B). - Wykonaj małe nacięcie wzdłuż linii środkowej zasłony, od dolnej krawędzi w kierunku jajowatego lub prostokątnego okna, aby umożliwić dostęp do odbytnicy podczas zabiegu (Rysunek 1C).
- Przed nałożeniem na zasłonę wytnij małe jajowate lub prostokątne okienko, aby odsłonić przygotowany brzuch.
- Wykonaj nacięcie skóry. Zacznij wzdłuż linii środkowej dolnej części brzucha i naciąć skórę nożyczkami pionowo do mieczykowatości. Naciąć tylko skórę i unikać przecinania mięśni ściany brzucha (Rysunek 2A).
- Chwyć linię środkową ściany brzucha kleszczami i oderwij od zawartości brzucha. Uważając, aby nie uszkodzić struktur wewnątrzbrzusznych, naciąć długość powięzi brzusznej linii środkowej pionowo ostrymi nożyczkami. Wydłuż długość nacięcia skóry (Rysunek 2B).
- Kiedy jelita są odsłonięte, zlokalizuj jelito ślepe i jelito cienkie, a następnie obróć lewostronne wnętrzności przyśrodkowo, aby odsłonić okrężnicę zstępującą i esicę. Pokryj końcówkę sondy galaretką smarującą i ostrożnie wsuń sondę do odbytnicy, aby pomóc w identyfikacji okrężnicy zstępującej/esicy (Rysunek 3).
UWAGA: W przeciwieństwie do ludzi, jelito ślepe myszy znajduje się zwykle w lewym górnym kwadrancie brzucha. Na tym etapie należy uważać, aby nie przebić ściany jelita sondą. Jeśli ściana jelita jest perforowana, zakończ procedurę i poddaj mysz eutanazji.- Unikaj chwytania jelita ślepego ząbkowanymi lub ostrymi kleszczami. Zamiast tego użyj atraumatycznych kleszczy, aplikatora z bawełnianą końcówką lub delikatnej manipulacji palcami, aby obrócić wnętrzności.
- Użyj podgrzanej sterylnej soli fizjologicznej, aby upewnić się, że odsłonięte jelito jest wilgotne przez cały czas trwania zabiegu.
- Okrężnica będzie znajdować się po lewej stronie linii środkowej i będzie przymocowana do zaotrzewnowej przez krezkę. Po identyfikacji należy częściowo wycofać sondę, aby ułatwić kolotomię.
- Wykonaj kolotomię poprzeczną esicy.
- Delikatnie chwyć esicę powyżej wlotu miednicy za pomocą atraumatycznych kleszczy (Ryc. 4A).
- Za pomocą ostrych mikronożyczek wykonaj cięcie w poprzek esicy prostopadłe do kierunku okrężnicy i rozciągające się na 80-90% szerokości okrężnicy. Pomoże to zapobiec wycofaniu się jednego końca jelita grubego poza pole operacyjne i ułatwi naprawę (Rysunek 4B).
- Jeśli naczynie krwionośne krezki zostanie uszkodzone w trakcie rotacji trzewnej lub kolotomii, delikatnie przytrzymaj ucisk do 2 minut gazą lub aplikatorem z bawełnianą końcówką. Jeśli po tym czasie krwawienie nie ustąpi, umieść ósemkę 8-0 szew monofilamentowy wokół miejsca krwawienia.
UWAGA: Jeśli po tym wypiciu jelito wykazuje oznaki martwicy lub urazu, zakończ procedurę i poddaj mysz eutanazji przy użyciu humanitarnej metody zatwierdzonej przez instytucjonalną komisję ds. wykorzystania zwierząt.
- Napraw kolotomię esicy.
- Używając wkrętaka igłowego Castroviejo, umieść 5-6 proste przerwane 8-0 niewchłanialne szwy polipropylenowe do naprawy kolostomii. Zakładać szwy w odległości 1 mm od siebie za pomocą zgryzów 0,5 mm.
- Uważaj, aby nie zwijać brzegów jelita do naprawy, biorąc nieco więcej surowicy niż błony śluzowej przy każdym ściegu. Pozostaw ogony o długości 5 mm. Uważaj, aby przypadkowo nie zahaczyć o otaczające jelito do szwu (Rysunek 4C).
UWAGA: Pomocne jest rozpoczęcie szycia w pobliżu krezki granicy kolotomii, zachowując najbardziej antykrezkową część kolotomii na koniec. - W miarę postępu naprawy przesuwaj sondę do rozwarstwiania z końcówką przezodbytniczą, aby objąć naprawę przed założeniem ostatecznych szwów. Pomoże to zapobiec zbyt wąskiej naprawie i zmniejszyć tempo zwężenia zespolenia.
- Uważaj, aby nie zwijać brzegów jelita do naprawy, biorąc nieco więcej surowicy niż błony śluzowej przy każdym ściegu. Pozostaw ogony o długości 5 mm. Uważaj, aby przypadkowo nie zahaczyć o otaczające jelito do szwu (Rysunek 4C).
- Używając wkrętaka igłowego Castroviejo, umieść 5-6 proste przerwane 8-0 niewchłanialne szwy polipropylenowe do naprawy kolostomii. Zakładać szwy w odległości 1 mm od siebie za pomocą zgryzów 0,5 mm.
- Za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml wypełnionej podgrzaną solą fizjologiczną kilkakrotnie przepłukaj jamę brzuszną. Jeśli powierzchnia pod myszą nasiąknie, wysusz mysz lub przenieś mysz na suchą powierzchnię, aby uniknąć hipotermii.
- Użyj sterylnej gazy umieszczonej na nacięciu, aby wchłonąć nadmiar nawadniania.
- Podczas ostatniego nawadniania napełnij jamę brzuszną sterylną solą fizjologiczną. Ostrożnie wsuń nasmarowany 18 G angiocewnik do odbytnicy i napompuj 0,5-1cm3 powietrza. Wykaże to wszelkie nieszczelności w zespoleniu, które można naprawić za pomocą innego przerwanego szwu polipropylenowego przy użyciu sterylnej sondy do rozciągnięcia zespolenia.
- Przed usunięciem opróżnij okrężnicę za pomocą angiocewnika.
- Upewnij się, że nie ma aktywnego krwawienia. Jeśli tak, delikatnie uciskaj bezpośrednio w miejscu krwawienia przez 1-2 minuty. Założyć szew hemostatyczny zgodnie z powyższym opisem, jeśli krwawienie trwa nadal.
- Delikatnie przywróć wnętrzności z medializacją do normalnej pozycji anatomicznej (Ryc. 5A).
- Zamknij nacięcie brzuszne (Ryc. 5B).
- Używając wchłanialnych szwów plecionych 4-0, umieść szew biegnący wzdłuż warstwy mięśniowej ściany brzucha, zaczynając od górnej części nacięcia i kończąc na dolnej części nacięcia. Załóż krawat i odetnij szew, pozostawiając 5 mm ogony.
UWAGA: Nie należy przypadkowo wprowadzać jelita do zamknięcia ściany brzucha. - Powtórz z szewem monofilamentowym 4-0, aby zamknąć skórę (Rysunek 5C).
- Używając wchłanialnych szwów plecionych 4-0, umieść szew biegnący wzdłuż warstwy mięśniowej ściany brzucha, zaczynając od górnej części nacięcia i kończąc na dolnej części nacięcia. Załóż krawat i odetnij szew, pozostawiając 5 mm ogony.
- Upewnij się, że całe zwierzę jest ciepłe i suche, aby zapobiec pooperacyjnej hipotermii.
- Uważnie monitoruj zwierzę, gdy dochodzi do siebie po znieczuleniu. Podawać 0,1 mg/kg buprenorfiny co 72 godziny przez 2-3 dni po zabiegu w celu kontroli bólu. W okresie rekonwalescencji myszy powinny być codziennie dokładnie badane pod kątem objawów ropnia lub posocznicy otrzewnowej. Obserwacja pooperacyjna bólu i dystresu powinna obejmować: ograniczenie ruchów, w tym zgarbiona postawa, brak jedzenia i picia, niewłaściwa pielęgnacja, nadmierny stan zapalny wokół rany, brak normalnego gojenia w miejscu nacięcia lub nienormalne zagnieżdżenie. Każde zwierzę wykazujące którekolwiek z tych zachowań powinno zostać natychmiast poddane eutanazji przez uduszenie CO2 na co najmniej 10 minut, a następnie obustronna torakotomia.
- Mieszaj 0,1 mg/ml enrofloksacyny z wodą pitną myszy przez 7 dni po operacji, aby zapobiec infekcji wewnątrz jamy brzusznej lub posocznicy z powodu zanieczyszczenia kałem związanego z operacją.
2) Pobieranie tkanki zespolenia
- Tuż przed wycięciem tkanki zespolenia należy poddać mysz eutanazji przy użyciu humanitarnej metody zatwierdzonej przez instytucjonalny komitet ds. wykorzystania zwierząt.
UWAGA: W oparciu o politykę instytucjonalną poddajemy nasze zwierzęta eutanazji, umieszczając je w komorze na dwutlenek węgla ze 100% wlewem dwutlenku węgla w dawce 2 l/min przez 5 minut przed wykonaniem torakotomii obustronnej. - Wysterylizuj brzuch chlorheksydyną, a następnie 70% etanolem.
- Ponownie naciąć pierwotne nacięcie linii środkowej ostrymi nożyczkami. Zacznij od dolnego bieguna poprzedniego nacięcia i przedłuż to cięcie wyżej do mieczykowatego (Ryc. 6A).
- Za pomocą nożyczek naciąć warstwę mięśniową, a po wejściu w przestrzeń otrzewnej przedłużyć nacięcie do góry i dołu nacięcia. Należy uważać, aby nie zranić jelita podczas wchodzenia do jamy brzusznej lub przerwać zespolenie, ponieważ do miejsca nacięcia lub zespolenia może przylegać jelito.
- Ostrożnie wykonaj rotację trzewną w lewo przyśrodkową, odsłaniając naprawioną esicę (Ryc. 6B). Prawdopodobnie wokół naprawy pojawią się zrosty z jelit do jelit. Delikatnie i tępo odetnij te zrosty od miejsca naprawy. Należy bardzo uważać, aby nie zakłócić zespolenia.
- Zidentyfikuj miejsce naprawy, lokalizując ogony szwu polipropylenowego użytego do naprawy. Używając nożyczek i zaczynając 1 cm proksymalnie do naprawy, przeciąć poprzecznie przez okrężnicę zstępującą. Powtórz ten krok 1 cm dystalnie do miejsca zespolenia.
- Usuń segment esowaty, ostro wycinając okrężnicę z przyczepionej krezki wzdłuż tylnej granicy okrężnicy cienkimi nożyczkami (Ryc. 7).
- Zidentyfikuj granicę krezkową próbki jelita grubego i użyj cienkich nożyczek, aby przeciąć wzdłuż długości granicy krezki w sposób podłużny. Spowoduje to utworzenie kwadratowego lub prostokątnego przekroju okrężnicy z cylindrycznej próbki wcześniej usuniętej (Rysunek 8).
- Użyj pisaka do znakowania, aby wyznaczyć granicę antykrezkową jelita grubego przed usunięciem odcinka okrężnicy. Po usunięciu wykonaj podłużne cięcie wzdłuż długości okrężnicy naprzeciwko oznaczenia. Utrwalić, osaczyć i wyciąć tkankę próbki zgodnie z potrzebami do badania histologicznego i/lub immunologicznego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
W 7. dniu po operacji anastomoza powinna być dobrze zagojona. Anastomozę można pobrać w punktach czasowych przed i po siedmiu dniach, aby lepiej zobrazować etapy gojenia anastomozy. Na Rysunku 9 analiza histologiczna wykazuje odpowiedź włóknistą (kolagen uwidoczniony za pomocą barwienia trichromowego) zapośredniczoną przez myofibroblasty dodatnie pod kątem alfa-aktyny mięśni gładkich. Stwierdziliśmy jednak, że wyniki analiz histologicznych różnią się między m...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Istnieje kilka kluczowych kroków, które mają zapewnić powodzenie i zminimalizować zachorowalność/śmiertelność związaną z tą procedurą. Po pierwsze, należy ostrożnie obchodzić się z tkanką jelitową i uważać, aby zapobiec uszkodzeniom trakcyjnym podczas obracania wnętrzności w celu odsłonięcia okrężnicy. Nadmierne napięcie w jelitach lub krezka mogą uszkodzić jelito lub naczynia krwionośne i spowodować martwicę jelit z dala od miejsca zespolenia. Dodatkowo do obsługi jelit nie należy używać ostrych kleszczy lub kleszczy z ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Myszy C57BL6/J | Jackson Labs | #00664 | |
| Podkładki chłonne Fisherbrand, 20 "x 24" | Fisher Scientific | 14-206-62 | |
| Polylined Sterylne pole, 18" x 24" | Busse Hospital Jednorazówki | 696 | Wytnij prostokątny otwór |
| Isothesia isoflurane | Henry Schein | 50033 | |
| Fisherbrand Sterylna bawełniana gazika, 4 "x 4" | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
| Maść okulistyczna Puralube wazelina, tubka 1/8 uncji | Dechra Veterinary Products | NDC 17033-211-38 | |
| Krem do depilacji Nair | Church & Dwight Co. | 22339-05 | |
| Buprenex buprenorfina 0,3 mg/ml | Reckitt Benckiser Pharma Inc | NDC 12496-0757-5 | |
| Strzykawka insulinowa o pojemności 1 cm3, 27 G | Becton Dickinson | 329412 | |
| Szampon Chloraprep | Medline | APL82287 | |
| Waciki nasączone alkoholem Webcol Rękawice | Covidien | 6818 | |
| BioGel PI | Mö lnlycke Mikrokleszcze | do ALA42675Z | |
| z zębami | Roboz | RS-5150 | |
| Cienkie nożyczki - ostre | Narzędzia do nauki | 14060-09 | |
| Kleszcze proste ząbkowane | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Sterownik igłowy Castro-Viejo | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| 0,9% Nawadnianie | chlorkiem soduBaxter | BHL2F7121 | Ciepły do 37 & stopni; C przed użyciem |
| 10 ml strzykawka | Becton Dickinson | 309604 | |
| 4-0 Vicryl wchłanialny szew pleciony, 18", PS-2 igła | Henry Schein | ||
| Niebieski szew monofilamentowy 24" Igła BV-1 | Henry Schein | 8305H | Zwykle jest dostarczany z podwójnym uzbrojeniem. Przetnij szew w połowie drogi, aby wygenerować dwa użyteczne szwy. |
| Nożyczki Cole-Parmer, klasy standardowej, proste, 4". | Cole- Parmer | EW-10818-06 | |
| Medline Sterylna galaretka smarująca | Medline | MDS032273H |
Bibliografia
- Murrell, Z. A., Stamos, M. J. Reoperation for anastomotic failure. Clinics in colon and rectal surgery. 19, 213-216 (2006).
- Shaban, F., Carney, K., McGarry, K., Holtham, S. Perforated Diverticulitis: To Anastomose or Not to Anastomose? A Systematic Review and Meta-Analysis. International journal of surgery (London, England). , (2018).
- Chambers, W. M., Mortensen, N. J. Postoperative leakage and abscess formation after colorectal surgery. Best practice, research. Clinical gastroenterology. 18, 865-880 (2004).
- Ashkanani, F., Krukowski, Z. H. Surgery - Oxford International Edition. Intestinal Anastomosis. 20, 104-107 (2002).
- Raptis, D., Pramateftakis, M. G., Kanellos, I. Our 20-year experience with experimental colonic anastomotic healing. Journal of medicine and life. 11, 5-14 (2018).
- Pommergaard, H. C., Rosenberg, J., Schumacher-Petersen, C., Achiam, M. P. Choosing the best animal species to mimic clinical colon anastomotic leakage in humans: a qualitative systematic review. European surgical research. Europaische chirurgische Forschung. Recherches chirurgicales europeennes. 47, 173-181 (2011).
- Komen, N., et al. Colorectal anastomotic leakage: a new experimental model. The Journal of surgical research. 155, 7-12 (2009).
- Perry, T., Borowiec, A., Dicken, B., Fedorak, R., Madsen, K. Murine ileocolic bowel resection with primary anastomosis. Journal of visualized experiments : JoVE. , e52106(2014).
- Pommergaard, H. C., Achiam, M. P., Rosenberg, J. Colon anastomotic leakage: improving the mouse model. Surgery today. 44, 933-939 (2014).
- Bosmans, J. W. A. M., Jongen, A. C. H. M., Bouvy, N. D., Derikx, J. P. M. Colorectal anastomotic healing: why the biological processes that lead to anastomotic leakage should be revealed prior to conducting intervention studies. BMC Gastroenterology. 15, 180(2015).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
