Artykuł metodologiczny

Multipleksowa zogniskowana stymulacja ultradźwiękowa z mikroskopią fluorescencyjną

8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58781

⸱

7 stycznia 2019

 , 
1Graduate College of Biomedical Sciences, Western University of Health Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

Niskointensywna pulsacyjna stymulacja ultradźwiękowa (LIPUS) to metoda nieinwazyjnej mechanicznej stymulacji komórek endogennych lub inżynieryjnych o wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej. W tym artykule opisano, jak wdrożyć LIPUS do mikroskopu epifluorescencyjnego i jak zminimalizować niedopasowanie impedancji akustycznej wzdłuż ścieżki ultradźwięków, aby zapobiec niepożądanym artefaktom mechanicznym.

Streszczenie

Poprzez skupianie impulsów ultradźwiękowych o niskiej intensywności, które przenikają do tkanek miękkich, LIPUS stanowi obiecującą technologię biomedyczną do zdalnego i bezpiecznego manipulowania odpalaniem neuronów, wydzielaniem hormonów i genetycznie przeprogramowanymi komórkami. Jednak zastosowanie tej technologii do zastosowań medycznych jest obecnie utrudnione ze względu na brak mechanizmów biofizycznych, za pomocą których docelowe tkanki wyczuwają i reagują na LIPUS. Odpowiednim podejściem do identyfikacji tych mechanizmów byłoby wykorzystanie bioczujników optycznych w połączeniu z LIPUS w celu określenia podstawowych szlaków sygnałowych. Jednak zastosowanie LIPUS w mikroskopie fluorescencyjnym może wprowadzić niepożądane artefakty mechaniczne ze względu na obecność fizycznych interfejsów, które odbijają, pochłaniają i załamują fale akustyczne. W artykule przedstawiono krok po kroku procedurę włączania LIPUS do dostępnych na rynku pionowych mikroskopów epifluorescencyjnych przy jednoczesnej minimalizacji wpływu fizycznych interfejsów wzdłuż ścieżki akustycznej. Opisano prostą procedurę obsługi jednoelementowego przetwornika ultradźwiękowego i doprowadzenia strefy ogniskowej przetwornika do punktu ogniskowego obiektywu. Zastosowanie LIPUS zilustrowano przykładem stanów przejściowych wapnia indukowanych przez LIPUS w hodowanych ludzkich komórkach glejaka, mierzonych za pomocą obrazowania wapnia.

Wprowadzenie

Wiele chorób wymaga jakiejś formy inwazyjnej interwencji medycznej. Procedury te są często kosztowne, ryzykowne, wymagają okresów rekonwalescencji, a tym samym stanowią dodatkowe obciążenie dla systemów opieki zdrowotnej. Nieinwazyjne metody terapeutyczne mogą stanowić bezpieczniejszą i tańszą alternatywę dla konwencjonalnych procedur chirurgicznych. Jednak obecne nieinwazyjne podejścia, takie jak farmakoterapia lub przezczaszkowa stymulacja magnetyczna, są często ograniczone przez kompromisy między penetracją tkanek, rozdzielczością czasoprzestrzenną i niepożądanymi efektami poza celem. W tym kontekście zogniskowane ultradźwięki stanowią obiecującą nieinwazyjną technologię, która może manipulować funkcjami biologicznymi głęboko w tkankach z dużą dokładnością czasoprzestrzenną i ograniczonymi efektami poza celem.

Skoncentrowana stymulacja ultradźwiękowa polega na dostarczaniu energii akustycznej w ściśle określone miejsca głęboko w organizmach żywych. W zależności od parametrów impulsu akustycznego, energia ta może mieć różne zastosowania medyczne. Na przykład Agencja ds. Żywności i Leków zatwierdziła stosowanie skoncentrowanych ultradźwięków o wysokiej intensywności (HiFU) do ablacji termicznej guzów prostaty, obszarów mózgu powodujących drżenie, mięśniaków macicy i powodujących ból zakończeń nerwowych w przerzutach do kości1. Kawitacja mikropęcherzykowa za pośrednictwem HiFu jest również wykorzystywana do przejściowego otwierania bariery krew-mózg w celu ukierunkowanego dostarczania leków podawanych ogólnoustrojowo2. Średnia intensywność impulsu w szczycie przestrzennym (Isppa) i średnia intensywność czasowa w szczycie przestrzennym (Ispta) stosowane w zastosowaniach HiFU są zwykle powyżej kilku kW cm-2 i wytwarzają ciśnienie impulsu kilkudziesięciu MPa. Te wartości intensywności są znacznie powyżej zatwierdzonych przez FDA limitów Isppa i Ispta dla ultrasonografii diagnostycznej, odpowiednio 190 W cm-2 i 720 mW cm-23. W przeciwieństwie do tego, ostatnie badania wykazały, że nieniszcząca pulsacyjna stymulacja ultradźwiękowa, która znajduje się w zakresie lub w pobliżu limitów intensywności diagnostycznych ultradźwięków (LIPUS), może być skuteczna w zdalnym i bezpiecznym manipulowaniu wypalaniem neuronów4,5,6,7,8, wydzielanie hormonów9,10 oraz bioinżynieria komórek11. Jednak mechanizmy komórkowe i molekularne, za pomocą których komórki wyczuwają i reagują na ultradźwięki, pozostają niejasne, co wyklucza kliniczną translację LIPUS. W związku z tym w ciągu ostatnich kilku lat badania sztucznych błon, hodowanych komórek i zwierząt stymulowanych ultradźwiękami nabrały tempa, aby ujawnić procesy biofizyczne i fizjologiczne modulowane przez LIPUS12,13,14,15.

Dźwięk składa się z wibracji rozchodzącej się przez fizyczny nośnik. Ultradźwięki to dźwięk o częstotliwości przekraczającej zakres słyszalny dla człowieka (tj. powyżej 20 kHz). W warunkach laboratoryjnych fale ultradźwiękowe są zwykle wytwarzane przez przetworniki piezoelektryczne, które zawierają materiał, który wibruje w odpowiedzi na pole elektryczne oscylujące w określonym paśmie wysokiej częstotliwości. Istnieją dwa rodzaje przetworników: przetworniki jednoelementowe i układy przetworników. Jednoelementowe przetworniki piezoelektryczne mają zakrzywioną powierzchnię, która działa jak soczewka skupiająca, a tym samym koncentruje energię akustyczną w określonym obszarze zwanym strefą ogniskową. Przetworniki jednoelementowe są znacznie tańsze i łatwiejsze w obsłudze niż matryce przetworników. W tym artykule skupimy się na przetwornikach jednoelementowych.

Rozmiar strefy ogniskowej jednoelementowego przetwornika zależy od właściwości geometrycznych soczewki akustycznej i od jej częstotliwości akustycznej. Aby uzyskać milimetrową strefę ogniskową z jednoelementowym przetwornikiem, zazwyczaj wymagane są częstotliwości ultradźwiękowe w zakresie MHz. Niestety, fale akustyczne o takiej częstotliwości są bardzo szybko tłumione, gdy rozchodzą się w rzadkim ośrodku, takim jak powietrze. W związku z tym fale ultradźwiękowe MHz muszą być generowane i rozchodzone do próbki w gęstszym materiale, takim jak woda. Jest to pierwsze wyzwanie związane z integracją modalności LIPUS z mikroskopem.

Drugim wyzwaniem jest zminimalizowanie fizycznych granic między materiałami o różnych impedancjach akustycznych (co jest iloczynem gęstości materiału i prędkości akustycznej) wzdłuż ścieżki akustycznej. Interfejsy te mogą odbijać, załamywać, rozpraszać i pochłaniać fale akustyczne, co utrudnia ilościowe określenie ilości energii akustycznej skutecznie dostarczanej do próbki. Mogą również tworzyć niechciane artefakty mechaniczne. Na przykład odbicia wytwarzane prostopadle do interfejsów impedancji niedopasowania akustycznego tworzą fale rozchodzące się wstecznie, które zakłócają fale rozchodzące się do przodu. Wzdłuż ścieżki interferencyjnej fale znoszą się nawzajem w ustalonych obszarach przestrzeni zwanych węzłami i sumują się w naprzemiennych obszarach zwanych antywęzłami, tworząc tak zwane fale stojące (Rysunek 1). Ważne jest, aby eksperymentator był w stanie kontrolować lub eliminować te eksperymentalne interfejsy in vitro, ponieważ mogą one nie istnieć in vivo.

Pomiar fluorescencji reporterów optycznych jest dobrze znaną metodą badania przezroczystych próbek biologicznych w czasie rzeczywistym i bez fizycznych zakłóceń. Podejście to jest zatem idealne do badań LIPUS, ponieważ wszelkie sondy fizyczne obecne w obszarze sonikowanym wprowadzą artefakty mechaniczne. Protokół ten opisuje implementację i działanie LIPUS w komercyjnym mikroskopie epifluorescencyjnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Hodowla komórek na akustycznie przezroczystej folii poliestrowej

  1. Za pomocą wiertarki stołowej wywierć otwór o średnicy 12 mm w dnie standardowej szalki hodowlanej o średnicy 35 mm. Przesuwaj wiertło powoli i stosuj ochronę oczu. Usuń kawałki plastiku przyczepione do dna szalki za pomocą ostrza, aby stworzyć gładką powierzchnię od strony zewnętrznej (Rysunek 2).
  2. Nałóż cienką warstwę żywicy epoksydowej klasy morskiej lub kleju na zewnętrzną powierzchnię dna szalki.
  3. Przyłóż folię poliestrową (grubość 2,5 µm) do zewnętrznej powierzchni dna szalki i mocno dociśnij, aby upewnić się, że żywica/klej rozłożył się równomiernie między folią a grubą powierzchnią plastiku. Delikatnie rozciągnij folię palcami w kierunku odśrodkowym, aby utworzyć płaską powierzchnię (Rysunek 2).
  4. Po wyschnięciu żywicy/kleju krótko opłucz i osusz szalkę z poliestrowym dnem 95% etanolem, a następnie wysterylizuj, umieszczając szalkę i wewnętrzną powierzchnię jej pokrywki pod silnym źródłem wzbudzenia UV o długości fali 254 nm. Dostosuj czas i natężenie tak, aby dostarczyć dawkę UV wynoszącą około 330 mJ cm-2 w celu całkowitego zniszczenia większości rodzajów mikroorganizmów. Energia ta odpowiada w przybliżeniu czasowi 5 min przy naświetlaniu UV o natężeniu 1 000 µW cm-2.
  5. Rozlej dostępne komercyjnie mieszaniny białek macierzy zewnątrzkomórkowej (EMPM) do małych probówek (50-100 µL) i przechowuj je w temperaturze -20 °C lub niższej w warunkach sterylnych.
  6. W środowisku sterylnym (np. w komorze z laminarnym przepływem powietrza) rozcieńcz zamrożony stok EMPM pożągą niedostępną pożywką hodowlaną w stosunku 1:100. Pracuj na lodzie, aby zapobiec polimeryzacji EMPM w temperaturze pokojowej. Szybko nanieś 100 µL mieszaniny pożywki na folię poliestrową. Nałóż ponownie pokrywkę na szalkę, aby zachować sterylność.
  7. Inkubuj szalki z poliestrowym dnem powleczonym EMPM w inkubatorze CO2 do hodowli komórkowych w temperaturze 37 °C przez 6-12 h.
  8. Po inkubacji odessaj nadmiar pożywki i bezpośrednio wysiej komórki na powierzchnię z pożądaną gęstością. Pracuj w warunkach sterylnych, aby zachować jałowość.

2. Implementacja LIPUS

  1. Umieść zbiornik z wodą pod obiektywem mikroskopu odwróconego o dużej przestrzeni roboczej i bez elementów oświetlenia w torze transmisji.
  2. Wykorzystując dostępne komercyjnie komponenty optomechaniczne, umieść uchwyt próbki pod obiektywem, a uchwyt przetwornika pod uchwytem próbki. W celu późniejszego wyszukiwania próbki i wyrównania ultradźwięków zamontuj oba uchwyty na stolikach translacyjnych.
    1. Ruchome części i siłowniki stolików translacyjnych umieść poza zbiornikiem lub powyżej poziomu wody, aby uniknąć uszkodzeń spowodowanych kontaktem z wodą. W przypadku komponentów optomechanicznych zanurzonych w wodzie stosuj wyłącznie materiały niekorozyjne, takie jak aluminium anodowane lub stal nierdzewna.
  3. Przed użyciem przetwornika immersyjnego napełnij zbiornik wodą dejonizowaną i odgazowaną. Poziom wody powinien pokrywać się z płaszczyzną poziomą uchwytu próbki (Rycina 3).
    UWAGA: Woda dejonizowana zapobiega sprzężeniu elektrycznemu w obecności silnych pól elektrycznych. Odgazowanie zapobiega również rozpraszaniu i zniekształceniom fal akustycznych. Po każdym eksperymencie spuść wodę za pomocą pompy lub zaworu tak, aby poziom wody opadł poniżej pozycji przetwornika. Ponadto często wymieniaj lub filtruj wodę oraz w razie potrzeby czyść zbiornik, aby zapobiec rozwojowi mikroorganizmów.

3. Skośne wzbudzanie akustyczne

  1. Przy użyciu dostępnych w handlu komponentów optomechanicznych, ustaw przetwornik pod kątem względem toru optycznego. Zapewni to, że wszelkie fale odbite zostaną skierowane z dala od próbki (Rycina 3 oraz Rycina 4).

4. Sterowanie przetwornikiem

UWAGA: Przetworniki ultradźwiękowe przekształcają oscylującą energię elektryczną w mechaniczne rozszerzanie i kurczenie się materiału piezoelektrycznego. Konwersja ta powoduje straty energii w postaci energii cieplnej. W związku z tym, że przetworniki posiadają limit szczytowego napięcia wejściowego, mają one również limit mocy elektrycznej, aby uniknąć uszkodzeń termicznych elementu piezoelektrycznego:
figure-protocol-1
gdzie cykl pracy to względny ułamek czasu stymulacji elektrycznej, P to moc elektryczna (w watach), Vrms to wejściowe napięcie efektywne (w woltach) zmiennego źródła napięcia, a Z to impedancja elektryczna (w omach).
figure-protocol-2
gdzie Vpp to wejściowe napięcie szczyt-szczyt przyłożone do przetwornika.

  1. Za pomocą komercyjnego generatora funkcji należy utworzyć sinusoidę o pożądanej częstotliwości, liczbie cykli w impulsie oraz częstotliwości powtarzania impulsów. Jednakże stosunkowo wysoka wartość Vpp, niezbędna do efektywnego sterowania standardowymi przetwornikami ultradźwiękowymi, często wymaga zastosowania wzmacniacza mocy w celu wzmocnienia sygnału wyjściowego (t. j. zwiększyć amplitudę Vpp) generatora funkcji.
    UWAGA: Przykładowo, producent przetwornika wskazuje, że limit mocy dla danego przetwornika wynosi 35 W. Czy sinusoidalne wejściowe napięcie szczyt-szczyt (Vw) o wartości 500 mV przy cyklu pracy 50%, wzmocniony przez wzmacniacz 50 dB/100 W, zmieści się w limicie mocy tego przetwornika?
    1. Aby odpowiedzieć na to pytanie, należy obliczyć napięcie po wzmocnieniu. Dla wzmacniacza mocy wysokiej częstotliwości (RF) współczynnik wzmocnienia (dB) definiuje wzór:
      figure-protocol-3
      Zatem wzmocnione napięcie ma amplitudę wyjściową Vpp (Vpp = Vna zewnątrz) z: figure-protocol-4
      Korzystając z równań 1 i 2 oraz przyjmując wartość 50 Ω jako impedancję elektryczną, moc generowana przez to napięcie wynosi:
      figure-protocol-5
      ​Stymulacja ta mieści się zatem w granicach mocy przetwornika.
    2. Korzystając z powyższego przykładu, oblicz parametry przebiegu fali (Vpp, częstotliwość, czas trwania impulsu oraz częstotliwość repetycji impulsów), które odpowiadają limitom mocy i napięcia podanym przez producenta przetwornika. Należy przestrzegać tych limitów, aby uniknąć uszkodzenia przetwornika oraz innych podłączonych urządzeń.
  2. Wybierz generator funkcji pracujący w zakresie częstotliwości kompatybilnym z przetwornikiem ultradźwiękowym. Ustaw częstotliwość generatora funkcji na nominalną częstotliwość szczytową przetwornika.
  3. Za pomocą trybu seryjnego (burst mode) generatora funkcji należy utworzyć sinusoidalny impuls napięcia o pożąganym czasie trwania i częstotliwości powtórzeń. Napięcie szczyt-szczyt należy ustawić na wybraną wartość. Należy upewnić się, że czas trwania impulsu jest krótszy niż czas odstępu między dwoma kolejnymi impulsami.
  4. Należy sprawdzić, czy przebieg odpowiada pożądanemu sygnałowi, podłączając wyjście generatora funkcji do wejścia oscyloskopu.
  5. Podłącz wyjście generatora funkcji do wejścia wzmacniacza mocy RF (Rysunek 4). Należy upewnić się, że parametry stymulacji mieszczą się w granicach określonych przez producenta przetwornika.

5. Ustawianie wiązki

  1. Wybierz hydrofon, który pracuje w zakresie częstotliwości i przy natężeniu akustycznym zgodnym z częstotliwością i natężeniem przetwornika ultradźwiękowego.
  2. Ostrożnie ustaw końcówkę sondy hydrofonu w ognisku w polu widzenia obiektywu w pozycji odpowiadającej pozycji próbki (Rycina 4).
  3. Upewnij się, że zarówno sonda, jak i przetwornik są zanurzone w dejonizowanej i odgazowanej wodzie. Nie uderzaj końcówką hydrofonu o żaden obiekt fizyczny inny niż woda, ponieważ zmieni to jego powłokę i wpłynie na pomiar.
  4. Wykonaj wstępne, grube wyrównanie przetwornika, pozycjonując wizualnie jego oś akustyczną w stronę sondy hydrofonu. Upewnij się, że odległość między powierzchnią przetwornika a końcówką hydrofonu odpowiada w przybliżeniu ogniskowej przetwornika.
  5. Podłącz wyjście hydrofonu do jednego z wejść sygnałowych oscyloskopu. Podłącz wyzwalacz synchronizacji z generatora funkcji do innego wejścia oscyloskopu. Wizualizuj oba sygnały jednocześnie na oscyloskopie.
  6. Wzbudź przetwornik kilkoma cyklami ultradźwiękami przy niskim cyklu pracy i niskiej amplitudzie, aby uniknąć uszkodzenia sondy. Sprawdź warunki bezpiecznej pracy u producenta hydrofonu, aby uniknąć uszkodzenia końcówki hydrofonu.
  7. Dostosuj pokrętło s/division zgodnie z czasem przejścia ultradźwięków od powierzchni przetwornika do hydrofonu. Szukaj sygnału z hydrofonu na oscyloskopie po wyzwalaczu synchronizacji.
  8. Powoli przesuwaj przetwornik za pomocą zmotoryzowanego lub manualnego stołu XYZ. Pozostaw przetwornik w pozycji, która koreluje z maksymalnym sygnałem hydrofonu (Rycina 4).
    UWAGA: Jeśli nie wykryto sygnału, możliwe jest, że natężenie impulsów akustycznych jest zbyt niskie lub że wiązka jest źle wyrównana lub rozproszona przez jakiś obiekt. Regularnie sprawdzaj, czy hydrofon i przetwornik są wizualnie wyrównane i czy na drodze nie znajdują się żadne pęcherzyki powietrza ani obiekty fizyczne poza folią poliestrową. Jeśli sygnał nadal nie jest wykrywany, nieznacznie zwiększ napięcie wejściowe, aby zwiększyć amplitudę sygnału hydrofonu.

6. Wyznaczanie ciśnienia i natężenia impulsu ultradźwiękowego

  1. Po wyrównaniu wiązki zmierz amplitudę szczyt-szczyt sygnału wyjściowego hydrofonu na oscyloskopie dla różnych napięć sterujących przetwornikiem. Należy upewnić się, że nie przekroczono limitu ciśnienia zalecanego przez producenta hydrofonu.
  2. Przelicz uzyskane pomiary na wartości ciśnienia i/lub intensywności akustycznej, korzystając z metody kalibracji dostarczonej przez producenta hydrofonu.
    UWAGA: Intensywność akustyczną można wyznaczyć na podstawie ciśnienia i odwrotnie, stosując wzór:
    figure-protocol-6
    gdzie I to intensywność akustyczna (w W m-2), P to ciśnienie akustyczne (w Pa), ρ to gęstość materiału, w którym rozchodzi się fala (1,000 kg m-3 dla wody), a c to prędkość dźwięku w ośrodku propagacji (dla wody c = 1,500 m s-1).
  3. Na podstawie tych pomiarów stwórz krzywe kalibracyjne.
    UWAGA: Krzywe zależności ciśnienia od napięcia oraz intensywności od napięcia mają odpowiednio kształt liniowy i paraboliczny.
  4. Wyznacz wartość ciśnienia i/lub intensywności dla pożądanego napięcia sterującego, korzystając z odpowiedniej krzywej kalibracyjnej.

7. Obrazowanie fluorescencyjne żywych komórek w odpowiedzi na wapń/LIPUS

  1. Zastąp pożywkę hodowlaną komórek odpowiednim buforem do obrazowania zawierającym 5 µM przenikającego do komórek barwnika wrażliwego na wapń (np. Fluo-4 AM). Inkubuj szalkę hodowlaną w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C przez 1 h.
  2. Ostrożnie przemyj komórki tym samym buforem bez barwnika.
  3. Umieść szalkę w uchwycie na próbkę. Pobudź komórki za pomocą niebieskiego światła (490 nm) i dostosuj intensywność pobudzenia oraz czas ekspozycji kamery, aby uniknąć nadmiernego blaknięcia fluorescencji lub nasycenia pikseli.
  4. Wykonaj obrazowanie w trybie time-lapse, stosując odpowiednie ustawienia akwizycji obrazu. Aby uzyskać lepszą jakość obrazu i zredukować niepożądane odblaski, użyj obiektywu imersyjnego o dużej odległości roboczej (patrz Rysunek 4).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 5 przedstawia przykład eksperymentu LIPUS przeprowadzonego z jednoczesnym obrazowaniem wapnia. Komórki glejaka (A-172) hodowano na powleczonej EMPM folii poliestrowej w standardowej pożywce hodowlanej (uzupełnionej o 10% surowicy i 1% antybiotyków) i inkubowano z wrażliwym na wapń fluorescencyjnym reporterem Fluo-4 AM. Obrazowanie komórek wykonano przy użyciu obiektywu imersyjnego 10X i oświetlenia białym źródłem światła LED, a fluorescencję zbierano ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Główną zaletą zogniskowanych ultradźwięków jest ich zdolność do nieinwazyjnego dostarczania energii mechanicznej i/lub cieplnej do próbek biologicznych z dużą precyzją czasoprzestrzenną. Inne techniki mające na celu mechaniczną stymulację komórek zwykle wykorzystują inwazyjne sondy fizyczne (np. szturchanie komórek) lub wymagają interakcji wiązek laserowych o wysokiej energii z ciałami obcymi (np. pęseta optyczna). Ogrzewanie magnetyczne może ogrzewać określone lokalizacje przestrzenne wewnątrz próbek b...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy doktorom Michaiłowi Shapiro i Nikicie Reznikowi za owocne dyskusje. Prace te były wspierane przez fundusze start-upowe z Zachodniego Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu oraz grant NIH R21NS101384.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
mikroskop pionowy o dużej objętości roboczejMikroskop pionowy ThorlabsCERNA
o dużej objętości roboczejElementySliceScope
hydrofon igłowy bez igłyONDA CorporationSeria HNP/C/R/A/T + hydrofon igłowy przedwzmacniacza
Akustykanie dotyczy
hydrofon światłowodowyONDA CorporationHFO
Precision Acousticsbrak
oscyloskopuTechnologia KeysightDSOX2004A (4-kanałowy 70 MHz)
generator funkcyjnyKeysight Technology33500B (jednokanałowy 20 MHz)
Wzmacniacz mocy RFElectronic Navigation Industries (ENI)325LA, 525LA, 240L, 350L, A075, 2100L, 3100LA
Wzmacniacz mocy RFElektronika i Innowacje (E& I)
zanurzeniowy przetwornik ultradźwiękowyOlympusskupione zanurzeniowe przetworniki ultradźwiękowe
przetwornik ultradźwiękowyBenthowave InstrumentPrzetwornik HiFu Zanurzeniowy
Precision Acousticspiezoceramiczne lub HiFu
zanurzeniowy przetwornik ultradźwiękowyUltrasonic-S-labPrzetworniki HiFu produkowane na zamówienie
Matrigel o dużej gęstości CorningVWR 80094-330
Folia Mylar 2,5 mikronaChemplexCAT.NO:107
optomechaniczne Scientifica AH/G Precyzja Hydrofon światłowodowy serii Olympus zanurzeniowy przetwornik ultradźwiękowy serii BII-76 Przetworniki

Bibliografia

  1. Elhelf, I. A. S., et al. High intensity focused ultrasound: The fundamentals, clinical applications and research trends. Diagnostic and Interventional Imaging. 99 (6), 349-359 (2018).
  2. Toccaceli, G., Delfini, R., Colonnese, C., Raco, A., Peschillo, S. Emerging strategies and future perspective in neuro-oncology using Transcranial Focused Ultrasound Technology. , World Neurosurgery. (2018).
  3. Duck, F. A. Medical and non-medical protection standards for ultrasound and infrasound. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 93 (1-3), 176-191 (2007).
  4. Legon, W., et al. Transcranial focused ultrasound modulates the activity of primary somatosensory cortex in humans. Nature Neuroscience. 17 (2), 322-329 (2014).
  5. Tyler, W. J. The mechanobiology of brain function. Nature Reviews: Neuroscience. 13 (12), 867-878 (2012).
  6. Tyler, W. J. Noninvasive neuromodulation with ultrasound? A continuum mechanics hypothesis. Neuroscientist. 17 (1), 25-36 (2011).
  7. Tufail, Y., et al. Transcranial pulsed ultrasound stimulates intact brain circuits. Neuron. 66 (5), 681-694 (2010).
  8. Tyler, W. J., et al. Remote excitation of neuronal circuits using low-intensity, low-frequency ultrasound. PloS One. 3 (10), e3511(2008).
  9. Suarez Castellanos, I., et al. Calcium-dependent ultrasound stimulation of secretory events from pancreatic beta cells. Journal of Therapeutic Ultrasound. 5, 30(2017).
  10. Suarez Castellanos, I., Jeremic, A., Cohen, J., Zderic, V. Ultrasound Stimulation of Insulin Release from Pancreatic Beta Cells as a Potential Novel Treatment for Type 2 Diabetes. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (6), 1210-1222 (2017).
  11. Ibsen, S., Tong, A., Schutt, C., Esener, S., Chalasani, S. H. Sonogenetics is a non-invasive approach to activating neurons in Caenorhabditis elegans. Nature Communications. 6, 8264(2015).
  12. Prieto, M. L., Firouzi, K., Khuri-Yakub, B. T., Maduke, M. Activation of Piezo1 but Not NaV1.2 Channels by Ultrasound at 43 MHz. Ultrasound in Medicine and Biology. 44 (6), 1217-1232 (2018).
  13. Kubanek, J., et al. Ultrasound modulates ion channel currents. Scientific Reports. 6, 24170(2016).
  14. Prieto, M. L., Omer, O., Khuri-Yakub, B. T., Maduke, M. C. Dynamic response of model lipid membranes to ultrasonic radiation force. PloS One. 8 (10), e77115(2013).
  15. Sato, T., Shapiro, M. G., Tsao, D. Y. Ultrasonic Neuromodulation Causes Widespread Cortical Activation via an Indirect Auditory Mechanism. Neuron. 98 (5), 1031-1041 (2018).
  16. O'Brien, W. D. Ultrasound-biophysics mechanisms. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 93 (1-3), 212-255 (2007).
  17. Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. P., Bezanilla, F. Corrigendum: Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance. Nature Communications. 8, 16148(2017).
  18. Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. P., Bezanilla, F. Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance. Nature Communications. 3, 736(2012).
  19. Shapiro, M. G., Priest, M. F., Siegel, P. H., Bezanilla, F. Thermal mechanisms of millimeter wave stimulation of excitable cells. Biophysical Journal. 104 (12), 2622-2628 (2013).
  20. Hwang, J. Y., et al. Investigating contactless high frequency ultrasound microbeam stimulation for determination of invasion potential of breast cancer cells. Biotechnology and Bioengineering. 110 (10), 2697-2705 (2013).
  21. Nakano, M., et al. Genetically encoded ratiometric fluorescent thermometer with wide range and rapid response. PloS One. 12 (2), e0172344(2017).
  22. Donner, J. S., Thompson, S. A., Kreuzer, M. P., Baffou, G., Quidant, R. Mapping intracellular temperature using green fluorescent protein. Nano Letters. 12 (4), 2107-2111 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ultrad wi ki o niskiej intensywno ciobrazowanie wapniakom rki glejaka wielopostaciowegowyr wnanie przetwornika ultrad wi kowegosonda hydrofonowakonfiguracja zbiornika wodnegopowlekanie macierz zewn trzkom rkowobrazowanie time lapse

Powiązane artykuły