Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Synteza i charakterystyka amfifilowych nanocząstek złota

17.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58872

⸱

2 lipca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Materials, École Polytechnique Fédérale de Lausanne, 2School of Materials, University of Manchester, 3Interfaculty Institute of Bioengineering, École Polytechnique Fédérale de Lausanne

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Amfifilowe nanocząstki złota mogą być używane w wielu zastosowaniach biologicznych. Przedstawiono protokół syntezy nanocząstek złota pokrytych binarną mieszaniną ligandów oraz szczegółową charakterystykę tych cząstek.

Streszczenie

Nanocząstki złota pokryte mieszaniną 1-oktanetiolu (OT) i kwasu 11-merkapto-1-undekanosulfonowego (MUS) zostały gruntownie przebadane ze względu na ich interakcje z błonami komórkowymi, dwuwarstwami lipidowymi i wirusami. Ligandy hydrofilowe sprawiają, że cząstki te są stabilne koloidalnie w roztworach wodnych, a połączenie z ligandami hydrofobowymi tworzy amfifilową cząstkę, która może być obciążona lekami hydrofobowymi, łączyć się z błonami lipidowymi i być odporna na niespecyficzną adsorpcję białek. Wiele z tych właściwości zależy od wielkości nanocząstek i składu otoczki liganda. Dlatego tak ważne jest posiadanie powtarzalnej metody syntezy i wiarygodnych technik charakteryzacji, które pozwalają na określenie właściwości nanocząstek i składu powłoki liganda. W tym miejscu przedstawiono jednofazową redukcję chemiczną, po której następuje dokładne oczyszczanie w celu syntezy tych nanocząstek o średnicach poniżej 5 nm. Stosunek między dwoma ligandami na powierzchni nanocząstki można dostroić za pomocą ich stosunku stechiometrycznego stosowanego podczas syntezy. Pokazujemy, w jaki sposób różne rutynowe techniki, takie jak transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM), magnetyczny rezonans jądrowy (NMR), analiza termograwimetryczna (TGA) i spektrometria ultrafioletowo-widzialna (UV-Vis), są łączone w celu kompleksowego scharakteryzowania parametrów fizykochemicznych nanocząstek.

Wprowadzenie

Powłoka liganda z nanocząsteczek złota może być zaprojektowana tak, aby wykazywała kilka różnych właściwości, które mogą być zastosowane do rozwiązywania problemów w biomedycynie1,2,3,4. Taka wszechstronność pozwala na kontrolę oddziaływań międzycząsteczkowych między nanocząstkami a biomolekułami5,6,7. Hydrofobowość i ładunek odgrywają decydującą rolę, a także inne parametry powierzchni, które wpływają na to, jak nanocząstki oddziałują z biomolekułami5,8,9. Aby dostroić właściwości powierzchniowe nanocząstek, wybór cząsteczek tiolanu, które tworzą powłokę liganda, oferuje niezliczone możliwości, w zależności od poszukiwanych cech. Na przykład mieszanina cząsteczek ligandów z hydrofobowymi i hydrofilowymi (np. naładowanymi) grupami końcowymi jest często używana do generowania amfifilowych nanocząstek10,11.

Jednym z najważniejszych przykładów tego typu nanocząsteczek jest ochrona mieszaniny nanocząstek OT i MUS (zwanych dalej MUS:OT), która okazała się posiadać wiele istotnych właściwości12,13,14. Po pierwsze, przy składzie otoczki liganda wynoszącym 66% MUS (dalej 66:34 MUS:OT), stabilność koloidalna nanocząstek jest wysoka, osiągając do 33% wagowo w wodzie dejonizowanej, a także w soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (1x, 4 mM fosforan, 150 mM NaCl)15. Co więcej, cząstki te nie wytrącają się przy stosunkowo niskich wartościach pH: na przykład przy pH 2,3 i stężeniu soli 1 M NaCl15, te nanocząstki pozostają stabilne koloidalnie przez wiele miesięcy. Stosunek stechiometryczny między dwiema cząsteczkami na otoczce liganda jest ważny, ponieważ decyduje o stabilności koloidalnej w roztworach o wysokiej sile jonowej16.

Wykazano, że te cząstki przechodzą przez błonę komórkową bez jej niszczenia, poprzez ścieżkę niezależną od energii1,12. Spontaniczne połączenie tych cząstek i dwuwarstw lipidowych leży u podstaw ich dyfuzyjności przez błony komórkowe17. Mechanizm tej interakcji polega na zminimalizowaniu kontaktu między hydrofobową powierzchnią dostępną dla rozpuszczalnika a cząsteczkami wody po fuzji z dwuwarstwami lipidowymi18. W porównaniu z nanocząstkami składającymi się wyłącznie z MUS (nanocząstki mające na swojej powłoce tylko ligand MUS), wyższa hydrofobowość mieszanych nanocząstek MUS:OT (na przykład przy składzie 66:34 MUS:OT) zwiększa rozpiętość średnicy rdzenia, który może łączyć się z dwuwarstwami lipidowymi18. Różne organizacje samoorganizacji powłoki liganda korelują z różnymi trybami wiązania nanocząstek 66:34 MUS:OT z różnymi białkami, takimi jak albumina i ubikwityna, w porównaniu z cząstkami all-MUS19. Ostatnio doniesiono, że nanocząstki 66:34 MUS:OT mogą być wykorzystywane jako środek przeciwwirusowy o szerokim spektrum działania, który nieodwracalnie niszczy wirusy z powodu wielowartościowych wiązań elektrostatycznych ligandów MUS i nielokalnych sprzężeń ligandów OT z białkami kapsydu14. We wszystkich tych przypadkach stwierdzono, że zawartość hydrofobowa, a także rozmiar rdzenia nanocząstek, determinują sposób, w jaki zachodzą te bio-nano interakcje. Te różnorodne właściwości nanocząstek MUS:OT skłoniły do przeprowadzenia wielu badań symulacyjnych komputerowych, które miały na celu wyjaśnienie mechanizmów leżących u podstaw interakcji między cząstkami MUS:OT a różnymi strukturami biologicznymi, takimi jak dwuwarstwy lipidowe20.

Przygotowanie nanocząsteczek Au chronionych przez MUS:OT stawia kilka wyzwań. Po pierwsze, naładowany ligand (MUS) i ligand hydrofobowy (OT) są niemieszające się. W związku z tym rozpuszczalność nanocząstek i ligandów musi być brana pod uwagę podczas całej syntezy, a także podczas charakteryzowania. Ponadto czystość cząsteczek liganda MUS – w szczególności zawartość soli nieorganicznych w materiale wyjściowym – wpływa na jakość, odtwarzalność, a także krótko- i długoterminową stabilność koloidalną nanocząstek.

Tutaj przedstawiono szczegółową syntezę i charakterystykę tej klasy amfifilowych nanocząstek złota chronionych mieszaniną MUS i OT. Podano protokół syntezy ujemnie naładowanego liganda MUS w celu zapewnienia czystości, a tym samym odtwarzalności różnych syntez nanocząstek. Następnie szczegółowo opisano procedurę wytwarzania tych nanocząstek, opartą na powszechnej syntezie jednofazowej, po której następuje dokładne oczyszczanie. Różne niezbędne techniki charakteryzacji21, takie jak TEM, UV-Vis, TGA i NMR, zostały połączone w celu uzyskania wszystkich niezbędnych parametrów do dalszych eksperymentów biologicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Synteza 11-merkapto-1-undekanosulfonianu (MUS)

UWAGA: Ten protokół może być używany w dowolnej skali. W tym miejscu opisana jest skala produktu 10 g.

  1. Undec-10-enesulfonian sodu
    1. Dodać 11-bromo-1-undecen (25 ml, 111,975 mmol), siarczyn sodu (28,75 g, 227,92 mmol) i bromek benzylotrietyloamoniowy (10 mg) do mieszaniny 200 ml metanolu (MeOH) i 450 ml wody dejonizowanej (DI) (stosunek 4:9 v/v MeOH:H2O) do kolby okrągłodennej o pojemności 1 l.
    2. Mieszaninę reakcyjną należy przepłukać zwrotnie w temperaturze 102 °C przez 48 godzin. Zakryj system mechanizmem redukcji ciśnienia - na przykład balonem z igłą lub po prostu igłą. Ta reakcja nie jest wrażliwa na gazy atmosferyczne.
      UWAGA: Roztwór staje się bezbarwny po zakończeniu reakcji.
    3. Podłączyć mieszaninę reakcyjną do wyparki obrotowej w celu odparowania MeOH i zmniejszyć objętość do około 300 ml.
    4. Przenieść pozostały roztwór do lejka o pojemności 1 l.
    5. Ekstrahować pozostały roztwór wodny 5x eterem dietylowym, używając lejka do dodawania. Nieprzereagowany 11-bromo-1-undecen pozostaje w fazie eteru dietylowego, a produkt sulfonowany w H2O.
      UWAGA: Podczas ekstrakcji należy często uwalniać narastające ciśnienie i konsultować się z prawidłowym użyciem lejków do dodawania.
    6. Zebrać końcowy wyekstrahowany roztwór wodny do kolby okrągłodennej o pojemności 1 l z pojedynczą szyjką.
    7. Podłączyć kolbę reakcyjną do wyparki obrotowej, umieszczając odrobinę smaru (lub teflonowych pasków pierścieniowych lub innego uszczelniacza) między kolbą a syfonem.
    8. Powoli zmniejszaj podciśnienie, aby odparować fazę wodną w wyparce obrotowej. Ponieważ produkt jest środkiem powierzchniowo czynnym, podczas parowania dochodzi do pienienia. Aby obejść ten problem, postępuj zgodnie z instrukcjami w następnym kroku.
      1. Dodaj etanol do mieszaniny, aby przyspieszyć parowanieH2Oi zapobiec pienieniu. Gdy spienianie zostanie wznowione z powodu spadku zawartości etanolu, należy zatrzymać parowanie, wyjąć kolbę z wyparki obrotowej, dodać więcej etanolu (około jednej trzeciej całkowitej objętości) i ponownie podłączyć kolbę do wyparki obrotowej. Powtarzaj ten proces, aż mieszanina roztworu znacznie się zmniejszy i nie utworzy pęcherzyków.
    9. Wysuszyć biały proszek bezpośrednio, podłączając kolbę do wysokiej próżni. Im bardziej suchy proszek, tym mniej soli nieorganicznych wkradnie się do kolejnych etapów.
      UWAGA: Do wysuszenia produktu można użyć ciepła, na przykład trzymając kolbę pod próżnią w kąpieli o temperaturze 60 °C i pozostawiając na noc.
    10. Zawiesić biały proszek w 400 ml metanolu w kolbie. Sonikacja w celu rozpuszczenia maksymalnej ilości produktu.
      UWAGA: Celem tego etapu jest rozpuszczenie produktu, ale nie nieorganicznych produktów ubocznych, takich jak nadmiar siarczynu sodu i bromek sodu, które mają ograniczoną rozpuszczalność w metanolu. Używaj metanolu o jak najniższej zawartości wody, ponieważ woda w metanolu zwiększy rozpuszczalność nieorganicznych produktów ubocznych w rozpuszczalniku.
    11. Aby zwiększyć rozpuszczalność produktu, metanol można delikatnie podgrzać w pobliżu temperatury wrzenia (~64 °C).
      UWAGA: Upewnij się, że podczas podgrzewania kolby pracujesz pod wyciągiem. Opary odparowanego metanolu są niebezpieczne.
    12. Przefiltrować roztwór, aby usunąć nierozpuszczalne w metanolu nieorganiczne produkty uboczne. Użyć kolby filtrującej podłączonej do pompy próżniowej i lejka filtrującego z ilościową bibułą filtracyjną lub filtrem borokrzemianowym. Zarówno produkt, jak i sole nieorganiczne są białymi proszkami po wyschnięciu: produkt jest rozpuszczalny w metanolu, podczas gdy sole nie.
    13. Przefiltrowany roztwór przenieść z kolby filtracyjnej do kolby okrągłodennej o pojemności 1 l.
    14. Podłączyć kolbę do wyparki obrotowej i odparować roztwór metanolowy w temperaturze 45 °C, ponownie rozpuścić biały proszek w metanolu i przefiltrować roztwór (kroki protokołu 1.1.7, 1.1.8 i 1.1.9). Powtórz ten proces co najmniej 2 razy, aby zmniejszyć ilość soli nieorganicznej.
    15. Zebrać biały, rozpuszczalny w metanolu proszek (około 30 g, w tej skali).
    16. Rozpuścić około 10 mg produktu w 500 μlD2Oi przenieść roztwór do probówki NMR.
    17. Wykonaj 1-godzinnąspektrometrię NMR na produkcie w D2O przy 400 MHz z 32 skanami.
      UWAGA: Przypisania pików dla 1H NMR (D2O) wynoszą 5,97 (m, 1H), 5,09 (m, 2H), 2,95 (t, 2H), 2,10 (m, 2H), 1,77 (q, 2H), 1,44 (br s, 12H).
  2. 11-acetylotio-undekanosulfonian sodu
    1. Rozpuścić około 30 g undec-10-enesulfonianu sodu (produkt reakcji w sekcji 1.1) w 500 ml metanolu w kolbie okrągłodennej o pojemności 1 l. Do roztworu dodać 2,6x nadmiar kwasu tiooctowego i mieszać go przed lampą UV (250 W) przez noc (~12 h). W przypadku, gdy lampa UV nie jest dostępna, reakcję można przeprowadzić przez refluks przy użyciu inicjatora rodnikowego, takiego jak azobisisobutyronitryl (AIBN); jednak zdecydowanie zaleca się stosowanie lampy UV.
      UWAGA: Upewnij się, że przez cały czas pracujesz pod wyciągiem. Jeśli kolba musi zostać przetransportowana do innego miejsca, w którym znajduje się lampa UV, należy ją uszczelnić, aby uniknąć rozprzestrzeniania się silnego zapachu kwasu tiooctowego. Zachowaj ostrożność podczas obsługi lampy UV: całkowicie zablokuj przestrzeń, w której znajduje się lampa i zapoznaj się z wytycznymi instytucji dotyczącymi bezpieczeństwa dotyczącymi obsługi lampy UV.
    2. Monitoruj reakcję, pobierając ~ 2 ml podwielokrotności z reakcji, odparuj rozpuszczalnik i dodaj deuterowaną wodę, aby sprawdzić za pomocą 1H NMR. Gdy piki odpowiadające wiązaniu podwójnemu znikną, zatrzymaj reakcję.
      UWAGA: Zwykle po 12 godzinach przed lampą UV reakcja jest zakończona. Jeśli mieszanina reakcyjna stanie się mętna, dodaj więcej MeOH i kontynuuj ekspozycję na światło UV przez dodatkowe sześć godzin.
    3. Odparuj cały MeOH w wyparce obrotowej, aż stała pozostałość stanie się pomarańczowo-czerwona. Pozostawiony wystarczająco długo produkt staje się brązowy do czarnego.
      UWAGA: Pracuj uważnie ze względu na silne zapachy kwasu tiooctowego. Silne zapachy wszelkich rozlanych tiolanów można zneutralizować za pomocą wodnego roztworu wybielacza (podchlorynu sodu).
    4. Za pomocą kolby filtrującej przemyć produkt eterem dietylowym w celu usunięcia nadmiaru kwasu tiooctowego, aż do momentu, gdy w supernatantze eteru dietylowego nie pojawią się już żadne zabarwione (pomarańczowo-żółte) substancje. Wysuszyć ciało stałe w wysokiej próżni, a następnie rozpuścić je w metanolu, uzyskując roztwór o barwie od żółtej do pomarańczowej.
      UWAGA: Dodaj tyle metanolu, aby rozpuścić produkt.
      UWAGA: Na tym etapie kolor może się różnić.
    5. Dodać 3 g sadzy do roztworu, energicznie wymieszać i przefiltrować mieszaninę przez medium filtracyjne (patrz tabela materiałów) pokrywające dwie trzecie karbowanej bibuły filtracyjnej.
      UWAGA: Porowata struktura sadzy wychwytuje kolorowy materiał produktu ubocznego (i część produktu). Przefiltrowany roztwór powinien być klarowny. Jeśli przefiltrowany roztwór jest nadal zabarwiony (na żółto), powtórz ten proces.
    6. Całkowicie odparować rozpuszczalnik w wyparce obrotowej i zebrać około 35 g białego proszku.
    7. Rozpuścić ~10 mg produktu w ~500 μLD2Oi przenieść roztwór do probówek NMR.
    8. Wykonaj 1H NMR na produkcie w D2O przy 400 MHz z 32 skanowaniami.
      UWAGA: Przypisania szczytów dla H NMR (D2O) wynoszą 2.93 (t, 4H), 2.40 (s, 3H), 1.77 (m, 2H), 1.62 (m, 2H), 1.45 (br s, 14H).
  3. 11-merkapto-1-undekanosulfonian (MUS)
    1. Refluks 11-acetylotioundekanosulfonianu sodu w temperaturze 102 °C w 400 ml 1 M HCl przez 12 godzin w celu rozszczepienia grupy tiooctanowej i otrzymania tiolu.
    2. Przenieść produkt do kolby okrągłodennej o pojemności 1,5 l lub 2 l. Dodać 200 ml 1 M NaOH do końcowego roztworu i uzupełnić 400 ml wody DI, aby uzyskać końcową objętość 1 l. Dzięki temu roztwór będzie miał kwaśny charakter i zapobiegnie krystalizacji soli nieorganicznych jako produktu ubocznego.
      UWAGA: Całkowita neutralizacja roztworu do pH 7 spowoduje krystalizację produktu nierozpuszczalnego w metanolu.
    3. Przechowywać klarowny roztwór w temperaturze 4 °C, a wykrystalizuje przez noc. Produkt krystalizuje w postaci drobnych kryształów, które są lepkie, gdy są mokre.
      UWAGA: Aby przyspieszyć krystalizację, dodaj wstępnie zsyntetyzowany MUS do roztworu, jeśli jest dostępny.
    4. Zdekantować klarowny sklarowany roztwór i odwirować lepki biały produkt w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml przez 5 minut przy 4 000 x g.
    5. Zdekantować supernatant do innej kolby i wysuszyć białe granulki w wysokiej próżni - w zależności od dostępnej wirówki może to być 2 - 16 probówek lub więcej.
      UWAGA: Filtrowanie nie jest zalecane ze względu na surfaktantowy charakter produktu; Wystąpi nadmierne pienienie i większość produktu zostanie utracona.
    6. Na tym etapie oczyszczania należy zebrać około 12 g (około 30% wydajności) rozpuszczalnego w metanolu MUS.
      UWAGA: Należy pamiętać, że proszek jest drobny i elektrostatyczny - ma tendencję do przyklejania się do szpatułek i powierzchni pojemników. Z supernatantu na etapie wirowania można również wyekstrahować więcej materiału, zmniejszając objętość (do około jednej trzeciej jej pierwotnej wartości) i utrzymując ją na poziomie 4 °C. Zmniejsz objętość jeszcze bardziej (o 75%), aby zwiększyć wydajność na tym etapie.
    7. Rozpuścić ~10 mg produktu w ~500 μLD2Oi przenieść roztwór do probówek NMR.
    8. Wykonaj 1H NMR na produkcie w D2O przy 400 MHz z 32 skanowaniami.
      UWAGA: Przypisania szczytowe H NMR (D2O) wynoszą 2.93 (t, 4H), 2.59 (t, 3H), 1.78 (m, 2H), 1.65 (m, 2H), 1.44 (br s, 14H). Obliczona masa molowa (z uwzględnieniem przeciwjonu sodu) produktu wynosi 290,42 g/mol.

2. Synteza nanocząstek: Przygotowanie odczynników

  1. Umyć wszystkie naczynia szklane (jedną kolbę okrągłodenną o pojemności 250 ml i jedną o pojemności 500 ml z pojedynczą szyjką, lejek o pojemności 100 ml i mały lejek) świeżą wodą królewską (trzy części kwasu solnego na jedną część kwasu azotowego). Opłucz szklane naczynia nadmiarem wody w dygestoriach i usuń wszystkie opary. Następnie opłucz szkło etanolem i wysusz je w laboratoryjnym piecu do szkła (zalecana jest 40 - 60 °C).
  2. Odważyć 177,2 mg (0,45 mmol) trójwodnego chlorku złota (III) (HAuCl4∙3H2O) w małej szklanej fiolce (fiolki o pojemności 10 lub 20 ml z czystego szkła lub na bibułce wagowej).
  3. Zważyć 87 mg (0,3 mmol) MUS w szklanej fiolce o pojemności 20 ml.
  4. Dodać 10 ml metanolu, aby rozpuścić MUS. Sonikować go w kąpieli ultradźwiękowej, aż nie będzie widoczny żaden materiał stały, aby zapewnić całkowite rozpuszczenie.
    UWAGA: Alternatywnie, za pomocą opalarki lub ciepłej kąpieli (~60 °C), delikatnie podgrzej roztwór. Po podgrzaniu przepuść zimną wodę przez zewnętrzną część kolby, aby przywrócić ją do temperatury pokojowej.
  5. Dodać 26 μl (0,15 mmol) OT do roztworu metanolu i wymieszać w celu wymieszania ligandów.
  6. Odważyć 500 mg (13 mmol) borowodorku sodu (NaBH4) i dodać go do 100 ml etanolu w kolbie okrągłodennej o pojemności 250 ml. Mieszać energicznie za pomocą mieszania magnetycznego (600 - 800 obr./min). (NaBH4 potrzebuje od 10 do 20 minut, w zależności od gatunku, aby utworzyć klarowny roztwór w etanolu.)

3. Synteza nanocząstek złota

  1. Rozpuścić sól złota w 100 ml etanolu w kolbie okrągłodennej o pojemności 500 ml i rozpocząć mieszanie z prędkością 800 obr./min za pomocą pręta magnetycznego na płytce mieszającej. Upewnij się, że złota sól całkowicie się rozpuściła.
  2. Umieścić lejek o pojemności 100 ml nad kolbą okrągłodenną. Umieść lejek na górze lejka do dodawania z ilościowym filtrem papierowym w środku. Gdy NaBH4 zostanie rozpuszczony w etanolu, należy rozpocząć filtrowanie roztworu do lejka do dodawania przez bibułę filtracyjną w lejku.
  3. Dodać roztwór liganda do mieszaniny reakcyjnej. Odczekaj 15 minut na utworzenie się kompleksu złoto-tiolanowego. Zmiana koloru mieszaniny reakcyjnej z półprzezroczystego żółtego na mętny żółty wskazuje na tworzenie się kompleksu złoto-tiolanowego.
  4. Rozpocznij dodawanie przefiltrowanego roztworu NaBH4 od lejka do dodawania kroplami. Dostosuj czas interwału kropli tak, aby dodanie NaBH4 trwało około 1 godziny.
  5. Po całkowitym dodaniu NaBH4 usunąć lejek. Mieszaj reakcję przez kolejną godzinę. Pod koniec reakcji usunąć mieszadło magnetyczne za pomocą magnesu umieszczonego na zewnątrz kolby.
  6. Za pomocą przegrody zamknij kolbę i wbij igłę w przegrodę, aby uwolnić gazH2, który wydobędzie się po reakcji.
  7. Mieszaninę reakcyjną należy przechowywać w lodówce laboratoryjnej (4 °C) w celu wytrącenia nanocząstek przez noc.

4. Opracowanie syntezy

  1. Zdekantować sklarowany nad nim etanol w celu zmniejszenia objętości.
  2. Przenieść pozostały środek strącający do probówek wirówkowych o pojemności 50 ml i wirować przez 3 minuty przy 4 000 x g.
  3. Zdekantować supernatant, ponownie zdyspergować nanocząstki etanolem przez wirowanie i ponownie je odwirować. Powtórz ten proces prania 4 razy.
  4. Wysuszyć nanocząstki w próżni, aby usunąć resztki etanolu.
  5. Aby oczyścić nanocząstki z wolnych hydrofilowych ligandów/cząsteczek, rozpuść osady w 15 ml wody DI i przenieś je do probówek wirówkowych z membraną filtracyjną o odciętej masie cząsteczkowej 30 kDa. Dializa jest również możliwa do tej procedury.
  6. Odwirować te probówki przez 5 minut przy 4 000 x g, aby zagęścić roztwór nanocząstek.
  7. Dodaj 15 ml wody demineralizowanej do tego roztworu i odwiruj do ponownego zagęszczenia. Powtórz ten proces czyszczenia co najmniej 10 razy < br / > UWAGA: Jedną z oznak tego, że zanieczyszczenia rozpuszczalne w wodzie zostały usunięte, jest brak pienienia się podczas mieszania odpadów wodnych; w końcu większość zanieczyszczeń to dwusiarczki MUS z samym sobą lub z OT (można to określić zbierając materiał i wykonując 1H NMR).
  8. Po odwirowaniu przenieś skoncentrowane nanocząstki do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml. Aby zamienić nanocząstki w łatwy do opanowania proszek, wytrącić je w rozpuszczalniku, takim jak aceton, lub liofilizować pozostały roztwór wodny. Po liofilizacji nanocząstki mają tendencję do tworzenia sypkiego proszku, który przykleja się do powierzchni i może być trudny do manipulowania.

5. Charakterystyka nanocząstek

  1. czystość
    1. Aby sprawdzić, czy nanocząstki są wolne od niezwiązanych ligandów, należy rozpuścić 5 mg suchych nanocząstek w 600 μlD2Oi wykonać 1-godzinnypomiar NMR cząstek. Jeśli nie ma ostrych pików ligandów, oznacza to, że nanocząstki są wolne od małych cząsteczek organicznych.
  2. Stosunek ligandów
    1. Przygotować 20 mg/mlmetanolu-d4 roztworu jodu. Dodaj 600 μl tego roztworu do ~5 mg nanocząstek w szklanej fiolce, aby wytrawić nanocząstki.
    2. Owinąć nakrętkę fiolki folią parafinową i poddać sonikacji w kąpieli ultradźwiękowej przez 20 minut. Przenieść roztwór do probówki NMR i uzyskać widmo 1H NMR (400 MHz) za pomocą 32 skanów.
  3. Gęstość ligandów
    1. Przenieść od 2 do 8 mg nanocząstek do tygla TGA. Wybierz zakres temperatur od 30 °C do 900 °C i prędkość 5 °C na minutę w gazie N2.
  4. Rozkład wielkości
    1. Tem
      1. Przygotować 0,1 mg/ml roztworu nanocząstek w wodzie demineralizowanej. Upuść 5 μl przygotowanego roztworu na miedzianą siatkę o oczkach 400 wspartych węglem. Poczekaj, aż wyschnie.
      2. Przenieś siatkę w uchwycie TEM i włóż ją do mikroskopu. Wykonaj od 5 do 10 zdjęć o powiększeniu co najmniej 64 000X, działających przy napięciu 200 kV.
        UWAGA: Aby zwiększyć kontrast, można włożyć przysłonę obiektywu o długości fali 20 nm.
    2. Widma UV-VIS
      1. Przygotować roztwór nanocząstek o stężeniu 0,2 mg/ml w wodzie demineralizowanej.
      2. Umieść wymaganą ilość tego roztworu w kuwecie kwarcowej i skanuj od 200 nm do 700 nm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Etapy reakcji syntezy MUS przedstawiono na Rysunku 1. Widma 1H NMR produktu z każdego etapu przedstawiono na Rysunku 2. Schemat syntezy binarnych amfifilowych nanocząstek złota MUS:OT opisano na Rysunku 3. Po syntezie oczyszczanie nanocząstek polegało na kilkukrotnym przemyciu cząstek etanolem i wodą dejonizowaną (DI water). Przed przeprowadzeniem charakterystyki nanocząstek, czystość nano...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten opisuje najpierw syntezę liganda MUS, a następnie syntezę i charakterystykę amfifilowych nanocząstek złota MUS:OT. Synteza MUS przy minimalnej zawartości soli umożliwia lepszą wiarygodność stosunku stechiometrycznego między ligandami podczas syntezy nanocząstek, co jest kluczowym czynnikiem dla powtarzalnej syntezy nanocząstek MUS:OT o docelowej zawartości hydrofobowej (ryc. 8). Zastosowanie metanolu jako powszechnego rozpuszczalnika dla MUS i OT, wraz z syntezą cząstek w etanol...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Z.P.G. i F.S. dziękują Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki, a w szczególności NCCR 'Inżynierii Systemów Molekularnych'. Z.L. i F.S. dziękują za wsparcie grantu Swiss National Science Foundation Division II. Wszyscy autorzy dziękują Quy Ongowi za owocne dyskusje i korektę manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
11-bromo-1-undecenSigma Aldrich467642-25 ml
Siarczyn soduSigma AldrichS0505-250 g
Bromek benzylotrietyloamonowySigma Aldrich147125-25 g
MetanolVWRBDH1135-2,5 LP
DI wodaMiliporeZRXQ003WWWoda dejonizowana
1 L okrągły kolba dolnaDURAN24 170 56
Eter dietylowySigma Aldrich1.00930 EMD Millipore
Listwa mieszającaSigma AldrichZ329207,
Smar wysokopróżniowy Dow CorningSigma AldrichZ273554 ALDRICH
Kolba filtrującaDURAN20 201 63
Lejek filtrujący BuchnerFisherSci
Etanol >99,8%, ACS, OdczynnikVWR2081.321DP
Dwutlenek deuteruSigma Aldrich151882 ALDRICH
Kwas tiooctowy 96%Sigma AldrichT30805 ALDRICH
SadzaSigma Aldrich05105-1KG
CeliteSigma AldrichD3877 SIGMA-ALDRICHMedium filtracyjne
SkraplaczSigma AldrichZ531154
Kwas solny, odczynnik ACS 37%Sigma Aldrich320331 SIGMA-ALDRICH
Wodorotlenek sodu, BioXtra, granulki (bezwodne)Sigma AldrichS8045 SIGMA-ALDRICH
Probówki wirówkoweVWR525-0155P
250 mL kolba okrągłodennaDURAN24 170 37
Kolba okrągłodenna 500 mlDURAN24 170 46
Kwas azotowy, odczynnik fACS 70%Sigma Aldrich438073 SIGMA-ALDRICH
Trójwodny chlorek złota(III) >99,9% na bazie metali śladowychSigma Aldrich520918 ALDRICH
1-oktanotiol >98,5%Sigma Aldrich471836 ALDRICH
Borowodorek sodu purum p.a.>96%Sigma Aldrich71320 Lejek do dodawania ALDRICH
Sigma AldrichZ330655 SIGMA
LejekDURAN21 351 46
Bibuła filtracyjna składana 2VWhatman1202-150
AmiconMerckUFC903024
Jod, odczynnik ACS, >99,8%, stałySigma Aldrich207772 SIGMA-ALDRICH
Rurki NMR 5 mm, typ 5HP (wysoka precyzja)Armar32210.503Długość 178 mm
Metanol-d4 99,8 atomu%DTygiel TGA Armar16400.2035
Thepro9095-9270.45
400 mesh siatka miedziana na wspartym węglemMikroskopia elektronowa ScienceCF400-Cu
Hellma AnalyticsNumer katalogowy: 100-1-40
11707335 Kuweta kwarcowa

Bibliografia

  1. Verma, A., et al. Effect of surface properties on nanoparticle-cell interactions. Small. 6 (1), 12-21 (2010).
  2. Yeh, Y. -C., et al. Gold nanoparticles: preparation, properties, and applications in bionanotechnology. Nanoscale. 4 (6), 1871-1880 (2012).
  3. Mirza, A. Z. A novel drug delivery system of gold nanorods with doxorubicin and study of drug release by single molecule spectroscopy. Journal of Drug Targeting. 23 (1), 52-58 (2015).
  4. Mirza, A. Z., et al. Fabrication and characterization of doxorubicin functionalized PSS coated gold nanorod. Arabian Journal of Chemistry. , In Press (2014).
  5. Nel, A. E., et al. Understanding biophysicochemical interactions at the nano-bio interface. Nature Materials. 8 (7), 543-557 (2009).
  6. Yeo, E. L. L., et al. Protein Corona around Gold Nanorods as a Drug Carrier for Multimodal Cancer Therapy. ACS Biomaterials Science and Engineering. 3 (6), 1039-1050 (2017).
  7. Lin, J., et al. Cell membranes open "doors" for cationic nanoparticles/ biomolecules: Insights into uptake kinetics. ACS Nano. 7 (12), 10799-10808 (2013).
  8. Saha, K., et al. Regulation of Macrophage Recognition through the Interplay of Nanoparticle Surface Functionality and Protein Corona. ACS Nano. 10 (4), 4421-4430 (2016).
  9. Moyano, D. F., et al. Fabrication of corona-free nanoparticles with tunable hydrophobicity. ACS Nano. 8 (7), 6748-6755 (2014).
  10. Pengo, P., et al. Gold nanoparticles with patterned surface monolayers for nanomedicine: current perspectives. European Biophysics Journal. 46 (8), 749-771 (2017).
  11. Kuna, J. J., et al. The effect of nanometre-scale structure on interfacial energy. Nature Materials. 8 (10), 837-842 (2009).
  12. Verma, A., et al. Surface-structure-regulated cell-membrane penetration by monolayer-protected nanoparticles. Nature Materials. 7 (7), 588-595 (2008).
  13. Van Lehn, R. C., et al. Lipid tail protrusions mediate the insertion of nanoparticles into model cell membranes. Nature Communications. 5, 4482-4493 (2014).
  14. Cagno, V., et al. Broad-spectrum non-toxic antiviral nanoparticles with a virucidal inhibition mechanism. Nature Materials. 17 (2), 195-203 (2018).
  15. Uzun, O., et al. Water-soluble amphiphilic gold nanoparticles with structured ligand shells. Chemical Communications. 2 (2), 196-198 (2008).
  16. Huang, R., et al. Colloidal stability of self-assembled monolayer-coated gold nanoparticles: The effects of surface compositional and structural heterogeneity. Langmuir. 29 (37), 11560-11566 (2013).
  17. Carney, R. P., et al. Electrical method to quantify nanoparticle interaction with lipid bilayers. ACS Nano. 7 (2), 932-942 (2013).
  18. Van Lehn, R. C., et al. Effect of particle diameter and surface composition on the spontaneous fusion of monolayer-protected gold nanoparticles with lipid bilayers. Nano Letters. 13 (9), 4060-4067 (2013).
  19. Huang, R., et al. Effects of surface compositional and structural heterogeneity on nanoparticle-protein interactions: Different protein configurations. ACS Nano. 8 (6), 5402-5412 (2014).
  20. Van Lehn, R. C., et al. Free energy change for insertion of charged, monolayer-protected nanoparticles into lipid bilayers. Soft Matter. 10 (4), 648-658 (2014).
  21. Ong, Q., et al. Characterization of Ligand Shell for Mixed-Ligand Coated Gold Nanoparticles. Accounts of Chemical Research. 50 (8), 1911-1919 (2017).
  22. Marbella, L. E., et al. NMR techniques for noble metal nanoparticles. Chemistry of Materials. 27 (8), 2721-2739 (2015).
  23. Templeton, A. C., et al. Reactivity of Monolayer-Protected Gold Cluster Molecules Steric Effects. Journal of American Chemical Society. 120 (8), 1906-1911 (1998).
  24. Harkness, K. M., et al. A structural mass spectrometry strategy for the relative quantitation of ligands on mixed monolayer-protected gold nanoparticles. Analytical Chemistry. 82 (22), 9268-9274 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Skład otoczki ligandówtransmisyjna mikroskopia elektronowamagnetyczny rezonans jądrowyanaliza termograwimetrycznaspektrometria w ultrafiolecie i świetle widzialnymrozkład wielkości nanocząstekpomiar gęstości ligandówsynteza oktanotiolu MUSoczyszczanie nanocząstek
Synteza i charakterystyka amfifilowych nanocząstek złota
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.