Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów

8.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/58912

⸱

8 lutego 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centre de Résonance Magnétique des Systèmes Biologiques (CRMSB), Unités Mixtes de Recherche (UMR) 5536, Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS)/Université Bordeaux

W tym artykule

Podsumowanie

Po sprawdzeniu za pomocą funkcjonalnego rezonansu magnetycznego zależnego od poziomu tlenu we krwi (BOLD fMRI), że odpowiedni obszar kory somatosensorycznej pola beczkowego (zwany S1BF) jest prawidłowo aktywowany, głównym celem tego badania jest ilościowe określenie wahań zawartości mleczanu w aktywowanych mózgach szczurów za pomocą zlokalizowanej spektroskopii rezonansu magnetycznego protonów (1H-MRS) przy 7 T.

Streszczenie

Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) daje możliwość pomiaru zawartości metabolitów w mózgu in vivo i nieinwazyjnie. Dzięki postępowi technologicznemu w ciągu ostatniej dekady i wzrostowi natężenia pola magnetycznego możliwe jest obecnie uzyskanie widm o dobrej rozdzielczości in vivo w mózgu szczura. Neuroenergetyka (tj. nauka o metabolizmie mózgu), a zwłaszcza interakcje metaboliczne między różnymi typami komórek, cieszą się w ostatnich latach coraz większym zainteresowaniem. Wśród tych interakcji metabolicznych istnienie czółenka mleczanowego między neuronami a astrocytami jest nadal przedmiotem dyskusji. W związku z tym bardzo interesujące jest przeprowadzenie funkcjonalnej spektroskopii protonowego rezonansu magnetycznego (1H-MRS) w szczurzym modelu aktywacji mózgu i monitorowania mleczanu. Jednak pik mleczanu metylu nakłada się na piki rezonansu lipidowego i jest trudny do określenia ilościowego. Opisany poniżej protokół pozwala na monitorowanie wahań metabolicznych i mleczanowych w aktywowanym obszarze mózgu. Aktywację mózgu uzyskuje się poprzez stymulację wąsów, a 1H-MRS wykonuje się w odpowiedniej aktywowanej korze beczkowatej, której obszar jest wykrywany za pomocą funkcjonalnego rezonansu magnetycznego zależnego od poziomu tlenu we krwi (BOLD fMRI). Wszystkie kroki są w pełni opisane: wybór środków znieczulających, cewek i sekwencji, osiągnięcie skutecznej stymulacji wąsów bezpośrednio w magnesie oraz przetwarzanie danych.

Wprowadzenie

Mózg posiada wewnętrzne mechanizmy, które pozwalają regulować jego główny substrat (tj. glukozę), zarówno pod względem jego wkładu, jak i wykorzystania, w zależności od zmian w lokalnej aktywności mózgu. Chociaż glukoza jest głównym substratem energetycznym dla mózgu, eksperymenty przeprowadzone w ostatnich latach wykazały, że mleczan, który jest wytwarzany przez astrocyty, może być wydajnym substratem energetycznym dla neuronów. Rodzi to hipotezę o transferze mleczanowym między astrocytami a neuronami1. Znana jako ANLS, od astrocyte-neuron lactate shuttle2, teoria ta jest nadal mocno dyskutowana, ale doprowadziła do propozycji, że glukoza, zamiast trafiać bezpośrednio do neuronów, może dostać się do astrocytów, gdzie jest metabolizowana do mleczanu, metabolitu, który jest następnie przenoszony do neuronów, które wykorzystują go jako wydajny substrat energetyczny. Jeśli taki wahadłowiec istnieje in vivo, miałoby to kilka ważnych konsekwencji, zarówno dla zrozumienia podstawowych technik funkcjonalnego obrazowania mózgu (pozytonowa tomografia emisyjna [PET]), jak i dla rozszyfrowania zmian metabolicznych obserwowanych w patologiach mózgu.

Aby badać metabolizm mózgu, a w szczególności interakcje metaboliczne między neuronami i astrocytami, dostępne są cztery główne techniki (nie wliczając mikro-/nanosensorów): autoradiografia, PET, dwufotonowa fluorescencyjna mikroskopia konfokalna i MRS. Autoradiografia była jedną z pierwszych zaproponowanych metod i dostarcza obrazów regionalnej akumulacji radioaktywnej 14C-2-deoksyglukozy w wycinkach mózgu, podczas gdy PET daje in vivo obrazy regionalnego wychwytu radioaktywnej 18F-deoksyglukozy. Oba mają tę wadę, że wykorzystują cząsteczki napromieniające podczas tworzenia obrazów o niskiej rozdzielczości przestrzennej. Mikroskopia dwufotonowa zapewnia rozdzielczość komórkową sond fluorescencyjnych, ale rozpraszanie światła przez tkankę ogranicza głębokość obrazowania. Te trzy techniki były wcześniej wykorzystywane do badania neuroenergetyki u gryzoni podczas stymulacji wąsów3,4,5,6. In vivo (in vivo) MRS ma podwójną zaletę: jest nieinwazyjny i nieradioaktywny, a każda struktura mózgu może być zbadana. Co więcej, MRS może być wykonywany podczas aktywacji neuronów, technika zwana funkcjonalnym MRS (fMRS), która została opracowana bardzo niedawno u gryzoni7. W związku z tym zaproponowano protokół monitorowania metabolizmu mózgu podczas aktywności mózgowej za pomocą 1H-MRS in vivo i nieinwazyjnie. Procedura jest opisana u dorosłych, zdrowych szczurów z aktywacją mózgu uzyskaną przez stymulację wąsów powietrzem wykonaną bezpośrednio w obrazie rezonansu magnetycznego (MR) 7 T, ale może być dostosowana u zwierząt modyfikowanych genetycznie, jak również w każdym stanie patologicznym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi Eksperymentów na Zwierzętach Dyrektywy Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 roku (86/609/EWG). Protokół był zgodny z wytycznymi etycznymi francuskiego Ministerstwa Rolnictwa i Leśnictwa i został zatwierdzony przez lokalne komisje etyczne (Comité d'éthique pour L'expérimentation Animale Bordeaux n°50112090-A).

UWAGA: Podczas pomiarów MR niezbędny jest odpowiedni poziom znieczulenia i monitorowanie fizjologiczne (temperatura ciała, częstość oddechów).

1. Zwierzęta

  1. Używaj samców szczurów rasy Wistar o wadze od 350 do 450 g.
  2. Utrzymuj je w cyklu światło-ciemność o godzinie 12:12 i dostarczaj jedzenie i wodę ad libitum.

2. Znieczulenie

  1. Przygotuj sprzęt potrzebny do znieczulenia (ryc. 1A,B, patrz tabela materiałów): strzykawkę o pojemności 5 ml zawierającą medetomidynę w roztworze soli fizjologicznej (240 μg/kg/h, o szybkości perfuzji 20 μl/min), strzykawkę 0,5 ml zawierającą atipamezol (20 μl w 0,5 ml roztworu soli fizjologicznej) i maść do oczu.
    UWAGA: Cały sprzęt należy przechowywać pod okapem wyciągowym, z wyjątkiem strzykawki o pojemności 5 ml zawierającej medetomidynę, która jest umieszczona w pompie strzykawkowej w pobliżu magnesu w celu znieczulenia podczas pobierania MR.
  2. Umieść szczura w komorze indukcyjnej, rozpocznij znieczulenie od podania 4% izofluranu i dostosuj natężenie przepływu tlenu do 1,5 l/min.
  3. Oceń głębokość znieczulenia, oceniając wycofanie odruchów łapy.
  4. Kiedy szczur nie reaguje na stymulację, wyjmij go z pudełka anestezjologicznego, połóż na ławce z nosem w masce izofrelanu i utrzymuj znieczulenie, dostarczając 2,5% tlenu w tempie 1,5 l/min.
  5. Delikatnie masuj ogon i umieść opaskę uciskową (Rysunek 1C).
    UWAGA: Masaż można wykonywać w ciepłej wodzie, o temperaturze od 38 do 42 °C, w celu uzyskania lepszego rozszerzenia naczyń krwionośnych żył.
  6. Wprowadzić obwodowy cewnik dożylny (22 G), uprzednio heparynizowany, do lewej lub prawej żyły ogonowej. Zwróć uwagę, że obserwuje się powrót żylny (kropla krwi jest widoczna w dystalnej części igły), gdy cewnik jest prawidłowo wprowadzony (Rysunek 1D).
  7. Wydmuchać wszelkie pęcherzyki powietrza znajdujące się w martwej przestrzeni cewnika za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml zawierającej roztwór soli fizjologicznej i heparynę.
  8. Nałożyć maść do oczu i przygotować strzykawkę zawierającą atipamezol (17 μg/ml), aby obudzić szczura pod koniec eksperymentu.

3. Umieszczenie szczura w magnesie do stymulacji wąsów

  1. Umieść czujnik oddechu na łóżku magnetycznym, a następnie przenieś szczura z ławki na łóżko magnetyczne. Umieść go w pozycji leżącej z nosem w masce izofrubanu, z czujnikiem oddechu umieszczonym między klatką piersiową a łożem magnesu.
    UWAGA: Wszystkie urządzenia, które wchodzą do pomieszczenia MRI, powinny być bezpieczne dla MRI.
  2. Zmniejsz poziom izofluranu (z 4% do 1,5%-2%) podczas umieszczania u szczurów i zmień znieczulenie na medetomidynę pod koniec tej procedury. Upewnij się, że prawe wąsy są wolne, po uprzednim przecięciu prawej krawędzi z przodu łóżka MRI szczura, aby umożliwić ruch wąsów.
  3. Przytrzymaj szczura w odpowiedniej pozycji za pomocą taśmy i monitoruj jego oddech, który musi wynosić od 60 do 80 oddechów na minutę.
  4. Zrób żagiel, który uwięzi wszystkie prawe wąsy w taśmie papierowej (Rysunek 2). Ustaw elastyczną rurę wylotową systemu zaciągania się powietrzem wzdłuż łoża rezonansu magnetycznego szczurów tak, aby część wychodząca z rurki była prostopadła i znajdowała się około 1.5 cm od żagla. Napraw to taśmą papierową.

4. Stymulacja wąsów

  1. Podłącz elastyczną rurę wlotową ze źródła sprężonego powietrza (1 bar) do wejścia elektromagnetycznego zaworu sterującego, a rurę wylotową do wyjścia elektromagnetycznego zaworu sterującego (Rysunek 3). Upewnij się, że elektromagnetyczny zawór sterujący pozostaje na zewnątrz pomieszczenia magnesu.
  2. Podłącz urządzenie pulsacyjne do zaworu elektromagnetycznego i do magnesu za pomocą portu logiki tranzystor-tranzystor (TTL). Skonfiguruj go tak, aby częstotliwość pulsowania = 8 Hz, czas pulsowania = 20 s, a czas spoczynku = 10 s.
    UWAGA: Parametry te, wizualizowane na małym wyświetlaczu ciekłokrystalicznym (LCD), są regulowane za pomocą trzech dedykowanych potencjometrów analogicznych. Elektroniczne urządzenie pulsacyjne, które kontroluje paradygmat, musi składać się z wysokiej jakości komponentów elektronicznych, aby uniknąć jakichkolwiek odchyleń w parametrach czasowych (dla prawidłowego przetwarzania końcowego).

5. Odważna akwizycja fMRI

  1. Umieść mózg szczura tak, aby znajdował się w pozycji pionowej i użyj nauszników, aby go utrzymać. Umieść cewkę z matrycą głośności nad głową szczura (Rysunek 4A) i przymocuj ją za pomocą taśmy. Sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo (ruch przednio-tylny, brak obrotu i tarcia żagla), gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go.
  2. Włóż łóżko i cewkę do środka magnesu. Sprawdź, czy żagiel nadal porusza się prawidłowo, gdy łóżko znajdzie się wewnątrz magnesu, gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go. Całkowicie przestawić się z izofluranu na medetomidynę (szybkość perfuzji: 20 μl/min).
  3. Sprawdź, czy szczur jest dobrze zlokalizowany, korzystając z sekwencji lokalizacyjnej (TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; średnia = 1; powtórzenie = 1; plasterek = 1 mm; rozmiar obrazu = 256 x 256; pole widzenia (FOV) = 50 x 50 mm; czas skanowania = 12 s 800 ms). Przeciągnij zakładkę Sekwencja lokalizatora do nazwy instrukcji i kliknij Kontynuuj.
  4. Przeciągnij zakładkę sekwencji T2_Star_FID_EPI do nazwy instrukcji, wyśrodkuj pole widzenia na środku mózgu i kliknij kartę Platforma regulacyjna, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania. Nagraj mapę B0 i przejdź do podkładki skanowania.
    UWAGA: W przypadku mapy B0 należy użyć następujących parametrów: czas pierwszego echa = 1,65 ms; TR = 20 ms, średnia = 1; kąt odwrócenia = 30°; odstęp echa = 3,805 ms; plasterek = 58 mm; rozmiar obrazu = 64 x 64 x 64; Pole widzenia = 58 x 58 x 58 mm; Czas skanowania = 1 m 24 s 920 ms. W przypadku podkładki skanowania należy użyć następujących parametrów: selektywne wzbudzenie woksela = impuls gaussowski STEAM; TE = 5 ms; czas mieszania = 10 ms; czas akwizycji = 204,8 ms; szerokość pasma = 10 000 Hz; czas przebywania = 50 μs).
  5. Rozpocznij sekwencję Star_FID_EPI T2 (TE = 16,096 ms; TR = 500 ms; średnia = 1; powtórzenie = 600; plasterek = 1 mm; cztery kolejne plasterki; rozmiar obrazu = 128 x 128; Pole widzenia = 20 x 20 mm; szerokość pasma = 333,333,3 Hz; Czas skanowania = 5 min 00 s).
    UWAGA: Ze względu na port TTL, zewnętrzny sygnał wyzwalający uruchomi system zaciągania się powietrzem w tym samym czasie. Paradygmat = [aktywacja 20 s + 10 s spoczynku] x 10, dla całkowitego czasu trwania 600 skanów, 500 ms na skan. Plastry są wyśrodkowane na środku obszaru pola beczkowego.
  6. Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną (taką samą jak ta opisana w kroku 5.3), aby porównać ją z pierwszą i sprawdzić, czy szczur poruszył się podczas sekwencji T2_Star_FID_EPI.
  7. Ustaw złoże w pozycji wyjściowej, wyjmij cewkę macierzy objętości i podłącz cewkę powierzchniową.

6. ODWAŻNE PRZETWARZANIE

  1. Otwórz plik T2 Star_FID_EPI i odczytaj obraz T2 Star_FID_EPI w programie Image Display. Otwórz okno startowe kontrolera funkcjonalnego o nazwie FunController.
  2. W tej zakładce Przetwarzanie wybierz okno obrazowania funkcjonalnego i zdefiniuj protokół stymulacji (czas trwania i naprzemienność okresów włączania/wyłączania, odpowiadający zastosowanemu paradygmatowi).
  3. Wybierz okno protokołu (zestaw danych z 600 ramkami) i wstaw wartość 40 w zakładce On Period i 20 w zakładce Off period. Kliknij zakładkę Invert Attribution i przeciągnij suwak Stimulation States w lewo, aby wybrać wartość 1.
  4. W oknie przetwarzania wstępnego kliknij filtr Mediana w płaszczyźnie do przetwarzania wstępnego i na filtr Mediana (2D, 3D) do przetwarzania końcowego.
  5. Kliknij kartę Wykonaj i przeciągnij kursory, aby dostosować tabelę przeglądową nakładki. Wizualizuj aktywowany obszar mózgu (Rysunek 4B).

7. Przejęcia Proton MRS

  1. Aby prawidłowo ustawić cewkę powierzchniową, zmodyfikuj położenie głowy szczura. Obróć głowicę (około 30° zgodnie z ruchem wskazówek zegara) tak, aby cewka powierzchniowa (Rysunek 5A) mogła być umieszczona tuż nad lewą korą lufy, będąc w pozycji poziomej i umieszczona w środku magnesu, gdy znajduje się wewnątrz magnesu.
  2. Umieść cewkę powierzchniową, przymocuj ją do mózgu szczura za pomocą taśmy (Rysunek 5B) i sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo (ruch przednio-tylny, brak obrotu i tarcia żagla), gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go głównym wyłącznikiem.
  3. Sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo, gdy łóżko znajdzie się wewnątrz magnesu, gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony. Następnie wyłącz go.
  4. Sprawdź, czy szczur jest prawidłowo ustawiony, korzystając z sekwencji lokalizacyjnej. Ustaw parametry w następujący sposób: TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; średnia = 1; powtórzenie = 1; plasterek = 1 mm; rozmiar obrazu = 256 x 256; Pole widzenia = 50 x 50 mm; Czas skanowania = 12 s 800 ms.
    1. Przeciągnij zakładkę Sekwencja lokalizatora do okna Nazwa instrukcji i kliknij zakładkę Kontynuuj, aby uruchomić program skanujący.
  5. Gdy lokalizacja mózgu jest poprawna, przeciągnij zakładkę sekwencji T2_TurboRARE w oknie Nazwa instrukcji i kliknij Kontynuuj, aby uruchomić program skanujący. Te obrazy anatomiczne, wraz z wcześniejszą akwizycją BOLD fMRI, pozwolą na prawidłową lokalizację woksela w S1BF dla MRS.
    UWAGA: Parametry T2_TurboRARE to 14 warstw, po 2 mm na plasterek, FOV = 2,5 x 2,5 cm, TE = 100 ms, TR = 5 000 ms, matryca = 128 x 128, czas sekwencji = 2 min 40 s.
  6. Przeciągnij zakładkę sekwencji LASER do okna Nazwa instrukcji, umieść woksel (2 mm wysokości, 2,5 mm długości, 3 mm głębokości) na środku obszaru S1BF.
    1. Użyj atlasu mózgu szczura i ulepszenia BOLD fMRI, aby zlokalizować strefę na obrazach T2 ( Rysunek 6). Kliknij zakładkę Platforma regulacyjna, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania. Kliknij zakładkę Wobble i zmień nieznacznie impedancję (obciążenie elektroniczne) cewki odbiorczej, aby ją dostroić. Kliknij kartę Zastosuj po zakończeniu strojenia, aby zamknąć edytor instrukcji i zastosować zmiany w edytowanej instrukcji.
  7. Nagraj mapę B0 i przystąp do skanowania podkładki, a następnie wykonaj lokalną podkładkę regulacyjną.
    UWAGA: Dla mapy B0 należy użyć następujących parametrów: czas pierwszego echa = 1,65 ms; TR = 20 ms, średnia = 1; kąt odwrócenia = 30°; odstęp echa = 3,805 ms; plasterek = 58 mm; rozmiar obrazu = 64 x 64 x 64; Pole widzenia = 58 x 58 x 58 mm; Czas skanowania = 1 m 24 s 920 ms. Dla podkładki skanowania należy użyć następujących parametrów: woksel selektywne wzbudzenie STEAM impuls gaussowski; TE = 5 ms; czas mieszania = 10 ms; czas akwizycji = 204,8 ms; szerokość pasma = 10 000 Hz; czas przebywania = 50 μs. Dla podkładki lokalnej należy użyć następujących parametrów: tłumienie wody, czas pozyskiwania pary = 1 363,15 ms; punkty = 4,096; szerokość pasma w Hz = 3 004,81 Hz; szerokość pasma w ppm = 10 ppm; czas przebywania = 166,40 μs; rozdzielczość spektralna = 0,37 Hz/punkty. Parametry LASERA to: czas echa = 19,26 ms; TR = 2 500 ms; średnie = 128 lub 32; czas skanowania = 5 min 20 s lub 1 min 20 s; punkty akwizycji = 4,096.
  8. Wykonaj 1H-MRS.
    1. Rozpocznij akwizycję 1H-MRS jako pierwszą w okresie spoczynku (4 x 32 skany LASEROWE + 128 skanów LASEROWYCH; 2,500 ms na skan).
    2. Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną (taką samą jak ta opisana w kroku 5.3), aby porównać ją z pierwszą zarejestrowaną sekwencją i upewnij się, że szczur nie poruszył się podczas akwizycji laserowej.
    3. Wykonaj 1H-MRS podczas aktywacji wąsów za pomocą sekwencji LASER (4 x 32 skany LASEROWE + 128 skanów LASEROWYCH; 2,500 ms na skan) przy włączonym systemie zaciągania się powietrzem (paradygmat = 20 s aktywacji i 10 s spoczynku).
    4. Ponownie wykonaj sekwencję lokalizacyjną, aby sprawdzić, czy szczur się poruszył.
      UWAGA: Liczba skanów i okresów spoczynku/aktywacji może być dostosowywana i modyfikowana, ale zawsze upewnij się, że szczur się nie porusza, regularnie wykonując sekwencję lokalizacyjną.
  9. Ustaw łóżko w początkowej pozycji, usuń cewkę powierzchniową i przenieś szczura z powrotem na ławkę. Wstrzyknąć atipamezol w fałd skórny utworzony na grzbiecie szczura, aby odwrócić znieczulenie i obudzić go.

8. Przetwarzanie protonowych MRS

  1. Otwórz oprogramowanie LCModel i kliknij odpowiednią zakładkę, aby wybrać odpowiedni typ danych (plik Free Induction Decay) i wybrać odpowiedni plik. Po wykonaniu tej czynności kliknij kartę OK.
  2. Optymalizuj parametry kontroli kwantyfikacji krok po kroku.
    1. W sekcji Tytuł ręcznie wprowadź tytuł i zdefiniuj odpowiedni zakres ppm (np. od 0,2 do 4,0 ppm), ręcznie wpisując wymaganą wartość w odpowiednich polach.
    2. W sekcji Plik podstawowy wybierz i pobierz wymagany plik, aby prawidłowo dopasować linię bazową makrocząsteczki (może być dostarczony przez dostawcę oprogramowania).
    3. Zdefiniuj i załaduj wejściowe parametry sterujące. Przygotuj wcześniej proces zapisywania wszystkich przydatnych typów plików (TABLE = kompaktowe tabele; PS = niezbędne wyjście PostScript; CSV = format arkuszy kalkulacyjnych; WSPÓŁRZĘDNE = współrzędne dla działek). Kliknij kartę RunLCModel, aby rozpocząć kwantyfikację LCModel.
  3. Zdefiniuj wybrane metabolity w celu wygenerowania statystyk.
    UWAGA: LCModel zapewnia kwantyfikację metabolitów i szacuje błędy według wartości określanej jako dolna granica Craméra-Rao (CRLB). Wartość o CRLB < 15 jest uważana za optymalną kwantyfikację. Wartość CRLB > 25 wskazuje niewiarygodną wartość.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół umożliwia ilościowe określenie wahań poziomu metabolitów podczas aktywacji mózgu, indukowanej bezpośrednio w magnesie poprzez stymulację prawego wibrysy.

W niniejszym badaniu ogólnym celem BOLD fMRI było sprawdzenie wydajności stymulacji wibrysów, wizualizacja aktywowanego obszaru S1BF oraz prawidłowe zlokalizowanie woksela dla 1H-fMRS. Urządzenie zbudowane do aktywacji wibrysów jest wydajne. Rzeczy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kora beczkowa, zwana również S1BF dla kory somatosensorycznej lub pola beczkowego, jest obszarem w warstwie korowej IV, który można zaobserwować za pomocą barwienia oksydazą cytochromu c9, a jego organizacja jest dobrze znana, ponieważ została w dużej mierze opisana10,11. Jedna wibrysa jest połączona z jedną beczką, w której około 19 000 neuronów jest zorganizowanych w kolumnie12. Ścieżka kory mózgowej od wąsa do be...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez grant LabEx TRAIL, numer referencyjny ANR-10-LABX-57, oraz francusko-szwajcarski grant ANR-FNS o numerze referencyjnym ANR-15- CE37-0012. Autorzy dziękują Aurélienowi Trotierowi za wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 0,5 ml z igłąBecton, Dickinson and Company, USA2020-100,33 mm (29 G) x 12,7 mm
1H spektroskopia cewka powierzchniowaBruker, Ettlingen, NiemcyT116344
7T System BiospecBruker, Ettlingen, Niemcy70/20 USR
na zamówienie
AtipamezoleVé toquinol, S.A., FrancjaV8335602Antisedan, 4,28 mg
Maska oddechowawykonana na
Maść do oczuTVM laboratoire, Francja40365Żel Ocry 10 g
Komora indukcyjnawykonana na30x17x15 cm
Elastyczna rura dopływowaGardena, Niemcy1348-20Średnica 4,6 mm, długość
3 mPompka izofluranowa, parownik serii Model 100, klasyczny T3Surgivet, Harvard ApparatusWWV90TTz OH 43017, USA
Izofluran, płyn do inhalacjiVertflurane, Virbac, FrancjaQN01AB061000 mg/ml
KD Naukowa pompka strzykawkowaKD sientific, Holliston, USAOprogramowanie Legato 110
LCModelLCModel Inc., Ontario, Kanada6.2
chlorowodorek medetomidynyVé toquinol, S.A., FrancjaQN05CM91Domitor, 1 mg/ml
Rolka plastra samoprzylepnego1 M micropore, Minnesota, StanyMI912
Micropore rolka plastra samoprzylepnego3M micropore, Minnesota, Stany ZjednoczoneMI925
System monitorowania parametrówfizjologicznych SA Instruments, Inc, Stony Brook, NY, USAModel 1025
NaClFresenius Kabi, NiemcyB05XA030,9 % 250 ml
Elastyczna rura wylotowaGardena, Niemcy1348-20Średnica 4,6 mm, długość 4 m
Oprogramowanie ParavisionBruker, Ettlingen, Niemcy6.0.1
Obwodowy cewnik dożylnyTerumo, Shibuya, Tokio, JaponiaSP500930S22 G x 1", 0,85x25 mm, 35 mL/min
Cewka z głową szczuraBruker, Ettlingen, Niemcy
Heparyna sodowa, roztwór do wstrzykiwańChoai, Sanofi, Paryż, FrancjaB01AB015000 IU/ml
Elektromagnetyczne zawory sterujące, zawór nurnikowy 2/2-drogowy bezpośredniego działaniaBurkert, Niemcy3099939Typ modelu 6013
Terumo 2 ml strzykawkaTerumo, Shibuya, Tokio, JaponiaSY243z igłą 21 g x 5/8"
Strzykawka Terumo 5 mlTerumo, Shibuya, Tokio, Japonia05SE1
Wistar RJ-Han ratsJanvier Laboratories, Francja
Urządzenie pulsacyjne oparte na Arduino Uno wykonane zamówienie zamówienie Zjednoczone

Bibliografia

  1. Pellerin, L., et al. Activity-dependent regulation of energy metabolism by astrocytes: an update. Glia. 55, 1251-1262 (2007).
  2. Pellerin, L., Magistretti, P. J. Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 10625-10629 (1994).
  3. Cholet, N., et al. Local injection of antisense oligonucleotides targeted to the glial glutamate transporter GLAST decreases the metabolic response to somatosensory activation. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 21, 404-412 (2001).
  4. Voutsinos-Porche, B., et al. Glial Glutamate Transporters Mediate a Functional Metabolic Crosstalk between Neurons and Astrocytes in the Mouse Developing Cortex. Neuron. 37, 275-286 (2003).
  5. Zimmer, E. R., et al. [18F]FDG PET signal is driven by astroglial glutamate transport. Nature Neuroscience. 20 (3), 393-395 (2017).
  6. Haiss, F., et al. Improved in vivo two-photon imaging after blood replacement by perfluorocarbon. The Journal of Physiology. , (2009).
  7. Mullins, P. G. Towards a theory of functional magnetic resonance spectroscopy (fMRS): A meta-analysis and discussion of using MRS to measure changes in neurotransmitters in real time. Scandinvian Journal of Psychology. 59, 91-103 (2018).
  8. Rat Brain Atlas. , Available from: http://Labs.gaidi.ca/rat-brain-atlas/ (2018).
  9. Wong-Riley, M. T., Welt, C. Histochemical changes in cytochrome oxidase of cortical barrels after vibrissal removal in neonatal and adult mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77, 2333-2337 (1980).
  10. Petersen, C. C. The functional organization of the barrel cortex. Neuron. 56, 339-355 (2007).
  11. Cox, S. B., Woolsey, T. A., Rovainen, C. M. Localized dynamic changes in cortical blood flow with whisker stimulation corresponds to matched vascular and neuronal architecture of rat barrels. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13, 899-913 (1993).
  12. Feldmeyer, D. Excitatory neuronal connectivity in the barrel cortex. Frontiers in Neuroanatomy. 6, 24(2012).
  13. Boussida, S., Traore, A. S., Durif, F. Mapping of the brain hemodynamic responses to sensorimotor stimulation in a rodent model: A BOLD fMRI study. PLoS One. 12, e0176512(2017).
  14. Heinke, W., Koelsch, S. The effects of anesthetics on brain activity and cognitive function. Current Opinion in Anesthesiology. 18, 625-631 (2005).
  15. Horn, T., Klein, J. Lactate levels in the brain are elevated upon exposure to volatile anesthetics: a microdialysis study. Neurochemistry International. 57, 940-947 (2010).
  16. Boretius, S., et al. Halogenated volatile anesthetics alter brain metabolism as revealed by proton magnetic resonance spectroscopy of mice in vivo. Neuroimage. 69, 244-255 (2013).
  17. Sinclair, M. D. A review of the physiological effects of alpha2-agonists related to the clinical use of medetomidine in small animal practice. Canadian Veterinary Journal. 44, 885-897 (2003).
  18. Weber, R., et al. A fully noninvasive and robust experimental protocol for longitudinal fMRI studies in the rat. Neuroimage. 29, 1303-1310 (2006).
  19. Hartmann, M. J., Johnson, N. J., Towal, R. B., Assad, C. Mechanical characteristics of rat vibrissae: resonant frequencies and damping in isolated whiskers and in the awake behaving animal. The Journal of Neuroscience. 23, 6510-6519 (2003).
  20. Prichard, J., et al. Lactate rise detected by 1H NMR in human visual cortex during physiologic stimulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88, 5829-5831 (1991).
  21. Sappey-Marinier, D., et al. Effect of photic stimulation on human visual cortex lactate and phosphates using 1H and 31P magnetic resonance spectroscopy. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 12, 584-592 (1992).
  22. Mazuel, L., et al. A neuronal MCT2 knockdown in the rat somatosensory cortex reduces both the NMR lactate signal and the BOLD response during whisker stimulation. PLoS One. 12, e0174990(2017).
  23. Castellano, G., et al. NAA and NAAG variation in neuronal activation during visual stimulation. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 45, 1031-1036 (2012).
  24. Sarchielli, P., et al. Functional 1H-MRS findings in migraine patients with and without aura assessed interictally. Neuroimage. 24, 1025-1031 (2005).
  25. Baslow, M. H., Hrabe, J., Guilfoyle, D. N. Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation. Journal of Molecular Neuroscience. 32, 235-245 (2007).
  26. Mangia, S., Tkac, I. Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation. Journal of Molecular Neuroscience. 35, 245-248 (2008).
  27. Baslow, M. H., Hrabal, R., Guilfoyle, D. N. Response of the authors to the Letter by Silvia Mangia and Ivan Tkac. Journal of Molecular Neuroscience. 35, 247-248 (2008).
  28. Barros, L. F., Weber, B. CrossTalk proposal: an important astrocyte-to-neuron lactate shuttle couples neuronal activity to glucose utilisation in the brain. The Journal of Physiology. 596, 347-350 (2018).
  29. Bak, L. K., Walls, A. B. CrossTalk opposing view: lack of evidence supporting an astrocyte-to-neuron lactate shuttle coupling neuronal activity to glucose utilisation in the brain. The Journal of Physiology. 596, 351-353 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

MRI 7 TeslafMRI BOLDMRS protonoweoznaczanie poziomu mleczan wneuroenergetykakora somatosensorycznaodejmowanie widmowe
Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.