Zazwyczaj, model wstrzykiwania szyi myszy jest używany do oceny zachowań związanych z zadrapaniami wywołanymi przez świąd. Jednak model dostarcza informacji tylko o swędzeniu, a nie bólu. Tutaj u myszy wprowadza się model wstrzykiwania policzka, który może być używany do jednoczesnego pomiaru bólu i zachowań związanych ze swędzeniem.
Artykuł metodologiczny
Model iniekcji policzkowej do jednoczesnego pomiaru bólu i zachowań związanych ze swędzeniem
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Swędzenie zostało zdefiniowane przez Rothmana w 1941 roku jako "nieprzyjemne uczucie skórne, które wywołuje chęć drapania". W modelach mysich napady zadrapań są zwykle liczone w celu oceny swędzenia wywołanego przez świodory. Jednak wcześniejsze doniesienia wykazały, że substancje algezowe wywołują również zachowania związane z drapaniem w modelu wstrzykiwania szyi myszy, który jest najczęstszym testem stosowanym do zachowań związanych z drapaniem. To odkrycie utrudnia badanie swędzenia u myszy. W przeciwieństwie do tego, kapsaicyna, powszechny algogen, zmniejszyła zachowania związane z drapaniem w niektórych eksperymentach z wstrzykiwaniem szyi. Dlatego wpływ bólu na zachowania związane z drapaniem pozostaje niejasny. W związku z tym konieczne jest opracowanie metody jednoczesnego badania swędzenia i odczuwania bólu za pomocą testów behawioralnych. Tutaj wprowadzany jest model iniekcji policzka, który może być używany do jednoczesnego pomiaru zachowań związanych z bólem i swędzeniem. W tym modelu świodogeny wywołują zachowania związane z drapaniem, podczas gdy substancje algetyczne wywołują zachowania związane z wycieraniem. Korzystając z tego modelu, wykazano, że kwas lizofosfatydowy (LPA), mediator swędzenia występujący u pacjentów z cholestatycznym świądem, wywołuje wyłącznie swędzenie, ale nie ból. Jednak w modelach mysich doniesiono, że LPA jest zarówno świądem, jak i algogenem. Badanie wpływu LPA w modelu wstrzykiwania policzka myszy wykazało, że LPA wywoływało tylko drapanie, ale nie wycieranie. Wskazuje to, że LPA działa jako świąd podobnie u myszy i ludzi, i pokazuje przydatność modelu iniekcji do policzka w badaniach nad swędzeniem.
Wprowadzenie
Swędzenie było pierwotnie charakteryzowane jako uczucie, które wywołuje zachowania związane z drapaniem w celu usunięcia szkodliwych materiałów z powierzchni skóry. Jednak swędzenie było przedmiotem terapii nieprzyjemnych doznań spowodowanych wieloma chorobami, takimi jak atopowe zapalenie skóry, zmiany neurogenne i cholestaza1. W takich przypadkach swędzenie jest poważnym nieprzyjemnym uczuciem podobnym do bólu. Dlatego swędzenie stanowi ważny cel badań. Drapienie się jest głównym wskaźnikiem swędzenia w eksperymentach na zwierzętach, a drapanie można wywołać u myszy poprzez wstrzyknięcie prefinogenów w skórę na szyi2,3. Jednak poprzednie badanie wykazało, że kapsaicyna, algogen, wywołuje również zachowania związane z drapaniem w modelu iniekcji na szyję4, co utrudnia odróżnienie swędzenia od bólu w tym modelu. Stwierdzono natomiast, że kapsaicyna zmniejsza zachowania związane z drapaniem w modelu iniekcji na szyję, co wskazuje, że wpływ bólu na zachowania związane z drapaniem jest skomplikowany i zależy od warunków eksperymentalnych. Dlatego jednoczesne pomiary zachowań związanych z bólem i swędzeniem umożliwiłyby precyzyjną analizę świądów i algogenów. Stevenowi G. Shimadzie i Robertowi H. LaMotte'owi udało się przeprowadzić jednoczesne pomiary bólu i zachowań związanych ze swędzeniem, zmieniając miejsce wstrzyknięcia z szyi na policzek4. W modelu wstrzykiwania w policzek kapsaicyna indukowała wycieranie, ale nie drapanie, podczas gdy histamina, świąd, indukowała tylko drapanie. Dlatego model ten umożliwia niezależną ocenę swędzenia i bólu, dzięki czemu iniekcja do policzka jest użytecznym modelem do badań nad swędzeniem. Podczas próby ustalenia, czy substancja badana jest świądem i/lub algogenem, model ten dostarcza więcej informacji niż model iniekcji na szyję. W artykule opisano praktyczną metodę wykonywania iniekcji w policzki i liczenia napadów drapania lub wycierania, a także wykazano przydatność tej metody do oceny zachowań związanych z drapaniem wywołanych kwasem lizofosfatydowym (LPA).
Protokół
Wszystkie procedury związane z opieką nad zwierzętami i ich wykorzystaniem zostały zatwierdzone przez instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Narodowego Instytutu Nauk Przyrodniczych (16A074) i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Nauk Fizjologicznych.
UWAGA: Oryginalny protokół został opisany przez Stevena G. Shimadę i Roberta H. LaMotte'a4, a niniejszy raport przedstawia te metody z kilkoma modyfikacjami, w tym dodaniem osłony zapobiegającej wzajemnemu widzeniu się zwierząt, rezygnacją z lustra, zmianą liczby myszy na jedno nagranie, szczepu myszy, rozmiaru klatki oraz czasu nagrywania.
1. Model iniekcji w policzek
- Przygotowanie eksperymentu
- Klatka
- Ustaw cztery klatki pod kamerą, zgodnie z Rysunkiem 1. Ustaw ekran, aby myszy nie widziały się nawzajem. Umieść każdą mysz w osobnej klatce i załóż akrylową pokrywę, aby zapobiec ucieczce zwierząt. Należy pamiętać, że nagrania powinny być przeprowadzane w środowisku z kontrolowaną temperaturą, wilgotnością i poziomem hałasu.
UWAGA: Zachowania można rejestrować również bez pokrywy, jeśli klatka jest wystarczająco wysoka.
- Ustaw cztery klatki pod kamerą, zgodnie z Rysunkiem 1. Ustaw ekran, aby myszy nie widziały się nawzajem. Umieść każdą mysz w osobnej klatce i załóż akrylową pokrywę, aby zapobiec ucieczce zwierząt. Należy pamiętać, że nagrania powinny być przeprowadzane w środowisku z kontrolowaną temperaturą, wilgotnością i poziomem hałasu.
- Igła i strzykawka
- Do wstrzykiwania substancji testowych należy użyć igły 29 G lub 30 G przymocowanej do strzykawki 0.5 mL. Jeśli roztwór substancji testowej jest bardzo lepki, wymagane są większe igły. Należy jednak pamiętać, że duże igły mogą powodować dodatkowe efekty uboczne o charakterze fizycznym.
UWAGA: Można zastosować igłę połączoną ze strzykawką za pomocą rurki polietylenowej.
- Do wstrzykiwania substancji testowych należy użyć igły 29 G lub 30 G przymocowanej do strzykawki 0.5 mL. Jeśli roztwór substancji testowej jest bardzo lepki, wymagane są większe igły. Należy jednak pamiętać, że duże igły mogą powodować dodatkowe efekty uboczne o charakterze fizycznym.
- Kamera wideo
- Do pomiaru epizodów drapania i zachowań przecierania należy użyć kamery wideo o wystarczająco wysokiej częstotliwości klatek (30-60 frames/s) i względnie wysokiej rozdzielczości.
- Oprogramowanie do analizy wideo
- Do odtwarzania i analizy nagrań należy użyć oprogramowania do edycji wideo. Do precyzyjnej analizy niezbędne są tryb przyspieszonego odtwarzania oraz tryb odtwarzania klatka po klatce.
- Klatka
Rycina 1: Układ kamery wideo i klatek. Użyto czterech akrylowych klatek z akrylowymi pokrywami, aby zapobiec ucieczce myszy, oraz ekranu zapobiegającego zaraźliwemu świądowi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
- Iniekcja i rejestracja
- Na dzień przed eksperymentem należy ogolić sierść na policzku myszy za pomocą maszynki do strzyżenia (Film 1). Przed goleniem nie należy unieruchamiać myszy.
UWAGA: W tym modelu najczęściej stosowano myszy CD-1 lub C57BL/64,5. W niniejszym artykule użyto samców myszy C57BL/6N w wieku 6-12 tygodni. Należy pamiętać, że wrażliwość na substancje chemiczne może się różnić w zależności od szczepu myszy3,6,7. - Dzień po goleniu należy przenieść mysz do klatki rejestracyjnej na 1 h, aby zaadaptowała się do warunków rejestracji. W przypadku stosowania aplikacji miejscowej, należy ją wykonać w tym okresie aklimatyzacji.
UWAGA: W niniejszym raporcie 30 min przed rejestracją miejscowo aplikowano 10 μL 2% (w/v) soli chlorowodorku difenhydraminy w soli fizjologicznej. - Należy ustawić kamerę wideo nad klatką i rozpocząć nagrywanie przed iniekcją substancji testowej. Wstrzyknąć 10 μL roztworu substancji testowej śródskórnie w ogolony policzek w stanie czuwania (Film 2). Po iniekcji należy umieścić mysz z powrotem w klatce rejestracyjnej.
UWAGA: W niniejszym raporcie jako substancje testowe zastosowano 50 μg/10 μL histaminy, 40 μg/10 μL kapsaicyny lub nośnik (7% tween 80 w soli fizjologicznej). - Zamknąć pokrywę klatki i kontynuować nagrywanie wideo przez 30 min.
UWAGA: Całkowity czas rejestracji zależy od warunków eksperymentalnych.
- Na dzień przed eksperymentem należy ogolić sierść na policzku myszy za pomocą maszynki do strzyżenia (Film 1). Przed goleniem nie należy unieruchamiać myszy.
- Analiza behawioralna
- Należy policzyć odpowiednio serie drapania oraz zachowania przecierające. Myszy unoszą tylną łapę w stronę policzka i drapią kilka razy w ciągu jednej lub kilku sekund, a następnie opuszczają łapę. Taka seria czynności jest liczona jako jedna seria drapania. Drapanie innych obszarów nie powinno być wliczane. Myszy używają jednej przedniej łapy do przecierania, a obu przednich łap do pielęgnacji (groomingu). Czynności te należy rozróżnić. Tylko zachowania przecierające są liczone jako zachowania związane z bólem.
UWAGA: Każda z tych czynności jest pokazana na Rysunku 2, w Filmie 3, Filmie 4 oraz Filmie 5.
- Należy policzyć odpowiednio serie drapania oraz zachowania przecierające. Myszy unoszą tylną łapę w stronę policzka i drapią kilka razy w ciągu jednej lub kilku sekund, a następnie opuszczają łapę. Taka seria czynności jest liczona jako jedna seria drapania. Drapanie innych obszarów nie powinno być wliczane. Myszy używają jednej przedniej łapy do przecierania, a obu przednich łap do pielęgnacji (groomingu). Czynności te należy rozróżnić. Tylko zachowania przecierające są liczone jako zachowania związane z bólem.
Rysunek 2: Typowa aktywność myszy podczas rejestracji. Panele A-C to ilustracje przedstawiające zachowanie polegające na przecieraniu prawą przednią łapą (A), drapaniu prawą tylną łapą (B) oraz pielęgnacji obiema przednimi łapami (C). Myszy unoszą tylną łapę w kierunku policzka i dapią kilka razy w ciągu jednej lub kilku sekund, a następnie opuszczają łapę. Taka seria czynności jest liczona jako jeden epizod drapania. Drapanie innych obszarów nie powinno być wliczane. Myszy używają jednej przedniej łapy do przecierania i obu przednich łap do pielęgnacji. Należy rozróżniać te czynności. Tylko zachowania polegające na przecieraniu są liczone jako zachowania związane z bólem. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
2. Model iniekcji szyjnej
- Iniekcja i rejestracja
- Na dzień przed eksperymentem, po około 2-3 min inhalation 5% izofluranu, należy ogolić futro na karku myszy za pomocą maszynki do strzyżenia.
- Dzień po goleniu przenieś mysz do klatki rejestracyjnej na 1 h, aby zaaklimatyzowała się do warunków pomiarowych.
- Ustaw kamerę wideo nad klatką (Rysunek 1) i rozpocznij nagrywanie przed iniekcją substancji testowej. Wstrzyknij 10 μL roztworu substancji testowej śródskórnie w ogolony kark u zwierzęcia w stanie czuwania. Po iniekcji zwróć mysz do klatki rejestracyjnej.
UWAGA: W niniejszym artykule jako substancje testowe zastosowano 50 μg/10 μL histaminy, 10 μg/10 μL lub 40 μg/10 μL kapsaicyny lub nośnik (7% tween 80 w soli fizjologicznej). - Zamknij pokrywę klatki i kontynuuj nagrywanie wideo przez 30 min.
UWAGA: Całkowity czas rejestracji zależy od warunków eksperymentalnych.
- Analiza behawioralna
- Policz serie zachowań drapania (scratch bouts). Myszy unoszą tylną łapę w stronę karku i drapią kilkakrotnie w ciągu jednej lub kilku sekund, a następnie opuszczają łapę. Taka seria czynności jest liczona jako jeden epizod drapania. Drapania innych obszarów nie należy wliczać.
UWAGA: Czynność drapania jest podobna do tej w modelu iniekcji w policzek, z wyjątkiem tego, że miejsce drapania jest przesunięte na kark.
- Policz serie zachowań drapania (scratch bouts). Myszy unoszą tylną łapę w stronę karku i drapią kilkakrotnie w ciągu jednej lub kilku sekund, a następnie opuszczają łapę. Taka seria czynności jest liczona jako jeden epizod drapania. Drapania innych obszarów nie należy wliczać.
Wyniki
W modelu wstrzykiwania w kark histamina wywołała silne zachowania drapania (Rycina 3). Nośnik (7% tween 80 w soli fizjologicznej) również wywołał zachowania drapania. Wcześniejszy raport wykazał, że detergent indukuje świąd poprzez produkcję histaminy przez keratynocyty8. Tween 80 mógł indukować świąd za pomocą podobnych mechanizmów, podczas gdy kapsaicyna zmniejszyła zachowania drapania wywołane nośnikiem, co jest sprzeczne z wcześniejszym raportem4. Jest możliwe, że różnice między szczepami myszy mogły wpłynąć na te odmienne wyniki. Wyniki te wskazują, że wpływ bólu na zachowania drapania jest złożony. Dlatego jednoczesny pomiar zachowań związanych z bólem i świądem może umożliwić precyzyjną analizę pruritogenów i algogenów. W modelu wstrzykiwania w policzek kapsaicyna nie wywołała zachowań drapania, a jedynie zachowania wycierania, które uważa się za związane z bólem9,10,11 (Rycina 4). Wstrzyknięcie kapsaicyny zwiększyło również zachowania pielęgnacyjne (dane nie przedstawiono). Po wstrzyknięciu w policzek histamina wywołała głównie zachowania drapania przy słabych zachowaniach wycierania. Zastosowanie odczynnika przeciwhistaminowego, difenhydraminy, zahamowało drapanie. Wynik ten sugeruje, że zachowania drapania wywołane histaminą są spowodowane działaniem histaminy na receptory histaminowe. Tutaj, jako przykład, pokazano efekty LPA w modelu wstrzykiwania w policzek (Rycina 5). LPA jest mediatorem świądu występującym u pacjentów z cholestazą ze świądem. Jednak w modelach mysich LPA raportowano zarówno jako pruritogen, jak i algogen12,13,14,15. W związku z tym zbadano efekty LPA w modelu wstrzykiwania w policzek, a wyniki wykazały, że LPA wywołało drapanie, ale nie zachowania wycierania. Wskazuje to, że LPA jest pruritogenem, a nie algogenem u myszy, podobnie jak w przypadku jego działania u ludzi.
Rycina 3: Efekty histaminy i kapsaicyny w modelu iniekcji w szyję. (A) Zachowania drapania wywołane iniekcją w szyję nośnika (7% tween 80 w soli fizjologicznej, otwarte kwadraty), histaminy (50 μg/10 μL na miejsce, wypełnione koła) lub kapsaicyny (10 μg/10 μL na miejsce, otwarte trójkąty; 40 μg/10 μL na miejsce, wypełnione trójkąty) oceniano co 5 min przez łącznie 30 min. (B) Analiza ilościowa zachowań drapania w ciągu 30 min przedstawionych na panelu A. ∗∗P < 0,01 metodą ANOVA z korektą Bonferroniego. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM (n = 6-8). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
Rycina 4: Efekty pruritogenu i algogenu w modelu wstrzykiwania w policzek. Zachowania wycierania (A) i drapania (B) indukowane wstrzyknięciem nośnika (7% tween 80 w soli fizjologicznej, otwarte kwadraty), histaminy (50 μg/10 μL na miejsce, wypełnione koła) lub kapsaicyny (40 μg/10 μL na miejsce, wypełnione trójkąty) do prawego policzka myszy oceniano co 5 min przez łącznie 30 min. Grupa przedstawiona jako otwarte koła była leczona perkutannie 10 μL 2% (w/v) chlorowodorku difenhydraminy (DHHCL) na 30 min przed wstrzyknięciem histaminy (50 μg/10 μL na miejsce). DHHCl rozpuszczono w soli fizjologicznej. Analiza ilościowa zachowań wycierania (C) i drapania (D) w ciągu 30 min w panelach A i B; n = 8 zwierząt na grupę. ∗P < 0.05, ∗∗P < 0.01 za pomocą ANOVA z następczą korekcją Bonferroniego. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 5LPA indukuje zachowania drapania, ale nie wycierania w modelu z iniekcją w policzek. Drapanie (A) i wycierania (Bzachowania wywołane wstrzyknięciem nośnika (sól fizjologiczna, otwarte kwadraty) lub LPA (100 nmol/10 μL na miejsce, wypełnione kółka) w prawy policzek myszy oceniano co 5 min przez łącznie 30 min. Ilościowa analiza drapania (C) i przecieranie (Dzachowania w ciągu 30-minutowego okresu na panelach A i B; n = 17 dla grupy kontrolnej (vehicle) i n = 20 dla LPA. ∗P < 0.05, ∗∗P < 0,01 według testu Welcha t test. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Rysunek został zmodyfikowany na podstawie pracy Kittaka i wsp.5. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ilustracji.
Film 1: Film demonstrujący sposób golenia policzka myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć ten film. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać.)
Film 2: Film demonstrujący iniekcję w policzek myszy. Kliknij tutaj, aby obejrzeć ten film. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).
Film 3: Film demonstrujący typowe zachowanie przecierania. Film ten jest wyświetlany z prędkością 25%. Kliknij tutaj, aby obejrzeć ten film. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).
Film 4: Film przedstawiający typowe zachowanie drapania. Kliknij tutaj, aby obejrzeć ten film. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać.)
Film 5: Film przedstawiający typowe zachowanie pielęgnacyjne. Film jest wyświetlany z prędkością 25%. Kliknij tutaj, aby obejrzeć wideo. (Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).
Dyskusja
W tym artykule przedstawiono model iniekcji do policzka, który okazał się przydatny do analizy zachowań związanych z bólem i swędzeniem.
Poprzedni raport wykazał, że substancje algezyjne wywołują drapanie w modeluwstrzykiwania szyi myszy 4. W przeciwieństwie do tego, kapsaicyna zmniejszała zachowania związane z drapaniem w innych eksperymentach z wstrzykiwaniem szyi (ryc. 3). Dlatego wpływ bólu na zachowanie podczas drapania pozostaje niejasny. W związku z tym konieczne jest opracowanie metody jednoczesnego badania bólu i swędzenia za pomocą testów behawioralnych. Korzystając z modelu iniekcji do policzków, można ocenić wpływ substancji zarówno na ból, jak i swędzenie.
Wcześniej donoszono, że wewnątrzkomórkowy LPA bezpośrednio aktywuje TRPV1 i TRPA1 jako mechanizm swędzeniawywołanego przez LPA 5. W związku z tym swędzenie wywołane przez LPA może być niezależne od histaminy. Poprzednie badanie wykazało również, że model iniekcji policzka może być wykorzystany do oceny świądu niezależnego od histaminy16. Dlatego model ten może być stosowany zarówno w przypadku świądu zależnego, jak i niezależnego od histaminy.
Jednym z kluczowych etapów tego eksperymentu jest wstrzyknięcie. Ponieważ jest to ostry test behawioralny, znieczulenie nie może być stosowane na etapie wstrzyknięcia, ponieważ może to wpłynąć na te zachowania. Dlatego mysz musi być bezpiecznie trzymana, aby wykonać precyzyjne wstrzyknięcie. Gdy chwyt zwierzęcia nie jest pewny, zwłaszcza podczas wstrzykiwania silnych algogenów, myszy mogą mieć problemy, co prowadzi do niedokładnej objętości i głębokości wstrzyknięcia, a następnie trudności w interpretacji wyników. Podczas obsługi myszy pociągnij skórę na karku między kciukiem a palcem wskazującym, aby zahamować ruch myszy.
Kolejnym krytycznym krokiem jest analiza behawioralna. Ponieważ drapanie jest bardzo szybkie, film należy uważnie obejrzeć. Co więcej, wycieranie może być trudne do odróżnienia od pielęgnacji. Dlatego podczas pierwszego eksperymentu zaleca się stosowanie substancji chemicznych do kontroli pozytywnej, takich jak kapsaicyna. Warunki nagrywania i odtwarzania mogą również wpływać na zliczanie obu zachowań. Jeśli trudno jest wyraźnie zaobserwować zachowania, wokół klatek można użyć luster, aby poprawić kąty widzenia4.
Należy zauważyć, że model iniekcji policzka może wykazywać mniejszą dokładność ilościową dla badanych substancji chemicznych niż w modelu iniekcji na szyję. Jak pokazano na rycinie 3 i rycinie 4, ta sama ilość histaminy wywołała więcej zachowań związanych z drapaniem w modelu szyi niż w modelu policzkowym i wykazała mniejszą zmienność w modelu wstrzykiwania szyi. Po wykazaniu, że badana substancja jest świądem o niskim działaniu algicznym w modelu iniekcji policzka, model iniekcji szyi jest zalecany do dodatkowej analizy ilościowej. Nawet przy tych ograniczeniach, model iniekcji do policzka jest przydatny do precyzyjnej oceny badanych substancji, zwłaszcza w dziedzinie badań nad swędzeniem.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Jesteśmy wdzięczni doktorom Stevenowi G. Shimadzie i Robertowi H. LaMotte (Yale University School of Medicine, Connecticut), z których metod (odnośnik 4) ta technika została zaadaptowana. Dziękujemy również Panu Kentaro Miyaharze za stworzenie ilustracji myszy. Badanie to zostało wsparte przez Grant-in-Aid for Scientific Research z Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii w Japonii (nr 15H02501 i 15H05928 dla M.T. oraz nr 16K21691 dla H.K.) oraz Uehara Memorial Foundation (dla H.K.). Doceniamy wprowadzenie metody iniekcji policzkowej przez prof. LaMotte na Uniwersytecie Yale.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kapsaicyna | Sigma | M2028 | |
| Chlorowodorek difenhydraminy | Wako | 044-19772 | |
| Histamina | Sigma | H7125 | |
| iMovie | Kwas | ||
| Avanti Polar Lipids | 325465-93-8 | ||
| Myjector | Terumo | ss-05M2913 | |
| Tween-80 | Sigma | P4780 | |
| Kamera wideo | Panasonic | VX985M |
Bibliografia
- Ikoma, A., Steinhoff, M., Stander, S., Yosipovitch, G., Schmelz, M. The neurobiology of itch. Nature Reviews Neuroscience. 7 (7), 535-547 (2006).
- Kuraishi, Y., Nagasawa, T., Hayashi, K., Satoh, M. Scratching behavior induced by pruritogenic but not algesiogenic agents in mice. European Journal of Pharmacology. 275 (3), 229-233 (1995).
- Kuraishi, Y., Yamaguchi, T., Miyamoto, T. Itch-scratch responses induced by opioids through central mu opioid receptors in mice. Journal of Biomedical Science. 7 (3), 248-252 (2000).
- Shimada, S. G., LaMotte, R. H. Behavioral differentiation between itch and pain in mouse. Pain. 139 (3), 681-687 (2008).
- Kittaka, H., Uchida, K., Fukuta, N., Tominaga, M. Lysophosphatidic acid-induced itch is mediated by signalling of LPA5 receptor, phospholipase D and TRPA1/TRPV1. The Journal of Physiology. 595 (8), 2681-2698 (2017).
- Maekawa, T., Nojima, H., Kuraishi, Y. Itch-associated responses of afferent nerve innervating the murine skin: different effects of histamine and serotonin in ICR and ddY mice. The Japanese Journal of Pharmacology. 84 (4), 462-466 (2000).
- Inagaki, N., et al. Scratching behavior in various strains of mice. Skin Pharmacology and Applied Skin Physiology. 14 (2), 87-96 (2001).
- Inami, Y., et al. Topical surfactant-induced pruritus: involvement of histamine released from epidermal keratinocytes. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 344 (2), 459-466 (2012).
- Vos, B. P., Hans, G., Adriaensen, H. Behavioral assessment of facial pain in rats: face grooming patterns after painful and non-painful sensory disturbances in the territory of the rat's infraorbital nerve. Pain. 76 (1-2), 173-178 (1998).
- Yeo, J. F., Ong, W. Y., Ling, S. F., Farooqui, A. A. Intracerebroventricular injection of phospholipases A2 inhibitors modulates allodynia after facial carrageenan injection in mice. Pain. 112 (1-2), 148-155 (2004).
- Yeo, J. F., Ling, S. F., Tang, N., Ong, W. Y. Antinociceptive effect of CNS peroxynitrite scavenger in a mouse model of orofacial pain. Experimental Brain Research. 184 (3), 435-438 (2008).
- Hashimoto, T., Ohata, H., Momose, K. Itch-scratch responses induced by lysophosphatidic acid in mice. Pharmacology. 72 (1), 51-56 (2004).
- Kremer, A. E., et al. Lysophosphatidic acid is a potential mediator of cholestatic pruritus. Gastroenterology. 139 (3), 1008-1018 (2010).
- Alemi, F., et al. The TGR5 receptor mediates bile acid-induced itch and analgesia. Journal of Clinical Investigation. 123 (4), 1513-1530 (2013).
- Nieto-Posadas, A., et al. Lysophosphatidic acid directly activates TRPV1 through a C-terminal binding site. Nature Chemical Biology. 8 (1), 78-85 (2011).
- Akiyama, T., Carstens, M. I., Carstens, E. Differential itch- and pain-related behavioral responses and µ-opoid modulation in mice. Acta Dermato-Venereologica. 90 (6), 575-581 (2010).
Przedruki i uprawnienia
