Artykuł metodologiczny

Tani protokół analizy śladu i testu wiszącego pudełka dla myszy zastosował przewlekły stres związany z ograniczeniem

DOI:

10.3791/59027

⸱

23 stycznia 2019

 , 
1Division of Biology, Center for Molecular Medicine, Jichi Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niskokosztowy protokół składający się z analizy śladu i testu wiszącego pudełka po naprężeniu ograniczającym jest przydatny do oceny zaburzeń ruchowych modelu mysiego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia chodu są często obserwowane u pacjentów z zaburzeniami ruchowymi. W modelach mysich stosowanych w zaburzeniach ruchowych analiza chodu jest ważnym testem behawioralnym w celu ustalenia, czy myszy naśladują objawy pacjentów. Deficyty motoryczne są często wywoływane przez stres, gdy w modelach mysich nie obserwuje się spontanicznego fenotypu motorycznego. Dlatego analiza chodu, po której następuje obciążenie stresowe, byłaby czułą metodą oceny fenotypu motorycznego w modelach mysich. Jednak naukowcy muszą potrzebować drogiego aparatu, aby automatycznie uzyskać wyniki ilościowe z analizy chodu. W przypadku naprężeń pożądane jest obciążenie naprężeniowe prostymi metodami bez drogich urządzeń wymaganych do porażenia prądem i wymuszonego biegu. Dlatego wprowadzamy prosty i tani protokół składający się z analizy śladu za pomocą papieru i tuszu, testu wiszącego pudełka w celu oceny funkcji silnika oraz obciążenia naprężeniem zdefiniowanego przez unieruchomienie za pomocą stożkowej rury. Deficyty motoryczne myszy zostały pomyślnie wykryte za pomocą tego protokołu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zaburzenia ruchowe definiowane są jako zaburzenia układu nerwowego wykazujące nadmiar lub niedostatek ruchów dobrowolnych lub automatycznych1. W szczególności zaburzenia chodu są często dokumentowane wśród pacjentów z zaburzeniami ruchu2,3,4. Dlatego analiza chodu jest odpowiednim testem behawioralnym do walidacji zwierzęcych modeli zaburzeń ruchowych. U myszy przeprowadzono automatyczne analizy chodu dla chodzenia z naturalną prędkością5 i przy regulowanej prędkości za pomocą bieżni6,7. Analizy te automatycznie dostarczają ilościowych wyników chodu. Alternatywną metodą wykrywania zaburzeń chodu jest analiza śladów stóp. Po oznaczeniu spodów stóp tuszem myszy chodzą po papierze, a ślady stóp są analizowane. Początkowo wazelina i sproszkowany węgiel drzewny były używane do wizualizacji śladu 8, a następnie zostały zastąpione tuszem na papierze wariografu9 i wywoływaczem fotograficznym na papierze fotograficznym10. Tańsza i mniej toksyczna metoda wykorzystująca tusz i papier niż inne metody pozostaje do tej pory11. Analiza śladu jest tańsza w porównaniu z analizą automatyczną5,6,7 i byłaby przydatna do oceny zaburzeń ruchowych w modelach mysich dla badaczy bez obfitych funduszy na badania.

Test wiszącego pudełka to rodzaj testu zawieszania czterech kończyn przy użyciu pokrywy z drucianej klatki12 i siatki drucianej13. Pudełko jest urządzeniem z obrotową siatkową pokrywą na górze pudełka wzdłuż środkowego pręta. Oprócz analizy chodu test można niedrogo i łatwo wykonać. Dlatego przeprowadziliśmy test wiszącego pudełka, aby ocenić siłę chwytu i równowagę, a także analizę śladów w tym protokole.

Stres wywołuje objawy zaburzeń ruchowych14,15. Deficyty motoryczne są często wywoływane przez kilka przewlekłych stresów, nawet jeśli w mysich modelach zaburzeń ruchowych nie obserwuje się spontanicznego fenotypu motorycznego16,17,18. Unieruchomienie jest jedną z powszechnie stosowanych metod obciążania stresem u myszy, ponieważ zwierzę nie jest fizycznie krzywdzone19, a koszt jest niższy w porównaniu z innymi metodami, takimi jak wstrząs elektryczny za pomocą dedykowanego aparatu i wymuszony bieg z użyciem bieżni. Krępowanie za pomocą rurki, które odbywa się poprzez zamknięcie myszy w stożkowej probówce o pojemności 50 ml z otworem, jest łatwiejsze niż inne metody, takie jak sitko z siatki drucianej, zaklejanie kończyny taśmą i owijanie zwierzęcia gazą (recenzja20). W tym artykule podsumowujemy protokoły analizy śladów stóp i testu wiszącego pudełka po unieruchomieniu przez rurkę. Protokół ten pomógłby nam wykorzystać mysie modele zaburzeń ruchowych bez spontanicznego fenotypu motorycznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były przeprowadzane w sposób humanitarny. Instytucjonalny Komitet Eksperymentów na Zwierzętach Uniwersytetu Medycznego Jichi zatwierdził badanie. Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Regulacjami Instytucjonalnymi dotyczącymi Doświadczeń na Zwierzętach oraz Podstawowymi Wytycznymi dla Prawidłowego Prowadzenia Doświadczeń na Zwierzętach i Powiązanych Działań w Akademickich Instytucjach Badawczych podlegających jurysdykcji MEXT Japonii. Myszy używane w tym protokole zostały opisane wcześniej21.

1. Test wiszącego pudełka

  1. Zapisz wagę każdej myszy. Oznacz ogon, zaznaczając piórem do indywidualnej dyskryminacji (np. linia, podwójne linie i potrójne linie).
    nuta: Krzywe wzrostu są używane dla indeksu ogólnego stanu zdrowia22.
  2. Umieść myszy w pomieszczeniu eksperymentalnym co najmniej 30 minut przed testem behawioralnym. Ustaw wiszące pudełko, które składa się z przezroczystego pudełka (25 x 25 x 40 cm3) z obrotową siatkową pokrywą na górze (Rysunek 1). Pokrywę z siatki można obracać wzdłuż środkowego pręta, dzięki czemu górna część jest obrócona o 180 stopni.
  3. Umieść mysz na środku pokrywy z siatki. Ostrożnie odwróć siatkową pokrywę do góry nogami.
  4. Zmierz opóźnienie upadku (czas zawieszenia) myszy od pokrywy z siatki.
    nuta: Jeśli mysz nie spadnie w ciągu 5 minut, zapisz opóźnienie jako 5 minut.
  5. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej. Po każdym teście wyczyść wiszące pudełko 70% etanolem.

2. Analiza śladu

UWAGA: Po teście wiszącego pudełka przeprowadź analizę śladu.

  1. Ustaw pas startowy (Rysunek 2A).
    1. Wytnij kawałek białego papieru (29,7 cm x 42 cm x 0,09 mm) wzdłuż na trzy odcinki o równej szerokości. Połóż kawałek białego papieru (9,9 cm x 42 cm) na stole.
    2. Umieść ciemne pudełko na bramkę na dystalnym końcu papieru. Umieść inne pudełka (mniej więcej tej samej długości co papier) ze ścianami po obu stronach pasa startowego, zapobiegając ucieczce myszy.
    3. Umieść atrament i czerwony atrament na oddzielnych szalkach Petriego (o średnicy 35 mm).
  2. Sesja treningowa.
    nuta: Sesję treningową należy wykonać dopiero w wieku 4 tygodni.
    1. Umieść mysz na bliższym końcu kartki (skieruj głowę w stronę pola bramkowego). Pozwól myszy przejść od bliższego końca do pola bramkowego. Usuń mysz z pola bramki. Jeśli mysz zatrzyma się na papierze, delikatnie popchnij mysz palcem do pola bramki.
    2. Przytrzymaj mysz, chwytając kark między kciukiem a palcem wskazującym, aby ograniczyć ruch kończyn przednich. Następnie chwyć grzbiet i ogon między kłębkiem kciuka a pozostałymi palcami, aby ograniczyć ruch kończyn tylnych.
      nuta: Niewystarczające trzymanie myszy powoduje powstawanie plam atramentu na ubraniu.
    3. Zanurz spody kończyn przednich w czerwonym tuszu, a spody kończyn tylnych w czarnym tuszu. Natychmiast umieść mysz na bliższym końcu papieru (skieruj głowę w stronę pola bramki). Pozwól myszy przejść od bliższego końca do pola bramkowego. Jeśli mysz zatrzyma się na papierze, delikatnie popchnij mysz palcem do pola bramki.
    4. Usuń mysz z pola bramki. Przejdź do sesji testowej.
  3. Sesja testowa.
    1. Po sesji treningowej przygotuj pas startowy dla odcisków stóp za pomocą nowego wyciętego kawałka białego papieru.
    2. Przytrzymaj mysz, chwytając kark między kciukiem a palcem wskazującym, aby ograniczyć ruch kończyn przednich. Następnie chwyć plecy i ogon między kłębkiem kciuka a pozostałymi palcami, aby ograniczyć ruch tylnych kończyn.
    3. Zanurz spody kończyn przednich w czerwonym tuszu, a spody kończyn tylnych w czarnym tuszu. Natychmiast umieść mysz na bliższym końcu papieru. Niech mysz przejdzie od bliższego końca do pola bramkowego.
      nuta: Ponieważ myszy wolą ciemność, chodzenie staje się stabilniejsze, gdy mysz zbliża się do ciemnego pola bramki. Jeśli mysz zatrzyma się na papierze, delikatnie popchnij mysz palcem do pola bramki. Następnie, jeśli nie uzyska się wiarygodnych śladów do analizy (patrz krok 2.4. Analiza footprintów w celu uzyskania szczegółów), ponieważ mysz się zatrzymała, spróbuj ponownie uruchomić sesję testową.
    4. Wróć myszką do klatki domowej z pola bramkowego. Wyczyść skrzynkę bramkową 70% etanolem po każdej sesji testowej. Wysuszyć na powietrzu papier z nadrukiem na stopce.
  4. Analiza śladów stóp
    1. Uzyskaj trzy pomiary każdego parametru (długości kroków kończyn przednich i tylnych, szerokość podstawy przedniej i tylnej, zachodzenie kończyn przednich i tylnych, Rysunek 2B) za pomocą linijki z papieru drukowanego stopą.
      nuta: Ponieważ ślady stóp na bliższych i dalszych końcach często wykazują duże różnice z powodu zatrzymywania się lub biegu, wybierz część ze stałym wzorcem chodu. Środkowa część papieru z nadrukiem na stopce zwykle nadaje się do analizy.
      1. Aby uzyskać długość kroku, zmierz odległości między tymi samymi częściami łapy (np. opuszką łapy lub palcem).
      2. Dla szerokości podstawy przedniej narysuj linię pomiędzy kolejnymi prawymi (lub lewymi) obrysami frontu. Następnie zmierz długość linii pionowej od pola lutowniczego lewego (lub prawego) przedniego footprintu do linii narysowanej pomiędzy prawymi (lub lewymi) footprintami.
      3. Aby uzyskać szerokość tylnej podstawy, narysuj linię między kolejnymi prawymi (lub lewymi) śladami tylnych stóp. Następnie zmierz długość linii pionowej od pola lewego (lub prawego) tylnego śladu do linii narysowanej między prawymi (lub lewymi) śladami stóp.
      4. W przypadku nakładania się zmierz odległość między padami lewych (lub prawych) przednich i tylnych śladów.
    2. Uśrednij trzy pomiary dla każdej osoby. Do analizy statystycznej należy użyć indywidualnej średniej każdego parametru.
      1. Dla długości kroku użyj średniej z poszczególnych średnich kroków w lewo i w prawo.
      2. W przypadku asymetrii długości kroku należy użyć wartości bezwzględnej różnicy między indywidualnymi średnimi długościami kroku kończyny lewej i prawej.
      3. Do analizy statystycznej pozostałych parametrów (szerokość podstawy z przodu, szerokość podstawy z tyłu i zakładka) należy użyć bezpośrednio średniej indywidualnej.

3. Obciążenie naprężeniem unieruchamiającym

  1. Przygotowanie rurek przytrzymujących.
    1. Wykonaj 16 otworów (o średnicy około 2 mm) w stożkowej probówce o pojemności 50 ml (30 mm średnicy x 115 mm długości) wzdłuż znaczników skali (5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40 ml) i tylnej strony każdej skali za pomocą wiertła kwadratowego (Rysunek 3). Wykonaj otwór na końcówce stożkowej rurki o pojemności 50 ml (o średnicy około 5 mm) do oddychania, odcinając końcówkę. Zrób otwór (o średnicy około 4 mm) w nasadce tuby, aby przejść przez ogon myszy.
  2. Obciążenie naprężeniowe
    1. Umieść myszy w pomieszczeniu eksperymentalnym.
    2. Przytrzymaj mysz, chwytając za kark między kciukiem a palcem wskazującym. Wprowadź mysz do rurki przytrzymującej od głowy. Przełóż ogon przez otwór w nasadce. Zamknij zaślepkę.
      nuta: Ogranicz ruchy kończyn przednich, ponieważ myszy odrzucają wchodzenie do rurki przez kończyny przednie.
    3. Trzymaj mysz w zamknięciu przez 2 godziny na biurku w temperaturze pokojowej. Wyjmij mysz z rurki przytrzymującej i wróć do klatki domowej.
      nuta: Rurki przytrzymujące mogą być ponownie użyte po umyciu i wysuszeniu.

4. Harmonogram eksperymentu (Rysunek 4):

  1. Wykonaj test wiszącego pudełka i analizę śladu stopy tego samego dnia, w wieku 4 tygodni (patrz krok 1. Test wiszącego pudełka i krok 2. Szczegółowa analiza śladów stóp) jako pomiar bazowy na wszystkich myszach przed pogrupowaniem na "grupę stresu" i "grupę niestresową".
    nuta: Około 8-10 myszy w 2-3 miotach może być odpowiednich do wykorzystania w eksperymencie. Analiza odcisku stopy w wieku 4 tygodni składa się z sesji treningowych i testowych.
  2. Losowo podziel myszy na "grupę stresu" i "grupę niestresową".
    nuta: Gdy używane są myszy składające się z kilku miotów, podziel rodzeństwo z miotu równomiernie na obie grupy. Liczba w każdej grupie składa się z około 4-5 myszy.
  3. Zastosuj naprężenie unieruchamiające do "grupy naprężeń" 6 razy w ciągu dwóch tygodni (patrz krok 3. Obciążenie naprężeniem unieruchamiającym dla szczegółów).
    UWAGA: Co dwa tygodnie stosuje się 6 razy unieruchomienie, a następnie test wiszącego pudełka i analizę odcisków stóp od 6 do 12 tygodnia życia. Nie należy stosować naprężenia unieruchamiającego w dniu testu wiszącej skrzynki i analizy śladu.
  4. Wykonaj test wiszącego pudełka i sesję testową analizy odcisków stóp tego samego dnia w wieku 6, 8, 10 i 12 tygodni.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym protokole wykorzystano heterozygotyczne samce myszy z Atp1a3 (Atp1a3+/−), które są mysim modelem dla szybkiej dystonii, parkinsonizmu i rodzeństwa z dzikich typów. Atp1a3+/− wykazał znacznie krótsze kroki kończyn przednich i tylnych niż u typu dzikiego w wieku 4 tygodni (Ryc. 5A i Ryc. 5B, otwarte koło i kwadrat). "Zestresowany" Atp1a3+/- wykazywał znacznie krótsze długości k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Analiza śladów stóp i test wiszącej skrzynki to proste i niedrogie testy behawioralne funkcji motorycznych myszy. Fenotypy neurobehawioralne w kilku modelach myszy zostały pomyślnie wykryte przez te testy. Na przykład, skrócenie kroku w stwardnieniu zanikowym bocznym24, zwiększenie długości kroku asymetrycznego w ataksji-teleangiektazji25, wydłużenie nakładania się na siebie w chorobie Huntingtona26 i dystonii27 oraz poszerzen...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez JSPS (Japońskie Towarzystwo Promocji Nauki), KAKENHI (Grant-in-Aid for Scientific Research C), Grant numer 18K07373 (H.S.) oraz Dotacje dla Prywatnych Uniwersytetów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wiszące pudełkoO' Hara & Współ.http://ohara-time.co.jp/products/wire-hanging-test/
Długopis do znakowaniaZEBRAMO-120-MC-BK
Skrzynka na bramkiO' Hara & Współ.http://ohara-time.co.jp/products/balanced-beam-test/Akcesorium do aparatury do komór do badań z wyważoną belką
O' Hara & Współ.-Boczna ściana pasa startowego
atramentShin-asahi-Czerwony
atramentMaruyamakogyoBC-6
Jednorazowa szalka PetriegoCorning351008szalki Petriego (średnica 35 mm)
Askul Multipaper Super White J Monochrome A3Askul701-712Biały papier (29,7 cm x 42 cm x 0,09 mm)
50 ml Rurka stożkowaCorning
Wiertarka kwadratowaKAKURI CorporationDIY FACTORY (K32-0313)
430829

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Warner, T. T. Movement disorders. Practical Guide to Neurogenetics. , Elsevier Health Sciences. (2008).
  2. Brashear, A., DeLeon, D., Bressman, S. B., Thyagarajan, D., Farlow, M. R., Dobyns, W. B. Rapid-onset dystonia-parkinsonism in a second family. Neurology. 48 (4), 1066-1069 (1997).
  3. Linazasoro, G., Indakoetxea, B., Ruiz, J., Van Blercom, N., Lasa, A. Possible sporadic rapid-onset dystonia-parkinsonism. Movement Disorders. 17 (3), 608-609 (2002).
  4. Svetel, M., Ozelius, L. J., et al. Rapid-onset dystonia-parkinsonism: case report. Journal of Neurology. 257 (3), 472-474 (2010).
  5. Vrinten, D. H., Hamers, F. F. T. "CatWalk" automated quantitative gait analysis as a novel method to assess mechanical allodynia in the rat; a comparison with von Frey testing. PAIN. 102 (1), 203-209 (2003).
  6. Berryman, E. R. DigigaitTM quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model. Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).
  7. Beare, J. E., Morehouse, J. R., et al. Gait analysis in normal and spinal contused mice using the TreadScan system. Journal of Neurotrauma. 26 (11), 2045-2056 (2009).
  8. Rushton, R., Steinberg, H., Tinson, C. Effects of a single experience on subsequent reactions to drugs. British Journal of Pharmacology and Chemotherapy. 20, 99-105 (1963).
  9. Lee, C. C., Peters, P. J. Neurotoxicity and behavioral effects of thiram in rats. Environmental health perspectives. 17, 35-43 (1976).
  10. van der Zee, C. E., Schuurman, T., Traber, J., Gispen, W. H. Oral administration of nimodipine accelerates functional recovery following peripheral nerve damage in the rat. Neuroscience Letters. 83 (1-2), 143-148 (1987).
  11. Leroy, T., Stroobants, S., Aerts, J. -M., D'Hooge, R., Berckmans, D. Automatic analysis of altered gait in arylsulphatase A-deficient mice in the open field. Behavior Research Methods. 41 (3), 787-794 (2009).
  12. Sango, K., McDonald, M. P., et al. Mice lacking both subunits of lysosomal beta-hexosaminidase display gangliosidosis and mucopolysaccharidosis. Nature Genetics. 14 (3), 348-352 (1996).
  13. Deacon, R. M. J. Measuring the Strength of Mice. Journal of Visualized Experiments. (76), e2610(2013).
  14. Djamshidian, A., Lees, A. J. Can stress trigger Parkinson's disease? Journal of Neurology, Neurosurgey, and Psychiatry. 85 (8), 879-882 (2014).
  15. Brashear, A., Dobyns, W. B., et al. The phenotypic spectrum of rapid-onset dystonia-parkinsonism (RDP) and mutations in the ATP1A3. Brain. 130 (Pt 3), 828-835 (2007).
  16. Kirshenbaum, G. S., Saltzman, K., Rose, B., Petersen, J., Vilsen, B., Roder, J. C. Decreased neuronal Na+,K+-ATPase activity in Atp1a3 heterozygous mice increases susceptibility to depression-like endophenotypes by chronic variable stress. Genes, Brain and Behavior. 10 (5), 542-550 (2011).
  17. DeAndrade, M. P., Yokoi, F., van Groen, T., Lingrel, J. B., Li, Y. Characterization of Atp1a3 mutant mice as a model of rapid-onset dystonia with parkinsonism. Behavioral Brain Research. 216 (2), 659-665 (2011).
  18. Sugimoto, H., Ikeda, K., Kawakami, K. Heterozygous mice deficient in Atp1a3 exhibit motor deficits by chronic restraint stress. Behavioral Brain Research. 272, 100-110 (2014).
  19. Zimprich, A., Garrett, L., et al. A robust and reliable non-invasive test for stress responsivity in mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 8, 125(2014).
  20. Buynitsky, T., Mostofsky, D. I. Restraint stress in biobehavioral research: recent developments. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 33 (7), 1089-1098 (2009).
  21. Ikeda, K., Satake, S., et al. Enhanced inhibitory neurotransmission in the cerebellar cortex of Atp1a3-deficient heterozygous mice. The Journal of Physiology. 591 (13), 3433-3449 (2013).
  22. Crawley, J. N. Motor functions. What's Wrong with My Mouse?. , John Wiley & Sons. (2007).
  23. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. Available from: https://www.R-project.org/ (2014).
  24. Wils, H., Kleinberger, G., et al. TDP-43 transgenic mice develop spastic paralysis and neuronal inclusions characteristic of ALS and frontotemporal lobar degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (8), 3858-3863 (2010).
  25. Eilam, R., Peter, Y., et al. Selective loss of dopaminergic nigro-striatal neurons in brains of Atm-deficient mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (21), 12653-12656 (1998).
  26. Lin, C. -H., Tallaksen-Greene, S., et al. Neurological abnormalities in a knock-in mouse model of Huntington's disease. Human Molecular Genetics. 10 (2), 137-144 (2001).
  27. Dang, M. T., Yokoi, F., et al. Generation and characterization of Dyt1 ΔGAG knock-in mouse as a model for early-onset dystonia. Experimental Neurology. 196 (2), 452-463 (2005).
  28. Glynn, D., Drew, C. J., Reim, K., Brose, N., Morton, A. J. Profound ataxia in complexin I knockout mice masks a complex phenotype that includes exploratory and habituation deficits. Human Molecular Genetics. 14 (16), 2369-2385 (2005).
  29. Becker, E. B. E., Oliver, P. L., et al. A point mutation in TRPC3 causes abnormal Purkinje cell development and cerebellar ataxia in moonwalker mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (16), 6706-6711 (2009).
  30. Heck, D. H., Zhao, Y., Roy, S., LeDoux, M. S., Reiter, L. T. Analysis of cerebellar function in Ube3a-deficient mice reveals novel genotype-specific behaviors. Human Molecular Genetics. 17 (14), 2181-2189 (2008).
  31. Kirshenbaum, G. S., Dawson, N., et al. Alternating hemiplegia of childhood-related neural and behavioural phenotypes in Na+,K+-ATPase α3 missense mutant mice. PLoS ONE. 8 (3), e60141(2013).
  32. Klein, A., Wessolleck, J., Papazoglou, A., Metz, G. A., Nikkhah, G. Walking pattern analysis after unilateral 6-OHDA lesion and transplantation of foetal dopaminergic progenitor cells in rats. Behavioral Brain Research. 199 (2), 317-325 (2009).
  33. Geldenhuys, W. J., Guseman, T. L., Pienaar, I. S., Dluzen, D. E., Young, J. W. A novel biomechanical analysis of gait changes in the MPTP mouse model of Parkinson's disease. PeerJ. 3 (Pt 7), e1175(2015).
  34. Cecchi, M., Khoshbouei, H., Morilak, D. A. Modulatory effects of norepinephrine, acting on alpha1 receptors in the central nucleus of the amygdala, on behavioral and neuroendocrine responses to acute immobilization stress. Neuropharmacology. 43 (7), 1139-1147 (2002).
  35. Chu, X., Zhou, Y., et al. 24-hour-restraint stress induces long-term depressive-likephenotypes in mice. Scientific Reports. 6, 32935(2016).
  36. Freeman, M. L., Sheridan, B. S., Bonneau, R. H., Hendricks, R. L. Psychological Stress Compromises CD8+ T cell control of latent herpes simplex virus type 1 infections. The Journal of Immunology. 179 (1), 322-328 (2007).
  37. Lauretti, E., Di Meco, A., Merali, S., Praticò, D. Chronic behavioral stress exaggerates motor deficit and neuroinflammation in the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Translational Psychiatry. 6, e733(2016).
  38. Quartermain, D., Stone, E. A., Charbonneau, G. Acute stress disrupts risk assessment behavior in mice. Physiology and Behavior. 59 (4-5), 937-940 (1996).
  39. Bannon, D. The Behavioural effects of stress and aluminum toxicity on a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis Parkinsonism-dementia complex. , 1-186 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analiza chodufunkcje motoryczne myszytest obci enia stresowegopomiar d ugo ci krokuszeroko rozstawu ko czyn tylnychprzygotowanie tuby do unieruchomieniafenotypowanie behawioralne

Powiązane artykuły