Lewa pneumonektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach nad nadciśnieniem płucnym. W tym miejscu przedstawiamy protokół opisujący procedurę pneumonektomii u szczurów i opiekę pooperacyjną w celu zapewnienia minimalnej zachorowalności i śmiertelności.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Lewa pneumonektomia w połączeniu z monokrotaliną lub Sugenem jako model nadciśnienia płucnego u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
W tym protokole szczegółowo opisujemy prawidłowe kroki proceduralne i niezbędne środki ostrożności, aby skutecznie przeprowadzić lewą pneumonektomię i wywołać PAH u szczurów za pomocą dodatkowego podania monokrotaliny (MCT) lub SU5416 (Sugen). Porównujemy również te dwa modele z innymi modelami WWA powszechnie stosowanymi w badaniach. W ciągu ostatnich kilku lat nacisk na zwierzęce modele TNP przesunął się w kierunku badania mechanizmu angioproliferacji zmian w splotach, w których rola zwiększonego przepływu krwi w płucach jest uważana za ważny czynnik wyzwalający rozwój ciężkiej przebudowy naczyń płucnych. Jednym z najbardziej obiecujących modeli zwiększonego przepływu płucnego u gryzoni jest jednostronna lewa pneumonektomia połączona z "drugim uderzeniem" MCT lub Sugena. Usunięcie lewego płuca prowadzi do zwiększonego i burzliwego przepływu krwi w płucach i przebudowy naczyń krwionośnych. Obecnie nie ma szczegółowej procedury operacji pneumonektomii u szczurów. Ten artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat procedury chirurgicznej pneumonektomii krok po kroku i opieki pooperacyjnej u samców szczurów Sprague-Dawley. Krótko mówiąc, zwierzę jest znieczulane i klatka piersiowa jest otwierana. Po uwidocznieniu lewej tętnicy płucnej, żyły płucnej i oskrzeli są one podwiązywane, a lewe płuco jest usuwane. Następnie klatka piersiowa się zamknęła i zwierzę wyzdrowiało. Krew jest zmuszana do krążenia tylko w prawym płucu. To zwiększone ciśnienie naczyniowe prowadzi do postępującej przebudowy i niedrożności małych tętnic płucnych. Drugie uderzenie MCT lub Sugen stosuje się tydzień po operacji w celu wywołania dysfunkcji śródbłonka. Połączenie zwiększonego przepływu krwi w płucach i dysfunkcji śródbłonka powoduje ciężkie TNP. Podstawowym ograniczeniem tej procedury jest to, że wymaga ona ogólnych umiejętności chirurgicznych.
Wprowadzenie
Tętnicze nadciśnienie płucne (PAH) jest postępującą i śmiertelną chorobą charakteryzującą się wzrostem przepływu krwi w płucach, zwiększonym oporem naczyniowym, stanem zapalnym i przebudową małych naczyń krwionośnych płuc1. Ta przebudowa zwykle powoduje zmiany naczyniowe, które blokują i niszczą małe tętnice płucne, powodując zwężenie naczyń krwionośnych i zwiększając obciążenie wtórne prawej komory2. Istnieje niewiele skutecznych metod leczenia farmakologicznego TNP; w konsekwencji śmiertelność związana z WWA pozostaje wysoka. Ostatnio nacisk na patobiologię nadciśnienia płucnego przesunął się w kierunku mechanizmu angioproliferacji, w którym rola zwiększonego przepływu krwi w płucach jest uważana za ważny czynnik wyzwalający w rozwoju przebudowy naczyń płucnych3,4.
Modele zwierzęce nadciśnienia płucnego dostarczyły kluczowych informacji, które pomagają wyjaśnić patofizjologię choroby i posłużyły jako platforma do dostarczania leków, komórek, genów i białek. Tradycyjnie, model przewlekłego nadciśnienia płucnego wywołanego niedotlenieniem i model uszkodzenia płuc MCT były głównymi modelami wykorzystywanymi do badania patofizjologii PAH5. Nie są one jednak wystarczające do wytworzenia zwiększonego przepływu krwi w płucach i wzorca przebudowy neointimy w porównaniu ze zmianami opisanymi u ludzi. Model przewlekłego niedotlenienia u gryzoni powoduje pogrubienie ścian naczyń z niedotlenionym zwężeniem naczyń krwionośnych bez angio-zaniku małych naczyń płucnych6. Dodatkowo stan niedotlenienia jest odwracalny. W związku z tym model hipoksji również nie jest wystarczający do wytworzenia ciężkiego TNP. Model uszkodzenia płuc MCT wywołuje pewną dysfunkcję śródbłonka, ale złożone zmiany zanikowe naczyń krwionośnych występujące u ludzi z ciężkim pierwotnym TNP nie rozwijają się u szczurów2. Dodatkowo, szczury leczone MCT mają tendencję do umierania z powodu toksyczności płuc wywołanej MCT, choroby żylno-okluzyjnej wątroby i zapalenia mięśnia sercowego, a nie z powodu PAH2. Wreszcie, sama pneumonektomia nie wystarcza do wytworzenia zmian neointimalnych w małych naczyniach płucnych w krótkim czasie. Po pneumonektomii występuje minimalne podwyższenie ciśnienia w tętnicy płucnej7. U ludzi pneumonektomia jest dobrze tolerowana, gdy przeciwległe płuco jest zdrowe7.
Jednak procedura lewostronnej pneumonektomii w połączeniu z MCT lub Sugen jest korzystna, ponieważ naśladuje zwiększony przepływ krwi w płucach i powoduje przebudowę naczyń płucnych porównywalną z ciężkim klinicznym TNP. Pneumonektomię wykonuje się na lewym płucu, które ma tylko 1 płat, a nie na prawym, który ma cztery płaty. Gdyby usunięto prawe płuco, zwierzę nie byłoby w stanie zrekompensować niewydolności oddechowej. W modelu pneumonektomii-MCT neointimalny wzór przebudowy rozwija się u ponad 90% operowanych zwierząt leczonych 7. Podobnie, połączenie Sugen i pneumonektomii skutkuje ciężkim TNP, charakteryzującym się angio-obliteracyjnymi zmianami naczyniowymi, proliferacją, apoptozą i dysfunkcją RV8. Zabieg pneumonektomii lewej strony jest również korzystny w porównaniu z innymi zabiegami chirurgicznymi mającymi na celu indukcję PAH. Wcześniej opisane modele u szczurów zwiększające przepływ krwi płucnej do płuc obejmują zastawkę aortalno-kawnową lub zespolenie podobojczykowo-płucne. Te modele są niezwykle skomplikowane7,9,10,11. Aby wykonać przetokę aortalno-kasową, należy otworzyć brzuch zwierzęcia. Zastawka jest umieszczana w aorcie brzusznej, co zwiększa przepływ krwi do wszystkich narządów jamy brzusznej, a nie tylko do płuc, dzięki czemu PAH rozwija się znacznie dłużej. Dodatkowo trudno jest określić przepływ krwi przez zastawkę, podczas gdy w przypadku pneumonektomii przepływ krwi do pozostałego płuca podwaja się. Zespolenie tętnicy podobojczykowo-płucnej ma również wiele powikłań. Przepływ krwi tętniczej do żyły może prowadzić do zakrzepicy zespolenia i krwawienia. Podobnie jak w przypadku zastawki aortalno-kastawnej, trudno jest określić przepływ krwi przez zespolenie. Ponadto jest to kosztowna i trudna technika, która wymaga umiejętności chirurgii naczyniowej. Jednostronna lewa pneumonektomia podwaja przepływ krwi i stres ścinający w przeciwległym płucu, a w połączeniu z MCT lub Sugenem powoduje typowe hemodynamiczne i histopatologiczne wyniki PAH, które są uszkodzeniem komórek śródbłonka8,12.
Nowość tego manuskryptu jest przedstawiona w bardzo szczegółowym i wyczerpującym protokole chirurgicznym lewej pneumonektomii u szczurów oraz w dyskusji na temat technicznych i fizjologicznych wyzwań tych modeli. Ponieważ protokół ten nie jest obecnie dostępny, wielu badaczy uważa, że model ten jest zbyt trudny w użyciu. Badacze, którzy przeprowadzili lewą pneumonektomię, spotkali się z wysokimi wskaźnikami śmiertelności i zachorowalności związanymi z niepotrzebną utratą zwierząt, co podważa ocenę naukową. Zamiast tego wielu będzie używać klasycznych modeli, takich jak wstrzyknięcie MCT, przewlekłe niedotlenienie lub po prostu pneumonektomia, aby wytworzyć PAH. Modele te są jednak znacznie mniej skuteczne niż połączenie MCT lub Sugen z lewą pneumonektomią. Głównym celem tego artykułu jest przedstawienie pierwszego szczegółowego i powtarzalnego protokołu chirurgicznego dla lewej jednostronnej pneumonektomii u szczurów oraz dostarczenie najlepszego modelu chirurgicznego PAH. Połączenie tego protokołu dla lewostronnej pneumonektomii z MCT lub SU5416 pozwoli badaczom stworzyć znacznie bardziej skuteczny i klinicznie istotny model ciężkiego TNP do badania patogenezy tej śmiertelnej choroby.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Procedury opisane poniżej zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Szkoły Medycznej Icahn w Mount Sinai. Wszystkie szczury otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z "Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych" na Górze Synaj.
1. Przygotowanie do operacji
- Zakrzywione nożyczki Cooley-Mayo w autoklawie (duże nożyczki), proste nożyczki do tęczówki (małe nożyczki), nożyczki McPherson-Vannas Iris (nożyczki tylne), kleszczyki do tkanek Wangensteen (kleszcze atraumatyczne), kleszcze do tkanek Geralda, wziernik z drutu zwykłego (retraktor samozatrzymujący), kauteryzator do małych naczyń, gaza, sonda dwustronna, cienki uchwyt igły naczyniowej i kleszczyki hemostatyczne Micro-Jacobson (komary).
2. Przygotowanie i intubacja szczurów
- Podać podskórne wstrzyknięcie znieczulenia buprenorfiny (0,1 mg/kg) 6-8 tygodniowym samcom szczurów Sprague-Dawley na 30 minut przed zabiegiem.
- Umieść szczura indywidualnie w komorze wystawionej na działanie izofluranu w 4% i tlenu (1 l / min) przez 3-4 minuty, aż szczur zostanie odpowiednio znieczulony (tj. nieprzytomny, oddychający powoli i niereagujący na dotyk lub dźwięk).
- Intubacja szczurów
- Wyjmij szczura z komory i przyklej go taśmą do deski, tak aby szczur leżał płasko na plecach, z pyskiem na krawędzi deski. Użyj sznurka, aby przytrzymać szczura za dwa przednie zęby, tak aby szyja pozostała płaska/prosta.
- Umieść światłowodowe źródło światła gęsiego nad szyją nad krtanią, podnieś i przytrzymaj język palcami, a następnie przesuń nagłośnię w górę, aby uwidocznić struny głosowe. Tchawica powinna być jasno oświetlona za strunami głosowymi; Dostosuj położenie światła, aż tchawica będzie jasna.
- Zaintuuj szczury, wprowadzając cewnik 16 G do krtani w ciągu 60 sekund od wyjęcia szczura z komory, gdy szybko się budzą. Jeśli szczur obudzi się przed udaną intubacją, włóż go z powrotem i powtórz.
- Natychmiast podłącz szczura do respiratora, aby wznowić podawanie izofluranu i tlenu. Potwierdź intubację za pomocą zimnego lustra, aby zaobserwować kondensację wilgoci w wydychanym powietrzu z cewnika. Upewnij się, że zwierzę nadal oddycha poprzez rozszerzenie klatki piersiowej.
- Podłącz szczura do respiratora. Ustaw przepływ tlenu na poziomie 1 l/min. Ustaw szybkość wentylacji na 70 oddechów/min przy objętości oddechowej 0,35–0,45 ml. Ustawić dodatnie końcowe ciśnienie wydechowe (PEEP) na 2–4 cmH2O. Zmniejszyć izofluran do 2–3%.
- Umieść szczura pod mikroskopem w prawej pozycji odleżynowej na poduszce grzewczej w temperaturze 37 °C. Przyklej przednie nogi taśmą w dół. Ogol lewą klatkę piersiową za przednią nogą do końca klatki piersiowej za pomocą maszynki do strzyżenia. Oczyść obszar operacyjny gazą i 10% roztworem jodu powidonu, a następnie 70% etanolem (trzy razy).
- Umieść pulsoksymetr na stopie szczura i monitoruj tętno i nasycenie tlenem przez cały czas trwania operacji. Tętno powinno wynosić od 200 do 500 uderzeń na minutę, a saturacja tlenem powinna wynosić >95%.
3. Przygotowanie sterylnego środowiska
- Wizualizuj obszar chirurgiczny pod mikroskopem. Należy to zrobić najpierw, ponieważ mikroskopu nie można wyregulować, gdy środowisko jest sterylne.
- Załóż sterylne, chirurgiczne rękawiczki. Nie dotykaj niczego poza wysterylizowanymi narzędziami, zasłonami chirurgicznymi i chirurgicznym obszarem ciała szczura.
- Umieść sterylną serwetkę na ciele szczura i na tacy na narzędzia, aby stworzyć sterylne środowisko.
- W sterylnych rękawiczkach umieść sterylne narzędzia na sterylnej tacce na narzędzia.
4. Zabieg chirurgiczny lewej pneumonektomii
- Użyj nożyczek Cooley-Mayo i kleszczyków do tkanek Geralda, aby wyciąć mały otwór w serwety chirurgicznej. Otwór powinien mieć około 2–3 cm średnicy, aby w pełni uwidocznić nacięcie, ale nie za duży, aby odsłonięta była tylko wysterylizowana skóra.
- Wykonaj boczne nacięcie lewej klatki piersiowej o długości 2 cm za pomocą ostrza chirurgicznego. Użyj gazy i wstrzykiwacza do elektrokoagulacji, aby opanować krwawienie/utrzymać hemostazę. Użyj nożyczek Cooley-Mayo, aby przeciąć każdą warstwę tkanki, aż żebra i mięśnie międzyżebrowe zostaną odsłonięte.
- Wejście w przestrzeń międzyżebrową
- Użyj komara, aby zrobić dziurę w mięśniu trzeciej przestrzeni międzyżebrowej.
- Użyj dwustronnej sondy, aby odsunąć płuco od drogi, aby uwidocznić tętnicę płucną. Badacz może wejść do innej przestrzeni międzyżebrowej, jeśli tętnica płucna nie jest dostępna.
- Użyj nożyczek do tęczówki i nożyczek do tęczówki McPherson-Vannas (nożyczki do pleców), aby otworzyć mięśnie międzyżebrowe na około 1–2 cm. Użyj pisaka do elektrokoagulacji, aby zatrzymać krwawienie.
- Umieść mały, samozabezpieczający się retraktor, aby utrzymać otwarte żebra i mięśnie.
- Otwórz tylko lewą opłucną i przesuń lewe płuco niżej w jamie brzusznej, aby umożliwić dostęp do tętnicy płucnej i oskrzeli. Załaduj średni hemocykl do aplikatora z klipsem do podwiązywania.
- Podwiązanie lewego głównego oskrzela i lewej głównej tętnicy płucnej
- Ostrożnie podnieś górną część lewego płuca za pomocą atraumatycznych kleszczy Wangensteena, aby odsłonić tętnicę płucną.
- Przyciąć tętnicę płucną, zamykając klips i aplikator wokół tętnicy. Uważaj, aby nie zamknąć ani nie pęknąć lewej żyły azygosowej. Nie zaciskaj zbyt mocno, w przeciwnym razie naczynie może pęknąć.
- Otwórz nacięcie dalej, używając migdałka do oddzielenia włókien mięśniowych.
- Załaduj kolejny średni hemokolp do aplikatora z klipsem do podwiązywania, aby był gotowy.
- Użyj atraumatycznych kleszczy, aby podnieść dolną część płuca z nacięcia, aż do uwidocznienia lewego oskrzela głównego i lewej żyły płucnej. Kleszcze atraumatyczne muszą być używane jako ciągnięcie, aby przesunąć płuco w górę i wydostać się z nacięcia. Ponieważ płuco jest zbyt duże, aby można je było wyciągnąć jednym ruchem bez rozrywania tkanki, kleszcze są konieczne, aby utrzymać płuco na miejscu, podczas gdy kleszcze atraumatyczne są używane ostrożnie, aby wyciągnąć więcej płuc .
- Podwiązać razem lewe oskrzela główne i lewą żyłę płucną główną, zamykając wokół nich aplikator. Nie zaciskaj żyły i oskrzeli zbyt mocno, w przeciwnym razie naczynie może pęknąć.
- Usuń płuco nożyczkami. Uważaj, aby nie przeciąć ani nie wyrwać klipsa. Użyj małego kawałka sterylnej gazy, aby wchłonąć krew i upewnij się, że nie ma krwawienia.
- Zamknięcie żeber i mięśni międzyżebrowych
- Przed zamknięciem mięśni międzyżebrowych należy wprowadzić cewnik 16 G do jamy klatki piersiowej z dala od nacięcia chirurgicznego i do siódmej przestrzeni międzyżebrowej. Upewnij się, że badacz może zwizualizować igłę, aby nie przebić żadnych ważnych narządów lub naczyń.
- Natychmiast wyjmij igłę, pozostawiając cewnik na miejscu. Będzie on używany jako rurka do klatki piersiowej.
- Zamknij żebra i mięśnie międzyżebrowe szwem 4-0 prolenowym.
- Zamknij skórę i przestrzeń podskórną za pomocą biegnącego szwu 5-0 (tabela materiałów).
- Umieść szew 5-0 (tabela materiałów) w skórze i wokół rurki klatki piersiowej, tak aby po usunięciu rurki klatki piersiowej otwór został zawiązany.
- Usunąć powietrze z jamy opłucnej za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml przez cewnik, aby odzyskać ujemne normalne ciśnienie w klatce piersiowej. Natychmiast zacisnąć cewnik za pomocą uchwytu na igłę, aby zapobiec cofaniu się powietrza do jamy klatki piersiowej. Szybko wyjmij cewnik i zawiąż szew, aby zamknąć otwór.
5. Rekonwalescencja pooperacyjna
- Umieść zwierzę w pozycji mostkowej. Wyłącz izofluran, ale kontynuuj podawanie szczurowi tlenu przez rurkę dotchawiczą. W żadnym momencie nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby się poruszać, a zwierzę nie znajdzie się bezpiecznie w klatce.
- Podawać podskórnie 2-3 ml sterylnego roztworu Ringera z mleczanami.
- Monitoruj tętno (≈200–500 uderzeń na minutę), nasycenie tlenem (≥95%) i kolor zwierzęcia, aby potwierdzić, że zwierzę dobrze oddycha.
- Kiedy zwierzę zaczyna wykonywać spontaniczne ruchy oddechowe i ruchy szyi oraz reaguje na bodźce fizyczne (takie jak rozszerzanie oczu, poruszanie nosem i uszy reagujące na dźwięk), ekstubuj zwierzę, wyciągając cewnik i odłączając respirator.
- Umieść zwierzę z powrotem w pustej klatce, z dala od towarzystwa innych zwierząt. Zwierzę powinno być samo przez co najmniej 3 dni.
- W celu złagodzenia bólu należy podawać 0,1 mg/kg buprenorfiny podskórnie co 12 godzin przez 3 dni.
6. Podawanie "Second Hit" MCT lub Sugen
- Podawać 1 ml MCT (60 mg/kg) lub 1 ml Sugen (25 mg/kg) we wstrzyknięciu podskórnym, 1 tydzień po zabiegu.
7. Końcowe żniwa
- Siedem tygodni po podaniu MCT lub Sugen należy umieścić zwierzę w komorze z przepływającym tlenem (1 l/min) i 4% izofluranem.
- Podłącz zwierzę do respiratora za pomocą stożka nosowego. Utrzymuj przepływ tlenu i obniż izofluran do 2,5–3%. Połóż zwierzę na plecach i przyklej taśmą wszystkie kończyny.
- Ogol zwierzę wzdłuż całego brzucha.
- Otwieranie skrzyni
- Wykonaj nacięcie w dół klatki piersiowej skalpelem od wcięcia podobojczykowego do ksyloidy.
- Użyj kleszczyków do tkanek, aby przytrzymać ksyloidę. Przetnij mostek nożyczkami Cooley-Mayo, aż serce i tętnica płucna będą w pełni dostępne. Użyj elektrokoagulacji, aby zatrzymać krwawienie. Przytrzymaj żebra otwarte za pomocą zwijacza.
- Zidentyfikuj tętnicę płucną. W razie potrzeby dostosuj orientację serca, dodając pod spodem gazę. Użyj cewnika dożylnego 20 G, aby nakłuć tętnicę płucną między zastawką płucną a rozwidleniem głównej tętnicy płucnej. Wsuń tylko cewnik 20 G do tętnicy i wyjmij igłę. Przesunąć cewnik ciśnieniowy 1,2 Fr do cewnika dożylnego, który znajduje się w tętnicy płucnej. Gdy krzywa PA ustabilizuje się, rejestruj ciśnienie przez co najmniej 10 sekund. Powtórz te kroki, aby zarejestrować ciśnienie w prawej komorze.
- Usuń serce i płuca. Umieść kawałki płuc w formalinie, aby utrwalić je w parafinie i wybarwić hematoksyliną i eozyną.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zgodnie z przyjętym systemem klasyfikacji, nadciśnienie płucne charakteryzuje się średnim ciśnieniem w tętnicy płucnej (mPAP) przekraczającym górne granice normy ciśnienia w tętnicy płucnej (tj. 25 mm Hg). W grupie pneumonectomy + MCT do 21. dnia rozwinęło się ciężkie PAH z podwyższonym mPAP (Rycina 1). mPAP oblicza się według wzoru:
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W płucach dotkniętych TNP proliferacja naczyń z tworzeniem się neointimalu i zacieraniem tętnic płucnych powoduje poważne zmiany hemodynamiczne, niewydolność prawej komory i wczesną śmiertelność 7,8. Zmiany w ściankach naczyń zwiększają opór przepływu krwi, zwiększając ciśnienie tętnicze i prawe komory. We wczesnych stadiach TNP, zwykle 3 tygodnie po podaniu MCT lub Sugen, u szczurów rozwinęły się niespecyficzne zmiany histologiczne, takie jak przerost przyśrodko...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają potencjalnych konfliktów interesów.
Podziękowania
Ten rękopis był wspierany przez granty NIH 7R01 HL083078-10 od American Heart Association AHA-17SDG33370112 oraz od National Institutes of Health NIH K01 HL135474 do Y.S. oraz od National Institutes of Health R01 HL133554 do L.H.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Ostrze chirurgiczne | Bard-Parker | 371215 | Nacięcie |
| Forane (Isoflurane, USP) | Baxter | NDC 10019-360-40 | znieczulenie |
| BD Angiocath 16 G | BD | 381157 | rurka do intubacji, rurka do klatki piersiowej |
| BD 1 ml Strzykawka insulinowa | BD | 329652 | podawać buprinex pooperacyjnie |
| Biogel Chirurdzy Rękawice chirurgiczne | Biogel | 30460-01 | sterylne rękawice chirurgiczne |
| Trymer Wahl BravMini+ Braintree | Scientific | CLP-41590 P | miejsce operacyjne golenia |
| SU5416 | Cayman Chemical | 13342 | Sugen |
| Oświetlacz światłowodowy | Cole-Parmer | EW-41723-02 | światło do intubacji |
| Surgipro II 4-0 Szew | Covidien | VP831X | Zamykanie mięśni międzyżebrowych |
| Polysorb 5-0 Szew | Covidien | GL-885 | Zamykanie skóry |
| Średnia komora indukcyjna przesuwna DRE | Veterinary | 12570 | Dostarczanie tlenu i izofluranu |
| DRE Compact 150 Gryzoń Aparat anestezjologiczny | DRE Veterinary | 373 | Dostarczanie tlenu i izofluranu |
| Zestaw kauteryzatora do małych naczyń | Kauteryzator | Fine Science Tools | 18000-00 |
| Respirator dla małych zwierząt VentElite | Aparat Harvard | 55-7040 | Respirator |
| MouseSTAT Jr | Kent Scientific | MSTAT-JR | pulsoksymetr i monitor pracy serca |
| Czujnik pulsoksymetru myszy Pulsoksymetr | Kent Scientific SPO2-MSE | i czujnik tętna łapy | |
| PhysioSuite RightTemp | Kent Scientific | PS-02 | temperaturowa |
| PVP Prep Solution | Medline | MDS093944 | Czyszczenie pola operacyjnego |
| Serweta z podszewką z poliestru | Medline | NON21002Z | osłona zwierzęcia |
| Strzykawka 3 ml | Medline | SYR103010 | podawania płynów pooperacyjnie |
| Zestawy mikrochirurgiczne, Integra | Miltex | 95042-540 | : wziernik z drutu zwykłego, sonda dwustronna, nożyczki do tęczówki McPherson-Vannas proste, proste nożyczki do tęczówki |
| Kleszczyki hemostatyczne - Micro-Jacobson-Mosquito | Miltex | 17-2602 | komar |
| Buprenorfryna HCl 0,3 mg / ml | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-01 | Ulga w bólu |
| Zakrzywione nożyczki Cooley-Mayo | Pilling | 352090 | Duże nożyczki |
| Gerald Kleszcze do tkanek | Pilling | 351900 | kleszcze |
| Wangesnsteen Kleszcze do tkanek | Pilling | 342929 | atraumatyczne kleszcze |
| Pilling Cienki uchwyt na igłę naczyniową | Pilling | 354962DG | uchwyt na igłę |
| Crotaline | Sigma-Aldrich | C2401-1G | MCT |
| Surflash 20 G IV Cewnik | Terumo | SR*FF2051 | Do odczytu ciśnienia podczas pobierania narządów |
| System fotowoltaiczny ADVantage z cewnikiem 1,2 Fr | Transonic Inc | ADV500 | Rejestruj ciśnienie w tętnicy płucnej i prawej komorze |
| Średni Hemoclip | Weck | 523700 | naczynia ligatacyjne |
| Otwórz aplikator z klipsem ligującym; Średni, zakrzywiony | aplikator do hemoklip | Weck Horizon | 237081 |
| Mikroskop chirurgiczny | Powiększenie Zeiss OPMI MD | 1808 |
Bibliografia
- Leopold, J., Maron, B. Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension. International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761(2016).
- Gomez-Arroyo, J. G., et al. The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).
- van Albada, M. E., et al. The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).
- Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).
- Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).
- Cahill, E., et al. The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally. Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).
- Okada, K., et al. Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension. American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).
- Happé, C. M., et al. Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).
- Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling. Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).
- Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension. Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).
- Linardi, D., et al. Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).
- White, R. J., et al. Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).
- Samson, N., Paulin, R. Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
