Artykuł metodologiczny

Trzy procedury laboratoryjne do oceny różnych objawów impulsywności u szczurów

DOI:

10.3791/59070

⸱

17 marca 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratorio de Neurociencias, Universidad Iberoamericana, 2Departamento de Psicología, Universidad Anáhuac México Sur, 3Departamento de Salud, Universidad Iberoamericana

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy trzy protokoły, które oceniają różne formy impulsywności u szczurów i innych małych ssaków. Procedury wyboru międzyokresowego oceniają tendencję do dyskontowania wartości opóźnionych wyników. Zróżnicowane wzmocnienie niskich wskaźników i dyskryminacja cechowo-negatywna oceniają zdolność hamowania reakcji odpowiednio z karą i bez kary za niewłaściwe reakcje.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy artykuł zawiera przewodnik do przeprowadzania i analizy trzech protokołów opartych na warunkowaniu do oceny impulsywności u szczurów. Impulsywność jest znaczącym pojęciem, ponieważ jest związana z zaburzeniami psychicznymi u ludzi i z nieprzystosowawczym zachowaniem u zwierząt innych niż ludzie. Uważa się, że impulsywność składa się z oddzielnych czynników. Istnieją protokoły laboratoryjne opracowane w celu oceny każdego z tych czynników przy użyciu znormalizowanego zautomatyzowanego sprzętu. Dyskontowanie opóźnień wiąże się z niezdolnością do motywowania się opóźnionymi wynikami. Czynnik ten jest oceniany za pomocą protokołów wyboru międzyokresowego, które polegają na przedstawieniu osobie sytuacji wyboru obejmującej natychmiastową nagrodę i większą, ale opóźnioną nagrodę. Deficyt hamowania odpowiedzi wiąże się z niezdolnością do powstrzymania silnych reakcji. Protokoły różnicowego wzmacniania niskich wskaźników (DLR) i dyskryminacji negatywnej cech oceniają czynnik deficytu hamowania odpowiedzi impulsywności. Pierwsza z nich narzuca zmotywowanej osobie warunek, w którym większość czeka minimalny okres czasu na odpowiedź, która ma zostać nagrodzona. Ta ostatnia ocenia zdolność osobników do powstrzymania się od reakcji związanych z poszukiwaniem pożywienia, gdy prezentowany jest sygnał braku pożywienia. Celem tych protokołów jest skonstruowanie obiektywnej ilościowej miary impulsywności, która służy do dokonywania porównań międzygatunkowych, umożliwiając badania translacyjne. Do zalet tych konkretnych protokołów należy ich łatwa konfiguracja i aplikacja, co wynika ze stosunkowo niewielkiej ilości potrzebnego sprzętu oraz zautomatyzowanego charakteru tych protokołów.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Impulsywność może być konceptualizowana jako wymiar behawioralny związany z nieprzystosowawczymi wynikami1. Pomimo powszechnego stosowania tego terminu, nie ma powszechnego konsensusu co do jego dokładnej definicji. W rzeczywistości kilku autorów zdefiniowało impulsywność, podając przykłady impulsywnych zachowań lub ich konsekwencji, zamiast określać, które charakterystyczne aspekty rządzą tym zjawiskiem. Na przykład zakłada się, że impulsywność wiąże się z niezdolnością do czekania, planowania, hamowania zachowań prepotencjalnych lub niewrażliwości na opóźnione wyniki2, i została uznana za podstawową podatność na zachowania uzależniające3. Bari i Robbins4 scharakteryzowali impulsywność jako współwystępowanie silnych impulsów, wyzwalanych przez zmienne dyspozycyjne i sytuacyjne oraz dysfunkcyjne procesy hamujące. Inną definicję podali Dalley i Robbins, którzy stwierdzili, że impulsywność może być uważana za predyspozycję do szybkich, często przedwczesnych działań bez odpowiedniego wglądu5. Jeszcze inna definicja impulsywności, zaproponowana przez Sosę i dos Santos6, to tendencja do zachowania, która odciąga organizm od maksymalizacji dostępnych nagród ze względu na nabytą kontrolę wywieraną na reakcję organizmu na bodźce przypadkowo związane z tymi nagrodami.

Ze względu na procesy behawioralne związane z impulsywnością, jej neurofizjologiczne podłoże obejmuje struktury wspólne z tymi związanymi z motywowanym zachowaniem, podejmowaniem decyzji i docenianiem nagród. Potwierdzają to badania, które pokazują, że struktury szlaku korowo-prążkowiowego (np. jądro półleżące [NAc], kora przedczołowa [PFC], ciało migdałowate i skorupa ogoniasta [CPU]), a także wznoszący się układ neuroprzekaźników monoaminergicznych, uczestniczą w ekspresji zachowań impulsywnych7. Jednak neuronalne podłoże impulsywności jest bardziej złożone. Chociaż NAc i PFC są zaangażowane w zachowania impulsywne, struktury te są częścią bardziej złożonego systemu, a także składają się ze struktur podrzędnych, które mają różne funkcje (bardziej szczegółową dokumentację można znaleźć w Dalley and Robbins5).

Niezależnie od kontrowersji dotyczących jego natury i podłoża biologicznego, ten wymiar behawioralny jest znany z tego, że różni się u poszczególnych osób, w którym to przypadku może być uważany za cechę, a w obrębie jednostek, w którym to przypadku może być uważany za stan8. Impulsywność od dawna jest uznawana za cechę niektórych schorzeń psychicznych, takich jak zespół nadpobudliwości psychoruchowej z deficytem uwagi (ADHD), nadużywanie substancji i epizody maniakalne9. Wydaje się, że panuje powszechna zgoda co do tego, że impulsywność składa się z wielu czynników dających się rozłączyć, w tym niechęci do czekania (tj. dyskontowania opóźnień), niezdolności do powstrzymania się od silnych reakcji (tj. deficytu hamowania), trudności w skupieniu się na istotnych informacjach (tj. nieuwagi) i tendencji do angażowania się w ryzykowne sytuacje (np. poszukiwanie doznań)5,10,11. Każdy z tych czynników można ocenić za pomocą specjalnych zadań behawioralnych, które zwykle są przypisane do dwóch szerokich kategorii: wyboru i hamowania reakcji (mogą one mieć różne etykiety w taksonomiach każdego autora). Niektóre ważne cechy takich zadań behawioralnych to to, że można je zastosować do kilku gatunków zwierząt2 oraz że pozwalają badać impulsywność w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych.

Modelowanie wymiaru behawioralnego z laboratoryjnymi zwierzętami niebędącymi ludźmi ma wiele zalet, w tym możliwość pomiaru specyficznych, operacjonalizowanych tendencji behawioralnych, co pozwala badaczom na znaczne zmniejszenie zmiennych zakłócających (np. zanieczyszczenie przez wydarzenia z poprzedniego życia4) i na implementację eksperymentalnych manipulacji, takich jak przewlekłe podawanie farmakologiczne, wykonywanie zmian neurotoksycznych lub manipulacje genetyczne. Większość z tych protokołów ma wersje analogowe dla ludzi, co ułatwia porównania5. Co ważne, stosowanie analogów tych protokołów laboratoryjnych u ludzi jest skuteczne w diagnozowaniu schorzeń psychicznych, takich jak ADHD (zwłaszcza gdy stosuje się więcej niż jeden protokół12).

Podobnie jak każdy inny pomiar psychologiczny, protokoły laboratoryjne do oceny impulsywności muszą spełniać określone kryteria, aby osiągnąć cel, jakim jest dostarczenie wglądu w badane zjawisko. Aby protokół laboratoryjny mógł zostać uznany za odpowiedni model zachowania impulsywnego, powinien być wiarygodny i posiadać (przynajmniej w pewnym stopniu) trafność, konstrukcję i/lub predykcję13. Wiarygodność może oznaczać, że wpływ na pomiar powtórzy się, jeśli manipulacja zostanie przeprowadzona dwa lub więcej razy, lub że pomiar jest spójny w czasie lub w różnych sytuacjach14,15. Pierwsza funkcja byłaby szczególnie przydatna w badaniach eksperymentalnych, podczas gdy druga byłaby szczególnie przydatna w badaniach korelacyjnych14. Trafność twarzy odnosi się do stopnia, w jakim to, co jest mierzone, przypomina zjawisko, które ma być modelowane, na przykład pod wpływem tych samych zmiennych. Trafność predykcyjna odnosi się do zdolności miary do prognozowania przyszłej wydajności w protokołach, które mają na celu zmierzenie tego samego lub pokrewnego konstruktu. Wreszcie, trafność konstruktu odnosi się do tego, czy protokół odtwarza zachowanie, które jest teoretycznie poprawne w odniesieniu do procesu lub procesów zakładanych jako zaangażowane w badane zjawisko. Jednakże, mimo że są to wysoce pożądane cechy, należy zachować ostrożność przy twierdzeniu, że protokół jest ważny wyłącznie na podstawie tych kryteriów16.

Istnieje kilka protokołów do pomiaru impulsywności w warunkach laboratoryjnych. Niniejszy artykuł przedstawia jednak tylko trzy takie metody: wybór międzyokresowy, różnicowe wzmacnianie niskich wskaźników oraz dyskryminację negatywną. Procedury intertemporalne mają na celu ocenę czynnika dyskontowania opóźnień (tj. trudności opóźnionych wyników w kontrolowaniu zachowania) impulsywności. Podstawowym uzasadnieniem tego protokołu jest konfrontacja badanych z dwiema nagrodami, które różnią się zarówno wielkością, jak i opóźnieniem17. Jedna alternatywa zapewnia małą natychmiastową nagrodę (określaną jako mniejsza wcześniej, SS), a druga zapewnia większą, ale opóźnioną nagrodę (określaną jako większa później, LL). Proporcja odpowiedzi na alternatywę SS może być użyta jako wskaźnik impulsywności18. W procedurach różnicowego wzmacniania niskich wskaźników czynnikiem impulsywności, który należy ocenić, jest hamowanie reakcji (tj. niezdolność do powstrzymania silnych reakcji), gdy istnieje negatywna kara warunkowa niewłaściwą reakcją. Uzasadnieniem tego protokołu jest wprowadzenie badanych w sytuację, w której jedynym sposobem na uzyskanie nagród jest wstrzymanie ich odpowiedzi19. Wreszcie, procedura dyskryminacji cech negatywnych ocenia zahamowanie reakcji, gdy nie ma wyraźnej kary za niewłaściwą reakcję. Uzasadnieniem tego protokołu (znanego również jako hamowanie warunkowe Pawłowa lub procedura A+/AX-) jest ocena zdolności badanych do wstrzymywania niepotrzebnych odpowiedzi20.

Te procedury wyróżniają się na tle innych pewnymi wygodnymi funkcjami. Na przykład przedstawione tutaj procedury nadają się do przeprowadzania w minimalnie wyposażonych komorach kondycjonujących (znanych również jako "skrzynka Skinnera"). Rysunek 1 przedstawia schemat typowej komory kondycjonowania. Komory kondycjonujące są użytecznymi instrumentami badawczymi ze względu na szereg zalet. Pozwalają one na automatyczne gromadzenie stosunkowo dużej ilości danych, maksymalizując liczbę badanych ocenianych pod kątem jedności czasu i przestrzeni21. Co więcej, badania behawioralne prowadzone w komorach kondycjonujących wymagają minimalnej interwencji badacza, co skraca czas i wysiłek zainwestowany przez personel laboratoryjny, w przeciwieństwie do innych dostępnych metod (np. niezautomatyzowane labirynty T, pudełka z przesunięciem zestawów)21. Minimalizacja interwencji badaczy pomaga również w zmniejszeniu stronniczości badaczy, zmniejszeniu efektów krzywej uczenia się badaczy i zmniejszeniu stresu wywołanego obsługą22. Typowe komory kondycjonujące są dość ustandaryzowane do stosowania ze średniej wielkości gryzoniami, takimi jak szczury (R. norvegicus), ale mogą być wykorzystane do badania innych taksonów, takich jak torbacze podobnej wielkości (np. D. albiventris i L. crassicaudata<sup class="xref">23). Istnieją również komercyjne komory kondycjonujące przystosowane dla mniejszych (np. myszy [M. musculus]) i większych (np. naczelnych innych niż ludzie) gatunków. Konfiguracja i obsługa protokołów przedstawionych w tym artykule wymaga minimalnych umiejętności programistycznych i wymaga dość małej liczby osiągalnych urządzeń wejściowych i wyjściowych, w przeciwieństwie do bardziej wyrafinowanych metod alternatywnych (np. zadanie czasu reakcji szeregowej 5 wyborów [5-CSRTT]24 i sign-tracking25).

figure-introduction-1
Rysunek 1: Schemat prototypu komory kondycjonowania. Główne elementy komory kondycjonacyjnej to: (1) lewa dźwignia, (2) pojemnik na żywność (wyposażony w boczne diody podczerwieni do wykrywania wejścia głowy), (3) światło zogniskowane, (4) głośnik do emisji tonów (widok z tyłu), (5) oświetlenie domu (widok z tyłu), (6) dozownik żywności. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Trzy protokoły opisane w tej sekcji wymagają użycia szczurów jako podmiotów. Większość laboratoryjnych szczepów szczurów jest odpowiednia; na przykład Wistar, Long-Evans, Sprague-Dawley itp. Komisja Etyki Universidad Iberoamericana, postępując zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i ich wykorzystywania (Instytut Zasobów Zwierząt Laboratoryjnych, Komisja Nauk Przyrodniczych, Krajowa Rada ds. Badań Naukowych, 1996), zatwierdziła protokoły laboratoryjne, które mają zostać opisane.

1. Trzymanie i przygotowanie zwierząt

  1. Określ liczbę szczurów, które zostaną użyte. Będzie to zależało od kilku czynników, takich jak wybrany rodzaj projektu, pożądana/wymagana moc statystyczna, koszty przeprowadzenia badania oraz czas dostępny na przeprowadzenie badania26.
  2. Oznacz ogon każdego szczura nieusuwalnym markerem w celu identyfikacji.
  3. Szczury domowe pojedynczo lub w grupach (2-5) z swobodnie dostępną wodą.
  4. Ogranicz spożycie pokarmu przez szczury, aby zmotywować je do przestrzegania protokołów. W przypadku szczurów trzymanych pojedynczo wygodną metodą ograniczenia pożywienia jest zmniejszenie masy ciała do 85% wagi swobodnie karmionych (stosować tylko dla dorosłych szczurów)27. Utrzymuj tę docelową wagę, podając dodatkowe pożywienie po przeprowadzeniu protokołu. W przypadku szczurów trzymanych w grupie, zapewnij dostęp do jedzenia przez 60 minut dziennie po przeprowadzeniu protokołu27.
  5. Umieść komory kondycjonujące w powłokach tłumiących dźwięk i światło.

2. Szkolenie wstępne

UWAGA: Zanim rozpoczną którykolwiek z tych protokołów behawioralnych, szczury muszą przyzwyczaić się do komór kondycjonujących i granulek pokarmu. Niezbędne jest również wytrenowanie reakcji, z jakimi zwierzęta będą działać w protokole. Trzy przedstawione tutaj protokoły wykorzystują motywację apetytywną do wywoływania zachowań wskazujących na impulsywność, podobnie jak większość innych dostępnych alternatywnych zadań (z wybranymi wyjątkami28). Konwencjonalne dozowniki żywności są dobrze przystosowane do dostarczania zarówno komercyjnego rafinowanego ziarna, jak i granulatu cukru, ale w pewnych okolicznościach mogą nawet obsługiwać "surowe" ziarno29.

  1. Przyzwyczajenia
    1. Po rozpoczęciu reżimu ograniczania pokarmu, wprowadź szczury do komór kondycjonujących bez inicjowania żadnego protokołu przez 30 minut, aby przyzwyczaić się do reakcji eksploracyjnych. Umieść 60 granulek jedzenia w pojemniku na żywność na początku sesji, aby przyzwyczaić się do neofobii żywieniowej.
    2. Powtarzaj codziennie, aż szczury zjedzą wszystkie granulki pokarmu.
  2. Szkolenie z magazynka
    1. Po etapie przyzwyczajenia wprowadź szczury do komór kondycjonujących na dwie dodatkowe 30-minutowe sesje dziennie, dostarczając granulat pokarmowy co 45 sekund. Pomaga to szczurom zidentyfikować źródło granulek pokarmowych.
  3. Szkolenie z obsługi dźwigni
    1. Tej opcji należy używać tylko w przypadku protokołów wyboru międzyokresowego i DRL.
    2. Umieść jedną (dla DRL) lub dwie dźwignie (do wyboru międzyczasowego) w komorach i rozpocznij ciągłą procedurę wzmacniania, to znaczy dostarczaj granulat spożywczy do każdej naciśnięcia dźwigni. Procedura ta jest stosowana równolegle z darmowym dostarczaniem granulatu pokarmowego co 45 s (tj. alternatywny harmonogram FR1-FT45 s zbrojenia30), tak jak w poprzednim etapie. Sesje mogą trwać maksymalnie 30 minut.
    3. Powtarzaj to codziennie, po tym jak szczury zdobędą 80 nagród przez dwa kolejne dni.
  4. Kształtowanie przez kolejne przybliżenia
    1. Użyj tej metody w przypadku, gdy szczury nie osiągną kryterium w ciągu czterech sesji.
    2. Otwórz powłokę izolacyjną komory kondycjonującej i obserwuj zachowanie szczurów. Dostarcz granulkę żywności dla każdej odpowiedzi, która jest zbliżona do odpowiedzi docelowej (tj. naciśnięcia dźwigni). Przykładami tych przybliżonych reakcji są zbliżanie się, wąchanie lub dotykanie dźwigni.
    3. Gdy szczury konsekwentnie wykonują przybliżone reakcje, przestań dostarczać im nagrody i zacznij wymagać odpowiedzi, która jest bliższa odpowiedzi docelowej. Powtórz w razie potrzeby.

3. Programowanie protokołów automatycznych

UWAGA: Użyte wartości (np. opóźnienia, kwoty nagród, liczba prób, czas trwania sesji, wartości harmonogramów, długość przerwy, rozpiętość interwałów między próbami, próg dla prób przymusowych, obecność/brak bodźców towarzyszących, czas trwania bodźców) zostały wybrane arbitralnie. Czytelnicy mogą chcieć zapoznać się z literaturą w celu określenia odpowiednich parametrów i warunków do osiągnięcia swoich konkretnych celów. Kody do przeprowadzania próbek trzech przedstawionych tutaj protokołów w środowisku MED-PC znajdują się w repozytorium, które można znaleźć pod następującym adresem URL: https://github.com/SaavedraPablo/MED-PC-codes. Takie kody można dowolnie pobierać i modyfikować zgodnie z konkretnymi potrzebami.

  1. Wybór międzyokresowy
    1. Wybierz wartości opóźnienia i wielkości nagrody. Na przykład, opcje dla alternatywy SS dostarczają natychmiast jeden granulat spożywczy, a opcje dla alternatywy LL dostarczają pięć granulek spożywczych po ustalonym 20-sekundowym opóźnieniu.
    2. Wybierz kryterium wykończenia. Kończ sesje automatycznie po spełnieniu określonego kryterium. Na przykład: zakończ sesję po 40 próbach wyboru lub po 50 minutach.
    3. Połącz każdą alternatywę z dźwignią (po lewej lub prawej stronie) w komorze kondycjonowania, równoważąc lateralizację alternatyw między badanych.
    4. Umieść obie dźwignie w komorach kondycjonowania i udostępnij alternatywy SS i LL po osiągnięciu harmonogramu zmiennych interwałów30. Po upływie określonego czasu pierwsze naciśnięcie dźwigni aktywuje odpowiednią alternatywę (z opóźnieniem). Zmienianie czasu trwania takiego interwału w sposób pseudolosowy zapobiega wyłącznemu preferowaniu określonej alternatywy.
    5. Wycofaj obie dźwignie i aktywuj konsekwencję związaną z alternatywami SS lub LL po wykonaniu harmonogramu zbrojenia o zmiennych odstępach czasu.
    6. Wykonaj warunek przerwy (sygnalizowany zanikiem światła w domu) po dostarczeniu nagrody. Dostosuj ten czas trwania tego warunku, aby zrównać średni czas trwania interwałów między badaniami dla obu alternatyw. Próba następnego wyboru rozpoczyna się po zakończeniu limitu czasu. Rysunek 2 pokazuje diagram wydarzeń podczas dwóch kolejnych prób procedury wyboru międzyokresowego.
    7. Implementacja wymuszonych prób. Jeśli uczestnicy wybiorą jedną alternatywę w dwóch kolejnych próbach, program określi, że następna próba będzie wymuszoną próbą pozostałej alternatywy. Oznacza to, że w następnej próbie obie dźwignie są dostępne, ale tylko jedna będzie działać. Gwarantuje to, że badani doświadczą wyników związanych z obiema alternatywami.
    8. Zakończ codzienną sesję za każdym razem, gdy zostanie ukończona określona liczba prób lub gdy upłynął maksymalny czas.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Diagram zdarzeń wejściowych i wyjściowych w dwóch kolejnych próbach procedury wyboru międzyokresowego. Diagram prototypowej procedury wyboru międzyokresowego, ilustrujący alternatywny wybór SS i alternatywny wybór LL, w dwóch kolejnych próbach. Każdy wiersz przedstawia oś czasu występowania określonych zdarzeń wyjściowych lub wejściowych. Skoki na osi czasu SS reprezentują wybór mniejszej alternatywy (po osiągnięciu harmonogramu o zmiennych interwałach). Skoki na osi czasu LL reprezentują wybory większej późniejszej alternatywy (idem). Gwiazdki na osi czasu Rw reprezentują dostarczenie nagrody. Podwyższone plateau na osi czasu sali operacyjnej reprezentują okresy możliwości odpowiedzi (zwykle są sygnalizowane, a czas ich trwania różni się w zależności od czasu, jaki dana osoba potrzebuje na osiągnięcie określonego kryterium); TO oznacza limit czasu, który rozpoczyna się po dostarczeniu nagrody i kończy się wraz z następną próbą; W tym okresie obie dźwignie są schowane. Należy pamiętać, że czas trwania przerwy różni się w zależności od typu próby (wybór SS lub wybór LL), aby interwały między próbami były zrównane. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Dlr
    1. Wybierz wartość minimalnego czasu, po upływie którego odpowiedź przyniesie nagrodę. Na przykład 10 s.
    2. Po rozpoczęciu sesji lub po dowolnej reakcji naciśnięcia dźwigni uruchom minutnik odliczający czas od wybranej wartości czasu (np. 10 s) do zera. Jeśli badani wyemitują odpowiedź, zanim licznik osiągnie wartość zero, licznik resetuje się, tak że muszą czekać na nową okazję do otrzymania nagrody. Jeśli badani wyemitują odpowiedź po tym, jak timer osiągnie wartość zero, dostarcz granulkę pokarmu i zresetuj timer po 2 sekundach (pozwala to zwierzęciu na spożycie pokarmu). Rysunek 3 pokazuje niektóre możliwe wzorce reagowania i odpowiadające im zaprogramowane konsekwencje.
      nuta: Podczas 2-sekundowego interwału pobierania nagrody odpowiedzi nie są liczone, co może mieć wpływ na proporcję reakcji burst w rzadkich przypadkach, gdy szczury zjadają pokarm wystarczająco szybko i reagują natychmiast po tym lub nie wykrywają dostarczenia pokarmu. Można to poprawić, używając wskazówki sygnalizującej 2-sekundowy interwał pobierania nagrody31. Jednak wcześniejsze badania wykazały, że liczba takich reakcji jest znikoma nawet przy braku sygnałów sygnalizacyjnych.
    3. Zakończ sesję po spełnieniu kryterium czasu i/lub liczby nagród.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Diagram hipotetycznego wzorca odpowiedzi i jego zaprogramowanych konsekwencji w procedurze DRL 15 s. Skoki na osi czasu języka R reprezentują oś czasu odpowiedzi spontanicznie emitowanych przez badanego. Gwiazdki na osi czasu Rw reprezentują oś czasu dostarczania nagród. Liczby poniżej rzędu Cl reprezentują zegar odliczający od 15 s czas pozostały do następnej możliwości udzielenia odpowiedzi i zdobycia nagrody. Należy pamiętać, że dostarczenie nagrody następuje tylko wtedy, gdy odpowiedź została udzielona po upływie co najmniej 15 sekund od ostatniej odpowiedzi. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Dyskryminacja negatywna
    1. Wybierz czas trwania bodźców, czas trwania interwałów między próbami i kryterium zakończenia sesji. Na przykład, użyj 8-sekundowego czasu trwania dla bodźców warunkowych, zmiennych 92-sekundowych interwałów między próbami i kryterium zakończenia 24 prób.
    2. Przedstaw pseudolosowo dwa rodzaje prób, A+ i AX-, w 50% przypadków każdy; A i X reprezentują typy bodźców, a znaki plus i minus reprezentują odpowiednio obecność lub brak pożywienia. Próby A+: włącz jedno z ogniskowych świateł (bodziec A) na 8 sekund, a następnie dostarcz dwie granulki pokarmu (+). Próby AX: włącz jedno z ogniskowych świateł (po obu stronach) na 8 s i jednocześnie zaprezentuj sygnał dźwiękowy (bodziec X), ale nie dostarczaj jedzenia (-). Rysunek 4 pokazuje diagram zaprogramowanych zdarzeń dla każdego rodzaju próby.
    3. Zakończ sesję po ustaleniu czasu i/lub liczby prób.

figure-protocol-3
Rysunek 4: Schemat rodzajów badań klinicznych stosowanych w procedurze dyskryminacji negatywnej cechy. Wysokości na osi czasu A reprezentują początek bodźca pobudzającego. Uniesienia na osi czasu X reprezentują początki bodźca hamującego. Gwiazdki na osi czasu jedzenia reprezentują dostawę jedzenia. (A) Badania A+ obejmują prezentację bodźca pobudzającego, po którym następuje dostarczenie pokarmu. (B) Badania AX obejmują prezentację bodźca pobudzającego w związku z bodźcem hamującym bez dostarczania pokarmu. Przypomnijmy, że badania muszą być losowo przerywane i oddzielone stosunkowo długimi odstępami między badaniami w celu uzyskania lepszych wyników. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

4. Uruchamianie protokołów

  1. Postępuj zgodnie z protokołem codziennie, o standardowej porze, zawsze umieszczając szczury w tej samej komorze operacyjnej.
  2. Skonfiguruj protokoły w oprogramowaniu komputerowym. Upewnij się, że plik wyjściowy został odpowiednio oznaczony imionami i nazwiskami tematów, stanem i badaniem.
  3. Oczyść wewnętrzne ściany, sufit i podłogę grilla komór operacyjnych roztworem etanolu lub chloru, aby usunąć zapachy z poprzednich sesji lub poprzednich badań.
  4. Sprawdź, czy wszystkie kluczowe wejścia i wyjścia działają prawidłowo, ręcznie je aktywując i monitorując za pomocą komputera.
  5. Sprawdź, czy w dozowniku żywności znajduje się wystarczająca ilość jedzenia do dostarczenia przez całą sesję.
  6. Przenieś klatki ze szczurami w środku, blisko komór kondycjonujących.
  7. Otwórz klatkę w pomieszczeniu i delikatnie przenieś każdego szczura do odpowiedniej komory kondycjonowania, zamykając komory kondycjonowania i izolatory.
  8. Uruchom program i poczekaj, aż program się zakończy. Jeśli dane nie zostaną zapisane automatycznie, zapisz pliki wyjściowe sesji na dysku komputera lub w innym miejscu.
  9. Po zakończeniu programu delikatnie przenieś szczury z powrotem do odpowiednich klatek mieszkaniowych.
  10. Podawaj szczurom pokarm uzupełniający zgodnie z wybranym reżimem ograniczeń żywieniowych.

5. Gromadzenie i analiza danych

UWAGA: Kody do wyodrębniania i manipulowania danymi z plików wyjściowych MED-PC (zapisanych z rozszerzeniem .txt) dla każdej procedury znajdują się w repozytorium, które można znaleźć pod następującym adresem URL: https://github.com/SaavedraPablo/MED-PC-to-R-codes.

  1. Wybór międzyokresowy
    1. Nagrywaj naciśnięcia dźwigniowe w alternatywie SS i alternatywie LL.
    2. Podziel alternatywne odpowiedzi SS przez całkowitą liczbę odpowiedzi, aby uzyskać proporcję odpowiedzi impulsywnych. Alternatywnie, podziel alternatywne odpowiedzi SS przez alternatywne odpowiedzi LL, aby obliczyć stosunek odpowiedzi impulsywnych. Weź wspólny logarytm punktów danych stosunku, aby usunąć skośność z rozkładu.

figure-protocol-4
Rysunek 5: Histogram IRT dla jednego szczura w jednej sesji w protokole DRL 10 s. Rozkład jest bimodalny, przy czym jeden z pików występuje przy bardzo krótkich IRT (odpowiedzi impulsowe), a drugi jest zlokalizowany w pobliżu kryterium czasu protokołu (odpowiedzi czasowe). Zauważ również, że istnieje akumulacja niewielkiej liczby odpowiedzi po prawej stronie i stosunkowo daleko od rozkładu czasowego (zaniki uwagi). Dane zostały pozyskane z 9sesji w protokole DRL Rat 6 w niedawnym nieopublikowanym badaniu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

  1. Światła do jazdy dziennej
    1. Ustawia zmienną licznika w programie, która zwiększa się z każdą jednostką czasu od początku sesji.
    2. Zapisz wartość zmiennej licznika na liście wartości dla każdej z odpowiedzi występujących podczas sesji. Zapewni to skumulowany zapis odpowiedzi; czyli dokładny czas, w którym każda odpowiedź wystąpiła podczas sesji.
    3. Pobierz skumulowany zapis odpowiedzi i odejmij każdą wartość i od poprzedniej wartości i – 1, aby uzyskać czasy między odpowiedziami (IRT), które stanowią zmienną będącą przedmiotem zainteresowania.
    4. Wykreśl histogram IRT dla jednego szczura podczas jednej sesji z odstępami 1 s na osi X, aby wizualnie sprawdzić dane. Dla typowego doświadczonego podmiotu powinien to być rozkład bimodalny, w którym część danych jest zgromadzona po lewej stronie, a inna część danych jest zgrupowana w pobliżu wybranego wymagania czasowego protokołu DRL. Rysunek 5 pokazuje przykład typowej wydajności protokołu DRL dla jednego szczura w jednej sesji.
    5. Klasyfikacja typów IRT. Jak wspomniano powyżej, rozkład IRT dla typowego podmiotu jest bimodalny. Jedną z możliwych interpretacji tego kształtu jest to, że składa się on z mieszaniny (co najmniej) dwóch rozkładów odzwierciedlających odrębne procesy32.
      1. Klasyfikowanie IERs wskazujących na zaniki uwagi.
        1. Zbyt długie IRT mogą wskazywać na zaniki uwagi (tj. okresy, w których szczury nie były zaangażowane w zadanie)33. Przydatną praktyką dla tych środków jest oddzielenie skrajnie prawicowych wartości odstających od reszty danych32. Na przykład pomnóż rozstęp międzykwartylowy rozkładu w prawo przez dowolną stałą (np. 3) i dodaj tę liczbę do mediany tego rozkładu, aby określić wartość odcięcia, która sygnalizuje granicę między zanikami uwagi a resztą danych32.
      2. Klasyfikuj odpowiedzi w rozkładzie w lewo lub w prawo (po usunięciu wartości odstających32).
        1. Rozkład w lewo lub rozkład odpowiedzi burst składa się ze zbyt krótkich IRT, które są interpretowane jako wskazujące na nadpobudliwość34 lub jako brak uwagi i/lub sprzężenie zwrotne odpowiedzi35. Z drugiej strony, IRT w rozkładzie prawostronnym lub rozkładzie odpowiedzi w czasie są uważane za wskazujące na odpowiedź w dostosowaniu do ograniczenia czasowego protocol32. Użyj dowolnego odcięcia, aby sklasyfikować granice rozkładów w lewo i w prawo31 lub użyj w tym celu modelowania matematycznego32,33,36.
      3. Określ parametry rozkładu odpowiedzi w czasie.
        1. Zwróć szczególną uwagę na rozkład w prawo u doświadczonego zwierzęcia, który zwykle przyjmuje większość IRT i jest uważany za najważniejszą część zestawu danych.
        2. Dwa interesujące parametry to lokalizacja jego szczytu i jego rozprzestrzenianie się. Pierwsza z nich daje wskaźnik zdolności do hamowania przedwczesnych reakcji; Przesunięcia w lewo od kryterium czasu mogą być interpretowane jako wskazujące na impulsywność37. To ostatnie wskazuje na oszacowanie czasowe; Im węższy rozkład, tym większa dokładność chronometrażu32,40,43. Oszacuj te parametry za pomocą prostych statystyk opisowych lub bardziej zaawansowanego modelowania matematycznego40,43,33.
        3. Przydatny przewodnik dotyczący dopasowywania danych DRL do rozkładu teoretycznego proponowanego przez Sanabrię i Killeen33 można znaleźć w materiałach uzupełniających dostarczonych przez tych autorów.
      4. Uzyskaj globalną miarę efektywności.
        1. Jeśli kryterium zakończenia sesji jest czasowe (tj. czas trwania sesji będzie stały), podziel liczbę zdobytych nagród przez liczbę wyemitowanych odpowiedzi, aby uzyskać miarę efektywności. Jeśli kryterium końcowym jest określona liczba nagród, oblicz stawkę nagrody, która jest liczbą nagród podzieloną przez czas trwania sesji. Należy pamiętać, że te globalne miary niewiele mówią o tym, w jaki sposób zwierzęta uzyskują lub tracą nagrody w protokole i muszą być używane jedynie jako przybliżony przewodnik.
  2. Dyskryminacja negatywna
    1. Rejestruj częstotliwość lub czas trwania odpowiedzi podczas prób A+ i AX-. Podstawową miarą odpowiedzi warunkowej może być średnia częstość odpowiedzi38, średni czas trwania odpowiedzi39 lub odsetek prób z co najmniej jedną odpowiedzią.
    2. Po wybraniu preferowanej miary odpowiedzi warunkowej, odejmij wartość odpowiedzi podczas prób A+ minus odpowiedź podczas prób AX- dla każdego uczestnika w danej sesji. Będzie to stanowiło ujemny indeks impulsywności40; Oznacza to, że im mniejsza różnica między obiema wartościami, tym większa impulsywność.
      nuta: Dane z tego zadania dość dobrze nadają się do analiz opartych na pomiarach z teorii wykrywania sygnałów41,42, które mogą być używane jako uzupełnienie prostych miar odejmowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Trzy protokoły opisane w tym artykule mogą być przeprowadzane samodzielnie lub w połączeniu z innymi procedurami; będzie to zależało od pytania badawczego, które z kolei określi projekt badania. Oto kilka przykładów projektów badań, które są zgodne z tymi protokołami: (1) badania szeregów czasowych, które mają na celu opisanie podłużnych zmian w wydajności; 2) kwantyfikacja indywidualnej zmienności, która ma na celu określenie wiarygodności pomiarów; (3) przekrojowe badania korelacji, któ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niniejszy artykuł zawiera opis różnych różnych protokołów badania przesiewowego impulsywności u szczurów. Twierdzi się, że te konkretne protokoły są preferowane ze względu na łatwość programowania i analizy danych oraz wymagają mniejszej liczby urządzeń operacyjnych i stymulacyjnych niż inne dostępne alternatywy. Istnieje kilka kluczowych kroków dla skutecznego wdrożenia tych protokołów, takich jak (1) uzyskanie pytania badawczego, (2) wybór odpowiedniego projektu badania, (3) zaprogramowanie wybranego protokołu, (4) prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chcielibyśmy podziękować Florencii Mata, Maríi Elenie Chávez, Miguelowi Burgosowi i Alejandro Tapii za pomoc techniczną. Pragniemy również podziękować Sarah Gordon Frances za jej przydatne komentarze do poprzedniego szkicu tego artykułu oraz Vladimirowi Orduña za uprzejme udostępnienie surowych danych z opublikowanego artykułu. Podziękowania dla Claudio Nallena za stworzenie diagramu na rysunku 1. Jesteśmy wdzięczni Dirección de Investigación Universidad Iberoamericana Ciudad de México za sfinansowanie usług korekty/edycji oraz koszty produkcji wideo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
25-pinoweMed AssociatesSG-213FPodłącz inteligentne karty sterujące do inteligentnych paneli sterowania
40-pinowy taśmowyMed AssociatesDIG-700CŁączy komputer z szafą interfejsu
KomputerDell Computer CompanyT8P8T-7G8MR-4YPQV-96C2F-7THHBDo sterowania i monitorowania procesów protokołów
dyrygenckieMed AssociatesSG-210CP-8Dostarcza zasilanie do inteligentnych paneli sterowania za pośrednictwem zasilacza do montażu w szafie
Dozownik żywności z cokołemMed AssociatesENV-203M-45 (12937)Cicho dostarcza granulki spożywcze 45 mg 
Detektor wejścia w głowęMed AssociatesENV-254-CBWykorzystuje wiązkę światła podczerwonego do wykrywania wejścia głowy do pojemnika na żywność
HouseLight Med AssociatesENV-215MDo zapewniania  rozproszonego oświetlenia wewnątrz komory   
Interfejs CabinetMed AssociatesSG-6080DPod, który może pomieścić do ośmiu inteligentnych kart sterujących
Med-PC IV SoftwareMed AssociatesSOF-735Tłumaczenie kodów na polecenia dla wyjść operacyjnych i rejestrowania/przechowywania informacji wejściowych
Generator wielotonowy Med AssociatesENV-223 (597)Do kontrolowania częstotliwości tonów
Wypełniacze paneliMed AssociatesENV-007-FPDo wypełniania ścian modułowych, gdy urządzenia nie są używane
Pojemnik na peletyMed AssociatesENV-200R2MOdbiera i przechowuje granulki spożywcze dostarczane przez dozownik
Zasilacz do montażu w szafieMed AssociatesDIG-700FDostarcza energię do Szafa interfejsowa
Wysuwana dźwigniaMed AssociatesENV-112CM (10455)Wykrywa reakcje naciśnięcia dźwigni; wysuwa się do komory lub chowa w razie potrzeby
Inteligentne karty kontrolneMed AssociatesDIG-716Steruje maksymalnie ośmioma wejściami i czterema wyjściami komory kondycjonowania 
Inteligentne panele sterowaniaMed AssociatesSG-716 (3341)Podłącz karty inteligentne do urządzeń w komorach kondycjonujących
Głośnik Med AssociatesENV-224AMDo dostarczania tonów wewnątrz komory
Standardowe komory modułowe dla RatMed AssociatesENV-008Wykonane z aluminiowych kanałów przeznaczone do utrzymywania urządzeń modułowych 
Standardowe powłoki izolujące dźwięk, światło i temperaturęMed AssociatesENV-022MDSłużą do przechowywania każdej komory kondycjonowania
Stimulus LightMed AssociatesENV-221MDo dostarczania okrągłego ogniskowego bodźca świetlnego
pinoweMed AssociatesSG-216A-2Łączy inteligentny panel sterowania z każdym z urządzeń wejściowych i wyjściowych w komorach kondycjonowania
Trzy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Loxton, N. J. The role of reward sensitivity and impulsivity in overeating and food addiction. Current Addiction Reports. 5 (2), 212-222 (2018).
  2. Richards, J. B., Gancarz, A. M., Hawk, L. W. Inhibitory control and drug abuse prevention. Bardo, M. T., Fishbein, D. H., Milich, R. , Springer. (2011).
  3. Gullo, M. J., Loxton, N. J., Dawe, S. Impulsivity: Four ways five fectors are not basic to addiction. Addictive Behaviors. 39 (11), 1547-1556 (2014).
  4. Bari, A., Robbins, T. W. Inhibition and impulsivity: Behavioral and neural basis of response control. Progress in Neurobiology. 108, 44-79 (2013).
  5. Dalley, J. W., Robbins, T. W. Fractionating impulsivity: neuropsychiatric implications. Nature Reviews Neuroscience. 18 (3), 158-171 (2017).
  6. Sosa, R., dos Santos, C. V. Toward a unifying account of impulsivity and the development of self-control. Perspectives in Behavior Science. , 1-32 (2018).
  7. King, J. A., Tenney, J., Rossi, V., Colamussi, L., Burdick, S. Neural substrates underlying impulsivity. Annals of the New York Academy of Sciences. 1008 (1), 160-169 (2003).
  8. Stayer, R., Ferring, D., Schmitt, M. J. States and traits in psychological assessment. European Journal of Psychological Assessment. 8 (2), 79-98 (1992).
  9. Moeller, F. G., Barratt, E. S., Dougherty, D. M., Schmitz, J. M., Swann, A. C. Psychiatric aspects of impulsivity. American Journal of Psychiatry. 158, 1783-1793 (2001).
  10. Evenden, J. L. Varieties of impulsivity. Psychopharmacology. 146 (4), 348-361 (1999).
  11. Winstanley, C. A. The utility of rat models of impulsivity in developing pharmacotherapies for impulse control disorders. British Journal of Pharmacology. 164 (4), 1301-1321 (2011).
  12. Solanto, M. V., et al. The ecological validity of delay aversion and response inhibition as measures of impulsivity in AD/HD: A supplement to the NIMH multimodal treatment study of AD/HD. Journal of Abnormal Child Psychology. 29 (3), 215-218 (2001).
  13. van der Staay, F. J. Animal models of behavioral dysfunctions: Basic concepts and classifications, and an evaluation strategy. Brain Research Reviews. 52, 131-159 (2006).
  14. Hedge, C., Powell, G., Summer, P. The reliability paradox: Why robust cognitive tasks do not produce reliable individual differences. Behavioral Research Methods. , 1-21 (2017).
  15. Nakagawa, S., Schielzeth, H. Repeatability for Gaussian and non-Gaussian data: A practical guide for biologists. Biological Reviews. 85, 935-956 (2010).
  16. Sjoberg, E. Logical fallacies in animal model research. Behavior and Brain Functions. 13 (1), (2017).
  17. Rachlin, H. Self-control: Beyond commitment. Behavioral and Brain Sciences. 18 (01), 109(1995).
  18. Logue, A. W. Research on self-control: An integrating framework. Behavioral and Brain Sciences. 11 (04), 665(1988).
  19. Kramer, T. J., Rilling, M. Differential reinforcement of low rates: A selective critique. Psychological Bulletin. 74 (4), 225-254 (1970).
  20. Sosa, R., dos Santos, C. V. Conditioned inhibition and its relationship to impulsivity: Empirical and theoretical considerations. The Psychological Record. , (2018).
  21. Gallistel, C. R., Balci, F., Freestone, D., Kheifets, A., King, A. Automated, quantitative cognitive/behavioral screening of mice: For genetics, pharmacology, animal cognition and undergraduate instruction. Journal of Visualized Experiments. (84), (2014).
  22. Skinner, B. F. A case history in scientific method. American Psychologist. 11 (5), 221-233 (1956).
  23. Papini, M. R. Associative learning in the marsupials Didelphis albiventris and Lutreolina crassicaudata. Journal of Comparative Psychology. 102 (1), 21-27 (1988).
  24. Leonard, J. A. 5 choice serial reaction apparatus. Medical Research Council of Applied Psychology Research. , 326-359 (1959).
  25. Robinson, T. E., Flagel, S. B. Dissociating the Predictive and Incentive Motivational Properties of Reward-Related Cues Through the Study of Individual Differences. Biological Psychiatry. 65 (10), 869-873 (2009).
  26. Charan, J., Kantharia, N. D. How to calculate sample size in animal studies? Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 4 (4), 303-306 (2013).
  27. Toth, L. A., Gardiner, T. W. Food and water restriction protocols: Physiological and behavioral considerations. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 39 (6), 9-17 (2000).
  28. Deluty, M. Z. Self-control and impulsiveness involving aversive events. Journal of Experimental Psychology: Animal Behavior Processes. 4, 250-266 (1978).
  29. Cabrera, F., Robayo-Castro, B., Covarrubias, P. The 'huautli' alternative: Amaranth as reinforcer in operant procedures. Revista Mexicana de Análisis de la Conducta. 36, 71-92 (2010).
  30. Ferster, C. B., Skinner, B. F. Schedules of reinforcement. , Appleton Century Crofts. (1957).
  31. Orduña, V., Valencia-Torres, L., Bouzas, A. DRL performance of spontaneously hypertensive rats: Dissociation of timing and inhibition of responses. Behavioural Brain Research. 201 (1), 158-165 (2009).
  32. Freestone, D. M., Balci, F., Simen, P., Church, R. Optimal response rates in humans and animals. Journal of Experimental Psychology: Animal Behavior and Cognition. 41 (1), 39-51 (2015).
  33. Sanabria, F., Killeen, P. R. Evidence for impulsivity in the Spontaneously Hypertensive Rat drawn from complementary response-withholding tasks. Behavioral and Brain Functions. 4 (1), 7(2008).
  34. van den Bergh, F. S., et al. Spontaneously hypertensive rats do not predict symptoms of attention-deficit hyperactivity disorder. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 83, 11(2006).
  35. Topping, J. S., Pickering, J. W. Effects of punishing different bands of IRTs on DRL responding. Psychological Reports. 31 (19-22), (1972).
  36. Richards, J. B., Sabol, K. E., Seiden, L. S. DRL interresponse-time distributions: quantification by peak deviation analysis. Journal of the Experimental Analysis of Behavior. 60 (2), 361-385 (1993).
  37. Orduña, V. Impulsivity and sensitivity to amount and delay of reinforcement in an animal model of ADHD. Behavioural Brain Research. 294, 62-71 (2015).
  38. Harmer, C. J., Phillips, G. D. Enhanced conditioned inhibition following repeated pretreatment with d -amphetamine. Psychopharmacology. 142 (2), 120-131 (1999).
  39. Lister, S., Pearce, J. M., Butcher, S. P., Collard, K. J., Foster, G. Acquisition of conditioned inhibition in rats is impaired by ablation of serotoninergic pathways. European Journal of Neuroscience. 8, 415-423 (1996).
  40. Meyer, H. C., Bucci, D. J. The contribution of medial prefrontal cortical regions to conditioned inhibition. Behavioral Neuroscience. 128 (6), 644-653 (2014).
  41. McNicol, D. A primer of signal detection theory. , Erlbaum Associates. (1972).
  42. Carnero, S., Morís, J., Acebes, F., Loy, I. Percepción de la contingencia en ratas: Modulación fechneriana y metodología de la detección de señales. Revista Electrónica de Metodología Aplicada. 14 (2), (2009).
  43. López, H. H., Ettenberg, A. Dopamine antagonism attenuates the unconditioned incentive value of estrus female cues. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 68, 411-416 (2001).
  44. Schotte, A., Janssen, P. F. M., Megens, A. A. H. P., Leysen, J. E. Occupancy of central neurotransmitter receptors by risperidone, clozapine and haloperidol, measured ex vivo. Brain Research. 631 (2), 191-202 (1993).
  45. van Hest, A., van Haaren, F., van de Poll, N. Haloperidol, but not apomorphine, differentially affects low response rates of male and female wistar rats. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 29, 529-532 (1988).
  46. Finnegan, K. T., Ricaurte, G., Seiden, L. S., Schuster, C. R. Altered sensitivity to d-methylamphetamine, apomorphine, and haloperidol in rhesus monkeys depleted of caudate dopamine by repeated administration of d-methylamphetamine. Psychopharmacology. 77, 43-52 (1982).
  47. Britton, K. T., Koob, G. F. Effects of corticotropin releasing factor, desipramine and haloperidol on a DRL schedule of reinforcement. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 32, 967-970 (1989).
  48. Maricq, A. V., Church, R. The differential effects of haloperidol and metamphetamine on time estimation in the rat. Psychopharmacology. 79, 10-15 (1983).
  49. Dalley, J. W., et al. Nucleus accumbens D2/3 receptors predict trait impulsivity and cocaine reinforcement. Science. 315, 1267-1270 (2007).
  50. Cole, B. J., Robbins, T. W. Effects of 6-hydroxydopamine lesions of the nucleus accumbens septi on performance of a 5-choice serial reaction time task in rats: Implications for theories of selective attention and arousal. Behavior and Brain Research. 33, 165-179 (1989).
  51. Reynolds, B., de Wit, H., Richards, J. B. Delay of gratification and delay discounting in rats. Behavioural Processes. 59 (3), 157-168 (2002).
  52. Evenden, J. L., Ryan, C. N. The pharmacology of impulsive behavior in rats: The effects of drugs on response choice with varying delays of reinforcement. Psychopharmacology. 128, 161-170 (1996).
  53. Autor, S. M. Conditioned reinforcement. Hendry, D. P. , Dorsey Press. (1969).
  54. van den Broek, M. D., Bradshaw, C. M., Szabadi, E. Behaviour of 'impulsive' and 'non-impulsive' humans in a temporal differentiation schedule of reinforcement. Personality and Individual Differences. 8 (2), 233-239 (1987).
  55. McGuire, P. S., Seiden, L. S. The effects of tricyclicantidepressants on performance under a differential-reinforcement-of-low-rates schedule in rats. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 214 (3), 635-641 (1980).
  56. O'Donnell, J. M., Seiden, L. S. Differential-reinforcement-of-low-rates 72-second schedule: Selective effects of antidepressant drugs. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 224 (1), 80-88 (1983).
  57. Seiden, L. S., Dahms, J. L., Shaughnessy, R. A. Behavioral screen for antidepressants: The effects of drugs and electroconvulsive shock on performance under a differential-reinforcement-of-low-rates schedule. Psychopharmacology. 86, 55-60 (1985).
  58. He, Z., Cassaday, H. J., Howard, R. C., Khalifa, N., Bonardi, C. Impaired Pavlovian conditioned inhibition in offenders with personality disorders. The Quarterly Journal of Experimental Psychology. 64 (12), 2334-2351 (2011).
  59. He, Z., Cassaday, H. J., Bonardi, C., Bibi, P. A. Do personality traits predict individual differences in excitatory and inhibitory learning? Frontiers in Psychology. 4, 1-12 (2013).
  60. Bucci, D. J., Hopkins, M. E., Keene, C. S., Sharma, M., Orr, L. E. Sex differences in learning and inhibition in spontaneously hypertensive rats. Behavioural Brain Research. 187 (1), 27-32 (2008).
  61. Gershon, J. A meta-analytic review of gender differences in ADHD. Journal of Attention Disorders. 5, 143-154 (2012).
  62. Mobini, S., et al. Effects of lesions of the orbitofrontal cortex on sensitivity to delayed and probabilistic reinforcement. Psychopharmacology. 160 (3), 290-298 (2002).
  63. Bouton, M. E., Nelson, J. B. Context-specificity of target versus feature inhibition in a negative-feature discrimination. Journal of Experimental Psychology: Animal Behavior Processes. 20 (1), 51-65 (1994).
  64. Bouton, M. E., Nelson, J. B. Occasion setting: Associative learning and cognition in animals. Schmajuk, N., Holland, P. , American Psychological Association. 69-112 (1998).
  65. Rescorla, R. A. Pavlovian conditioned inhibition. Psychological Bulletin. 72 (2), 77-94 (1969).
  66. Miller, R. R., Matzel, L. D. The psychology of learning and motivation. Bower, G. H. , Academic Press. (1988).
  67. Williams, D. A., Overmier, J. B., Lolordo, V. M. A reevaluation of Rescorla's early dictums about conditioned inhibition. Psychological Bulletin. 111 (2), 275-290 (1992).
  68. Papini, M. R., Bitterman, M. E. The two-test strategy in the study of inhibitory conditioning. Psychological Review. 97 (3), 396-403 (1993).
  69. Sosa, R., Ramírez, M. N. Conditioned inhibition: Critiques and controversies in the light of recent advances. Journal of Experimental Psychology: Animal Behavior and Cognition. , in press (2018).
  70. Fox, A. T., Hand, D. J., Reilly, M. P. Impulsive choice in a rodent model of attention-deficit/hyperactivity disorder. Behavioural Brain Research. 187, 146-152 (2008).
  71. Foscue, E. P., Wood, K. N., Schramm-Sapyta, N. L. Characterization of a semi-rapid method for assessing delay discounting in rodents. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 101, 187-192 (2012).
  72. Brucks, D., Marshall-Pescini, S., Wallis, L. J., Huber, L., Range, F. Measures of Dogs' Inhibitory Control Abilities Do Not Correlate across Tasks. Frontiers in Psychology. 8, (2017).
  73. McDonald, J., Schleifer, L., Richards, J. B., de Wit, H. Effects of THC on Behavioral Measures of Impulsivity in Humans. Neuropsychopharmacology. 28 (7), 1356-1365 (2003).
  74. Reynolds, B., Ortengren, A., Richards, J. B., de Wit, H. Dimensions of impulsive behavior: Personality and behavioral measures. Personality and Individual Differences. 40 (2), 305-315 (2006).
  75. Dellu-Hagedorn, F. Relationship between impulsivity, hyperactivity and working memory: a differential analysis in the rat. Behavioral and Brain Functions. 2 (10), 18(2006).
  76. López, P., Alba, R., Orduña, V. Individual differences in incentive salience attribution are not related to suboptimal choice in rats. Behavior and Brain Research. 341 (2), 71-78 (2017).
  77. Ho, M. Y., Al-Zahrani, S. S. A., Al-Ruwaitea, A. S. A., Bradshaw, C. M., Szabadi, E. 5-Hydroxytryptamine and impulse control: prospects for a behavioural analysis. Journal of Psychopharmacology. 12 (1), 68-78 (1998).
  78. Sagvolden, T., Russell, V. A., Aase, H., Johansen, E. B., Farshbaf, M. Rodent models of attention-deficit/hyperactivity disorder. Biological Psychiatry. 57, 9(2005).
  79. Tomie, A., Aguado, A. S., Pohorecky, L. A., Benjamin, D. Ethanol induces impulsive-like responding in a delay-of-reward operant choice procedure: impulsivity predicts autoshaping. Psychopharmacology. 139 (4), 376-382 (1998).
  80. Monterosso, J., Ainslie, G. Beyond discounting: possible experimental models of impulse control. Psychopharmacology. 146 (4), 339-347 (1999).
  81. Burguess, M. A. Methodology of frontal and executive function. Rabbit, P. , Psychology Press. 81-116 (1997).
  82. Watterson, E., Mazur, G. J., Sanabria, F. Validation of a method to assess ADHD-related impulsivity in animal models. Journal of Neuroscience Methods. 252, 36-47 (2015).
  83. Hackenberg, T. D. Of pigeons and people: some observations on species differences in choice and self-control. Brazilian Journal of Behavior Analysis. 1 (2), 135-147 (2005).
  84. Asinof, S., Paine, T. A. The 5-choice serial reaction time task: A task of attention and impulse control for rodents. Journal of Visualized Experiments. (90), e51574(2014).
  85. Masaki, D., et al. Relationship between limbic and cortical 5-HT neurotransmission and acquisition and reversal learning in a go/no-go task in rats. Psychopharmacology. 189, 249-258 (2006).
  86. Bari, A., et al. Prefrontal and monoaminergic contributions to stop-signal task performance in rats. The Journal of Neuroscience. 31, 9254-9263 (2011).
  87. Flagel, S. B., Watson, S. J., Robinson, T. E., Akil, H. Individual differences in the propensity to approach signals vs goals promote different adaptations in the dopamine system of rats. Psychopharmacology. 191, 599-607 (2007).
  88. Swann, A. C., Lijffijt, M., Lane, S. D., Steinberg, J. L., Moeller, F. G. Trait impulsivity and response inhibition in antisocial personality disorder. Journal of Psychiatric Research. 43 (12), 1057-1063 (2009).
  89. Lawrence, A. J., Luty, J., Bogdan, N. A., Sahakian, B. J., Clark, L. Impulsivity and response inhibition in alcohol dependence and problem gambling. Psychopharmacology. 207 (1), 163-172 (2009).
  90. Dougherty, D. M., et al. Behavioral impulsivity paradigms: a comparison in hospitalized adolescents with disruptive behavior disorders. Journal of Child Psychology and Psychiatry. 44 (8), 1145-1157 (2003).
  91. Rosval, L., et al. Impulsivity in women with eating disorders: Problem of response inhibition, planning, or attention. International Journal of Eating Disorders. 39 (7), 590-593 (2006).
  92. Huddy, V. C., et al. Reflection impulsivity and response inhibition in first-episode psychosis: relationship to cannabis use. Psychological Medicine. 43 (10), 2097-2107 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ocena impulsywno cidyskontowanie czasowehamowanie reakcjiwyb r intertemporalnyr nicowe wzmacnianie niskich cz stotliwo cidyskryminacja negatywna cechwarunkowanie instrumentalnepodawanie peletu spo ywczegozmienny rozk ad przedzia owywarunek time out

Powiązane artykuły