Method Article

Metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu

DOI:

10.3791/59072

⸱

July 2nd, 2019

 ,  , 
1Department of Pharmacology and Toxicology, University of Mississippi Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Głównym celem tego artykułu jest dostarczenie szczegółowych informacji na temat sposobu rejestrowania potencjału błonowego (Vm) z tętnicy środkowej mózgu za pomocą metody nabijania mikroelektrod. Kaniulowana tętnica środkowa mózgu jest równoważona w celu uzyskania tonu miogennego, a ściana naczynia jest przebijana za pomocą mikroelektrod o wysokiej rezystancji.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potencjał błonowy (Vm) komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych określa napięcie naczyń krwionośnych, a tym samym przepływ krwi do narządu. Zmiany w ekspresji i funkcji kanałów jonowych i pomp elektrogenicznych, które regulują Vm w stanach chorobowych, mogą potencjalnie zmienić Vm, napięcie naczyniowe i przepływ krwi. W związku z tym niezbędna jest podstawowa wiedza na temat elektrofizjologii i metod niezbędnych do dokładnego rejestrowania Vm w stanach zdrowych i chorych. Ta metoda pozwoli na modulację Vm przy użyciu różnych środków farmakologicznych w celu przywrócenia Vm. Chociaż istnieje kilka metod, z których każda ma swoje zalety i wady, w tym artykule przedstawiono protokoły rejestrowania Vm z kaniulowanych naczyń oporowych, takich jak tętnica środkowa mózgu, przy użyciu metody przebijania mikroelektrod. Tętnice środkowe mózgu mogą uzyskać ton miogenny w komorze miografu, a ściana naczynia jest nabijana za pomocą mikroelektrod o wysokiej rezystancji. Sygnał VM jest zbierany przez elektrometr, digitalizowany i analizowany. Metoda ta zapewnia dokładny odczyt Vm ściany naczynia bez uszkadzania komórek i bez zmiany rezystancji membrany.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potencjał błonowy (Vm) komórki odnosi się do względnej różnicy ładunku jonowego na błonie plazmatycznej i względnej przepuszczalności błony dla tych jonów. Vm jest generowany przez różnicowy rozkład jonów i jest utrzymywany przez kanały jonowe i pompy. Kanały jonowe, takie jak K+, Na+ i Cl−, w znacznym stopniu przyczyniają się do spoczynkowegoVm. Komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych (VSMC) wyrażają więcej niż cztery różne typy kanałów K+1, dwa typy kanałów Ca2+ bramkowanych napięciem (VGCC)2, więcej niż dwa typy kanałów Cl−3,4,5, kanały Ca2+ obsługiwane przez magazyn6, kanały kationowe aktywowane rozciąganiem7,8, oraz elektrogeniczne pompy ATPazy sodowo-potasowej9 w swoich błonach plazmatycznych, z których wszystkie mogą być zaangażowane w regulację Vm.

Vm VSMC zależy od ciśnienia strumienia świetlnego. W naczyniach bezciśnieniowych Vm waha się od -50 do -65 mV, jednak w odcinkach tętnic pod ciśnieniem Vm waha się od -37 do -47 mV10. Wzrost ciśnienia wewnątrznaczyniowego powoduje depolaryzację VSMC11, obniża próg otwarcia VGCC i zwiększa napływ wapnia, przyczyniając się do rozwoju tonu miogennego12. Wręcz przeciwnie, w naczyniach pasywnych lub bezciśnieniowych hiperpolaryzacja błony, spowodowana wysoką aktywnością kanału K+, zapobiegnie otwarciu VGCC, co spowoduje ograniczone wnikanie wapnia i spadek wewnątrzkomórkowego wapnia, przyczyniając się do mniejszego napięcia naczyniowego13. Tak więc Vm spowodowane zmianami ciśnienia świetlnego wydaje się odgrywać istotną rolę w rozwoju napięcia naczyniowego, a zarówno kanały VGCC, jak i K+ odgrywają kluczową rolę w regulacji Vm.

Vm różni się w zależności od typu statku i gatunku. Vm wynosi -54 ± 1,3 mV w górnych paskach tętniczych krezki świnki morskiej 14, -45 ± 1 mV w tętnicach środkowych mózgu szczura przy ciśnieniu świetlnym 60 mmHg12, oraz -35 ± 1 mV w tętnicach miąższowych szczura przy ciśnieniu świetlnym 40 mmHg15. Spoczynkowe Vm rejestrowane w nierozciągniętych mięśniach limfatycznych szczura wynosi -48 ± 2 mV16. Vm mózgowych VSMC jest bardziej ujemne niż w tętnicach obwodowych. Dla porównania, stwierdzono, że tętnice środkowe mózgu kotów mają Vm około -70 mV, podczas gdy tętnice krezkowe i wieńcowe miały odpowiednio -49 i -58 mV17,18. Różnice w Vm w łożyskach naczyniowych mogą odzwierciedlać różnice w ekspresji i funkcji kanałów jonowych i elektrogenicznych pomp sodowo-potasowych.

Wzrosty i spadki Vm są określane odpowiednio jako depolaryzacja błony i hiperpolaryzacja. Te zmiany w Vm odgrywają kluczową rolę w wielu procesach fizjologicznych, w tym bramkowaniu kanałów jonowych, sygnalizacji komórkowej, skurczu mięśni i propagacji potencjału czynnościowego. Przy ustalonym ciśnieniu wiele endogennych i syntetycznych związków rozszerzających naczynia krwionośne, które aktywują kanały K+, powoduje hiperpolaryzację błony, powodując rozszerzenie naczyń krwionośnych1,13. I odwrotnie, trwała depolaryzacja błony jest niezbędna w zwężeniu naczyń krwionośnych wywołanym przez agonistę lub za pośrednictwem receptora19. Vm jest zmienną krytyczną, która nie tylko reguluje napływ Ca2+ przez VGCC13, ale także wpływa na uwalnianie Ca2+ z wewnętrznych magazynów20,21 i Ca2+-czułość aparatu kurczliwego22.

Chociaż istnieje kilka metod rejestrowania Vm z różnych typów komórek, dane zebrane za pomocą metody nabijania mikroelektrod w naczyniach kaniulowanych wydają się być bardziej fizjologiczne niż dane uzyskane z izolowanych VSMC. Po zarejestrowaniu z izolowanego VSMC przy użyciu obecnych metod cęgowych, Vm jest postrzegany jako spontaniczne przejściowe hiperpolaryzacje w VSMCs24. Izolowane VSMC nie znajdują się w syncytium, a zmiany rezystancji szeregowej mogą przyczyniać się do oscylacyjnego zachowania Vm. Z drugiej strony, zachowanie oscylacyjne nie jest obserwowane, gdy Vm jest rejestrowane z nienaruszonych naczyń, prawdopodobnie z powodu kontaktu komórka-komórka między VSMC, które są w syncytium w tętnicy i są sumowane w całym naczyniu, co prowadzi do stabilnego Vm24. W związku z tym pomiar Vm z naczyń ciśnieniowych przy użyciu standardowej techniki nabijania mikroelektrod na pal jest stosunkowo zbliżony do warunków fizjologicznych.

Rejestracja Vm z naczyń kaniulowanych może dostarczyć istotnych informacji, ponieważ Vm VSMC, które są w syncytium, jest jednym z głównych determinantów napięcia naczyniowego i przepływu krwi, a modulacja Vm może zapewnić sposób na rozszerzenie lub zwężenie naczyń krwionośnych. W związku z tym konieczne jest zrozumienie metodologii związanej z rejestracją Vm. W artykule opisano wewnątrzkomórkowy zapis Vm z kaniulowanych tętnic środkowych mózgu (MCA) metodą nabijania mikroelektrod. W tym protokole opisano, jak przygotować MCA, mikroelektrody, ustawić elektrometr i wykonać metodę nabijania na pal w celu zarejestrowania Vm. Omówiono również reprezentatywne dane, typowe problemy, które wystąpiły podczas korzystania z tej metody oraz potencjalne problemy.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Samce szczurów były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami na UMMC, który jest zatwierdzony przez Stowarzyszenie Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (AAALAC). Zwierzęta miały swobodny dostęp do pożywienia i wody przez cały czas trwania badania. Zwierzęta utrzymywano w kontrolowanym środowisku o temperaturze 24 ± 2 °C, wilgotności 60–80% i 12-godzinnych cyklach światła/ciemności. Wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania UMMC.

1. Przygotowanie sprzętu

  1. Umieść dwukanałowy wzmacniacz elektrometru różnicowego (patrz tabela materiałów) w pobliżu komory naczynia i w żądanym miejscu.
  2. Podłącz wyjście amplifier kanał A lub B do wejścia kanału digitizera za pomocą BNC-BNC.
  3. Zamontuj sondę w mikromanipulatorze i umieść ją w pobliżu mikroskopu i miografu. Konfiguracja nagrywania musi być zainstalowana na stole bez wibracji.
  4. Umieść pokrętła i przełączniki z przodu amplifier w pozycjach, które konfigurują go do tego eksperymentu, zgodnie z opisem w instrukcji.
  5. Podłącz uziemienie wanny do uziemienia obwodu amplifier za pomocą odpowiedniej elektrody. Podobnie upewnij się, że klatka jest uziemiona do obudowy amplifier.

2. Przygotowanie mikroelektrod i montaż

  1. Użyj mikroelektrod ze szkła borokrzemianowego (patrz tabela materiałów) i pociągnij szklaną końcówkę, aby uzyskać stożek 8–10 mm, średnicę <1 μm i rezystancję 80–120 MΩ po napełnieniu 3 M KCl.
    1. Użyj standardowego ściągacza, aby uzyskać krótkie, stopniowe zwężanie się, stosując następujące ustawienia: ciepło = 650; prędkość = 20; ciągnięcie = 25; czas = 250 i dwukrotne zapętlenie dla wyższych oporów i mniejszych końcówek. Zapoznaj się z tabelą materiałów, ponieważ ustawienia są specyficzne dla instrumentu.
      nuta: Średnica końcówki <1 μm spowoduje minimalne uszkodzenie ogniwa po przebiciu.
  2. Napełnij mikroelektrodę 3 M KCl za pomocą strzykawki z mikrofibry (patrz Tabela Materiałów).
    1. Powoli pociągnąć tłok strzykawki z mikrofibry do góry, jednocześnie wstrzykując 3 M KCl do mikroelektrody, aby zrobić miejsce na wypełnienie płynu i zapobiec tworzeniu się pęcherzyków powietrza wewnątrz mikroelektrody.
    2. Napełnij mikroelektrodę do pełnego napełnienia i upewnij się, że nie ma pęcherzyków powietrza przed umieszczeniem jej w uchwycie mikroelektrody. Jeśli obecne są pęcherzyki, delikatnie postukaj palcem w mikroelektrodę, aby usunąć pęcherzyki.
  3. Zachowując ostrożność, mocno wepchnij trzpień elektrody do uchwytu przez wywiercony otwór. Jeśli obecny jest nadmiar płynu, usuń go chusteczką.
  4. Podłącz zespół uchwytu elektrody do ampsonda lifier. Przeprowadź test elektrody, wyreguluj przesunięcie wejścia, sprawdź ustawienie zera i sprawdź wyciek sygnału wejściowego sondy zgodnie z instrukcją amp.
  5. Zmierz rezystancję elektrody za pomocą testu elektrody, jak pokazano w tabeli 1.
  6. Należy zauważyć, że działająca elektroda wyświetla dodatnie przesunięcie napięcia DC o 1 mV/MΩ na wyjściu kanału. Z drugiej strony, jeśli na wyjściu kanału i na mierniku pojawi się duże napięcie, oznacza to zablokowaną lub pękniętą elektrodę.
  7. Otwórz oprogramowanie do nagrywania, przypisz nazwę do pliku i zapisz go do przyszłej analizy w oprogramowaniu do przechowywania.

3. Izolacja i kaniulacja tętnicy środkowej mózgu

  1. Przygotowanie odczynników.
    1. Przygotować roztwór soli fizjologicznej o normalnej i niskiej zawartości wapnia (PSS) zgodnie z opisem w Tabeli 2.
  2. Przygotuj miograf.
    1. Przepłucz komorę miografu (patrz Tabela materiałów) wielokrotnie wodą destylowaną, aby była wolna od zanieczyszczeń. Załaduj komorę 5 ml normalnego PSS.
    2. Napełnij obie szklane kaniule filtrowanym normalnym PSS za pomocą strzykawki o pojemności 5–10 ml. Ostrożnie napełnij całą kaniulę i dołączoną rurkę, nie wprowadzając żadnych pęcherzyków powietrza.
    3. Przygotuj dwa monofilamentowe szwy nylonowe (10-0, 0,02 mm) z półwęzłem każdy za pomocą kleszczy.
    4. Umieść częściowo zamknięte węzły szwów na obu kaniulach nieco z dala od końcówki za pomocą kleszczy preparacyjnych pod mikroskopem preparacyjnym. Później węzły te zostaną zsunięte i ostrożnie przywiązane do kaniulowanych końców tętnic, aby zabezpieczyć naczynie.
  3. Wyizoluj i kaniuluj tętnicę środkową mózgu.
    1. Wywołaj głębokie znieczulenie u szczura Sprague Dawley, używając 2-4% wziewnego izofluranu.
    2. Odetnij głowę szczura za pomocą gilotyny w głębokiej narkozie.
    3. Ostrożnie usuń czaszkę za pomocą noża do kości i nożyczek.
    4. Usuń mózg z czaszki i umieść go w 5 ml PSS o niskiej zawartości wapnia na lodzie.
    5. Zidentyfikuj i wypreparuj nierozgałęziony odcinek tętnicy środkowej mózgu szczura (MCA) o wewnętrznej średnicy 100–200 μm od mózgu za pomocą nożyczek sprężynowych i kleszczy.
    6. Zamontuj MCA na szklanych kaniulach za pomocą cienkich kleszczyków i zabezpiecz, zaciskając szwy w miografie zawierającym prawidłowy PSS.
    7. Zamknij dystalną kaniulę, aby nie było przepływu w MCA.
    8. Podłącz pipetę dopływową do zbiornika zawierającego PSS, aby umożliwić kontrolę ciśnienia śródświetlnego, które będzie monitorowane za pomocą wbudowanego przetwornika ciśnienia.
    9. Wizualizację kaniulowanych MCA za pomocą kamery urządzenia sprzężonego z ładunkiem (patrz tabela materiałów) zamontowanej na odwróconym mikroskopie i oprogramowaniu do obrazowania.
    10. Ustaw długość osiową MCA na przybliżoną długość, na której nie powinna wydawać się ani sztywna, ani wiotka.
    11. Zrównoważyć roztwór kąpieli zO2 (95%) i CO2 (5%) w temperaturze 37 °C, aby zapewnić odpowiednie natlenienie, temperaturę i utrzymać pH na poziomie 7,4.
  4. Przebić (przebić przez błonę plazmatyczną komórki) komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych.
    1. Podłącz elektrodę masową i utrzymuj ją zanurzoną w PSS miografu.
    2. Oświetl komorę naczynia i spójrz przez mikroskop, aby uwidocznić końcówkę mikroelektrody w roztworze kąpieli.
      nuta: Alternatywnie można wizualizować MCA i mikroelektrodę na komputerze wyposażonym w oprogramowanie do obrazowania.
    3. Użyj elementów sterujących mikromanipulatora, aby przesunąć końcówkę mikroelektrody blisko zewnętrznej ściany naczynia krwionośnego. Mikromanipulator i końcówka mikroelektrody muszą znajdować się w stabilnym położeniu w stosunku do tkanki.
      nuta: Przed rozpoczęciem eksperymentów upewnij się, że napięcie membrany ustabilizowało się. Jeśli zmierzone napięcie jest niestabilne, połączenie między elektrodą a ogniwem nie jest uszczelnione, co wskazuje na nieszczelność.
    4. Rozpocznij nagrywanie.
    5. Powoli przesuwaj końcówkę mikroelektrody w kierunku naczynia, kierując się w stronę środka naczynia, korzystając z kursu lub precyzyjnej kontroli mikromanipulatora.
      nuta: Czasami można zaobserwować niewielkie odchylenie w zapisie, gdy końcówka mikroelektrody styka się z błoną włókien mięśniowych.
    6. Gdy końcówka znajdzie się w bliskiej odległości od naczynia, przesuń elektrodę do przodu jednym szybkim ruchem, używając mikromanipulatora, aby przebić błonę mięśnia.
    7. W tym momencie można zacząć obserwować rejestrowane zmiany w Vm. Nie dotykaj mikromanipulatora, gdy mikroelektroda przebija błonę komórki.
      nuta: Różnica napięcia między elektrodą rejestrującą a elektrodą odniesienia zmniejsza się od 0 mV do od -40 mV do -75 mV w zależności od poziomu ciśnienia wewnątrznaczyniowego lub innych bodźców pobudzających lub hamujących. Odczyty te charakteryzują transbłonową różnicę potencjałów obecnego ogniwa.
    8. Wykonaj wiele nabijania na jedno naczynie w różnych obszarach naczynia bez uszkadzania VSMC, aby uzyskać dokładne pomiary.
    9. Po nagraniu użyj manipulatora, aby jednym szybkim ruchem usunąć mikroelektrodę.
    10. Zatrzymaj nagrywanie i zapisz pliki danych do dalszej analizy.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiona metoda może być niezawodnie wykorzystana do rejestrowania Vm w naczyniach kaniulowanych. Krótka procedura opisująca, jak wyizolować MCA z mózgu, jest przedstawiona w Rysunek 1A. Po oddzieleniu mózgu od czaszki, MCA zostało wypreparowane i umieszczone na szalce Petriego zawierającej PSS o niskim poziomie wapnia. Część tkanki łącznej, która została przyczepiona, została również wycięta wraz z MCA za pomocą nożyczek sprężynowych i kleszc...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym artykule przedstawiono niezbędne kroki, jak używać metody nabijania na pal ostrą mikroelektrodą do rejestrowania Vm z preparatu naczynia kaniulowanego. Metoda ta jest szeroko stosowana i oferuje wysokiej jakości, spójne nagrania Vm , które odpowiadają na szeroki zakres pytań eksperymentalnych.

W tym miejscu opisano niektóre krytyczne zagadnienia i kroki rozwiązywania problemów, aby zapewnić powodzenie metody. Jakość mikroelektrody (jej ostrość i odporność) oraz proc...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez granty z programu badawczego Intramural Support Research Program (IRSP) z UMMC, AHA Scientist Development Grant (13SDG14000006) przyznany Mallikarjuna R. Pabbidi.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Przyrządy do preparacji
Aneshetic VaporizerParkland naukowyV3000PK
Mikroskop preparacyjnyNikon Instruments Inc., NYEclipse Ti-S
Kleine Gilotyna typu 7575Aparat Harvard, MA73-198
Littauer Bone CutterPrecyzyjne narzędzia naukowe16152-15
Moria MC40 Ultra cienkie kleszczeNarzędzia do precyzyjnej nauki11370-40
Nożyczki chirurgiczne Ostre-Narzędzia do nauki precyzyjnej14008-14
SzycieAparat Harvard72-3287
Nożyczki sprężynowe VannasNarzędzia do nauki precyzyjnej15018-10
Instrumenty do elektrofizjologii
Kamera urządzenia ze sprzężeniem ładunkowymQimaging, , BCRetiga 2000R
Wzmacniacz elektrometru różnicowegoWPIFD223A
Przetwornik ciśnienia w liniiAparatura Harvarda, MAMA1 72-4496
MikromanipulatorThor labsPCS-5400
MikroelektrodyWarner Instruments LLC, CTG200-6,
Micro Fil (strzykawka z mikrofibry)WPIMF28G67-5
Uchwyt na mikroelektrodyWPIMEH1SF
MyographLiving Systems Instrumentation, VTCH-1-SH
PullerSutter Instrument, San Rafael, CAP-97
Stół bez wibracjiTMC3435-14
< strong>Softwares
Clampex 10Urządzenia molekularne
p Clamp 10Urządzenia molekularne
Oprogramowanie do obrazowaniaNikon, NYNIS-elements
Chemicals
NaClSigmaS7653
KClSigmaP4504
MgSO4SigmaM7506
CaCl2 SigmaC3881
HEPESSigmaH7006
GlukozaSigmaG7021
NaH2PO4SigmaS0751
NaHCO3SigmaS5761

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nelson, M. T., Quayle, J. M. Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle. American Journal of Physiology. 268, C799-C822 (1995).
  2. Hughes, A. D. Calcium channels in vascular smooth muscle cells. Journal of Vascular Research. 32 (6), 353-370 (1995).
  3. Large, W. A., Wang, Q. Characteristics and physiological role of the Ca(2+)-activated Cl- conductance in smooth muscle. American Journal of Physiology. 271 (2 Pt 1), C435-C454 (1996).
  4. Nelson, M. T., Conway, M. A., Knot, H. J., Brayden, J. E. Chloride channel blockers inhibit myogenic tone in rat cerebral arteries. Journal of Physiology. 502 (Pt 2), 259-264 (1997).
  5. Yamazaki, J., et al. Functional and molecular expression of volume-regulated chloride channels in canine vascular smooth muscle cells. Journal of Physiology. 507 (Pt 3), 729-736 (1998).
  6. Gibson, A., McFadzean, I., Wallace, P., Wayman, C. P. Capacitative Ca2+ entry and the regulation of smooth muscle tone. Trends in Pharmacol Sciences. 19 (7), 266-269 (1998).
  7. Davis, M. J., Donovitz, J. A., Hood, J. D. Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells. American Journal of Physiology. 262 (4 Pt 1), C1083-C1088 (1992).
  8. Setoguchi, M., Ohya, Y., Abe, I., Fujishima, M. Stretch-activated whole-cell currents in smooth muscle cells from mesenteric resistance artery of guinea-pig. Journal of Physiology. 501 (Pt 2), 343-353 (1997).
  9. Shelly, D. A., et al. Na(+) pump alpha 2-isoform specifically couples to contractility in vascular smooth muscle: evidence from gene-targeted neonatal mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286 (4), C813-C820 (2004).
  10. Coca, A., Garay, R. Ionic Transport in Hypertension New Perspectives. , Taylor & Francis. (1993).
  11. Harder, D. R. Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery. Circulation Research. 55 (2), 197-202 (1984).
  12. Knot, H. J., Nelson, M. T. Regulation of arterial diameter and wall [Ca2+] in cerebral arteries of rat by membrane potential and intravascular pressure. Journal of Physiology. 508 (Pt 1), 199-209 (1998).
  13. Nelson, M. T., Patlak, J. B., Worley, J. F., Standen, N. B. Calcium channels, potassium channels, and voltage dependence of arterial smooth muscle tone. American Journal of Physiology. 259, C3-C18 (1990).
  14. Harder, D. R., Sperelakis, N. Action potentials induced in guinea pig arterial smooth muscle by tetraethylammonium. American Journal of Physiology. 237 (1), C75-C80 (1979).
  15. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).
  16. Yvonder Weid, P., Lee, S., Imtiaz, M. S., Zawieja, D. C., Davis, M. J. Electrophysiological properties of rat mesenteric lymphatic vessels and their regulation by stretch. Lymphatic Research and Biology. 12 (2), 66-75 (2014).
  17. Harder, D. R. Comparison of electrical properties of middle cerebral and mesenteric artery in cat. American Journal of Physiology. 239 (1), C23-C26 (1980).
  18. Harder, D. R. Heterogeneity of membrane properties in vascular muscle cells from various vascular beds. Federation Proceedings. 42 (2), 253-256 (1983).
  19. Cogolludo, A., et al. Serotonin inhibits voltage-gated K+ currents in pulmonary artery smooth muscle cells: role of 5-HT2A receptors, caveolin-1, and KV1.5 channel internalization. Circulation Research. 98 (7), 931-938 (2006).
  20. Ganitkevich, V., Isenberg, G. Membrane potential modulates inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated Ca2+ transients in guinea-pig coronary myocytes. Journal of Physiology. 470, 35-44 (1993).
  21. Yamagishi, T., Yanagisawa, T., Taira, N. K+ channel openers, cromakalim and Ki4032, inhibit agonist-induced Ca2+ release in canine coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 346 (6), 691-700 (1992).
  22. Okada, Y., Yanagisawa, T., Taira, N. BRL 38227 (levcromakalim)-induced hyperpolarization reduces the sensitivity to Ca2+ of contractile elements in caninse coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 347 (4), 438-444 (1993).
  23. Xia, J., Little, T. L., Duling, B. R. Cellular pathways of the conducted electrical response in arterioles of hamster cheek pouch in vitro. American Journal of Physiology. 269 (6 Pt 2), H2031-H2038 (1995).
  24. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 278 (2), C235-C256 (2000).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Membrane PotentialMicroelectrode ImpalementMiddle Cerebral ArteryVascular Smooth MuscleElectrophysiology RecordingMyograph ChamberBorosilicate MicroelectrodesPotassium Chloride FillingElectrometer AmplifierCannulated Vessel Preparation

Related Articles