Precyzyjne ujawnienie metod i protokołów jest kluczowe dla powszechnego stosowania terapii komórkami macierzystymi. W tym miejscu przedstawiamy protokół izolacji komórek regeneracyjnych pochodzących z tkanki tłuszczowej, stosowany do pojedynczego wstrzyknięcia do ciał jamistych w leczeniu zaburzeń erekcji (ED) po radykalnej prostatektomii (RP).
Artykuł metodologiczny
Izolacja komórek regeneracyjnych pochodzących z tkanki tłuszczowej w leczeniu zaburzeń erekcji po radykalnej prostatektomii
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Komórki macierzyste są używane w wielu obszarach badawczych w medycynie regeneracyjnej, po części dlatego, że te terapie mogą być lecznicze, a nie objawowe. Komórki macierzyste można pozyskać z różnych tkanek i opisano kilka metod izolacji. Przedstawiona metoda izolacji komórek regeneracyjnych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ADRC) może być stosowana w wielu obszarach terapeutycznych, ponieważ metoda ta jest procedurą ogólną, a zatem nie ogranicza się do terapii zaburzeń erekcji (ED). Zaburzenia erekcji są częstym i poważnym skutkiem ubocznym radykalnej prostatektomii (RP), ponieważ zaburzenia erekcji często nie są dobrze leczone konwencjonalną terapią. Stosowanie ADRC w leczeniu zaburzeń erekcji wzbudziło duże zainteresowanie ze względu na początkowe pozytywne wyniki po pojedynczym wstrzyknięciu komórek do ciał jamistych. Metoda stosowana do izolacji ADRC jest prostym, zautomatyzowanym procesem, który jest powtarzalny i zapewnia jednolity produkt. Ponadto zapewniona jest sterylność wyizolowanego produktu, ponieważ cały proces odbywa się w systemie zamkniętym. Ważne jest, aby zminimalizować ryzyko zakażenia i infekcji, ponieważ komórki macierzyste są używane do wstrzykiwań u ludzi. Cała procedura może być wykonana w ciągu 2,5-3,5 godziny i nie wymaga utajnionego laboratorium, co eliminuje konieczność wysyłki tkanek poza placówkę. Procedura ma jednak pewne ograniczenia, ponieważ minimalna ilość odsączonego lipoaspiratu, aby urządzenie izolacyjne działało, wynosi 100 g.
Wprowadzenie
Komórki macierzyste mają zdolność różnicowania się w różne typy komórek i wydzielają czynniki parakrynne, które mają wspomagać proces gojenia się uszkodzonych tkanek1,2,3,4. Są one zatem atrakcyjne w dziedzinie medycyny regeneracyjnej, ponieważ mogą stanowić możliwe leczenie lecznicze.
Radykalna prostatektomia (RP) jest złotym lekarstwem dla pacjentów z zlokalizowanym rakiem prostaty o niskim/średnim ryzyku i średniej długości życia > 10 lat. Celem operacji jest eradykacja nowotworu, ale ma ona kilka skutków ubocznych. Częstość występowania nietrzymania moczu po prostatektomii waha się od 2 do 60%, a zaburzenia erekcji (ED) występują u 20-90% pacjentów5. Technika oszczędzania nerwów jest opcją u niektórych pacjentów (wynik Gleasona < 7, niskie ryzyko choroby pozatorebkowej)5. Ta technika oszczędza nerwy odpowiedzialne za erekcję, ale chociaż jest to możliwe, wielu pacjentów nadal zgłasza zaburzenia erekcji po operacji.
Opcje leczenia rehabilitacji prącia po RP polegają głównie na leczeniu inhibitorami PDE-5, terapii iniekcyjnej lub inkraplanicznej oraz pompach próżniowych. Leki stosowane w rehabilitacji prącia różnią się farmakologicznie, ale ich mechanizm działania obejmuje rozluźnienie komórek mięśni gładkich w ciałach jamistych. Jednak wielu pacjentów doświadcza niepowodzenia leczenia i nigdy nie osiąga efektu leku, który umożliwia stosunek6.
Uważa się, że ED, które występuje po RP, jest spowodowane strukturalnie nieodwracalnymi zmianami7. Zmiany te zachodzą w tkance jamistej i obejmują apoptozę komórek mięśni gładkich i śródbłonka oraz zwłóknienie. Mechanizm żylno-okluzyjny, który jest odpowiedzialny za centralną część erekcji, jest upośledzony przez zmiany, co skutkuje gorszym wypełnieniem i twardością penisa7.
Wielu pacjentów twierdzi, że zaburzenia erekcji, których doświadczają, mają negatywny wpływ na jakość ich życia8. Nie są gotowi zrezygnować z aktywności seksualnej po operacji, dlatego terapia lecznicza zaburzeń erekcji jest atrakcyjna, gdy inne dostępne metody rehabilitacji prącia zawodzą.
W poprzednich próbach, w tym na zwierzętach i małych badaniach fazy 1 na ludziach, komórki macierzyste wykazały obiecujące wyniki jako alternatywne leczenie ED2,9,10,11,12. Wyniki pokazują, że stosowanie ADRC jest bezpieczne, a funkcja erekcji ulega znacznej poprawie po pojedynczym wstrzyknięciu do ciał jamistych2,9,10,11,12. Uważa się, że komórki regeneracyjne pochodzące z tkanki tłuszczowej (ADRC) wspierają regenerację tkanek przez mechanizmy parakrynne poprzez uwalnianie wielu hormonów, neurotroficznych i innych czynników wzrostu, cytokin i ewentualnie mikro-RNA13. Ponadto ADRC są w stanie różnicować się w kilka dojrzałych typów komórek, w tym komórki śródbłonka i mięśni naczyniowych, komórki chrząstki, osteocyty i neurony14,15. Te właściwości sprawiają, że komórki macierzyste są interesujące dla opracowania nowej, trwałej metody leczenia zaburzeń erekcji.
Komórki macierzyste dzielą się na kilka grup, głównie te pochodzące z wczesnego zarodka (embrionalne komórki macierzyste) i te pochodzące z dorosłej tkanki (dorosłe komórki macierzyste). Dorosłe komórki macierzyste obejmują mezenchymalne komórki macierzyste (MSC), które są multipotencjalne i można je znaleźć w szpiku kostnym, tkance tłuszczowej, krwi pępowinowej, łożysku i miazgi zębowej17.
Łatwo uzyskać dostęp do komórek macierzystych z tkanki tłuszczowej, w przeciwieństwie do komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego. Pobieranie komórek macierzystych ze szpiku kostnego jest ryzykownym i bolesnym zabiegiem w porównaniu z liposukcją. Liczba komórek możliwych do pobrania ze szpiku kostnego będzie ograniczona, podczas gdy tylko zapasy tkanki tłuszczowej pacjenta wyznaczają limit liczby komórek, które można pobrać. Możliwe jest zatem wyizolowanie dużej ilości komórek macierzystych z tkanki tłuszczowej bez późniejszej konieczności hodowli komórek w celu uzyskania zadowalającej ilości. Komórki regeneracyjne pochodzące z tkanki tłuszczowej, często określane również jako frakcja naczyniowa zrębu (SFV), składa się z wielu typów komórek, w tym MSC, komórek śródbłonka, perycytów, komórek odpornościowych i progenitorów tutaj18. Wszystkie one mogą odgrywać rolę w procesie regeneracji.
Celem niniejszego badania jest zbadanie wpływu komórek macierzystych na zaburzenia erekcji po RP za pomocą 4 ml autologicznych ADRC wyizolowanych ze świeżo pobranej tkanki tłuszczowej po wstrzyknięciu do ciał jamistych.
Protokół
Wszystkie metody opisane w protokole zostały zatwierdzone przez Duński Krajowy Komitet Etyki (nr 37054), Duński Urząd ds. Zdrowia i Leków (EUDRA-CT numer 2013-004220-11) oraz Duńską Agencję Ochrony Danych (2008-58-0035). Badanie zostało zarejestrowane pod adresem ClinicalTrials.gov (NCT02240823). Badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Deklaracją Helsińską monitorowaną przez jednostkę Dobrej Praktyki Klinicznej (GCP) w Szpitalu Uniwersyteckim w Odense. Preparat ADRC przeprowadzono w autoryzowanym banku tkanek do pracy z tkankami i komórkami ludzkimi w Szpitalu Uniwersyteckim w Odense (Duński Urząd ds. Zdrowia i Leków, pozwolenie nr 29035).
1. Rekrutacja pacjentów/uczestników
- Do udziału w badaniu należy rekrutować pacjentów, którzy spełniają następujące kryteria włączenia.
- Rekrutuj pacjentów, którzy ukończyli 18 lat, byli aktywni seksualnie przed RP i nie byli zakażeni chorobami przenoszonymi drogą płciową, np. zakażeniem ludzkim wirusem niedoboru odporności, kiłą lub zapaleniem wątroby.
- Upewnij się, że cierpią na zaburzenia erekcji po RP, który został wykonany z powodu raka prostaty.
UWAGA: W tym badaniu pacjenci zostali włączeni do badania 5-18 miesięcy po RP i zostali włączeni niezależnie od metody operacji: otwarta/wspomagana robotem lub oszczędzająca nerwy/nieoszczędzająca nerwów. - Upewnij się, że wartość antygenu swoistego dla prostaty (PSA) musi być niewykrywalna w obserwacji klinicznej po RP.
- Upewnij się, że pacjenci byli aktywni seksualnie przed RP i nadal wyrażali chęć pozostania aktywnymi seksualnie po RP. Upewnij się, że interwencja farmakologiczna z inhibitorem fosfodiesterazy typu 5 (inhibitor PDE5) lub syntetycznym analogiem prostaglandyny E1 (PGE1) została wypróbowana przed udziałem i uznana za niewystarczającą.
- Ponadto upewnij się, że pacjenci mają wystarczającą ilość podskórnej tkanki tłuszczowej na brzuchu lub udzie.
- Należy wykluczyć pacjentów z badania, jeśli wystąpiły ciężkie zdarzenia pod narkozą podczas RP lub jeśli byli leczeni lekami przeciwzakrzepowymi.
2. Liposukcja
UWAGA: Liposukcja to operacja, która usuwa tłuszcz lub lipocyty z obszaru podskórnego. Ta część protokołu wykonywana jest jako standardowa liposukcja, a zabieg wykonywany jest w sterylnych warunkach na sali operacyjnej. Wszystkie narzędzia używane podczas zabiegu muszą być sterylne, a chirurg musi nosić fartuch, sterylny fartuch chirurgiczny, sterylne rękawiczki, maskę chirurgiczną i czapkę.
- Znieczulić pacjenta.
- Upewnij się, że pacjent jest w znieczuleniu ogólnym podczas zabiegu, a ta część jest wykonywana przez anestezjologa.
- Zdezynfekować skórę brzucha i moszny chlorheksydyną 0,5% (spirytus klorheksydynowy, 96% etanolu, diglukonian chlorheksydyny 77% w/w = 83% v/v). Użyj markera chirurgicznego, aby narysować obszary na brzuchu, w których ma zostać wykonana liposukcja. Obszar ten będzie zwykle obszarem między spojeniem a pępkiem.
- Wykonaj dwa nacięcia o szerokości 6 mm w skórze brzucha za pomocą skalpela (numer 11). Umieść nacięcia symetrycznie i bocznie od wyciągniętego obszaru liposukcji.
- Nałóż odrobinę lubrykantu, takiego jak wazelina, na nacięcia, aby upewnić się, że kaniula naciekowa łatwo wsuwa się i wysuwa z nacięć podczas liposukcji.
- Wprowadzić kaniulę naciekową w rozmiarze 14 G przez nacięcia w skórze. Zmodyfikowany roztwór Kleinsa wstrzyknąć podskórnie w zaznaczone obszary równoległe do powierzchni skóry. Wstrzyknąć tyle roztworu, aby docelowa tkanka stała się spuchnięta i jędrna lub nabrzmiała.
UWAGA: Zmodyfikowany roztwór Kleinsa składa się z roztworu 1 000 ml mleczanu Ringera i 1 mg adrenaliny (epinefryny (1:1 000 000)). Nie należy stosować znieczulenia miejscowego do roztworu, ponieważ może to mieć negatywny wpływ na ADRC.- Wstrzyknąć objętość zmodyfikowanego roztworu Kleinsa, która odpowiada stosunkowi 1:1 do tkanki tłuszczowej.
- Odczekaj 10 minut, aby zmaksymalizować działanie adrenaliny i zmniejszyć ilość krwi w pobranej tkance tłuszczowej.
- Wykonaj standardową liposukcję za pomocą liposukcji infuzyjnej, aby zebrać 200-300 ml tkanki tłuszczowej. Używaj kaniul, które są puste, z którymi zintegrowana jest rurka infuzyjna i dysza. Podłącz kaniulę do urządzenia ssącego w celu liposukcji.
UWAGA: Ciągły napar wodny w kształcie wachlarza rozluźnia tkankę tłuszczową na fragmenty, które można łatwo odessać przez otwór w kaniuli.- Wprowadzić strzykawkę 3 mm z końcówką przez nacięcia na brzuchu
- Zbierz tkankę tłuszczową w lipo-kolektorze, aby zachować lipoaspirat w sterylnym środowisku. Lipoaspirat zacznie oddzielać się od fazy wodnej.
- Użyj sterylnych strzykawek o pojemności 50 ml, aby zassać lipoaspirat z kolektora lipo.
- Zminimalizować objętość wody zasysanej do strzykawek i przykręcić zatyczkę na końcówce strzykawki, aby utrzymać sterylność tkanki tłuszczowej.
- Umieścić strzykawki końcówką skierowaną w dół w sterylnej plastikowej torbie, aby rozpocząć oddzielanie lipoaspiratu od fazy wodnej. Umieść worek w sterylnym pojemniku nadal z końcówkami skierowanymi w dół, aby kontynuować oddzielanie.
- Przykryj pojemnik sterylną serwetą, aby zabezpieczyć sterylne środowisko podczas transportu.
UWAGA: Zgodnie z instrukcją obsługi urządzenia używanego do izolacji, lipoaspirat może być przechowywany maksymalnie do 4 godzin przed izolacją ADRC, jednak zawsze przetwarzamy go natychmiast.
- Przykryj pojemnik sterylną serwetą, aby zabezpieczyć sterylne środowisko podczas transportu.
- Zamknij nacięcia skóry za pomocą preferowanego przez chirurga materiału do szycia. Umieść odzież uciskową, spoiwo brzuszne, wokół brzucha, aby zmniejszyć obrzęk pooperacyjny.
- Wykonaj blokadę prącia, wstrzykując 20 ml bupiwakainy 5 mg/ml zawierającej 5 μg adrenaliny.
- Użyj strzykawki o pojemności 20 ml i nałóż igłą 23 G o długości 1 1/4 cala.
- Nałożyć 5 ml bupiwakainy w każdą ćwiartkę tkanki podskórnej.
- Wstrzyknąć bupiwakainę w dwa miejsca, jedno umieszczone brzusznie, a drugie grzbietowo. Wprowadzić igłę na całej długości w tkankę podskórną, kierując igłę bocznie w prawo i wstrzyknąć znieczulenie, gdy igła jest chowana. Powtórzyć wstrzyknięcie, kierując igłę w lewo.
UWAGA: Pacjent może teraz zostać wybudzony ze znieczulenia ogólnego przez anestezjologa.
3. Izolacja ADRC
UWAGA: Proces izolacji ADRC jest wykonywany zgodnie z szczegółowym opisem w instrukcji obsługi urządzenia (patrz Tabela Materiałów). Ważne jest, aby zabieg był wykonywany w sterylnych warunkach, aby zapewnić, że lipoaspirat nie jest narażony na żadne zanieczyszczenia podczas oczyszczania ADRC. Czas potrzebny na izolację ADRC zależy od objętości lipoaaspiratu, ale cała procedura zajmie około 2,5 godziny przy użyciu półautomatycznego urządzenia, jak opisano tutaj.
- Umieść wszystkie materiały eksploatacyjne i enzymy w aseptyki na stole przykrytym sterylnym jednorazowym ręcznikiem chirurgicznym.
UWAGA: Zestaw zabiegowy zawiera wszystkie niezbędne materiały eksploatacyjne i enzymy potrzebne do wyizolowania ADRC od jednego pacjenta. Oprócz tego muszą być dostępne trzy jednolitrowe worki infuzyjne o temperaturze 37-39 °C z mleczanami Ringer wraz ze sterylną odzieżą, rękawiczkami i ręcznikami oraz etanolem do dezynfekcji. Zanotuj wszystkie numery partii materiałów eksploatacyjnych i enzymów, a także temperaturę dzwonków z mleczanem po podłączeniu do systemu.- Przetrzyj urządzenie etanolem i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta
- Załaduj zestaw materiałów eksploatacyjnych do urządzenia i podłącz do systemu worek z dzwonkami z mleczanami.
- Wykonaj serię testów półautomatycznych (kontrola systemu i próba szczelności) przed dodaniem lipoaspiratu.
- Pozostawić lipoaspirat w probówkach o pojemności 50 ml do czasu wykonania kroków opisanych w ppkt 3.1. Umożliwi to oddzielenie tłuszczu od fazy ciekłej. Zanotuj całkowitą ilość (w ml) tkanki tłuszczowej i wykorzystaj ją, aby upewnić się, że ilość załadowanego tłuszczu będzie mieścić się w zakresie pojemności urządzenia.
- Załaduj chusteczkę, gdy poprosi o to urządzenie. Maszyna spuści teraz nadmiar płynu i zważy ilość załadowanej tkanki tłuszczowej przed umyciem jej za pomocą Ringera z mleczanami.
- Po ponownym umyciu i osuszeniu tkanki podłącz nowy worek infuzyjny z Ringerem z mleczanami o temperaturze 37-39 °C, jeśli zażąda tego urządzenie.
- Dostępny w handlu enzym zawierający kolagenazę i mieszaninę proteaz należy rozpuścić w 5 ml mleczanowego Ringera (jedna fiolka enzymu wystarcza na ilość tłuszczu do 270 ml).
- Upewnij się, że urządzenie wyświetla ilość enzymu (w oparciu o masę tkanki), którą należy wstrzyknąć do pojemnika z tkanką tłuszczową. Po wstrzyknięciu trawienie enzymatyczne, które odbywa się pod wpływem mieszania, trwa około 20 minut.
- Po wytrawieniu tkanek pozwól mieszaczowi zatrzymać się i sprawdzić, czy zawartość została podzielona na dwie fazy: górną fazę żółtą zawierającą lipidy i dolną różową warstwę, która zawiera ADRC. Pozwól, aby ta ostatnia warstwa odsączyła się do komory przetwarzania komórek (która trafia do wbudowanej w urządzenie wirówki) zestawu materiałów eksploatacyjnych, pozostawiając warstwę lipidową.
- Pozwól ADRC skoncentrować się w komorze przetwarzania komórek podczas wielu rund wirowania. Teraz dodać 10 ml leku Intravase (zawiera DNazę, która pomaga uniknąć zbrylania się końcowej zawiesiny ADRC) rozpuszczonej w mleczanowym Ringerze. Reakcja enzymatyczna trwa 10 minut, po czym ADRC są myte.
UWAGA: Ten krok jest w pełni automatyczny, a maszyna poinformuje o zakończeniu procesu. - Po zakończeniu izolacji ADRC ponownie zawiesić komórki w 5 ml mleczanu Ringera. Zassać roztwór do strzykawki o pojemności 5 ml.
- Zamontuj 3-kierunkowy żeński zawór odcinający Luer-lock na strzykawce o pojemności 5 ml zawierającej ADRC i zasysaj 4 ml ADRC do innej sterylnej strzykawki o pojemności 5 ml.
- Przenieść ostatni 1 ml do strzykawki o pojemności 1 ml. Użyj tego 1 ml do charakterystyki ADRC, np. liczby komórek, żywotności komórek, analizy markerów powierzchniowych za pomocą cytometrii przepływowej i zdolności różnicowania ADRC.
- Umieścić igłę 25 G na strzykawce o pojemności 5 ml zawierającej 4 ml ADRC przed zapakowaniem jej w sterylne zawiatanie. Użyć ADRC do wstrzyknięcia do biorcy. W takim przypadku roztwór ADRC będzie zawierał średnio 8,4-32,7 miliona komórek.
4. Implantacja ADRC do ciał jamistych
UWAGA: To jest sterylna procedura. Wszystkie narzędzia muszą być sterylne, a osoba wstrzykująca roztwór zawierający komórki macierzyste do ciał jamistych musi nosić sterylne rękawiczki. Pacjent jest przytomny podczas tego zabiegu i otrzyma własne komórki macierzyste. ADRC są wstrzykiwane bez liczenia komórek przed wstrzyknięciem.
- Roztwór ADRC należy utrzymywać jednorodny, delikatnie przechylając strzykawkę, aż zostanie wstrzyknięta do ciał jamistych.
- Umieść zasłonę z otworem na penisie. Umieść opaskę uciskową u nasady penisa za pomocą silikonowej pętli na naczynia. Zaciśnij pętlę i zabezpiecz ją kleszczami zakrzywiony pean. Zaciśnij opaskę uciskową na tyle mocno, aby zatrzymać przepływ krwi z penisa.
- Użyj dwóch wymiennych środków antyseptycznych, aby zdezynfekować skórę prącia w miejscu wstrzyknięcia (boczne miejsce ciał jamistych). Wstrzyknąć 1 ml roztworu zawierającego ADRC pod kątem prostym do ciał jamistych po prawej stronie w dwóch różnych miejscach, powtórzyć ten krok następnie w lewych ciałach jamistych. Całkowita objętość wstrzykniętych ADRC wynosi 4 ml.
- Odczekaj 30 minut, a następnie zdejmij opaskę uciskową.
- Wypisać pacjenta po 2 godzinach obserwacji po wstrzyknięciu ADRC, aby upewnić się, że pacjent jest dobrze wyleczony po znieczuleniu.
5. Opieka pooperacyjna
- Zalecić pacjentowi, aby nie wykonywał żadnego wysiłku fizycznego, który może podnieść ciśnienie krwi w ciągu pierwszego tygodnia, aby zapobiec rozwojowi krwiaków.
- Należy zalecić pacjentowi noszenie opatrunku brzusznego przez 24 godziny przez pierwsze 14 dni po zabiegu, a następnie przez 14 dni w ciągu dnia.
- Leczenie bólu pooperacyjnego za pomocą doustnego paracetamolu (np. Paracetamolu; 1000 mg, 4 razy dziennie) i doustnych leków przeciwzapalnych (np. ibuprofen; 400 mg 3 razy dziennie).
Wyniki
Przedstawiona procedura została wykorzystana w otwartym badaniu klinicznym fazy 1 z udziałem 21 pacjentów19. Pierwszorzędowym punktem końcowym badania było bezpieczeństwo stosowania ADRC u ludzi, a drugorzędowym punktem końcowym był wpływ ADRC na funkcję erekcji.
Do badania włączono dwudziestu jeden mężczyzn o średnim wieku 60 lat (zakres 46-69) oraz normalnej erekcji i aktywnym życiu seksualnym przed RP z powodu raka prostaty. Wszyscy cierpieli na zaburzenia erekcji po RP, bez oznak wyzdrowienia po lekach dostępnych do rehabilitacji prącia. Sześciu mężczyzn cierpiało na nietrzymanie moczu jako efekt uboczny RP. Wszystkim mężczyznom wykonano pojedyncze wstrzyknięcie do ciał jamistych ADRC wyizolowanych prezentowaną metodą.
Wszystkich 21 mężczyzn przeprowadzono 4 wizyty w przychodni po 1,3,6 i 12 miesiącach od wstrzyknięcia. Funkcje seksualne oceniano za pomocą zwalidowanych kwestionariuszy – Międzynarodowego Indeksu Funkcji Erekcji-5 (IIEF-5) i Oceny Twardości Erekcji (EHS) (załączonych jako załączniki).
W czasie obserwacji nie wystąpiły żadne poważne zdarzenia. Ośmiu mężczyzn zgłosiło przejściowe zaczerwienienie i obrzęk w miejscach wstrzyknięć, trzech zgłosiło reakcję w okolicy prącia. Zgłoszono osiem przypadków odwracalnych drobnych zdarzeń związanych z liposukcją, takich jak lekki dyskomfort w jamie brzusznej i niewielkie krwiaki brzucha. Żaden pacjent nie zgłosił dyskomfortu podczas 1-miesięcznej obserwacji. Ośmiu z piętnastu (53%) w grupie kontynentalnej zgłosiło, że funkcja erekcji była wystarczająca do odbycia stosunku płciowego po 12 miesiącach. W grupie 6 mężczyzn z nietrzymaniem moczu nie stwierdzono poprawy funkcji erekcji.
| kontynent | Nietrzymanie moczu | |
| Uwzględnieni pacjenci | 15 | 6 |
| Znaczący efekt | 8 | 0 |
Tabela 1: Tabela pokazuje różnice w znaczącym wpływie leczenia między pacjentami kontynentalnymi i nietrzymającymi moczu.
Dyskusja
Przedstawiona procedura izolacji ADRC nie ogranicza się do stosowania tylko w terapii zaburzeń erekcji, ale może być stosowana w wielu innych formach leczenia i eksperymentów. Nasze badanie wykazało, że autologiczne, świeżo wyizolowane ADRC są bezpieczne w użyciu, a leczenie jest dobrze tolerowane po 12 miesiącach obserwacji.
Przed zastosowaniem procedury należy wziąć pod uwagę kilka kwestii. Wadą tego zabiegu jest to, że podczas liposukcji pacjent musi być w znieczuleniu ogólnym. Liposukcja jest możliwa do wykonania w znieczuleniu miejscowym, ale poprzednie badanie wykazało, że połączenie środków znieczulających miejscowo i adrenaliny może mieć negatywny wpływ na wzrost komórek fibroblastów20. Ryzyko bycia w znieczuleniu ogólnym jest na ogół niskie, ale nadal obserwuje się negatywny wynik. Ryzyko to należy wziąć pod uwagę przy wyborze pacjentów do leczenia. Liposukcja jest zabiegiem chirurgicznym i dlatego zawsze wiąże się z ryzykiem powikłań. Podobnie jak w przypadku wszystkich innych zabiegów chirurgicznych, istnieje ryzyko krwawienia pooperacyjnego skutkującego powstawaniem krwiaków i ryzykiem infekcji. Niektórzy z naszych pacjentów zgłaszali również przejściowo zmniejszoną wrażliwość skóry brzucha. Bezpośrednim powikłaniem liposukcji jest krwawienie. Wiadomo, że pacjenci ryzykują powikłania ogólnoustrojowe po usunięciu dużej ilości tkanki. Liposukcja w tej procedurze była stosunkowo niewielka i dlatego nie była uważana za czynnik ryzyka.
Powikłania po wstrzyknięciu komórek są zgłaszane jako przejściowe zaczerwienienie, tkliwość i krwiaki.
Urządzenie używane do izolacji ADRC zostało wybrane, ponieważ system posiada certyfikat CE. W Danii obowiązkowe jest używanie sprzętu z certyfikatem CE, ponieważ władze klasyfikują leczenie komórkami macierzystymi jako badanie kliniczne, podczas gdy ADRC jest używany do wstrzykiwań u ludzi.
Urządzenie ma zalety, takie jak to, że cała procedura jest ustandaryzowana i wykonywana w zamkniętym sterylnym środowisku bez konieczności korzystania z ściśle tajnego laboratorium. W ten sposób zmniejsza się ryzyko zanieczyszczenia. Dzięki temu procedura jest jednolita i powtarzalna, a jakość produktu końcowego jest zawsze taka sama za każdym razem (zależy to jednak również od jakości tkanki wejściowej). Wykonanie izolacji na urządzeniu jest łatwe i nie wymaga specjalnie przeszkolonych operatorów.
Jednym z ograniczeń urządzenia jest to, że minimalny wsad do urządzenia to 100 g odsączonego lipoaspiratu. Ponieważ liposukcja jest całkowicie zakończona przed rozpoczęciem przetwarzania komórek (a w naszym przypadku w innym miejscu, a nie na sali operacyjnej), z naszego doświadczenia wynika, że będzie to wymagało ilości lipoaspiratu wynoszącej co najmniej 125 ml przy użyciu przybliżonej miary strzykawek o pojemności 50 ml. W przeciwnym razie istnieje ryzyko, że nie będzie wystarczającej ilości materiału, aby maszyna mogła kontynuować. Ponadto użycie górnego limitu końcowego (maksymalny wkład to 425 ml) skutkowałoby bardzo długą procedurą izolacji.
Dorosłe komórki macierzyste pochodzące zarówno z tkanki tłuszczowej, jak i szpiku kostnego, wydają się mieć zdolność do samoodnawiania się i różnicowania, podobnie jak embrionalne komórki macierzyste. Jedną z zalet ADRC w porównaniu z krwiotwórczymi komórkami macierzystymi jest 100-500 razy wyższa wydajność na objętość tkanki w porównaniu ze szpikiem kostnym21,22, a zatem ADRC nie muszą być hodowane. Ponadto krwiotwórcze komórki macierzyste są trudniejsze i bardziej bolesne do pobrania od pacjenta niż tkanka tłuszczowa. W wielu sytuacjach tkanka tłuszczowa jest po prostu produktem odpadowym po operacji. Możliwe jest hodowanie komórek macierzystych w celu uzyskania wyższej wydajności odpowiedniej do angiogenezy, jednak świeżo wyizolowane ADRC mogą mieć wyższy potencjał angiogenny niż hodowane23.
Oświadczenia
Autor Søren P. Sheikh jest dyrektorem generalnym Blue Cell Therapeutics w Kopenhadze, Dania.
Podziękowania
Ta praca została założona przez Szpital Uniwersytecki w Odense (11/31936), Duńskie Centrum Medycyny Regeneracyjnej (14/50427) i Duńskie Towarzystwo Onkologiczne.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Liposukcja | |||
| Spoiwo brzuszne | Dale | Rozmiar zależy od pacjenta | |
| Adhessive OP-ręcznik | Mö lnlycke Health Care | 906677 | 90x75 cm |
| Adrenalina 1 mg/ml | Amgros I/s | 74 44 23 | 1 ml |
| Podstawowe zaopatrzenie OP | Mö lnlycke Health Care | 97010873-07 | |
| Ostrze ze stali węglowej 11 | Swann-Morton | ||
| Chlorhixidine Ethanol | Faarborg Pharma | 5% kolorowe | |
| Zestaw jednorazowy Lipocollector 3 | Human Med | 670200 | |
| Węże przedłużające | Extrudan | 5,8/8,3 mm, Ch 25, 3,5 m długości | |
| do patrzenia | Bariera | 175201 | 30x45 cm |
| Jelonet | Smith and Nephew Medical Ltd | 90509225 | 10 x 10 cm |
| Marcaine 5 mg/ml + Adrenalina 5 micrigram | Astra Zeneca | 20 mL | |
| Mesorb Bandaż | Mö lnlycke Health Care | 677001 | 10x13 cm |
| Microlance | Becton Dickinson | 304622 | 18 G + 23 G |
| Szew monokrylowy | Ethicon | 04:00 | |
| Ringer-lactat | Fresinus Kabi | ||
| Sterylne rękawiczki | Gammex | 330052065 | |
| Fartuch chirurgiczny | Mö lnlycke Health Care | 690103-01 | |
| Marker chirurgiczny | Maska chirurgiczna Richard-Allan | ||
| Strzykawka | 3M | ||
| Strzykawka | Becton Dickinson | 700016181 | 1 ml |
| WAL - Aplikator do kaniul 25/30 cm | Human Med | REF 500001 | |
| Izolacja strzykawki ADRC | |||
| 1 ml | Becton Dickinson | REF 303172 | |
| 3-drogowy kran | One Med | REF 10554-01 | |
| Samoprzylepny ręcznik OP | Mö lnlycke Health Care AB | REF 906677 | 90x75 cm |
| Urządzenie Cytori Celution 800IV | Cytori | ||
| Dezynfekcja zamienia | Mediq Danmark | 3340010 | |
| Microlance | Becton Dickinson | 25G (0,5*25 mm) | |
| Rękawice nitrylowe | Abena | Bezpudrowy | |
| lub drapowany arkusz, 2 warstwy | Lohmann & Rauscher | REF 33005 | |
| Ringers Lactate | Fresinus Kabi | 06756 (DK) | |
| Sterylne rękawiczki | |||
| Sterylny fartuch | |||
| Zestaw uzupełniający do urządzenia Cytori Celution 800IV | Cytori | ||
| Termometer | Thomas Scientific | traceable | |
| Injection of ADRC's | |||
| Aperture drapture | One Med | REF1565-01 | 75*90 cm |
| Wymiana dezynfekcji | Mediq Danmark | 3340010 | |
| Pean | Leibinger | 32-01257 | |
| Silikonowa pętla naczyń | Fioletowa chirurgiczna | REF PS3203 | |
| Sterylne rękawiczki | Sempermed | Lub użyj swojego ulubionego |
Bibliografia
- Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. Stem cell paracrine actions and tissue regeneration. Regenerative Medicine. 5 (1), 121-143 (2010).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. The Journal of Sexual Medicine. 7 (10), 3331-3340 (2010).
- Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
- Yang, J., et al. Adipose-derived stem cells improve erectile function partially through the secretion of IGF-1, bFGF and VEGF in aged rats. Andrology. 6, 498-509 (2018).
- Phillippou, Y. A., et al. Penile rehabilitation for postprostatectomy erectile dysfunction. Cochrane Database Systematic Review Issue 10. 012414, (2018).
- Nelson, C. J., et al. Back to baseline: erectile function recovery after radical prostatectomy from the patients' perspective. Journal of Sex Medicine. 10, 1636-1643 (2013).
- Fode, M., Ohl, D. A., Ralph, D., Sonksen, J. Penile rehabilitation after radical prostatectomy: what the evidence really says. British Journal of Urology International. 112 (7), 998-1008 (2013).
- Johansson, E., et al. Long-term quality-of-life outcomes after radical prostatectomy or watchfull waiting: the Scandinavian Prostate Cancer Group-4 randomised trail. Lancet Oncology. 12, 891-899 (2011).
- Huang, Y. C., et al. The effect of intracavernous injection of adipose tissue-derived stem cells on hyperlipidemia-associated erectile dysfunction in a rat model. The Journal of Sexual Medicine. 7 (4), Pt 1 1391-1400 (2010).
- Garcia, M. M., et al. Treatment of erectile dysfunction in the obese type 2 diabetic ZDF rat with adipose tissue-derived stem cells. The Journal of Sexual Medicine. 7 (1), Pt 1 89-98 (2010).
- Lin, C. S., Xin, Z., Dai, J., Huang, Y. C., Lue, T. F. Stem-cell therapy for erectile dysfunction. Expert Opinion on Biological Therapy. 13 (11), 1585-1597 (2013).
- Haahr, M. K., et al. Safety and Potential Effect of a Single Intracavernous Injection of Autologous Adipose-Derived Regenerative Cells in Patients with Erectile Dysfunction Following Radical Prostatectomy: An Open-Label Phase I Clinical Trial. EBioMedicine. 5, 204-210 (2016).
- Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpebper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. Journal of Molecular Cellular Cardiology. 50 (2), 280-289 (2011).
- Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. Stem cell paracrine actions and tissue regeneration. Regenerative Medicine. 5 (1), 121-143 (2010).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. The Journal of Sexual Medicine. 7 (10), 3331-3340 (2010).
- Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
- Gokce, A., Peak, T. C., Abdel-Mageed, A. B., Hellstrom, W. J. Adipose Tissue-Derived Stem Cells for the Treatment of Erectile Dysfunction. Current Urology Reports. 17, 14(2016).
- Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and cultured expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Frederation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherpy. 15 (6), 641-648 (2013).
- Haahr, M. K., et al. A 12-month Follow-up after a Single Intracavernous Injection of Autologous Adipose-derived Regenerative Cells in Patients with Erectile Dysfunction following Radical Prostatectomy: An Open-label Phase 1 Clinical Trial. Urology. 121, 203(2018).
- Fedder, C., et al. In vitro exposure of human fibroblasts to local anesthetics impairs cell growth. Clinical & Experimental Immunology. 162 (2), 280-288 (2010).
- D'Andrea, F., et al. Large-scale production of human adipose tissue from stem cells: a new tool for regenerative medicine ad tissue banking. Tissue Engineering Part C: Methods. 14 (3), 233-242 (2008).
- Zhang, S., et al. Comparison of the therapeutic effects of human and mouse adipose-derived stem cells in a murine model of lipopolysaccharide-induced acute lung injury. Stem Cell Research and Therapy. 4 (1), 13(2013).
- Yusuke, H., et al. Transplantation of freshly isolated adipose tissue-derived regenerative cells enhances angiogenesis in a murine model of hind limb ischemia. Biomedical Research. 34 (1), 23-29 (2013).
Przedruki i uprawnienia
