Artykuł metodologiczny

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

7.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59224

⸱

5 maja 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology-Head and Neck Surgery, Michigan Medicine, 2Department of Neurology, Michigan Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Streszczenie

Ten protokół opisuje spójne i powtarzalne metody badania regeneracji i hamowania aksonów w modelu uszkodzenia nerwu twarzowego szczura. Nerw twarzowy może być manipulowany na całej swojej długości, od odcinka wewnątrzczaszkowego do przebiegu pozaskroniowego. Istnieją trzy podstawowe typy uszkodzeń nerwów stosowane w eksperymentalnym badaniu właściwości regeneracyjnych: zmiażdżenie nerwu, przecięcie i przerwa nerwowa. Zakres możliwych interwencji jest ogromny, w tym chirurgiczna manipulacja nerwem, dostarczanie neuroaktywnych odczynników lub komórek oraz manipulacje narządów centralnych lub końcowych. Zalety tego modelu do badania regeneracji nerwów obejmują prostotę, powtarzalność, spójność międzygatunkową, wiarygodne wskaźniki przeżywalności szczura oraz zwiększony rozmiar anatomiczny w porównaniu z modelami mysimi. Jego ograniczenia obejmują bardziej ograniczoną manipulację genetyczną w porównaniu z modelem mysim i doskonałą zdolność regeneracyjną szczura, tak że naukowiec zajmujący się nerwem twarzowym musi dokładnie ocenić punkty czasowe do powrotu do zdrowia i czy przełożyć wyniki na wyższe badania na zwierzętach i ludziach. Szczurzy model uszkodzenia nerwu twarzowego pozwala na określenie parametrów funkcjonalnych, elektrofizjologicznych i histomorfometrycznych w celu interpretacji i porównania regeneracji nerwów. W ten sposób ma ogromny potencjał w zakresie pogłębiania zrozumienia i leczenia niszczycielskich konsekwencji uszkodzenia nerwu twarzowego u ludzi.

Wprowadzenie

Uszkodzenie nerwu czaszkowego w okolicy głowy i szyi może być wtórne do etiologii wrodzonej, zakaźnej, idiopatycznej, jatrogennej, urazowej, neurologicznej, onkologicznej lub ogólnoustrojowej1. Często dotknięty jest nerw czaszkowy VII, czyli nerw twarzowy. Częstość występowania dysfunkcji nerwu twarzowego może być znacząca, ponieważ dotyka ona od 20 do 30 na 100 000 osób rocznie2. Głównymi gałęziami motorycznymi nerwu twarzowego są gałęzie skroniowe, jarzmowe, policzkowe, brzeżne żuchwy i szyjki macicy; W zależności od gałęzi, której dotyczy problem, konsekwencje mogą obejmować niewydolność jamy ustnej lub ślinotok, suchość rogówki, niedrożność pola widzenia wtórną do opadania powiek, dyzartrię lub asymetrię twarzy2,3. Długotrwała chorobowość obejmuje zjawisko synkinezy, czyli mimowolnego ruchu jednej grupy mięśni twarzy, z próbą dobrowolnego skurczu odrębnej grupy mięśni twarzy. Synkineza oczno-oralna jest najczęstszą z nieprawidłowych regeneracji jako następstwo uszkodzenia nerwu twarzowego i powoduje upośledzenie funkcjonalne, zakłopotanie, obniżoną samoocenę i niską jakość życia3. Uszkodzenie poszczególnych gałęzi dyktuje funkcje, które są selektywnie zagrożone.

Kliniczne leczenie uszkodzeń nerwu twarzowego nie jest dobrze ustandaryzowane i wymaga dalszych badań w celu poprawy wyników. Sterydy mogą łagodzić ostry obrzęk nerwu twarzowego, podczas gdy Botox jest przydatny do spowalniania ruchów synkinetycznych; Jednak podstawowe opcje rekonstrukcyjne w arsenale praktyka obejmują interwencję chirurgiczną poprzez naprawę nerwów, substytucję lub reanimację3,4,5,6. W zależności od rodzaju doznanego uszkodzenia nerwu twarzowego, chirurg nerwu twarzowego może skorzystać z wielu opcji. W przypadku prostej transsekcji przydatne jest ponowne zespolenie nerwów, podczas gdy naprawa przeszczepu kablowego lepiej nadaje się do wady nerwu; W celu przywrócenia funkcji chirurg może wybrać statyczne lub dynamiczne zabiegi reanimacji twarzy. W wielu przypadkach uszkodzenia nerwu twarzowego i późniejszej naprawy, nawet w rękach doświadczonych chirurgów nerwu twarzowego, najlepszy wynik nadal skutkuje utrzymującą się asymetrią twarzy i funkcjonalnym kompromisem7.

Te nieoptymalne wyniki stały się bodźcem do szeroko zakrojonych badań nad regeneracją nerwu twarzowego. Szerokie zainteresowania obejmują doskonalenie i wprowadzanie innowacji w technikach naprawy nerwów, określanie wpływu różnych czynników regeneracji nerwów oraz ocenę potencjału określonych inhibitorów neuronalnych, które pomagają zwalczać długoterminowe skutki synkinezy8,9,10,11. Podczas gdy modele in vitro mogą być wykorzystywane do oceny niektórych cech czynników prowzrostowych lub hamujących, prawdziwe badania translacyjne w tej dziedzinie najlepiej przeprowadza się za pomocą translowalnych modeli zwierzęcych.

Decyzja, który model zwierzęcy wykorzystać, może być trudna, ponieważ badacze wykorzystali zarówno duże zwierzęta, takie jak owce, jak i małe modele zwierzęce, takie jak myszy12,13. Podczas gdy duże modele zwierzęce oferują idealną wizualizację anatomiczną, ich użycie wymaga specjalistycznego sprzętu i personelu, który nie jest łatwo lub łatwo dostępny. Co więcej, przeprowadzenie badania w celu wykazania efektu może być wysoce kosztowne i potencjalnie nieosiągalne w zakresie wielu ośrodków naukowych. W związku z tym najczęściej wykorzystywany jest model małego zwierzęcia. Model mysi można wykorzystać do oceny wielu wyników związanych z chirurgią nerwu twarzowego; Jednak ograniczona długość nerwu może ograniczać zdolność naukowca do modelowania pewnych wzorców, takich jak uraz dużej szczeliny14.

Tak więc, prototyp myszy szczura wyłonił się jako model konia pociągowego, dzięki któremu naukowiec może przeprowadzać innowacyjne zabiegi chirurgiczne lub wykorzystywać czynniki hamujące lub prowzrostowe i oceniać efekty w szerokim zakresie parametrów wynikowych. Anatomia nerwu twarzowego szczura jest przewidywalna i łatwa do opanowania w powtarzalny sposób. Jego większa skala, w porównaniu do modelu mysiego, pozwala na modelowanie szerokiego zakresu wad chirurgicznych, począwszy od prostego przecięcia, a skończywszy na 5 mm odstępach15,16. Pozwala to ponadto na zastosowanie złożonych interwencji w miejscu defektu, w tym miejscowego umieszczania czynnika, donerwownego wstrzykiwania czynnika oraz umieszczania izoprzeszczepów lub mostków17,18,19,20,21,22,23.

Łagodna natura szczura, jego niezawodna anatomia i skłonność do efektywnej regeneracji nerwów pozwalają na zebranie wielu miar wyników w odpowiedzi na wyżej wymienione chirurgiczne wzorce urazów24. Za pomocą modelu szczurzego naukowiec zajmujący się nerwem twarzowym jest w stanie ocenić reakcje elektrofizjologiczne na uraz, wyniki histologiczne nerwów i mięśni za pomocą immunohistochemii, wyniki funkcjonalne poprzez śledzenie ruchu opuszki wibrysalnej i ocenę zamknięcia oka oraz zmiany mikro- i makroskopowe za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej lub konfokalnej, między innymi11,22,23,25,26,27,28,29. W związku z tym poniższy protokół nakreśli chirurgiczne podejście do nerwu twarzowego szczura i wzorce urazów, które można wywołać.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie interwencje zostały przeprowadzone w ścisłej zgodności z wytycznymi National Institutes of Health (NIH). Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Michigan przed wdrożeniem. Wykorzystano dziesięciotygodniowe dorosłe samice szczurów Sprague-Dawley.

1. Przed dniem operacyjnym

  1. Przed dniem operacji należy zapewnić odpowiedni zapas wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych, leków przeciwbólowych, leków znieczulających i tlenu. Pełna lista znajduje się w Tabeli Materiałów.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Należy zapewnić odpowiednią przestrzeń roboczą, w tym miejsce dla co najmniej dwóch osób (chirurga i asystenta).
    UWAGA: Potrzebny jest dedykowany stół operacyjny, miejsce na konfigurację aparatu anestezjologicznego oraz odpowiednia przestrzeń do przechowywania sterylizowanych i zapasowych materiałów eksploatacyjnych.
  2. Skalibruj mikroskop operacyjny do użytku podczas zabiegów. Upewnij się, że chirurg ma możliwość regulacji uchwytów mikroskopu i przycisków zoomu/ostrości, umieszczając wysterylizowaną osłonę na uchwytach/przyciskach
    UWAGA: Użyliśmy wysterylizowanej folii aluminiowej na uchwytach / guzikach.

3. Znieczulenie i przygotowanie

  1. Umieścić zwierzę w komorze anestezjologicznej i wywołać znieczulenie ogólne za pomocą 1,8% izofluranu i 0,9 l/min tlenu.
    1. Potwierdź odpowiednią płaszczyznę znieczulenia poprzez ocenę spontanicznego oddychania i ocenę świadomości, oceniając reakcję grymasu zwierzęcia na uszczypnięcie palca u nogi.
  2. Smar do oczu nakładać obustronnie, aby chronić przed podrażnieniem lub wysuszeniem rogówki.
  3. Ogolić miejsce (miejsca) operacyjne maszynką do golenia lub maszynką do strzyżenia.
    1. Ustal metodę identyfikacji szczurów w tym czasie, za pomocą kolczyka w uchu lub etykiety/oznakowania na ogonie.
  4. Należy podać podskórne wstrzyknięcie 0,05 mg/kg buprenorfiny wzdłuż grzbietu zwierzęcia w celu profilaktyki bólu pooperacyjnego.

4. Podejście chirurgiczne i wzorce urazów

  1. Przenieś zwierzę na stół operacyjny i kontynuuj przepływ gazu przez stożek. Upewnij się, że pod zwierzęciem i sterylnym polem znajduje się podkładka rozgrzewająca, aby utrzymać temperaturę ciała.
  2. Umieść wysterylizowaną gazę (zwiniętą i przymocowaną taśmą), aby użyć jej jako rolki na szyję dla szczura; zapewni to lepszą ekspozycję pola operacyjnego. Należy pamiętać, że odpowiednie ułożenie zwierzęcia ma kluczowe znaczenie dla skutecznej identyfikacji i rozwarstwienia nerwów.
  3. Przygotuj skórę twarzy zwierzęcia do zabiegu. Użyj chlorheksydyny lub roztworu na bazie jodu, aby wyszorować miejsce operowane 3x, na przemian z 70% etanolem, aby zapewnić dezynfekcję.
  4. W razie potrzeby zaplanuj i zaznacz nacięcie chirurgiczne. Manipuluj uchem ipsilateralnym w kierunku przednim i tylnym, aby określić naturalne fałdowanie skóry zausznej.
  5. Wykonaj 4-5 mm nacięcie w zagięciu zausznym za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki lub ostrza numer 15. W razie potrzeby można to rozszerzyć w dalszej części procedury.
  6. Tępo przeprowadź sekcję przez bezpośrednią powięź podskórną i umieść mikro-retraktor Weitlanera, aby zwiększyć ekspozycję. Należy pamiętać, że w tym obszarze mogą znajdować się naczynia krwionośne małego kalibru; Najlepiej tego uniknąć, chowając się w górę lub w dół za pomocą zwijacza Weitlanera.
  7. Zidentyfikuj przedni mięsień dwubrzuścowy, gdy porusza się w kierunku od niższego do wyższego w kierunku jego przyczepu wzdłuż podstawy czaszki.
    1. Delikatnie rozprowadź mięśniowy brzuch wzdłuż jego punktu przyczepu, aby odsłonić ścięgno przedniego brzucha dwubrzuścowego. Zauważ, że ścięgno wygląda jak biały wyrostek emanujący z mięśnia z solidnym przyczepem do podstawy czaszki.
  8. Po zidentyfikowaniu mięśnia dwubrzuścowego przedniego i jego ścięgna, wyreguluj retraktor Weitlander, aby jeszcze bardziej cofnąć brzuch mięśniowy. Zauważ, że następnie odsłonięty obszar jest trójwymiarową przestrzenią, w której znajduje się główny pień nerwu twarzowego.
    UWAGA: Obszar ten jest ograniczony górnie i przyśrodkowo przez podstawę czaszki, bocznie przez przedni mięsień dwubrzuścowy, tylno-przyśrodkowo przez kanał słuchowy, a niżej przez struktury szyi, w tym tętnicę skroniową powierzchowną.
  9. Po odpowiedniej ekspozycji zidentyfikuj główny pień nerwu twarzowego, który przemieszcza się niżej od spodu ścięgna mięśnia dwubrzuścowego, gdzie wychodzi z otworu rylcowo-sutkowego z podstawy czaszki. Zauważ, że nerw wygląda jak perłowo-biały sznur, zamknięty w powięzi przyuszno-żwaczowej zwierzęcia. Zachowaj ostrożność podczas dalszego odsłaniania nerwu z następujących powodów.
    1. Unikaj agresywnego rozwarstwiania lub prostopadłych rozsiewów, aby uchronić się przed uszkodzeniem neuropraksji zależnym od rozciągania.
    2. Unikaj agresywnego rozwarstwiania skierowanego do tyłu i przyśrodkowo, aby zapobiec naruszeniu cienkich tkanek pokrywających kanał słuchowy, ponieważ może to wprowadzić florę ucha środkowego do pola operacyjnego.
    3. Unikaj uszkodzenia powierzchownej tętnicy skroniowej poprzez szerokie rozwarstwienie przyśrodkowe i skierowane niżej. Należy pamiętać, że uraz zostanie zidentyfikowany przez energiczne, pulsujące krwawienie.
      1. Jeśli tętnica jest uszkodzona, natychmiast uciskaj aplikatorem z bawełnianą końcówką lub sterylną gazą za pomocą kleszczy. Środki hemostatyczne lub płynny uszczelniacz fibrynowy można umieścić w pobliżu. Należy pamiętać, że zwierzę może wymagać podskórnego wstrzyknięcia 0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej w celu stabilizacji płynów.
  10. Prześledź główny pień dystalnie, preparując wzdłuż nerwu w dolnym kierunku, dystalnie od wyjścia otworu rylcowo-sutkowego.
    1. Przedłuż pierwotne nacięcie, aby umożliwić pełne odsłonięcie nerwu i jego gałęzi. Należy uważać, aby nie doszło do uszkodzenia ślinianki przyusznej, ponieważ może to spowodować pooperacyjne sialocele.
  11. Wywołaj pożądane wzorce urazów w następujący sposób.
    1. W przypadku zranienia zmiażdżeniem użyj kleszczyków jubilerskich o gładkiej powierzchni, aby mocno chwycić nerw i ścisnąć go9. Wywieraj stały i powtarzalny nacisk na nerw przez okres 30 sekund, aby zapewnić odpowiednie zmiażdżenie.
    2. Aby uzyskać prostą transsekcję, chwyć powięź leżącą nad nerwem lub bezpośrednim epineurium kleszczami o drobnych zębach i użyj ostrych mikronożyczek, aby czysto przeciąć nerw w żądanym miejscu za pomocą jednego cięcia. Uważaj, aby nie dopuścić do nadmiernego naciągnięcia nerwu za pomocą kleszczy.
    3. W przypadku modelu przerwy nerwowej należy utworzyć pożądaną przerwę nerwową, stosując podobną metodę jak w przypadku prostego uszkodzenia przecięcia. Użyj wysterylizowanego trzonka aplikatora z bawełnianą końcówką - przyciętego do żądanej długości szczeliny nerwowej - śródoperacyjnie, aby zapewnić podobieństwo wzoru obrażeń między zwierzętami.

5. Zamykanie ran

  1. Przepłukać ranę sterylną solą fizjologiczną i osuszyć sterylną gazą.
  2. Przybliż krawędzie skóry w prosty, podskórny sposób za pomocą wchłanialnych szwów lub użyj kleju do skóry lub klipsów do ran, które są również dopuszczalne do zamykania ran. Umieść zakopany ścieg, biorąc głęboki lub powierzchowny gryzienie jednej krawędzi skóry, a następnie kolejne powierzchowne lub głębokie ugryzienie przeciwległej krawędzi skóry.

6. Rekonwalescencja pooperacyjna

  1. Należy podać podskórne wstrzyknięcie niesteroidowego przeciwzapalnego leku przeciwbólowego (takiego jak 0,05 mg/kg buprenorfiny i 0,5 mg/kg karprofenu) w celu kontroli bólu pooperacyjnego. Wstrzyknięcie należy wykonać wzdłuż grzbietu zwierzęcia.
  2. Należy przerwać podawanie środka znieczulającego i pozwolić zwierzęciu na wdychanie tlenu przez dodatkowy 1 minutę.
  3. Umieść zwierzę w ogrzanej (za pomocą lampy grzewczej), aseptycznej klatce pozbawionej materiału ściółkowego, aby uniknąć przypadkowego połknięcia. Należy pamiętać, że zwierzę zazwyczaj wykazuje oznaki powrotu do zdrowia w ciągu 1-2 minut i może wydawać się zdezorientowane, z opóźnionym przywróceniem funkcji tylnych nóg.
  4. Umieść zwierzęta w klatkach w odpowiedniej jednostce trzymankowej i podaj pooperacyjne leki przeciwbólowe w dniu pooperacyjnym #1, aby zapewnić ciągłą profilaktykę przeciwbólową.
  5. Monitoruj zwierzęta 2 razy dziennie, aby ocenić objawy niedożywienia, podrażnienia rogówki lub infekcji miejsca operowanego i utrzymuj odpowiednie dzienniki chirurgiczne.
    1. Podawać 0,9% sterylnej soli fizjologicznej podskórnie, jeśli nastąpi znaczna utrata masy ciała.
    2. Codziennie nakładaj smarującą maść do oczu, aż do przywrócenia odruchu mrugania zwierzęcia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po początkowym zabiegu chirurgicznym wyróżnia się dwa główne rodzaje miar efektów: pomiary seryjne u żywego zwierzęcia oraz pomiary wymagające uśmiercenia zwierzęcia. Przykładami pomiarów seryjnych są testy elektrofizjologiczne, takie jak pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśnia30, ocena ruchomości mięśni twarzy za pomocą laserów lub wideografii9, a nawet powtarzalne obrazowanie na żywo odrastania nerwu twarzowego u fluorescencyjny...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Model uszkodzenia nerwu twarzowego szczura okazał się najbardziej wszechstronnym systemem oceny czynników neurotroficznych ze względu na jego dostępność chirurgiczną, wzór rozgałęzień i znaczenie fizjologiczne 27,29,33,34,35,36. Połączenie demonstracji wideo i zastosowania danych o zwierzętach transgenicznych otwiera nowe moż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

S.A.A. jest finansowany przez Amerykańską Akademię Chirurgii Plastycznej i Rekonstrukcyjnej Lesliego Bernsteina Grants Program.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1,8% izofluranVetOne13985-030-40
11-0 mikroszwy nylonoweAROSutureTK-117038
4-0 szew monokrylowyVWR75982-084
Buprenorfina SRZooPharmMIF 900-006
KarprofenSigma-AldrichMFCD00079028
ChlorheksydynaVWR
Kleszczyki jubilerskieVWR21909-458
Zwijacz Micro WeitlanerVWR82030-146
MikronożyczkiVWR100492-348
Mini nożyczki do tenotomiiVWR89023-522
Ostrze skalpela numer 15VWR102097-834
Mikroskop operacyjnyLeica
Żel pod oczy PetrolatumPharmadermB002LUWBEK
Sterylna wodaVWR89125-834
Klej tkankowyVetbond, 3MNC9259532
Podkładka pod przewód wodnyAqua Relief SystemARS2000B
BupiwakainaStosuj jako miejscowy środek przeciwbólowy
IC19135805

Bibliografia

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382(2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181(2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors' expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Regeneracja aksonalnamodel uszkodzenia nerwuzmia d enie nerwuprzeci cie nerwumodel przerwy w ci g o ci nerwuanaliza histomorfometrycznaszczur Thy1 GFPobrazowanie na ywo

Powiązane artykuły