Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Konwekcja wzmocniła dostarczanie optogenetycznego wektora wirusowego związanego z adenowirusem do kory mózgowej makaka rezusa pod nadzorem obrazów MRI online

6.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59232

⸱

23 maja 2019

 ,  ,  , 
1Departments of Bioengineering, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, 3Department of Electrical and Computer Engineering, University of Washington, 4Department of Physiology and Center for Integrative Neuroscience, University of California, San Francisco

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj pokazujemy wspomagane dostarczanie wektorów wirusowych do kory mózgowej za pomocą rezonansu magnetycznego (MR) jako skuteczne i uproszczone podejście do osiągnięcia ekspresji optogenetycznej w dużych obszarach korowych w mózgu makaka.

Streszczenie

W optogenetyce naczelnych (NHP) infekowanie dużych obszarów korowych wektorami wirusowymi jest często trudnym i czasochłonnym zadaniem. Tutaj demonstrujemy zastosowanie wspomaganego rezonansem magnetycznym (MR) wspomaganego konwekcji (CED) optogenetycznych wektorów wirusowych do pierwotnej kory somatosensorycznej (S1) i motorycznej (M1) makaków w celu uzyskania wydajnej, rozległej ekspresji korowej światłoczułych kanałów jonowych. Wektory wirusowe związane z adenowirusem (AAV) kodujące przesuniętą ku czerwieni opsynę C1V1 połączoną z białkiem żółtej fluorescencji (EYFP) wstrzyknięto do kory mózgowej makaków rezusów pod kontrolą MR. Trzy miesiące po infuzji obrazowanie epifluorescencyjne potwierdziło duże obszary ekspresji optogenetycznej (>130 mm2) w M1 i S1 u dwóch makaków. Co więcej, byliśmy w stanie zarejestrować wiarygodne reakcje elektrofizjologiczne wywołane światłem z obszarów odciągających za pomocą matryc mikroelektrokortykograficznych. Późniejsza analiza histologiczna i barwienie immunologiczne na reporterze ujawniły rozległą i gęstą ekspresję optogenetyczną w M1 i S1 odpowiadającą rozkładowi wskazanemu przez obrazowanie epifluorescencyjne. Technika ta pozwala nam uzyskać ekspresję na dużych obszarach kory mózgowej w krótszym czasie przy minimalnych uszkodzeniach w porównaniu z tradycyjnymi technikami i może być optymalnym podejściem do optogenetycznego dostarczania wirusa u dużych zwierząt, takich jak NHP. Podejście to wykazuje ogromny potencjał w zakresie manipulacji obwodami neuronalnymi na poziomie sieci ze specyficznością typu komórki w modelach zwierzęcych ewolucyjnie zbliżonych do ludzkich.

Wprowadzenie

Optogenetyka to potężne narzędzie, które pozwala na manipulowanie aktywnością neuronalną i badanie połączeń sieciowych w mózgu. Wdrożenie tej techniki u naczelnych (NHP) może potencjalnie poszerzyć naszą wiedzę na temat wielkoskalowych obliczeń neuronowych, funkcji poznawczych i zachowania w mózgu naczelnych. Chociaż optogenetyka została z powodzeniem wdrożona w NHP w ostatnich latach1,2,3,4,5,6,7, wyzwaniem, przed którym stoją naukowcy, jest osiągnięcie wysokiego poziomu ekspresji w dużych obszarach mózgu u tych zwierząt. W tym przypadku zapewniamy skuteczne i uproszczone podejście do osiągnięcia wysokiego poziomu ekspresji optogenetycznej na dużych obszarach kory mózgowej u makaków. Technika ta ma ogromny potencjał, aby ulepszyć obecne badania optogenetyczne na tych zwierzętach w połączeniu z najnowocześniejszymi technologiami nagrywania8,9 i stymulacji optycznej10.

Wspomagane dostarczanie konwekcyjne (CED) to sprawdzona metoda dostarczania środków farmakologicznych i innych dużych cząsteczek, w tym wektorów wirusowych, do ośrodkowego układu nerwowego11,12,13. Podczas gdy konwencjonalne metody dostarczania obejmują wiele infuzji o małej objętości rozprowadzanych w małych obszarach mózgu, CED może osiągnąć szerszą i bardziej równomierną dystrybucję środka przy mniejszej liczbie wlewów. Sterowany ciśnieniem przepływ płynu (konwekcja) podczas infuzji pozwala na szerszą i bardziej równomiernie rozłożoną transdukcję tkanki docelowej podczas dostarczania wektorów wirusowych z CED. W ostatnich badaniach wykazaliśmy transdukcję, a następnie ekspresję optogenetyczną dużych obszarów pierwotnej kory motorycznej (M1) i somatosensorycznej (S1)9 i thalamus14 przy użyciu CED sterowanego rezonansem magnetycznym (MR).

Tutaj opisujemy użycie CED do osiągnięcia ekspresji optogenetycznej w dużych obszarach korowych za pomocą zaledwie kilku wstrzyknięć korowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Uniwersytet Kalifornijski, San Francisco Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) i są zgodne z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych. Poniższą procedurę przeprowadzono na dwóch dorosłych samcach makaków rezusów w wieku 8 i 7 lat, o wadze odpowiednio 17,5 kg i 16,5 kg (małpa G i małpa J).

UWAGA: Stosuj standardowe techniki aseptyczne do wszystkich zabiegów chirurgicznych.

1. Obrazowanie podstawowe

  1. Uspokoić i zaintubować zwierzę i utrzymać znieczulenie ogólne pod izofluranem (stężenie zmieniało się od 0 do 5% w zależności od potrzeb, w zależności od parametrów życiowych, takich jak częstość oddechów i tętno). Monitoruj temperaturę zwierzęcia, tętno, nasycenie tlenem, reakcje elektrokardiograficzne i ciśnienie parcjalne CO2 na końcu oddechu przez cały czas trwania zabiegu.
  2. Umieść zwierzę w ramce stereotaktycznej zgodnej z MR (patrz tabela materiałów), w której będzie przebywać przez cały zabieg. Podłącz zwierzę do przenośnego aparatu izofluranowego kompatybilnego z rezonansem magnetycznym i przetransportuj je do skanera MRI (3 T).
  3. Uzyskaj standardowe obrazy anatomiczne MR T1 (kąt odwrócenia = 9°, czas powtórzenia = 256 x 256 x 45, rozmiar matrycy = 192 x 192 x 80, grubość warstwy = 1 mm) i T2 (kąt odwrócenia = 130°, czas powtórzenia/czas echa = 52,5, rozmiar matrycy = 256 x 256 x 45, grubość warstwy = 1 mm) jako punkt odniesienia i do planowania chirurgicznego.
  4. Odzyskaj zwierzę ze znieczulenia i przetransportuj je do pomieszczenia dla zwierząt.
  5. Użyj uzyskanych obrazów T1 i T2, aby określić umiejscowienie kraniotomii. Lokalizację kraniotomii można precyzyjnie określić, dopasowując obszar kory mózgowej będący przedmiotem zainteresowania z MR z atlasem mózgu makaków (Paxinos, Huang, Petride, Toga 2nd Edition). Ponadto te obrazy wyjściowe mogą zapewnić oszacowanie lokalizacji wlewu wirusa. Pokazane tutaj obszary korowe to M1 i S1.

2. Implantacja komory kompatybilnej z MR

  1. Uspokoić i zaintubować zwierzę i utrzymać znieczulenie ogólne ze standardowym monitorowaniem znieczulenia, jak w 1.1.
  2. Umieść zwierzę w ramie stereotaktycznej zgodnej z MR, w której pozostanie przez cały okres implantacji komory i dostarczania wektora wirusowego. Podłącz zwierzę do przenośnej maszyny do izofluranu kompatybilnej z rezonansem magnetycznym.
  3. Wykonaj nacięcie strzałkowe około 2 cm od linii środkowej o długości około 5 cm za pomocą skalpela.
  4. Usuń leżącą pod spodem tkankę miękką z czaszki za pomocą podnośników (patrz Tabela materiałów).
  5. Wykonać kraniotomię kołową (o średnicy 2,5 cm), aby pokryć wcześniej zaplanowane trajektorie wstrzyknięć za pomocą trepanacji (patrz tabela materiałów).
    1. Obniż punkt środkowy trepanacji poza krawędź trepaniny. Utwórz wgłębienie w środku planowanej kraniotomii wystarczająco głęboko w czaszce, aby zakotwiczyć trepanację za pomocą regulowanego punktu centrującego trepanacji. Zachowaj ostrożność, aby uniknąć całkowitej penetracji przez głębokość czaszki, ponieważ może to spowodować uszkodzenie leżącej poniżej tkanki nerwowej.
    2. W razie potrzeby należy okresowo przepłukiwać obszar solą fizjologiczną, aby utrzymać wilgotność tkanek przez cały czas kraniotomii.
    3. Po wykonaniu środka opuść trepanację na czaszkę i obracaj trepanację zgodnie z ruchem wskazówek zegara i przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, jednocześnie wywierając nacisk w dół, aż będzie można usunąć kościaną osłonę za pomocą kleszczy. Zachowaj ostrożność, aby uniknąć uszkodzenia leżącej pod spodem tkanki za pomocą trefiny.
  6. Przeciągnij cienki szew (rozmiar 6-0) przez oponę twardą w środku kraniotomii i unieś oponę twardą, delikatnie pociągając szew od powierzchni mózgu, tworząc namiot w środku kraniotomii.
  7. Następnie nakłuj oponę twardą blisko środka namiotu za pomocą cienkich nożyczek okulistycznych, aby uniknąć uszkodzenia mózgu. Następnie przetnij oponę twardą od środka do krawędzi kraniotomii i kontynuuj wzdłuż krawędzi cienkimi nożyczkami okulistycznymi.
  8. Zamontuj cylindryczną, wykonaną na zamówienie komorę kompatybilną z CED MR (Rysunek 1; patrz sekcja 4, aby uzyskać instrukcje produkcji) do czaszki na szczycie kraniotomii, aby zapewnić podparcie kaniuli podczas infuzji CED, tak aby krzywizna kołnierza komory dobrze pokrywała się z krzywizną czaszki.
  9. Przymocuj implanty do czaszki za pomocą plastikowych i akrylu dentystycznego lub kilku tytanowych.

3. Dostarczanie wektorów wirusowych

  1. Wkrótce po wszczepieniu komory zgodnej z MR i włożeniu siatki iniekcyjnej kaniuli (Rysunek 1A-B, Rysunek Uzupełniający 1) do komory, napełnij siatkę solą fizjologiczną (0,9% NaCl) w celu wizualizacji miejsc wstrzyknięć za pomocą obrazów anatomicznych MR i wypełnij jamy komory mokrą, sterylną wchłanialną żelatyną, aby utrzymać wilgoć w mózgu (Rysunek 1F).
  2. Przykryj skórę i cylinder sterylną obłożą do nacinania przeciwbakteryjnego, aby zachować sterylność cylindrów podczas transportu i infuzji MR. Umieścić kapsułkę z witaminą E w taki sposób, aby oznaczyć górną część siatki do wstrzykiwań w celu uzyskania pozytywnej identyfikacji.
  3. Podczas gdy zwierzę pozostaje zaintubowane, odłącz rurkę dotchawiczą od obwodu znieczulającego i ponownie podłącz ją do przenośnego urządzenia do izofluranu kompatybilnego z rezonansem magnetycznym i przetransportuj zwierzę do skanera MRI.
  4. Uzyskaj obrazy T1 (kąt odwrócenia = 9°, czas powtarzania/czas echa = 668,6, rozmiar matrycy = 192 x 192, grubość warstwy = 1 mm, 80 warstw), aby obliczyć odległość od górnej części siatki iniekcyjnej i powierzchni kory mózgowej. Kapsułka z witaminą E jest wyraźnie widoczna na obrazach T1 i powinna być używana jako marker górnej części siatki iniekcyjnej (Rysunek 2A). Użyj linijki w oprogramowaniu do obrazowania MR, aby zmierzyć odległość między górną krawędzią siatki iniekcyjnej a powierzchnią kory mózgowej.
  5. Uzyskaj obrazy T2 (kąt odwrócenia = 130°, czas powtarzania/czas echa = 52,5, rozmiar matrycy = 256 x 256, grubość warstwy = 1 mm, 45 warstw), aby określić optymalne prowadnice kaniuli dla każdego miejsca w oparciu o docelowe miejsce infuzji (ryc. 2B-C). Jak wspomniano wcześniej, siatka kaniuli jest wypełniona solą fizjologiczną, która jest najlepiej widoczna na obrazach T2. Korzystając z oprogramowania do obrazowania MR, przewiń płaszczyznę czołową i strzałkową, aby znaleźć docelowe miejsce infuzji.
  6. Po rozmrożeniu wektora wirusowego przez kilka godzin w temperaturze pokojowej, wymieszaj wektor wirusowy ze środkiem kontrastowym MR gadoteridol (stosunek 250:1; 2mM Gd-DTPA, patrz tabela materiałów) za pomocą pipety lub mieszania wirowego.
    nuta: Przedstawiona technika została przetestowana dla wektorów AAV z promotorem CamKIIa napędzającym ekspresję C1V1 skondensowaną z EYFP (AAV2.5-CamKII-C1V1-EYFP, miano: 2,5 x 1012 cząsteczek wirusa/ml; patrz tabela materiałów).
  7. Załaduj zmieszanego wirusa do wysokociśnieniowej rurki dożylnej o pojemności 0,2 ml (patrz Tabela materiałów).
  8. Stwórz sterylne pole poza skanerem MR do przygotowania linii do infuzji wirusa.
  9. Za pomocą wysokociśnieniowego przewodu dożylnego podłącz długi przedłużacz (około 3-5 metrów, w zależności od położenia pompy infuzyjnej w stosunku do otworu MR) do strzykawki o pojemności 3 ml zgodnej z MR i zalać solą fizjologiczną.
  10. Podłącz dystalny koniec długiej linii przedłużającej do bliższego końca rurki dożylnej o pojemności 0,2 ml wypełnionej wirusem i przymocuj kaniulę odporną na refluks z końcówką o stopniku 1 mm (Rysunek 2D; patrz sekcja 5, aby zapoznać się z instrukcją produkcji kaniuli) do dystalnego końca tego zespołu za pomocą łącznika cewnika w stylu zacisku (patrz tabela materiałów) (Rysunek 2E).
  11. Na koniec umieścić strzykawkę w pompie zgodnej z MR (patrz Tabela materiałów). Umieść sterownik pompy w sterowni skanera, ponieważ nie jest on kompatybilny z MR.
  12. Korzystając z uzyskanych wcześniej wyjściowych anatomicznych obrazów MR, wybierz lokalizację siatki iniekcyjnej kaniuli i głębokość wprowadzenia potrzebną do dotarcia do docelowego miejsca infuzji. Zaznacz głębokość wprowadzenia na kaniuli za pomocą sterylnej taśmy.
  13. Rozpocząć infuzję z szybkością 1 μl/min i wizualnie sprawdzić przepływ płynu w przewodzie infuzyjnym, obserwując wypływ płynu z końcówki kaniuli.
  14. Wprowadzić kaniulę ręcznie przez siatkę iniekcyjną na docelową głębokość, utrzymując przepływ w linii infuzyjnej, ponieważ zapobiegnie to zatykaniu się kaniuli przez penetrowaną tkankę podczas wprowadzania.
  15. Uzyskuj szybkie (2 minuty) obrazy ważone błyskiem T1 (kąt odwrócenia = 30°, czas powtarzania/czas echa = 3,05, rozmiar matrycy = 128 x 128, grubość warstwy = 1 mm, 64 warstwy) w celu monitorowania online infuzji wektora wirusowego.
  16. Po wstrzyknięciu ~10 μl wektora tak, aby wprowadzić wystarczającą ilość wirusa do wykrycia w skanerze MR, uzyskaj obrazy MR w celu zweryfikowania prawidłowego umieszczenia kaniuli, co jest widoczne na podstawie obserwowanego rozprzestrzeniania się wirusa. Jeśli głębokość wprowadzonej kaniuli jest nieprawidłowa, wyreguluj odpowiednio głębokość lub powoli wyjmij kaniulę i ponów próbę włożenia, jak w ppkt 3.12.
  17. Monitoruj infuzję za pomocą wskazówek obrazów MR online (flash T1 zależny) i zwiększaj szybkość infuzji do 5 μL/min o 1 μL/min co kilka minut (Rysunek 3A).
  18. Po wstrzyknięciu około 40 μl wektora wirusowego należy rozpocząć zmniejszanie szybkości infuzji o 1 μl/min i przerwać infuzję po wstrzyknięciu ~50 μl i pozostawić kaniulę na miejscu na 10 minut.
  19. Powoli wyjmij kaniulę z mózgu i przejdź do następnego miejsca. Powtórz kroki od 3.9 do 3.19 dla każdej lokalizacji.
  20. Pod koniec wstrzyknięć, przed transportem zwierzęcia, należy przykryć cylinder sterylną serwetą. Następnie przetransportuj zwierzę z powrotem na salę operacyjną.
  21. Albo eksplantować komorę kompatybilną z MR i zamknąć nacięcie chirurgiczne, wymieniając płat kostny i leżący nad nim mięsień oraz zszywając skórę przy użyciu standardowych technik aseptycznych, albo zastąp komorę tytanowym cylindrem i sztuczną oponą twardą (patrz Yazdan-Shahmorad i in. 20169) w celu rejestracji i stymulacji neuronalnej.

4. Produkcja komorowa kompatybilna z MR

  1. Wykonać nylonową siatkę iniekcyjną kaniuli (rysunek 1A-B), obrabiając ją zgodnie z określonymi wymiarami (rysunek uzupełniający 1).
  2. Wydrukuj w 3D cylinder kompatybilny z MR z akrylonitrylu butadienu i styrenu (tworzywo ABS0 (rysunek 1C-E) (patrz plik uzupełniający 1–3; patrz tabela materiałów dla drukarki 3D i materiałów).
    nuta: Jedna konstrukcja utrzymuje stałą siatkę wtrysku kaniuli w cylindrze kompatybilnym z MR (Rysunek 1C), podczas gdy inna pozwala na obracanie siatki, rozszerzając obszar iniekcji (Rysunek 1D-E).
  3. Nawlecz siatkę do wstrzykiwań kaniuli i postukaj w odpowiednią wnękę komory kompatybilnej z MR tak, aby oba elementy wykazywały ten sam gwint.
    nuta: Można zastosować dowolny rodzaj gwintowania, pod warunkiem, że oba elementy mają ten sam gwint.
  4. Włóż nylonową siatkę iniekcyjną kaniuli, wkręcając ją w gwintowany otwór cylindra kompatybilnego z MR.

5. Produkcja kaniuli odpornych na refluks13

  1. Wytnij rurkę krzemionkową o długości 30 cm z średnicą wewnętrzną 0.32 mm i średnicą zewnętrzną 0.43 mm dla wewnętrznej rurki krzemionkowej (patrz tabela materiałów) za pomocą żyletki.
  2. Wytnij rurkę krzemionkową o długości 7.5 cm i długości 5 cm z średnicą wewnętrzną 0.45 mm i średnicą zewnętrzną 0.76 mm dla zewnętrznej rurki krzemionkowej (patrz tabela materiałów).
  3. Przyklej rurkę zewnętrzną o długości 7,5 cm do rurki wewnętrznej o średnicy 30 cm za pomocą cyjanoakrylanu tak, aby rura wewnętrzna wystawała 1 mm poza rurę zewnętrzną, tworząc stopień odporny na refluks (Rysunek 2D). Aby upewnić się, że cyjanoakrylan nie dostanie się do wnętrza rurki wewnętrznej, umieść cyjanoakrylan na zewnątrz rurki wewnętrznej, z dala od końcówki kaniuli.
  4. Wklej rurkę krzemionkową o długości 5 cm na drugi koniec rurki wewnętrznej w celu zamocowania do złącza cewnika w stylu zacisku (patrz krok 3.10).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Konwekcyjne dostarczanie leków (CED) pod kontrolą MRI

Rozprzestrzenianie się wektora wirusowego monitorowano podczas infuzji CED pod kontrolą obrazowania MR w czasie rzeczywistym (Rycina 3A). W badaniu tym celem były obszary S1 i M1 u dwóch małp (Rycina 3B). Trójwymiarowe objętości dystrybucji oszacowano w analizie post-hoc obrazów MR (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym miejscu przedstawiamy wykonalną i skuteczną technikę osiągania ekspresji optogenetycznej na dużą skalę w pierwotnej korze somatosensorycznej i ruchowej NHP za pomocą CED pod kontrolą MR. Zastosowanie CED pod kontrolą rezonansu magnetycznego ma znaczącą przewagę nad tradycyjnymi metodami infuzji wirusa w mózgu NHP. Jedną z takich zalet jest zdolność do osiągania ekspresji na dużych obszarach przy mniejszej liczbie wymaganych naparów. Na przykład, przy konwencjonalnych metodach, wielokrotne wstrzyknięcia 1-2 μl wekto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

PNS ma udziały finansowe w Neuralink Corp., spółce, która opracowuje terapie kliniczne wykorzystujące stymulację mózgu.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez American Heart Association postdoctoral fellowship (AY), Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) Reorganization and Plasticity to Accelerate Injury Recovery (REPAIR; N66001-10-C-2010), R01. NS073940 oraz przez Centrum Obrazowania Neurologicznego UCSF. Prace te były również wspierane przez Narodowy Instytut Zdrowia Dziecka i Rozwoju Człowieka im. Eunice Kennedy Shiver w Narodowym Instytucie Zdrowia w ramach Nagrody Numer K12HD073945, Waszyngtońskie Narodowe Centrum Badań nad Naczelnymi (WaNPCR, P51 OD010425) oraz Centrum Neurotechnologii (CNT, Centrum Badań Inżynieryjnych Narodowej Fundacji Nauki w ramach grantu EEC-1028725). Dziękujemy Camilo Diaz-Botia, Timowi Hansonowi, Viktorowi Kharazii, Danielowi Silversmithowi, Karen J. MacLeod, Julianie Milani i Blakely Andrews za pomoc w eksperymentach oraz Nan Tian, Jiwei He, Peterowi Ledochowitschowi, Michelowi Maharbizowi i Toni Haun za pomoc techniczną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,2 ml wysokociśnieniowe rurki dożylneSmiths Medical Inc., Dublin, OH, USA533640
0,32 mm ID, 0,43 mm OD Rurki krzemionkowePolymicro Technologies1068150027
0,45 mm ID, 0,76 mm OD Rurki krzemionkowePolymicro Technologies1068150625
AAV2.5-CamKII-C1V1-EYFPPenn Vector Core, University of Pennsylvania
ABS plastikStratasys, MN, USAABSplus-P430
Antybakteryjna serweta do nacinania3M6650EZIoban
Drape Dental AcrylicHenry Schein, Inc.1013117Akrylowy środek
wiążący WindyVWR International, LLC.10196-564Langenbeck Elevator, szeroki szew
cienkiMcKesson Medical-Surgical Inc.
GadoteridolProhance, Bracco Diagnostics, Princeton, NJ0270-1111-04
Laser do stymulacji światłemOmicron-Laserage, NiemcyKompatybilna z PhoxX 488-60
MR Strzykawka 3 ccAparat Harvard, Holliston, MA, USA59-8377
Oprogramowanie do obrazowania MRKompatybilny z PixmeoOsiriX MD 10.0
MR Pompa Aparatura Harvard, Holliston, MA, USAHarvard PHD 2000
Rama stereotaktyczna kompatybilna z MRKOPF1430M MRI
Perifix Clamp Style Złącze cewnikaB-Braun, Betlejem, PA, USAdotyczy
plastikoweTworzywa sztuczne 10-80 x 1/8Nnylonowe
tytanoweCrist Instrument Co., Inc.6-YCX-0312Wkręty samogwintujące do kości
TrephineGerMedUSA Inc,SKU:GV70-42
Drukarka 3D uPrinter SEStratasys, MN, USAN/A
Witamina E w kapsułkachPure Encapsulations, LLC.DE1
Mokry, sterylna, wchłanialna żelatynaPfizer Inc.AZL0009034201Pianka żelowa
1034505 Nie

Bibliografia

  1. Ruiz, O., et al. Optogenetics through windows on the brain in the nonhuman primate. Journal of Neurophysiology. 110 (6), 1455-1467 (2013).
  2. Diester, I., et al. An optogenetic toolbox designed for primates. Nature Neuroscience. 14 (3), 387-397 (2011).
  3. Ohayon, S., Grimaldi, P., Schweers, N., Tsao, D. Y. Saccade modulation by optical and electrical stimulation in the macaque frontal eye field. Journal of Neuroscience. 33 (42), 16684-16697 (2013).
  4. Gerits, A., et al. Optogenetically induced behavioral and functional network changes in primates. Current Biology. 22 (18), 1722-1726 (2012).
  5. Jazayeri, M., Lindbloom-Brown, Z., Horwitz, G. D. Saccadic eye movements evoked by optogenetic activation of primate V1. Nature Neuroscience. 15 (10), 1368-1370 (2012).
  6. Dai, J., Brooks, D. I., Sheinberg, D. L. Optogenetic and electrical microstimulation systematically bias visuospatial choice in primates. Current Biology. 24 (1), 63-69 (2014).
  7. Afraz, A., Boyden, E. S., DiCarlo, J. J. Optogenetic and pharmacological suppression of spatial clusters of face neurons reveal their causal role in face gender discrimination. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (21), 6730-6735 (2015).
  8. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  10. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biology. 16 (8), e2005839(2018).
  11. Bankiewicz, K. S., et al. Convection-enhanced delivery of AAV vector in parkinsonian monkeys; in vivo detection of gene expression and restoration of dopaminergic function using pro-drug approach. Experimental Neurology. 164 (1), 2-14 (2000).
  12. Kells, A. P., et al. Efficient gene therapy-based method for the delivery of therapeutics to primate cortex. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (7), 2407-2411 (2009).
  13. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  14. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  15. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in non-human primates. Elife. 7, (2018).
  16. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in non-human primates. SPIE BiOS. , (2015).
  17. Lerchner, W., Corgiat, B., Der Minassian, V., Saunders, R. C., Richmond, B. J. Injection parameters and virus dependent choice of promoters to improve neuron targeting in the nonhuman primate brain. Gene Therapy. 21 (3), 233-241 (2014).
  18. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), E7297-E7306 (2016).
  19. Bobo, R. H., et al. Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (6), 2076-2080 (1994).
  20. Lieberman, D. M., Laske, D. W., Morrison, P. F., Bankiewicz, K. S., Oldfield, E. H. Convection-enhanced distribution of large molecules in gray matter during interstitial drug infusion. Journal of Neurosurgery. 82 (6), 1021-1029 (1995).
  21. Lonser, R. R., Gogate, N., Morrison, P. F., Wood, J. D., Oldfield, E. H. Direct convective delivery of macromolecules to the spinal cord. Journal of Neurosurgery. 89 (4), 616-622 (1998).
  22. Szerlip, N. J., et al. Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles. Journal of Neurosurgery. 107 (3), 560-567 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Optogenetyczne wektory wirusoweinfuzja pod kontrol MRwirus towarzysz cy adenowirusomopsyna C1V1 EYFPkora ma py makaka rezusaobrazowanie MRI w czasie rzeczywistymsiatka do iniekcji kaniulobrazowanie epifluorescencyjneanaliza histologiczna
Konwekcja wzmocniła dostarczanie optogenetycznego wektora wirusowego związanego z adenowirusem do kory mózgowej makaka rezusa pod nadzorem obrazów MRI online
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.