Artykuł metodologiczny

Składanie złotych nanoprętów w chiralne metamolekuły plazmoniczne za pomocą szablonów DNA Origami

10.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59280

⸱

5 marca 2019

 ,  , 
1Department of Neuroscience and Biomedical Engineering, Aalto University School of Science, Aalto FI-00076, 2Faculty of Chemical Engineering, Ho Chi Minh City (HCMC) University of Technology, Vietnam National University - Ho Chi Minh City (VNU-HCM), Ho Chi Minh City 700000

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy szczegółowy protokół opartego na origami łączenia złotych nanoprętów w chiralne metamolekuły plazmoniczne z silnymi reakcjami chiroptycznymi. Protokół nie ogranicza się do konfiguracji chiralnych i może być łatwo dostosowany do wytwarzania różnych architektur plazmonicznych.

Streszczenie

Adresowalność struktur origami DNA sprawia, że są one idealnymi szablonami do układania nanocząstek metalu w złożone nanostruktury plazmoniczne. Wysoka precyzja przestrzenna szablonowego złożenia DNA origami pozwala na kontrolowanie sprzężenia między rezonansami plazmonicznymi poszczególnych cząstek oraz umożliwia dostosowanie właściwości optycznych konstruowanych nanostruktur. Ostatnio chiralne systemy plazmoniczne przyciągnęły wiele uwagi ze względu na silną korelację między konfiguracją przestrzenną zespołów plazmonicznych a ich reakcjami optycznymi (np. dichroizm kołowy [CD]). W tym protokole opisujemy cały proces generowania chiralnych zestawów nanoprętów złota (AuNR) opartych na origami DNA. Protokół zawiera szczegółowy opis zasad projektowania i procedur eksperymentalnych dotyczących wytwarzania matryc origami DNA, syntezy AuNR i montażu struktur origami-AuNR. Ponadto uwzględniono charakterystykę struktur za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej (TEM) i spektroskopii CD. Opisany protokół nie ogranicza się do konfiguracji chiralnych i może być dostosowany do budowy różnych architektur plazmonicznych.

Wprowadzenie

Nanostruktury DNA, w szczególności origami DNA, były szeroko stosowane do porządkowania cząsteczek i innych komponentów w nanoskali (np. białek i nanocząstek [NPs]), z nanometrową precyzją w niemal dowolne geometrie1,2,3,4,5. Zdolność do układania metalowych nanocząsteczek na matrycach origami DNA z wysoką wydajnością i dokładnością umożliwia wytwarzanie struktur plazmonicznych o nowatorskich właściwościach optycznych6,7,8,9,10. Technika origami DNA jest szczególnie przydatna do generowania chiralnych struktur plazmonicznych, które wymagają prawdziwie trójwymiarowych architektur11,12,13,14,15,16,17,18,19,20.

Ten protokół szczegółowo opisuje cały proces wytwarzania chiralnych zestawów AuNR z szablonami DNA origami. Oprogramowanie używane do projektowania21 i przewidywania struktury22,23 origami DNA jest intuicyjne i swobodnie dostępne. Produkcja origami i synteza AuNR wykorzystują powszechny sprzęt laboratoryjny biochemiczny (np. termocyklery, elektroforeza żelowa, płyty grzejne, wirówki). Struktury są charakteryzowane za pomocą standardowej spektroskopii TEM i CD.

Wytwarzanie podobnych plazmonicznych nanostruktur metodami odgórnymi (np. litografia wiązką elektronów) wymagałoby raczej skomplikowanego i drogiego sprzętu. Ponadto szablony origami DNA dają możliwość włączenia rekonfiguracji strukturalnej w zespołach plazmonicznych24,25,26,27,28,29,30,31,32, 33, co jest niezwykle trudne dla struktur wykonanych technikami litografii. W porównaniu z innymi podejściami opartymi na molekularnych34,35,36,37, produkcja DNA oparta na origami zapewnia wysoki poziom precyzji przestrzennej i programowalności.

Protokół

1. Projekt origami DNA

  1. Zidentyfikuj pożądany względny układ przestrzenny AuNR i odpowiedni kształt matrycy origami DNA (Rysunek 1A). Oszacuj parametry konstrukcyjne AuNR i szablonów origami. Zlokalizuj przybliżone pozycje zszywek, które wymagają dalszej modyfikacji (Rysunek 1B).
  2. Pobierz i zainstaluj caDNAno18, aby zaprojektować szablon origami DNA. W caDNAno poprowadź rusztowanie i pasma zszywek zgodnie z pożądanym kształtem szablonu i wygeneruj sekwencję pasm zszywek, klikając narzędzie Seq. Kliknij narzędzie Paint Tool i zaznacz pasma zszywek, które wymagają dalszej modyfikacji (Rysunek 1C).
  3. Kliknij narzędzie Eksportuj, aby wyeksportować sekwencje zszywek DNA (Rysunek 1C) do pliku .csv.
  4. Zaprojektuj dwużyłowe zamki, aby ustalić kąt Θ między dwiema wiązkami origami. W zależności od względnej orientacji dwóch wiązek, konstrukt origami może dostosować do lewo- lub praworęcznej (LH/RH) chiralnej konfiguracji przestrzennej (Rysunek 1B).
  5. Zaimportuj plik .csv zszywek do aplikacji arkusza kalkulacyjnego. Dodaj sekwencję polyA10 na końcu zszywek używanych do montażu AuNR (uchwytów). Zmodyfikuj pasma zszywek w zaprojektowanych miejscach zamka za pomocą sekwencji blokad.
    UWAGA: Zespoły w reprezentatywnych wynikach zawierają 36 uchwytów wystających na końcu 3' nici zszywek, 18 na każdym pakiecie origami DNA, równomiernie rozmieszczonych na dwóch równoległych helisach co 21 nt. Odległość między pierwszą a ostatnią pozycją uchwytu wynosi 168 nt, około 57 nm (patrz załączony plik caDNAno).

2. Składanie szablonów origami DNA

  1. Przygotować zapas roboczy pasm zszywek (SM), w tym pasm z uchwytami i zamkami, mieszając równe ilości znormalizowanych pod względem stężenia oligonukleotydów zszywkowych (np. 100 μM).
    UWAGA: Struktury origami zwykle zawierają kilkaset pasm zszywek. Zszywki są zwykle kupowane od dostawców specjalizujących się w chemicznej syntezie oligonukleotydów DNA na płytkach wielodołkowych (np. 96-dołkowych).
  2. Aby uzyskać 500 μl origami 10 nM, wymieszaj 50 μl Tris-EDTA (TE, 10x), 100 μl MgCl2 (100 mM), 25 μL NaCl (100 mM), 175 μL H2O, 100 μL SM (0,5 μM), 5 μL nici blokujących (5 μM) i 50 μl rusztowania (100 nM).
  3. Wyżarzać mieszaninę w termocyklerze w temperaturze od 80 °C do 20 °C, jak opisano w tabeli 1.

3. Oczyszczanie DNA origami

UWAGA: Ta sekcja opisuje protokół oczyszczania żelu agarozowego. Matryce origami DNA można również oczyścić przy użyciu alternatywnych metod38,39.

  1. Aby uzyskać 1% żelu, rozpuść 1 g agarozy w 100 ml Tris-boran-EDTA (TBE, 0,5x), podgrzewając mieszaninę w kuchence mikrofalowej. Dodaj 10 μl 10 000x barwienia DNA zgodnie ze specyfikacją barwienia. Aby zminimalizować ekspozycję na światło UV na etapie ekstrakcji (krok 3.6), użyj barwienia DNA, które można uwidocznić pod wpływem niebieskiego wzbudzenia.
  2. Schłodzić roztwór do temperatury około 40 °C i powoli dodawać 1 ml MgCl2 (1,3 M), wstrząsając. Odlewać żel i inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej.
  3. Ustawić urządzenie do elektroforezy i wlać zimny (4 °C) bufor do pracy (0,5x TBE z 11 mM MgCl2) do pudełka żelowego. Umieść pudełko z żelem w lodowatej kąpieli wodnej.
  4. Dodaj bufor ładujący do próbek origami (6x bufor ładujący zawiera 15% polisacharozy 400 i 0,25% błękitu bromofenolowego w wodzie). Załaduj próbki do studzienek o odpowiedniej objętości zgodnie z użytym grzebieniem (np. 50 μl dla grzebienia 8-dołkowego o grubości 1,5 mm).
  5. Uruchomić elektroforezę na 2 godziny przy napięciu 80 V.
    UWAGA: Aby scharakteryzować origami i oddzielić strukturę otwartą od zamkniętej, użyj 2% żelu zamiast 1% i wydłuż czas pracy do 4 godzin.
  6. Zobrazuj żel za pomocą imagera żelowego (Rysunek 2). Użyj transiluminatora niebieskiego światła, aby uwidocznić opaski, przetnij opaskę origami, rozbij żel na parafilmie i wyekstrahuj płyn. Wydajność odzysku wynosi około 40%.
  7. Odpipetować ciecz do filtra odśrodkowego i wirować z prędkością 3 000 x g przez 5 minut. Zmierzyć absorpcję roztworu origami przy 260 nm za pomocą spektrometru UV-VIS. Oszacuj stężenie origami za pomocą współczynnika ekstynkcji 1,3 x 108 M-1·cm-1,
    UWAGA: Typowe stężenie roztworu origami po oczyszczeniu żelem agarozowym wynosi 1-2 nM.
  8. Oczyszczone szablony origami należy przechowywać w temperaturze 4 °C do późniejszego wykorzystania.

4. Synteza nanoprętów złota

UWAGA: Protokół syntezy AuNR jest zaadaptowany z poprzedniej literatury40 z niewielkimi modyfikacjami.

  1. Umyj wszystkie szklane naczynia wodą królewską przez 5 minut, spłucz je wodą, poddaj sonikacji ultraczystą wodą i wysusz przed użyciem.
  2. Przygotować 0,2 M bromek heksadecylotrimetyloamoniowy (CTAB), 1 mM HAuCl4, 4 mM AgNO3, 64 mM kwasu L(+)-askorbinowego i 6 mM NaBH4. Do rozpuszczenia NaBH4 należy użyć zimnej wody (4 °C) i przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C. Roztwór kwasu askorbinowego musi być świeżo przygotowany.
    UWAGA: CTAB jest niebezpieczny w przypadku kontaktu ze skórą (działanie drażniące), kontaktu z oczami (działanie drażniące), spożycia i wdychania. Nosić odpowiednią odzież ochronną. W przypadku niewystarczającej wentylacji należy nosić odpowiedni sprzęt do oddychania. NaBH4 jest niezwykle niebezpieczny w przypadku kontaktu ze skórą (działanie drażniące), kontaktu z oczami (działanie drażniące), spożycia i wdychania. Nosić okulary przeciwbryzgowe, fartuch laboratoryjny, rękawice oraz respirator parowy i przeciwpyłowy. Upewnij się, że używasz zatwierdzonego/certyfikowanego respiratora lub jego odpowiednika.
  3. Przygotuj nasiona Au.
    1. Dodać 500 μl CTAB (0,2 M), 250 μl ultraczystej wody i 250 μl HAuCl4 (1 mM) do szklanej fiolki. Mieszać z prędkością 450 obr./min w temperaturze pokojowej przez 5 min.
    2. Zwiększ szybkość mieszania do 1 200 obr./min. Dodać 100 μl zimnego roztworu NaBH4 (6 mM, 4 °C). Po 2 minutach przerwać mieszanie i inkubować roztwór w łaźni wodnej o temperaturze 30 °C przez 30 minut przed użyciem.
  4. Przygotuj AuNR.
    1. Rozpuścić 0,55 g CTAB i 0,037 g kwasu 2,6-dihydroksybenzoesowego w 15 ml ciepłej wody (60-65 °C) w kolbie okrągłodennej. Schłodzić roztwór do temperatury 30 °C, dodać 600 μl AgNO3 (4 mM) i mieszać z prędkością 450 obr./min przez 2 min. Następnie pozostawić roztwór w spokoju przez 15 minut w temperaturze 30 °C.
    2. Dodać 15 ml HAuCl4 (1 mM) do roztworu i mieszać z prędkością 450 obr./min przez 15 min. Dodać 120 μl kwasu L(+)-askorbinowego (64 mM), a następnie natychmiast mieszać z prędkością 1200 obr./min przez 30 s. Dodać 12 μl nasion Au i mieszać z prędkością 1200 obr./min przez 30 s.
    3. Roztwór inkubować w łaźni wodnej w temperaturze 30 °C przez 18 godzin. Nie należy naruszać roztworu i zamknąć kolbę za pomocą nakrętki.
    4. Otrzymany roztwór przenieść do probówek wirówkowych i odwirować przy 9 500 x g przez 12 minut w temperaturze 20 °C. Odrzucić supernatant, rozproszyć osad w 20 ml ultraczystej wody i wykonać jeszcze jeden etap wirowania.
    5. Rozproszyć końcowe osadki w 3 ml wody destylowanej. Oszacuj stężenie AuNR na podstawie pomiaru absorpcji UV-VIS przy użyciu współczynnika ekstynkcji dla podłużnego rezonansu plazmonowego. Współczynnik ekstynkcji można przewidzieć za pomocą parametrów kształtu AuNR41. Przechowywać AuNR w temperaturze 4 °C do dalszego wykorzystania.

5. Funkcjonalizacja złotych nanoprętów z jednoniciowym DNA

UWAGA: Ta sekcja opisuje protokół funkcjonalizacji AuNR za pomocą jednoniciowego DNA (ssDNA), zgodnie z tzw. niską ścieżką pH zaadaptowaną z poprzedniej literatury42. AuNR pokryte DNA są oczyszczane przez odwirowanie; Alternatywnie oczyszczanie można przeprowadzić za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym.

  1. Inkubować 20 μl funkcjonalizowanych tiolem nici poliT DNA (1 mM) z 20 μl świeżo przygotowanego chlorowodorku tris(2-karboksetylo)fosfiny (TCEP, 14 mM) przez 1 godzinę w celu redukcji wiązań dwusiarczkowych.
    UWAGA: Grupy tiolowe tworzą wiązania z AuNR, a sekwencja polyT hybrydyzuje z uchwytem polyA10 na origami, w którym zbyt wiele lub zbyt mało par zasad może prowadzić do nieprawidłowego działania lub niestabilnego montażu.
    UWAGA: TCEP może powodować poważne oparzenia skóry i uszkodzenia oczu. Nosić rękawice ochronne/odzież ochronną/ochronę oczu/ochronę twarzy.
  2. Zmieszać 150 μl AuNR (10 nM) i 40 μl tiol-DNA poddanego działaniu TCEP (0,5 mM). Dodać 1% dodecylosiarczanu sodu (SDS) do roztworu AuNR, aby osiągnąć końcowe stężenie SDS 0,05%. Dostosuj pH do 2,5-3 za pomocą ~1 μL HCl (1 M).
  3. Inkubować przez 2 godziny, wytrząsając z prędkością 70 obr./min.
    UWAGA: Stosunek AuNR do DNA powinien być rzędu 1:5 000-15 000, w zależności od wielkości pręcików. Dla AuNR (70 nm x 30 nm) przygotowanych zgodnie z protokołem opisanym w sekcji 4 zaleca się 13 000 nadmiaru tiol-DNA.
  4. Dodaj NaCl, aby osiągnąć ostateczną koncentrację NaCl wynoszącą 0,5 M i inkubuj przez 4 godziny w temperaturze pokojowej, wytrząsając z prędkością 70 obr./min.
    UWAGA: Zmiana koloru na tym etapie może wskazywać na nieudaną funkcjonalizację DNA.
  5. Dostosuj pH do ~8,5 za pomocą buforu TBE (10x) i inkubuj przez noc.
  6. Przepłukać DNA-AuNRs 4x, mieszając próbki z 1 ml buforu płuczącego (0,5x TBE z 0,1% SDS) i odwirować przy 7 000 x g przez 30 min. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić DNA-AuNR w pozostałej cieczy (~40 μL). Oszacować stężenie DNA-AuNR na podstawie pomiaru absorpcji UV-VIS zgodnie z opisem w kroku 4.4.5.
    UWAGA: Roztwór może stać się lekko "mętny" w krokach 5.3-5.4 z powodu zastąpienia CTAB z powierzchni AuNR przez tiol-DNA. Roztwór powinien stać się klarowny po podgrzaniu do ~35 °C przez 5 minut.

6. Montaż złotych nanoprętów na szablonach origami DNA

  1. Dodać MgCl2 do roztworu oczyszczonych DNA-AuNR, do końcowego stężenia 10 mM. Wymieszaj oczyszczone DNA-AuNR i origami w proporcji 10:1.
    UWAGA: Niższy współczynnik może zmniejszyć wydajność produktu43.
  2. Wyżarzać mieszaninę w mieszalniku z regulacją temperatury od 40 °C do 20 °C, wytrząsając z prędkością 400 obr./min, postępując zgodnie z procedurą podaną w tabeli 2.
    UWAGA: W celu scharakteryzowania CD próbkę można zmierzyć po tym etapie bez dalszego oczyszczania.
  3. Użyć elektroforezy w żelu agarozowym 0,7% (3,5 h przy 80 V) do oczyszczenia końcowych struktur origami-AuNR.
  4. Do obrazowania należy użyć transiluminatora światła białego. Przeciąć pasmo produktu (dimer origami-AuNR) (Rysunek 3), rozbić żel na parafilmie i wyekstrahować płyn. Odpipetować ciecz do filtra odśrodkowego i wirować z prędkością 3 000 x g przez 5 minut. Ponownie zawiesić origami-AuNR w roztworze. Wydajność odzysku z żelu wynosi około 50%.
  5. Oszacować stężenie struktur origami-AuNR na podstawie pomiaru absorpcji UV-VIS, jak opisano w kroku 4.4.5.

7. Obrazowanie w transmisyjnej mikroskopii elektronowej

UWAGA: Ten protokół barwienia mrówczanu uranylu (UFo) jest zaadaptowany z poprzedniej literatury44.

  1. Zmieszać 200 μl roztworu UFo (0,75%) i 1 μl NaOH (5 M) i natychmiast wirować przez 2-3 min. Odwirowywać roztwór barwienia przez 3-4 minuty przy 14 000 x g. Chroń plamę przed działaniem światła (np. owijając ją folią aluminiową).
    UWAGA: UFo jest toksyczne w przypadku wdychania lub połknięcia i może powodować podrażnienie oczu. W przypadku krótkotrwałego narażenia lub niskiego zanieczyszczenia należy użyć filtra oddechowego. W przypadku intensywnego lub dłuższego narażenia należy stosować niezależny sprzęt ochrony dróg oddechowych. Nosić rękawice. Materiał, z którego wykonane są rękawice, musi być nieprzepuszczalny i odporny na działanie UFo i jego roztworów. Nosić szczelnie zamknięte okulary.
  2. Siatki TEM pokryte węglem/formarem jarzeniowym przez 6 s tuż przed użyciem w celu zwiększenia hydrofilowości i sprzyjania struktur. Odpipetować 5 μl kropli próbki na siatce TEM, inkubować przez 5-8 minut i usunąć kroplę, delikatnie dotykając bibuły filtracyjnej krawędzią siatki.
  3. Odpipetować jedną dużą (~20 μL) i jedną małą (~10 μL) kroplę roztworu barwienia na parafilm. Umieść siatkę na małej kropli roztworu plamy i natychmiast wysusz, dotykając bibuły filtracyjnej krawędzią siatki. Następnie umieść go na dużej kropli roztworu do plam na 30 s.
  4. Usuń płyn z siatki, dotykając bibuły filtracyjnej krawędzią siatki. Umieść siatkę w uchwycie siatki. Poczekaj, aż kratka wyschnie przez co najmniej 10 minut.
  5. Scharakteryzuj próbki origami (Rysunek 4), AuNRs (Rysunek 5) i origami-AuNRs (Rysunek 6) za pomocą TEM.

8. Pomiar dichroizmu kołowego

  1. Przedmuchiwać spektrometr CD roztworem N2 przez 20 min.
    UWAGA: Większość spektrometrów CD wymaga przedmuchiwaniaN2 przed zapłonem lampy. Zapoznaj się z instrukcją obsługi spektrometru CD.
  2. Ustaw przepustowość, zasięg skanowania i krok akwizycji.
    UWAGA: Zasięg skanowania zależy od właściwości optycznych AuNR, które zależą od wielkości AuNR.
  3. Odmierz czystą płytę CD z buforem.
  4. Zmierz widma CD próbek origami-AuNR (Rysunek 7).
    UWAGA: Do pomiaru płyt CD należy używać kuwet ćwiartkowych lub szklanych. Kuwety plastikowe nie nadają się do spektroskopii CD. Ponadto większość spektrometrów CD umożliwia jednoczesne pozyskiwanie danych absorpcyjnych i CD
    5. .

Wyniki

Obrazy TEM szablonów z origami DNA, AuNR oraz końcowych kompleksów origami-AuNR przedstawiono odpowiednio na Rysunku 4, Rysunku 5 i Rysunku 6A. Ze względu na preferencje wiązania z siatkami TEM, kompleksy origami-AuNR są zazwyczaj widoczne jako równoległe wiązki origami i pręty (Rysunek 6A). Wyżarzanie termiczne jest niezbędne do prawidłowego wyrównania AuNR na szablonach origami (Rysunek 6A,B). Protokół ten pozwala na uzyskanie wysokiej wydajności montażu AuNR w chiralne metamolekuły o silnej odpowiedzi plazmonicznego CD (Rysunek 7).

Temperatura (°C)Czas 
8015 min
79 - 711 °C / 1 min
70 - 661 °C / 5 min
65 - 601 °C / 30 min
59 - 371 °C / 60 min
36 - 301 °C / 15 min
29 - 201 °C / 5 min
20Przytrzymać

Tabela 1: Temperatury i szybkości dla wyżarzania termicznego matryc DNA origami.

Temperatura (°C)Czas (min)
40130
36180
32180
22Przytrzymać

Tabela 2: Temperatury i czasy wygrzewania dla procesów hybrydyzacji AuNRs i matryc z DNA origami.Szybkość chłodzenia pomiędzy poszczególnymi etapami wynosi 0,1 °C/min. Próbki DNA origami-AuNR są wygrzewane podczas wytrząsania z prędkością 40 rpm.

Schemat modelu origami DNA z miejscem wiązania AuNR, konfiguracjami oraz ilustracją projektu sekwencji.
Rysunek 1Projektowanie chiralnych metamolekuł opartych na matrycach z origami DNA. (A) Określ pożądany względny układ przestrzenny nanoprętów złota (AuNRs) oraz odpowiedni kształt szablonu z origami DNA. (B) Oszacuj parametry strukturalne AuNRs (DAuNR, LAuNR) oraz matryca origami (Worigami, Lorigami,Θ). Zlokalizuj przybliżone położenia zszywek, które wymagają dalszej modyfikacji. (CProjektowanie matryc DNA origami przy użyciu programu caDNAno. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury, kliknij tutaj.

Wyniki elektroforezy żelowej dla origami DNA, wskazujące na separację nici i strukturę zwijania.
Rysunek 2Elektroforeza w żelu agarozowym struktur origami. (A) Oczyszczanie za pomocą elektroforezy w 1% żelu agarozowym przez 2 h przy 80 V. (B) Charakterystyka przy użyciu elektroforezy żelowej na żelu agarozowym 2% przez 4 h przy napięciu 80 V. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Schemat elektroforezy żelowej z opisanymi agregatami DNA-AuNR, dimerem oraz niezwiazanymi cząstkami.
Rysunek 3Oczyszczanie origami-AuNRs za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym. Żel (0,7%) elektroforezowano przez 3,5 h przy napięciu 80 V dla próbek przygotowanych zgodnie z procedurą składania przy różnych stosunkach DNA-AuNR do origami (20:1, 5:1) oraz próbek (stosunek DNA-AuNR do origami 10:1) z zastosowaniem i bez zastosowania procedury wyżarzania. Obrazy TEM próbek z prążków 1, 2 i 3 przedstawiono w Rysunek 6. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Obraz z mikroskopii elektronowej nanostruktur; skala: 10 nm; badania materiałowe, nanotechnologia.
Rysunek 4Reprezentatywny obraz TEM matryc z origami DNA. Struktura origami składa się z dwóch wiązek 14 helis (80 nm x 16 nm x 8 nm) połączonych ze sobą nicią rusztowującą. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego nanoprętów w skali 100 nm do analizy inżynierii materiałowej.
Rysunek 5Reprezentatywny obraz TEM nanoprętków złota (AuNRs). Średnie wymiary zsyntetyzowanych AuNR mają wartość 70 x 30 nm. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Rozkład nanocząstek, obrazy z mikroskopii elektronowej do analizy wielkości cząstek, skala 10 nm.
Rysunek 6Obrazy TEM kompleksów origami-AuNR. (A) dimery AuNR na origami po wyżarzaniu (prążek 1 w Rysunek 3). (B) Dimery AuNR na origami bez wyżarzania (pasmo 2 w Rycina 3). (C) agregaty origami-AuNR (pasmo 3 w Rycina 3). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres dichroizmu kołowego; analiza widm CD stanów otwartych i zamkniętych, długość fali 50–750 nm.
Rysunek 7Widma CD kompleksów origami-AuNR. Widma CD struktur zamkniętych (matryc origami utrwalonych za pomocą nici blokujących w konfiguracji prawoskrętnej, z 50° między dwoma pęczkami origami) oraz strukturę otwartą (szablony origami bez nici blokujących). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Protokół wprowadza cały proces projektowania, składania, oczyszczania i charakteryzowania chiralnych zespołów AuNR opartych na origami DNA. Szablony origami DNA użyte w protokole są szczególnie odpowiednie do wytwarzania zespołów reagujących na bodźce. Różne rodzaje odpowiedzi i funkcjonalizacji mogą być włączone do nici zamka, które definiują stan chiralny szablonu origami (Rysunek 1B)24,25,26,31. W przypadku zespołów statycznych często wystarczają prostsze szablony w kształcie bloków 14,45,46,47.

Podejście do wytwarzania plazmonicznej nanostruktury oparte na origami DNA dziedziczy ograniczenia techniki origami DNA48. Rozmiar szablonów origami jest zazwyczaj ograniczony rozmiarem pasma rusztowania. Stabilność struktur DNA jest zmniejszona w warunkach prawno-solnych. Koszt syntetycznych pasm zszywkowych pozostaje dość wysoki. Oczekuje się jednak, że najnowsze osiągnięcia w dziedzinie strukturalnej nanotechnologii DNA przezwyciężą te ograniczenia 49,50,51,52,53,54,55.

W porównaniu z innymi molekularnymi podejściami do generowania chiralnych zespołów AuNR 34,35,36,37, origami DNA zapewnia wysoki poziom precyzji przestrzennej i programowalności.

W celu uzyskania wiarygodnych i powtarzalnych odpowiedzi optycznych zespołów chiralnych, zdecydowanie zalecamy dostosowanie protokołów do syntezy AuNR40, ponieważ jakość i właściwości optyczne produktów komercyjnych mogą się różnić w zależności od partii. Dodatkowe wyżarzanie (krok 6.2) jest często kluczowe dla zapewnienia prawidłowego przyłączenia AuNR do matryc origami DNA (ryc. 6).

Wreszcie, opisany tutaj protokół nie ogranicza się do zespołów chiralnych. Origami DNA stanowi bardzo elastyczną platformę do wytwarzania złożonych nanostruktur plazmonicznych 9,10.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują S. Voutilainen za pomoc z wykorzystaniem spektrometru CD. Autorzy dziękują za udostępnienie zaplecza i wsparcia technicznego przez Uniwersytet Aalto w OtaNano - Centrum Nanomikroskopii (Aalto-NMC). Prace te były wspierane przez Akademię Fińską (grant 308992) oraz program Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 w ramach umowy o grant nr 71364 w ramach działania "Maria Skłodowska-Curie".

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas 2,6-dihydroksybenzoesowySigma-AldrichD109606-2598+%
AgNO3Alfa AesarAA114141499,90%
Oświetlacz światła niebieskiego Nippon GeneticsFG-06FastGene Nadajnik LED
Bromofenol BlueAcros Organics403160050Do żelu agarorozowego  Bufor załadowczy
Filtry odśrodkoweMerck Millipore42600z agarozy
Chirascan CD spectrometer Kuweta do fotofizyki
stosowanej Hellma 105-202-85-40Rurki kwarcowe SUPRASIL
DNA lobindEppendorf30108051
Biospektrometr Eppendorf Eppendorf6135000904
Eppendorf ThermoMixer CEppendorf5382000015
Ficoll 400Thermo Fisher Scientific BP525-10Polisacharoza 400 (Do żelu agarorozowego  bufor ładujący)
Zestawy do elektroforezy żelowejThermo Fisher Scientific
Gel imagerBio-RadGel Doc XR+ System 
HAuCl4• 3H2OAlfa AesarAA364000699.99%
HCl ScharlauAC074410001M
bromek heksadecylotrimetyloamoniowy (CTAB)Sigma-AldrichH9151-100BioXtra, 98+%
L(+)-kwas askorbinowyAcros Organics40147100099+%
M13p7560 nić rusztowaniaTilibit nanosystemy
MgCl2• 6H2OSigma-AldrichM2670-500BioXtra, 99+%
NaBH4Acros Organics20005025099%
NaClSigma-AldrichS7653-500BioXtra, 99.5+%
NaOHSigma-AldrichS8045-500BioXtra, 98+%
ParafilmSigma-AldrichP7668-1EAPARAFILM M
Bufor PBS (10X)Thermo Fisher ScientificBP3991Biologia molekularna
System ProFlex PCRThermo Fisher Scientific4484073
Dodecylosiarczan sodu (SDS)Sigma-Aldrich74255-25099+%
Nici zszywkoweThermo Fisher Scientific
Sybr SafeInvitrogen S33102Do barwienia DNA
Bufor TBE (10X)Invitrogen15581-044Bufor TE do biologii molekularnej
(10X)Thermo Fisher ScientificBP24771Biologia molekularna
TEMFEIFEI Tecnai F12
Funkcjonalizowany tiolem  ssDNA 
Chlorowodorek tris(2-karboksyetylo)fosfiny (TCEP-HCl)Thermo Fisher ScientificPI20491
UltraPure AgarozaInvitrogen 16500-100
Woda ultraczysta (typ 1)System Milli-Q Direct 8
Mrówczan uranyluTebu-bio24762-1
Oświetlacz światła białegoUVPTW-26
Ekstrakcja DNA Biomers.net

Bibliografia

  1. Rothemund, P. W. K. Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns. Nature. 440, 297-302 (2006).
  2. Wang, P., Meyer, T. A., Pan, V., Dutta, P. K., Ke, Y. The Beauty and Utility of DNA Origami. Chem. 2, 359-382 (2017).
  3. Hong, F., Zhang, F., Liu, Y., Yan, H. DNA Origami: Scaffolds for Creating Higher Order Structures. Chemical Reviews. 117, 12584-12640 (2017).
  4. Roller, E. -M., Argyropoulos, C., Högele, A., Liedl, T., Pilo-Pais, M. Plasmon-Exciton Coupling Using DNA Templates. Nano Letters. 16, 5962-5966 (2016).
  5. Acuna, G. P., et al. Fluorescence Enhancement at Docking Sites of DNA-Directed Self-Assembled Nanoantennas. Science. 338, 506-510 (2012).
  6. Roller, E. -M., et al. DNA-Assembled Nanoparticle Rings Exhibit Electric and Magnetic Resonances at Visible Frequencies. Nano Letters. 15, 1368-1373 (2015).
  7. Liu, Q., Song, C., Wang, Z. -G., Li, N., Ding, B. Precise organization of metal nanoparticles on DNA origami template. Methods. 67, 205-214 (2014).
  8. Roller, E. -M., et al. Hotspot-mediated non-dissipative and ultrafast plasmon passage. Nature Physics. 13, 761-765 (2017).
  9. Liu, N., Liedl, T. DNA-Assembled Advanced Plasmonic Architectures. Chemical Reviews. 118, 3032-3053 (2018).
  10. Kuzyk, A., Jungmann, R., Acuna, G. P., Liu, N. DNA Origami Route for Nanophotonics. ACS Photonics. 5, 1151-1163 (2018).
  11. Kuzyk, A., et al. DNA-based self-assembly of chiral plasmonic nanostructures with tailored optical response. Nature. 483, 311-314 (2012).
  12. Shen, X., et al. Three-Dimensional Plasmonic Chiral Tetramers Assembled by DNA Origami. Nano Letters. 13, 2128-2133 (2013).
  13. Liu, H., Shen, X., Wang, Z. -G., Kuzyk, A., Ding, B. Helical nanostructures based on DNA self-assembly. Nanoscale. 6, 9331-9338 (2014).
  14. Shen, X., et al. 3D plasmonic chiral colloids. Nanoscale. 6, 2077-2081 (2014).
  15. Urban, M. J., et al. Plasmonic Toroidal Metamolecules Assembled by DNA Origami. Journal of the American Chemical Society. 138, 5495-5498 (2016).
  16. Hentschel, M., Schäferling, M., Duan, X., Giessen, H., Liu, N. Chiral plasmonics. Science Advances. 3, 1602735(2017).
  17. Cecconello, A., Besteiro, L. V., Govorov, A. O., Willner, I. Chiroplasmonic DNA-based nanostructures. Nature Reviews Materials. 2, 17039(2017).
  18. Lan, X., Wang, Q. Self-Assembly of Chiral Plasmonic Nanostructures. Advanced Materials. 28, 10499-10507 (2016).
  19. Shen, C., et al. Spiral Patterning of Au Nanoparticles on Au Nanorod Surface to Form Chiral AuNR@AuNP Helical Superstructures Templated by DNA Origami. Advanced Materials. 29, 1606533(2017).
  20. Zhou, C., Duan, X., Liu, N. A plasmonic nanorod that walks on DNA origami. Nature Communications. 6, 8102(2015).
  21. Douglas, S. M., et al. Rapid prototyping of 3D DNA-origami shapes with caDNAno. Nucleic Acids Research. 37, 5001-5006 (2009).
  22. Kim, D. -N., Kilchherr, F., Dietz, H., Bathe, M. Quantitative prediction of 3D solution shape and flexibility of nucleic acid nanostructures. Nucleic Acids Research. 40, 2862-2868 (2012).
  23. Maffeo, C., Yoo, J., Aksimentiev, A. De novo reconstruction of DNA origami structures through atomistic molecular dynamics simulation. Nucleic Acids Research. 44, 3013-3019 (2016).
  24. Kuzyk, A., et al. Reconfigurable 3D plasmonic metamolecules. Nature Materials. 13, 862-866 (2014).
  25. Kuzyk, A., et al. A light-driven three-dimensional plasmonic nanosystem that translates molecular motion into reversible chiroptical function. Nature Communications. 7, 10591(2016).
  26. Kuzyk, A., Urban, M. J., Idili, A., Ricci, F., Liu, N. Selective control of reconfigurable chiral plasmonic metamolecules. Science Advances. 3, 1602803(2017).
  27. Gerling, T., Wagenbauer, K. F., Neuner, A. M., Dietz, H. Dynamic DNA devices and assemblies formed by shape-complementary, non-base pairing 3D components. Science. 347, 1446-1452 (2015).
  28. Zhou, C., Duan, X., Liu, N. DNA-Nanotechnology-Enabled Chiral Plasmonics: From Static to Dynamic. Accounts of Chemical Research. 50, 2906-2914 (2017).
  29. Ijäs, H., et al. Dynamic DNA Origami Devices: from Strand-Displacement Reactions to External-Stimuli Responsive Systems. International Journal of Molecular Sciences. 19, 2114(2018).
  30. Lan, X., et al. DNA-Guided Plasmonic Helix with Switchable Chirality. Journal of the American Chemical Society. 140, 11763-11770 (2018).
  31. Funck, T., Nicoli, F., Kuzyk, A., Liedl, T. Sensing Picomolar Concentrations of RNA Using Switchable Plasmonic Chirality. Angewandte Chemie International Edition. 57, 13495-13498 (2018).
  32. Zhou, C., Xin, L., Duan, X., Urban, M. J., Liu, N. Dynamic Plasmonic System That Responds to Thermal and Aptamer-Target Regulations. Nano Letters. 18, 7395-7399 (2018).
  33. Zhan, P., et al. Reconfigurable Three-Dimensional Gold Nanorod Plasmonic Nanostructures Organized on DNA Origami Tripod. ACS Nano. 11, 1172-1179 (2017).
  34. Ma, W., et al. Attomolar DNA detection with chiral nanorod assemblies. Nature Communications. 4, 2689(2013).
  35. Ma, W., et al. Chiral plasmonics of self-assembled nanorod dimers. Scientific Reports. 3, 1934(2013).
  36. Guerrero-Martínez, A., et al. Intense Optical Activity from Three-Dimensional Chiral Ordering of Plasmonic Nanoantennas. Angewandte Chemie International Edition. 50, 5499-5503 (2011).
  37. Kumar, J., et al. Detection of amyloid fibrils in Parkinson's disease using plasmonic chirality. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115, 3225-3230 (2018).
  38. Stahl, E., Martin, T. G., Praetorius, F., Dietz, H. Facile and Scalable Preparation of Pure and Dense DNA Origami Solutions. Angewandte Chemie International Edition. 53, 12735-12740 (2014).
  39. Shaw, A., Benson, E., Högberg, B. Purification of Functionalized DNA Origami Nanostructures. ACS Nano. 9, 4968-4975 (2015).
  40. Ye, X., et al. Improved Size-Tunable Synthesis of Monodisperse Gold Nanorods through the Use of Aromatic Additives. ACS Nano. 6, 2804-2817 (2012).
  41. Near, R. D., Hayden, S. C., Hunter, R. E., Thackston, D., El-Sayed, M. A. Rapid and Efficient Prediction of Optical Extinction Coefficients for Gold Nanospheres and Gold Nanorods. The Journal of Physical Chemistry C. 117, 23950-23955 (2013).
  42. Shi, D., Song, C., Jiang, Q., Wang, Z. -G., Ding, B. A facile and efficient method to modify gold nanorods with thiolated DNA at a low pH value. Chemical Communications. 49, 2533-2535 (2013).
  43. Gür, F. N., Schwarz, F. W., Ye, J., Diez, S., Schmidt, T. L. Toward Self-Assembled Plasmonic Devices: High-Yield Arrangement of Gold Nanoparticles on DNA Origami Templates. ACS Nano. 10, 5374-5382 (2016).
  44. Castro, C. E., et al. A primer to scaffolded DNA origami. Nature Methods. 8, 221-229 (2011).
  45. Lan, X., et al. Bifacial DNA Origami-Directed Discrete, Three-Dimensional, Anisotropic Plasmonic Nanoarchitectures with Tailored Optical Chirality. Journal of the American Chemical Society. 135, 11441-11444 (2013).
  46. Lan, X., et al. Au Nanorod Helical Superstructures with Designed Chirality. Journal of the American Chemical Society. 137, 457-462 (2015).
  47. Zhu, C., Wang, M., Dong, J., Zhou, C., Wang, Q. Modular Assembly of Plasmonic Nanoparticles Assisted by DNA Origami. Langmuir. , (2018).
  48. Pinheiro, A. V., Han, D., Shih, W. M., Yan, H. Challenges and opportunities for structural DNA nanotechnology. Nature Nanotechnology. 6, 763-772 (2011).
  49. Ducani, C., Kaul, C., Moche, M., Shih, W. M., Högberg, B. Enzymatic production of 'monoclonal stoichiometric' single-stranded DNA oligonucleotides. Nature Methods. 10, 647-652 (2013).
  50. Praetorius, F., et al. Biotechnological mass production of DNA origami. Nature. 552, 84-87 (2017).
  51. Wagenbauer, K. F., Sigl, C., Dietz, H. Gigadalton-scale shape-programmable DNA assemblies. Nature. 552, 78-83 (2017).
  52. Zhang, T., et al. 3D DNA Origami Crystals. Advanced Materials. 30, 1800273(2018).
  53. Ong, L. L., et al. Programmable self-assembly of three-dimensional nanostructures from 10,000 unique components. Nature. 552, 72-77 (2017).
  54. Ponnuswamy, N., et al. Oligolysine-based coating protects DNA nanostructures from low-salt denaturation and nuclease degradation. Nature Communications. 8, 15654(2017).
  55. Agarwal, N. P., Matthies, M., Gür, F. N., Osada, K., Schmidt, T. L. Block Copolymer Micellization as a Protection Strategy for DNA Origami. Angewandte Chemie International Edition. 56, 5460-5464 (2017).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

obrazowanie TEMspektroskopia CDmonta nanocz steczekelektroforeza w elu agarozowymspektrometr UV Visfiltracja od rodkowa
Składanie złotych nanoprętów w chiralne metamolekuły plazmoniczne za pomocą szablonów DNA Origami
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.