Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Laboratoryjna metoda pomiaru zakaźnego ziewania u szczurów

6.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59289

⸱

14 czerwca 2019

 ,  ,  , 
1Laboratorio de Ecología de la Conducta, Instituto de Fisiología, Benemérita Universídad Autónoma de Puebla Pue. Mexico, 2Facultad de Medicina, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla Pue. Mexico

W tym artykule

Podsumowanie

Opisana tutaj metoda ma na celu uzyskanie krzywych zarażenia ziewania u par znanych lub nieznanych samców szczurów. Klatki z otworami oddzielonymi przezroczystymi lub nieprzezroczystymi przegrodami z otworami (lub bez) służą do wykrywania, czy wizualne, węchowe lub oba rodzaje sygnałów sensorycznych mogą stymulować zarażenie ziewaniem.

Streszczenie

Komunikacja jest istotnym aspektem życia społecznego zwierząt. Zwierzęta mogą wpływać na siebie nawzajem i spotykać się w ławicach, stadach i stadach. Komunikacja to także sposób, w jaki płcie wchodzą w interakcje podczas zalotów i jak rywale rozstrzygają spory bez walki. Istnieją jednak pewne wzorce zachowań, dla których trudno jest przetestować istnienie funkcji komunikacyjnej, ponieważ prawdopodobnie zaangażowanych jest kilka rodzajów modalności sensorycznych. Na przykład zaraźliwe ziewanie jest aktem komunikacyjnym u ssaków, który potencjalnie występuje za pośrednictwem wzroku, słuchu, węchu lub kombinacji tych zmysłów, w zależności od tego, czy zwierzęta są sobie znane. Dlatego, aby przetestować hipotezy na temat możliwej komunikacyjnej roli takich zachowań, niezbędna jest odpowiednia metoda identyfikacji uczestniczących modalności sensorycznych.

Proponowana tutaj metoda ma na celu uzyskanie krzywych zarażenia ziewaniem dla znanych i nieznanych szczurów oraz ocenę względnego udziału modalności sensorycznych wzrokowych i węchowych. Metoda wykorzystuje niedrogie materiały, a przy niewielkich zmianach może być również stosowana z innymi gatunkami gryzoni, takimi jak myszy. Ogólnie rzecz biorąc, metoda polega na zastąpieniu przezroczystych przegród (z otworami lub bez) nieprzezroczystymi przegrodami (z otworami lub bez), które umożliwiają lub uniemożliwiają komunikację między szczurami umieszczonymi w sąsiednich klatkach z otworami po przyległych bokach. W związku z tym można przetestować cztery warunki: komunikację węchową, komunikację wizualną, komunikację zarówno wzrokową, jak i węchową oraz komunikację wzrokową lub węchową. Ponieważ między szczurami zachodzi interakcja społeczna, te warunki testowe symulują to, co może wystąpić w naturalnym środowisku. Pod tym względem proponowana tu metoda jest skuteczniejsza niż tradycyjne metody, które opierają się na prezentacjach wideo, których biologiczna zasadność może budzić obawy. Niemniej jednak nie rozróżnia potencjalnej roli słuchu oraz roli węchu i wzroku w zarażaniu ziewaniem.

Wprowadzenie

Tradycyjnie, zachowania komunikacyjne były badane z dwóch perspektyw. Z jednej strony etolodzy obserwują i rejestrują zachowanie zwierząt w środowisku naturalnym i próbują rozpoznać jego wartość adaptacyjną1. Konkretny zmysł lub zmysły nie były głównym przedmiotem zainteresowania tych badań. Z innej perspektywy, fizjologów bardziej interesuje rozwikłanie mechanizmów, za pomocą których zwierzęta się komunikują1; W związku z tym badania laboratoryjne dostarczyły metod pozwalających na zbadanie roli, jaką modalności sensoryczne odgrywają w komunikacji2,3. Te dwie perspektywy są rzeczywiście komplementarne, ponieważ wiedza zarówno o wartości adaptacyjnej, jak i natychmiastowych mechanizmach jest niezbędna do uzyskania kompleksowego zrozumienia zachowań komunikacyjnych w życiu społecznym zwierząt.

Ziewanie jest charakterystycznym elementem repertuaru zachowań u kilku gatunków kręgowców4, od ryb po naczelne5. Można to opisać jako powolne otwieranie ust i utrzymywanie ich otwartej pozycji, po których następuje szybsze zamykanie ust5. Czas trwania całej sekwencji zależy od gatunku; Na przykład naczelne ziewają dłużej niż gatunki inne niż naczelne6. U wielu gatunków, z wyjątkiem ludzi, samce mają tendencję do ziewania częściej niż samice7. Ta cecha może leżeć u podstaw możliwej funkcji komunikacyjnej ziewania, chociaż regularne wzorce ziewania i jego codzienna częstotliwość mogą również sugerować funkcję fizjologiczną. U szczurów spontaniczne ziewanie przebiega zgodnie z rytmem okołodobowym, przy czym szczyty o wysokiej częstotliwości występują rano i po południu8,9.

Ciekawą cechą ziewania jest to, że może ono być aktem zaraźliwym (gdy bodźcem uwalniającym zachowanie okazuje się być inne zwierzę zachowujące się w ten sam sposób10) u kilku gatunków kręgowców11,12,13,14,15,16, w tym ptaki17 i gryzonie18. Co więcej, ostatnie dowody wskazują, że zaraźliwe ziewanie może odzwierciedlać rolę komunikacyjną, ponieważ ziewanie jednego szczura może wpływać na stan fizjologiczny innego szczura pod wpływem sygnałów węchowych19. Jednak to, czy ziewanie pełni rolę komunikacyjną, czy nie, jest nadal przedmiotem dyskusji20,21, a analiza zaraźliwego ziewania jest niezbędnym pierwszym krokiem do rozwiązania tego problemu.

Z drugiej strony, zaraźliwe ziewanie jest powiązane ze zdolnością zwierzęcia do wczuwania się w perspektywy innych zwierząt; stąd osoby blisko spokrewnione są bardziej skłonne do wykazywania zarażenia4. Hipoteza ta była często testowana w warunkach laboratoryjnych, w których zwierzętom prezentowane są bodźce ziewania na video12,13; W związku z tym zarażenie może nastąpić tylko poprzez wskazówki wizualne. Inne badania oceniały zarażenie ziewaniem w bardziej naturalnych warunkach przy użyciu grup zwierząt14,15. Głównym problemem jest to, że zwierzęta wchodzące w interakcje społeczne często reagują na sygnały i wymieniają sygnały, które są przekazywane przez kombinacje modalności sensorycznych. Rozplątanie rzeczywistych zmysłów zaangażowanych w dane zachowanie z ich łącznych skutków nie zawsze jest łatwym zadaniem. Zazwyczaj badacze farmakologicznie lub chirurgicznie utrudniają zwierzęciu użycie danego zmysłu, a następnie wnioskują o roli tego zmysłu w odpowiednim zachowaniu2,3,18,22. Na szczęście istnieją inne metody, w których używane są tylko bariery fizyczne, aby umożliwić lub utrudnić komunikację między zwierzętami23,24,25, osiągając w ten sposób większą ważność biologiczną.

Proponowana tutaj metoda została specjalnie zaprojektowana do badania zaraźliwego ziewania u znanych i nieznanych szczurów w otoczeniu społecznym. Zgodnie z hipotezą empatyczną, ta pierwsza grupa powinna być bardziej podatna na zaraźliwe ziewanie. Metoda ta nie wymaga chirurgicznego lub farmakologicznego pozbawienia zwierząt jakichkolwiek zmysłów. Zamiast tego działa poprzez umieszczanie szczurów w sąsiednich klatkach z otworami i fizyczne utrudnianie ich komunikacji za pomocą przezroczystych lub nieprzezroczystych przegród z otworami lub bez. W związku z tym można zbadać cztery warunki testowe: (1) komunikację węchową (OC, perforowany nieprzezroczysty rozdzielacz), (2) komunikację wizualną (VC, nieperforowany przezroczysty rozdzielacz), (3) komunikację wzrokową i węchową (VOC, perforowany przezroczysty rozdzielacz) oraz (4) brak komunikacji wzrokowej lub węchowej (NVOC, nieperforowany nieprzezroczysty rozdzielacz). Dlatego naukowcy mogą porównać względny wkład sygnałów węchowych, wzrokowych i do pewnego stopnia słuchowych w zarażeniu ziewaniem. Podejście to nie jest nowe, ponieważ podobne metody zostały użyte do wyizolowania zmysłów zaangażowanych w pewne zachowania komunikacyjne u zwierząt, takich jak jaszczurki23 i myszy26. W rzeczywistości Gallup i współpracownicy27 zastosowali podobną metodę, aby zademonstrować rolę wskazówek wizualnych w zaraźliwym ziewaniu u papużek falistych. Głównymi cechami tych metod są symulacja kontekstu społecznego i minimalny stres zadawany zwierzętom. Co więcej, wykorzystanie zwierząt wchodzących w interakcje zwiększa biologiczną ważność wniosków.

Istnieje kilka sposobów na zmierzenie zaraźliwego ziewania25,28. Dr Stephen E. G. Lea (komunikacja osobista, 2015) pomógł nam numerycznie zaadaptować metodę wcześniej stosowaną przez prymatologów13,14 do wcześniejszej analizy danych użytych tutaj18. W niniejszym protokole przedstawiona jest ulepszona wersja tej metody o szerszym zakresie zastosowań. Polega na ważeniu całkowitej liczby ziewnięć szczura, w danym oknie czasowym i poza nim, przez proporcję czasu obserwacji odpowiadającą ziewaniom w obrębie i na zewnątrz okna czasowego.

Na przykład, jeśli założymy, że szczury A i B są obserwowane przez 12 minut, ich ziewanie jest rejestrowane z dokładnością do minuty, a 3-minutowe okno czasowe jest ustawiane na pomiar zaraźliwego ziewania. Następnie rozważane są następujące sekwencje ziewania dla każdego z tych szczurów: szczur A (0,0,0,1,0,0,2,0,0,0,2,1) i szczur B (0,1,1,0,1,1,0,0,0,0,0,3). Należy zauważyć, że każda liczba (0-3) odpowiada liczbie ziewnięć zaliczonych w każdej minucie. W przypadku szczura A, w minutach 1, 10 i 11 (liczby pogrubioną czcionką), szczur B nie ziewa w ciągu ostatnich 3 minut (wybrane okno czasowe) ani w ciągu tej minuty. W ciągu tych minut szczur A ziewa w sumie 2 razy. Dlatego częstotliwość ziewania szczura A bez żadnego bodźca ziewania (częstotliwość ziewania bez ziewania) wynosi 2/3 (tj. 0,67 ziewania / min). W ciągu pozostałych 9 minut szczur B ziewa co najmniej raz w tej samej minucie lub w ciągu 3 poprzednich minut. Szczur A ziewa w sumie cztery razy w ciągu tych 9 minut. Dlatego częstotliwość ziewania szczura A w odpowiedzi na bodziec ziewania (częstotliwość ziewania po ziewaniu) wynosi 4/9 (tj. 0,44 ziewania / min). Zastosowanie tej samej procedury do szczura B daje wskaźnik ziewania bez ziewnięcia po ziewnięciu wynoszący 2/3 (tj. 0,66) i wskaźnik ziewania po ziewnięciu wynoszący 5/9 (0,55).

Z drugiej strony, jeśli ziewanie jest rejestrowane z dokładnością do jednego miejsca po przecinku minuty, zarażenie ziewaniem spowoduje skorygowanie czasu po ziewaniu. Na przykład, jeśli w ciągu 12-minutowego okresu obserwacji dla szczurów A i B zarejestrowane zostaną następujące czasy ziewania: szczur A (2,3, 5,1, 5,8, 10,4, 10,8, 11,1) i szczur B (1,2, 2,4, 4,5, 5,1, 11,2, 11,6, 11,8). W przypadku szczura A okresy, w których szczur B nie ziewa w ciągu ostatnich 3 minut, wahają się od 0 do 1,2 minuty i od 8,1 do 11,2 minuty (tj. 3,1 minuty), co daje w sumie 4,3 minuty czasu bez ziewania. Liczba ziewnięć, które szczur A ziewa w tych godzinach, wynosi trzy (liczby pogrubioną czcionką), więc częstotliwość ziewania bez ziewania wynosi 3/4,3 (tj. 0,69), podczas gdy częstotliwość ziewania po ziewnięciu wynosi 3/7,7 (tj. 0,38; mianownik od 12-4,3 min). Podobnie w przypadku szczura B okresy, w których szczur A nie ziewa w ciągu ostatnich 3 minut, wahają się od 0 do 2,3 minuty i od 8,8 do 10,4 minuty, co daje w sumie 3,9 minuty. Liczba ziewnięć szczura B w tych okresach wynosi jeden, więc wskaźnik ziewania bez ziewnięcia wynosi 1/3,9 (tj. 0,25). W związku z tym wskaźnik ziewania po ziewnięciu wynosi 6/8,1 (tj. 0,74).

Podczas gdy niemal równoczesne dopasowanie w zachowaniu jest idealnym kryterium do wykazania obecności zarażenia, aspekty takie jak ograniczenia dotyczące tego, na co dana osoba zwraca uwagę, czas reakcji na bodziec, rozkład zachowania w czasie (np. ziewanie może wystąpić w epizodach) i czas na aklimatyzację do środowiska eksperymentalnego, powodują różnice gatunkowe, co utrudnia korzystanie z unikalnego okna czasowego. To może być powód, dla którego badacze wykorzystali okna czasowe, które wahają się od sekund5 do kilku minut11, co stwarza problemy podczas porównywania wyników28. Z tego powodu proponuje się powtórzenie opisanej powyżej procedury dla szeregu okien czasowych w celu uzyskania krzywych zarażenia ziewania i porównania krzywych zarażenia ziewania między gatunkami.

Równoważne krzywe zarażania ziewaniem mogą być porównywane poprzez losowe rozłożenie liczby ziewnięć obserwowanych dla każdego szczura w okresie obserwacji. W związku z tym proponowana metoda pomiaru zarażenia ziewaniem oferuje dwa rodzaje kontroli: (1) szybkość ziewania występującą poza oknem czasowym (czas nie-post-ziewnięcie) oraz (2) sztuczną krzywą zarażenia ziewania uzyskaną z losowego rozkładu liczby ziewnięć. Dlatego to podejście do analizy zarażenia ziewaniem jest krokiem naprzód w stosunku do innych procedur, takich jak te porównujące procent lub częstotliwość ziewania w jednym oknie czasowym z tym, które występuje poza tym oknem25, bez uwzględniania rzeczywistych ram czasowych. Uzupełnieniem metody jest program oparty na R29, aby wygodnie i obiektywnie obliczyć prawdopodobieństwo zaraźliwego ziewania dla jednego lub więcej okien czasowych.

Aby zilustrować przydatność tej metody i zalety programu opartego na R, użyto zestawu danych z wcześniej opublikowanego badania18. Warunek eksperymentalny składał się ze 144 samców szczurów przydzielonych do znanego lub nieznanego stanu. Szczury w każdych warunkach eksperymentalnych podzielono na cztery podgrupy po dziewięć par i wystawiono na działanie każdej z czterech sytuacji testowych opisanych powyżej. Ziewanie szczurów w każdych warunkach eksperymentalnych i sytuacji testowej było następnie rejestrowane przez okres 60 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokoły eksperymentalne i hodowla zwierząt były prowadzone zgodnie z wytycznymi instytucji.

1. Materiały

  1. Pełną listę materiałów użytych do wdrożenia metody można znaleźć w Tabeli materiałów. Użyj Rysunek 1 i zasięgnij porady eksperta, aby zbudować odwrócony stół w kształcie litery T, klatki obserwacyjne i przegrody do koszyków. Postępuj zgodnie ze wskazówkami bezpieczeństwa dotyczącymi używania ostrych narzędzi i materiałów potencjalnie niebezpiecznych.
  2. Zrób odwrócony stół w kształcie litery T, przyklejając dwa drewniane pręty przypominające szynę (o długości 45 cm, oddalone od siebie o 0,6 cm) na górze i pośrodku kawałka drewna (100 cm x 45 cm x 1,5 cm). Następnie umieść drugi kawałek drewna (50 cm x 45 cm x 0,6 cm) pionowo między prętami przypominającymi szynę. Upewnij się, że ten drugi kawałek drewna uniemożliwia parze szczurów po jednej stronie zobaczenie drugiej pary po przeciwnej stronie (Rysunek 1).
  3. Użyj szkła i akrylu, aby stworzyć osiem klatek obserwacyjnych. Upewnij się, że każda klatka (19 cm szerokości, 19 cm długości, 10 cm wysokości, 3 mm grubości) ma 24 równoodległe otwory (o średnicy 5 mm) rozmieszczone w trzech rzędach pośrodku jednego z jej boków. Wykonaj tę stronę z akrylu (o grubości 3 mm) i skróć wysokość przeciwnej strony o 0,7 cm, aby szczur mógł oddychać.
    1. Upewnij się, że każda klatka obserwacyjna ma przesuwaną pokrywę wykonaną z akrylu, aby zapobiec wychowywaniu się szczura i rozpraszaniu uwagi podczas 60-minutowego okresu obserwacji.
  4. Wykonaj cztery przegrody z akrylu (19 cm szerokości, 30 cm wysokości, 3 mm grubości). Wywierć 24 otwory (o średnicy 5 mm), które pasują do otworów w klatkach obserwacyjnych, każdy w jednej przezroczystej przegrodzie i jednej nieprzezroczystej przegrodzie.
  5. Przygotuj wcześniej karty katalogowe, aby rejestrować występowanie ziewania. W nagłówku każdego arkusza danych należy zawrzeć imię i nazwisko obserwatora, warunki doświadczalne (tj. znane lub nieznane szczury), odpowiednią sytuację badawczą (OC, VC, VOC, NVOC), datę oraz początkowy i końcowy czas obserwacji. Podziel resztę arkusza danych na dwie kolumny, z których każda ma numer szczura zapisany w górnej części, aby zarejestrować ziewające zachowanie szczurów.

2. Procedura

  1. Trzymanie 144 samców szczurów w grupach po cztery osoby w plastikowych klatkach (klatkach domowych) od odsadzenia do osiągnięcia wieku 2,5 miesiąca. Nie należy używać samic szczurów, ponieważ mają one tendencję do wykazywania większej zmienności zachowania ze względu na cykle hormonalne, które mogą być mylone ze skutkami sytuacji testowej. Upewnij się, że szczury w każdej klatce nie są rodzeństwem.
    UWAGA: Zebranie wszystkich szczurów razem może być trudne. W takim przypadku utwórz bloki składające się z co najmniej 8 znanych szczurów i 8 nieznanych szczurów, tak aby każda sytuacja testowa była reprezentowana raz w każdym warunku eksperymentalnym30.
  2. Aby zidentyfikować szczury, oznacz je symbolicznymi liczbami na ogonach za pomocą komercyjnego markera. Na przykład reprezentuj liczby od 1 do 4, łącząc kropki i linie (np. jedna kropka dla liczby 1 i jedna linia dla liczby 4). Identyfikuj znajome i nieznane szczury za pomocą różnych kolorów.
    UWAGA: Ze szczurami należy obchodzić się zgodnie ze wskazówkami bezpieczeństwa dostarczonymi przez personel obiektu dla zwierząt i stosować się do zaleceń dotyczących prawidłowego wykorzystania zwierząt laboratoryjnych w instytucji, w której będą przeprowadzane eksperymenty.
  3. Losowo wybierz, które klatki domowe pomieszczą grupę znajomych szczurów, a które pomieszczą nieznaną grupę. Załóżmy na przykład, że dostępnych jest 16 szczurów żyjących w czterech klatkach domowych: ponumeruj klatki domowe od 1 do 4, a następnie użyj R (pobierz o http://cran.r-project.org/) w następujący sposób [po monicie (>)]:
    > próbka(4,4)
    [1] 4 3 2 1 >
    1. Pogrupuj znane (lub nieznane) szczury w klatkach domowych 4 i 3, a nieznane (lub znajome) szczury w klatkach domowych 2 i 1. Upewnij się, że personel obiektu dla zwierząt utrzymuje tożsamość każdej klatki i obchodzi się ze szczurami w taki sam sposób, jak wszystkie inne szczury w obiekcie dla zwierząt.
    2. Użyj ponownie programu R i losowo wybierz szczury, aby utworzyć każdą parę w każdym warunku eksperymentalnym. Upewnij się, że szczury w każdej parze znanych szczurów pochodzą z tej samej klatki domowej i upewnij się, że jest odwrotnie w przypadku par w nieznanej grupie. Losowo wybierz pary szczurów dla każdej sytuacji testowej w każdych warunkach eksperymentalnych.
  4. Wykonuj dwie sesje testowe dziennie z dwiema z ośmiu możliwych sytuacji testowych (po cztery dla każdego znanego i nieznanego szczura) na sesję testową (tj. 60-minutowy okres obserwacji). Przeprowadź dwie sesje testowe kolejno w ciągu 3 godzin
    UWAGA: Upewnij się, że przeprowadzasz wszystkie sesje testowe (cztery pary szczurów dziennie) rano lub po południu, aby uniknąć czynników zakłócających. Przeprowadź pełną replikację (osiem sytuacji testowych) eksperymentu przez dwa kolejne dni.
    1. Upewnij się, że sytuacje testowe są używane w losowej kolejności dla każdej repliki eksperymentu. Na przykład użyj liczb od 1 do 8, aby zidentyfikować każdą sytuację testową, a następnie użyj R w następujący sposób:
      >próbka(8,8)
      [1] 8 7 4 6 5 1 2 3
    2. Przydziel sytuacje testowe 8 i 7 do sesji testowej 1, sytuacje testowe 4 i 6 do sesji testowej 2 i tak dalej. Następnie losowo wybierz stronę odwróconego stołu w kształcie litery T, na której zostanie umieszczona każda para szczurów (sytuacja testowa).
  5. Powtórzyć tę samą procedurę (kroki od 2.3 do 2.4.2) dla drugiej repliki (tj. bloku) eksperymentu.
    UWAGA: Jeśli celem badania jest przetestowanie wpływu stanu społecznego (tj. dwóch szczurów wchodzących w interakcje) na częstotliwość ziewania, należy użyć jednego szczura umieszczonego w klatce obserwacyjnej obok pustej klatki obserwacyjnej jako kontroli dla każdej z czterech sytuacji testowych. Wykonaj ten eksperyment 2 razy dla każdej sytuacji testowej dla grupy kontrolnej ośmiu szczurów.
  6. Rozpocznij sesję testową, przenosząc pierwsze cztery szczury z obiektu dla zwierząt do pokoju obserwacyjnego, gdzie pozostaną przez 15 minut, aby zaaklimatyzować się w nowym środowisku. Szczury należy przewozić w oddzielnych klatkach i przechowywać je oddzielnie od siebie podczas transportu oraz w pomieszczeniu obserwacyjnym.
    UWAGA: Postępuj zgodnie ze wskazówkami bezpieczeństwa dotyczącymi transportu zwierząt dostarczonymi przez personel obiektu dla zwierząt i używaj wskazanej odzieży do pracy ze zwierzętami w laboratorium. Szczury nie będą miały dostępu do jedzenia i wody, gdy będą przebywać w pomieszczeniu obserwacyjnym.
  7. Po upływie okresu aklimatyzacji umieść odwrócony stół w kształcie litery T na większym prostokątnym stole. Upewnij się, że jest lampa sufitowa, która wystarczająco oświetla pomieszczenie podczas wykonywania obserwacji.
  8. Połóż bibułę filtracyjną na dnie każdej klatki obserwacyjnej i umieść klatki parami po każdej stronie odwróconego stołu w kształcie litery T. Umieść odpowiednią przegrodę między każdą parą klatek.
    UWAGA: Bibuła filtracyjna ułatwia czyszczenie klatek i zapewnia szorstką powierzchnię, po której szczury mogą się poruszać bez poślizgnięcia.
  9. Strategicznie rozmieść dwie kamery cyfrowe tak, aby każda z nich rejestrowała ziewanie każdej pary szczurów. Upewnij się, że kamery są bezpiecznie przymocowane do statywów i prawidłowo zorientowane w klatkach obserwacyjnych. Podłącz kamery do komputera stacjonarnego, aby jednocześnie monitorować zachowanie szczurów.
    UWAGA: Przechowuj informacje cyfrowe na dyskach flash, aby trwale zarchiwizować sesje eksperymentalne. Używaj dysków flash o dużej pojemności.
  10. Po okresie aklimatyzacji należy umieścić szczury w klatkach obserwacyjnych zgodnie z wcześniej ustalonym przydziałem. Ustaw automatyczne ustawianie ostrości w kamerze i rozpocznij nagrywanie wideo jednocześnie ze stoperem. Zatrzymaj nagrywanie wideo po upływie 60-minutowego okresu obserwacji.
    UWAGA: Podczas gdy eksperymentatorzy mogą znajdować się poza pomieszczeniem podczas sesji testowej i obserwować zdalnie, zaleca się, aby jedna osoba znajdowała się w pomieszczeniu obserwacyjnym (jak najdalej od ustawienia eksperymentalnego) podczas monitorowania zachowania szczurów, aby zapewnić, że sesja testowa przebiega bez zakłóceń.
  11. Po zakończeniu obserwacji należy zwrócić szczury do ich domowych klatek w obiekcie dla zwierząt. Poproś personel obiektu dla zwierząt, aby upewnił się, że szczury mają ponownie dostęp do jedzenia i wody. Dokładnie wyczyść klatki obserwacyjne przy użyciu nietoksycznego detergentu i przygotuj zestaw doświadczalny do przeprowadzenia drugiej i ostatniej sesji testowej tego dnia.
    UWAGA: Oczyść drewno, aby usunąć wszelkie zapachy pozostawione przez szczury po umieszczeniu w klatkach obserwacyjnych, które mogą wpłynąć na zachowanie następnej badanej pary szczurów.
  12. Przeszkol jednego lub dwóch ochotników częściowo ślepych na przypisane zabiegi, aby identyfikować i rejestrować ziewanie przy użyciu metody próbkowania wszystkich wystąpień. Upewnij się, że obserwatorzy używają definicji ziewania opisanej w sekcji wprowadzającej.
  13. Odtwarzaj i wyświetlaj każdy film na ekranie komputera przy użyciu dowolnego standardowego systemu odtwarzania. Poproś obserwatora, aby obejrzał każdy film i obserwował i rejestrował ziewanie za pomocą wcześniej przygotowanych kart danych, a następnie pozwól mu przeglądać filmy z mniejszą prędkością, aby zwiększyć zdolność obserwacji i pomiaru ziewania.
    1. Poproś obserwatorów, aby ocenili ziewanie, używając systemu notacji podobnego do następującego: użyj pionowych linii z minutą zapisaną jako indeks górny, aby przedstawić wystąpienie ziewania (np. |3 ||6 |9, co oznacza jedno ziewnięcie w minucie 3, dwa ziewnięcie w minucie 6 i jedno ziewnięcie w minucie 9). Oceniaj ziewanie jako sekwencję (np. 1.2, 2.2, 3.2, 5.0, 5.8), aby nagrać to z większą precyzją (minuty zaokrąglone do jednego miejsca po przecinku).
    2. Alternatywnie, bezpośrednio wprowadź dane z filmów do komputera za pomocą standardowych programów do zbierania danych. Upewnij się, że obserwator jest zaznajomiony z takimi programami.
      UWAGA: W razie potrzeby zezwól obserwatorowi na oglądanie każdego filmu w więcej niż jednej sesji. Upewnij się, że jeden obserwator obejrzał wszystkie filmy odpowiadające jednemu blokowi eksperymentów. Jeśli dwóch różnych obserwatorów oglądało te filmy, może istnieć ryzyko, że różnice w ich zdolnościach do obserwowania i rejestrowania ziewania zakłócą efekty sytuacji testowych. Ważne jest, aby ocenić wiarygodność między różnymi obserwatorami na 10%-20% filmów, aby upewnić się, że ziewanie jest opisywane w ten sam sposób.

3. Przetwarzanie danych

  1. Przepisz sekwencję czasową ziewania u każdego szczura z arkuszy danych do arkusza kalkulacyjnego. Upewnij się, że dla każdego szczura przypada jedna kolumna z krótkim nagłówkiem (np. fr1.l i fr1.r, aby wskazać pierwszą parę znajomych szczurów odpowiednio po lewej i prawej stronie). Upewnij się, że wszystkie kolumny mają tę samą długość, wypełniając puste komórki wartością 0 lub NA (patrz poniżej).
    UWAGA: Skorzystaj z ogólnego przewodnika dostarczonego jako dokument uzupełniający , aby w pełni zrozumieć następujące kroki w celu przetworzenia danych, zmierzenia zakaźnego ziewania i uzyskania zaraźliwych krzywych ziewania.
    1. Jeśli ziewanie zostało zarejestrowane z dokładnością do minuty, wpisz liczbę ziewnięć w każdej odpowiedniej minucie i użyj 0 (brak ziewania), aby wypełnić komórki, gdy w danej minucie nie wystąpiło ziewanie. Zapisz arkusz jako plik tekstowy (.txt).
    2. Jeśli ziewanie zostało zarejestrowane z dokładnością do jednego miejsca po przecinku minuty, wpisz sekwencję od góry do dołu i użyj "NA" do wypełnienia pustych miejsc w kolumnach (szczurach), w których liczba ziewnięć (wierszy) jest mniejsza niż liczba ziewnięć (wierszy) kolumny z maksymalną liczbą (rzędami) ziewnięć zarejestrowanych dla szczura. Zapisz arkusz jako plik tekstowy (.txt).
      UWAGA: Ponieważ R ma możliwość pracy z pustymi komórkami, arkusz można zapisać z kolumnami o różnych długościach. Skorzystaj z opcji pomocy udostępnianych przez język R, aby obsłużyć brakujące dane.
  2. Zainicjuj R. Zaimportuj dane z pliku, w którym wcześniej się znajdowały.
  3. Zapisz kody programów z rozszerzeniem ". R" (pod warunkiem materiał uzupełniający), a następnie pobierz konkretny kod programu (zobacz ogólny przewodnik) w zależności od tego, czy ziewanie zostało zarejestrowane jako liczby całkowite, czy ułamkowe. Uruchom program dla każdej pary szczurów i żądanej liczby ram czasowych.
    1. Uruchom program ponownie, tym razem używając losowego rozkładu liczby ziewnięć każdego szczura (patrz przewodnik ogólny). Postępować zgodnie z tymi samymi krokami (kroki 3.3 do 3.3.1) dla wszystkich warunków doświadczalnych (tj. znanych i nieznanych szczurów) i/lub wszystkich sytuacji testowych. Postępuj zgodnie z instrukcjami ogólnymi i wyeksportuj wyniki do programu Excel.
      UWAGA: Zamiast importować wcześniej zapisany program, jak sugerowano powyżej, za pomocą edytora tekstu, skopiuj i wklej program bezpośrednio do obszaru roboczego R.
  4. Aby utworzyć krzywe zarażenia ziewaniem, użyj danych zapisanych wcześniej w arkuszu kalkulacyjnym. Odejmij wskaźniki niezarażenia od wskaźników zarażenia dla każdej pary szczurów, okna czasowego i sytuacji testowej. Oddziel analizy obserwowanych danych od danych sztucznych (rozłożonych losowo).
    1. Następnie oblicz przedziały ufności (CI) dla każdego okna czasowego i sytuacji testowej za pomocą procedury bootstrap (patrz przewodnik ogólny). Oddziel analizy dla znanych i nieznanych szczurów. Następnie połącz sztuczne dane z czterech sytuacji testowych dla każdego warunku eksperymentalnego i oblicz CI dla każdego okna czasowego za pomocą procedury bootstrap.
    2. Następnie utwórz wykresy dla każdej sytuacji testowej i warunków eksperymentalnych (patrz Rysunek 2 i Rysunek 3). Na koniec przeprowadź analizę regresji wielorakiej, aby porównać intensywność zarażenia ziewaniem między sytuacjami testowymi (patrz poniżej).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Szczury wyselekcjonowano z wcześniej wytworzonej podlinie szczurów Sprague-Dawley, które wybrano ze względu na częste ziewanie (około 22 ziewnięć na godzinę31). Jednakże dziewięć par nieznanych i dziewięć par znanych samców szczurów (w wieku od 2,5 do 3 miesięcy) wykorzystanych w każdej sytuacji testowej ziewało średnio około 12 razy na godzinę18. Zatem sytuacje testowe służące do pomiaru zaraźliwości ziewania częściowo hamowały zachowanie z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Istnieją krytyczne kroki w metodzie, które należy wziąć pod uwagę, aby uzyskać pomyślne wyniki. Znajome szczury muszą dzielić klatki domowe przez co najmniej 1,5 miesiąca po odsadzeniu i przed rozpoczęciem eksperymentów. Jednak nieznane szczury muszą żyć w oddzielnych klatkach domowych. W obu przypadkach pary szczurów muszą pochodzić z różnych miotów, ale być tak podobne pod względem wieku, jak to tylko możliwe. Jeśli chodzi o klatki obserwacyjne, ich otwory powinny pasować do tych w przegrodach, ponieważ tylko w ten spo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

A. M. został częściowo sfinansowany przez Vicerrectoría de Docencia, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla. Jesteśmy szczególnie wdzięczni personelowi ośrodka dla zwierząt "Claude Bernard" za wykorzystanie szczurów do zdjęć. Dziękujemy anonimowym recenzentom za ich komentarze na temat wczesnych wersji tego rękopisu. Prezentacja jest mniej nachalna i bardziej wyważona ze względu na ich przemyślane komentarze

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Akrylowe przegrodyRęcznie robioneNiedostępneDwie przegrody, jedna przezroczysta i jedna nieprzezroczysta, będą miały po 24 otwory każdy. Pozostałe dwie przegrody, jedna przezroczysta i jedna nieprzezroczysta, nie będą miały otworów. Szczegóły konstrukcji znajdują się w tekście głównym.
Program oparty na językuR Benemé rita Universidad Autó noma de PueblaNiedostępneJest to program służący do oceny zarażenia ziewaniem u szczurów. Zobacz tekst główny, aby uzyskać informacje o sposobie korzystania z programu.
Karty katalogoweUżytkownik może je rozwijaćNiedostępneFormularze te będą wykorzystywane przez obserwatora do rejestrowania częstotliwości ziewania poprzez przeglądanie nagrań wideo. Alternatywnie można użyć notatnika, pod warunkiem, że zastosujesz się do sugestii podanych w tekście głównym.
Komputer stacjonarnyDowolny producentNiedostępneUpewnij się, że komputer jest wyposażony w kartę graficzną zdolną do wygodnego przetwarzania nagrań wideo ziewania. 
Kamery cyfroweDowolny producentNiedostępneZostaną wykorzystane do nagrywania wideo ziewania każdej pary szczurów; w jednej sesji eksperymentalnej będą 2 pary szczurów.
Dysk flashDowolny producentNiedostępneKażda sesja eksperymentalna trwa 60 minut, a więc będziesz potrzebować wystarczającej ilości pamięci do przechowywania nagrania wideo.
Szklane klatkiRęcznie robioneNiedostępneKażda klatka (19 X 19 X 10 cm wysokości) będzie miała 24 otwory (0,5 cm średnicy) tworzące trzy rzędy pośrodku jednego z jej boków. Więcej szczegółów na temat ich budowy można znaleźć w tekście głównym. Zaleca się wyprodukowanie jednej dodatkowej klatki na wypadek przypadkowego uszkodzenia jednej z nich.
MarkerySharpie lub jakikolwiek inny producentNiedostępneTrwałe znaczniki do numerowania szczurów. Zobacz główny tekst, aby zobaczyć jeden ze sposobów wykorzystania symboli malarskich na ogonie szczura. 
OłówkiDowolny producentNiedostępneSą używane przez obserwatora do rejestrowania częstotliwości ziewania. Ważne jest, aby obserwator został wcześniej przeszkolony w rozpoznawaniu ziewania i obsłudze systemu odtwarzacza wideo. 
R softwareR Development Core TeamNiedostępnePobierz R pod adresem: http://cran.r-project.org/  
Drewniane pręty przypominające szynęRęcznie robioneNiedostępneZostaną zamocowane na środku prostokątnej drewnianej blachy  tworząc tor, na którym umieszcza się drugi drewniany arkusz. Zobacz tekst główny, aby uzyskać dodatkowe instrukcje dotyczące budowy.
Stół prostokątnyDowolny producentNiedostępneJest to stół (około 2 x 1 m), na którym zostanie umieszczony stół w kształcie odwróconego litery T w celu przeprowadzenia obserwacji ziewania.
Samce szczurów Sprague-DawleyDowolny lokalny dostawca zwierząt laboratoryjnychNiedostępneDziewięć par samców szczurów na sytuację testową jest koniecznych dla każdej grupy, znanych i nieznanych szczurów, ponieważ przy tej wielkości próby zmienność międzyosobnicza, która może istnieć w częstotliwości ziewania, nie wpłynie poważnie na wnioski wyciągnięte z analizy statystycznej przeprowadzonej na danych.      
Oprogramowanie do arkuszy kalkulacyjnychMicrosoftNiedostępneExcel będzie oprogramowaniem służącym do przechowywania nagrań ziewania początkowo zapisanych na arkuszach danych. Popraw tekst główny, aby uzyskać instrukcje dotyczące zalecanego sposobu wykonywania transkrypcji.
Kwadratowe bibuły filtracyjneDowolny producentNiedostępneSłużą do przykrycia dna klatki.
StatywyDowolny producentNiedostępneBędą używane do mocowania kamer przed każdą parą klatek obserwacyjnych.
Drewniany stół w kształcie odwróconego litery TRęcznie robionyNiedostępnyPrzeczytaj instrukcje w głównym tekście, aby zobaczyć sposób jego budowy. Jeśli wolisz, można użyć innego materiału niż drewno. Upewnij się, że każdy materiał jest jak najbardziej odporny na przenoszenie ultradźwięków, które szczury mogą wykorzystywać do komunikacji.  

Bibliografia

  1. Cézilly, F. A. History of Behavioural Ecology. Behavioural Ecology. Danchin, E., Giraldeau, L. A., Cézilly, F. , Oxford University Press. 3-27 (2008).
  2. Medina, L. M., Garcia, C. M., Urbina, A. F., Manjarrez, J., Moyaho, A. Female vibration discourages male courtship behaviour in the Amarillo fish (Girardinichthys multiradiatus). Behavioural Processes. 100, 163-168 (2013).
  3. Mekdara, P. J., Schwalbe, M. A., Coughlin, L. L., Tytell, E. D. The effects of lateral line ablation and regeneration in schooling giant danios. Journal of Experimental Biology. 221 (8), 175166(2018).
  4. Walusinski, O. Contagious Yawning. Encyclopedia of Animal Cognition. Vonk, J., Shackelford, T. K. , Springer Nature. Switzerland. 1-5 (2018).
  5. Baenninger, R. Some comparative aspects of yawning in Bettasplendens, Homosapiens, Pantheraleo, and Papio sphinx. Journal of Comparative Psychology. 101 (4), 349-354 (1987).
  6. Gallup, A. C., Church, A. M., Pelegrino, A. J. Yawn duration predicts brain weight and cortical neuron number in mammals. Biology Letters. 12, 20160545(2016).
  7. Baenninger, R. On yawning and its functions. Psychonomic Bulletin and Review. 4 (2), 198-207 (1997).
  8. Anías, J., Holmgren, B., Urbá-Holmgren, R., Eguíbar, J. R. Circadian variation of yawning behavior. Acta Neurobiologiae Experimentalis. 44 (4), 179-186 (1984).
  9. Holmgren, B., et al. Food anticipatory yawning rhythm in the rat. Acta Neurobiologiae Experimentalis. 51 (3-4), 97-105 (1991).
  10. Byrne, R. W. The evolution of intelligence. Behaviour and Evolution. Slater, P. J. B., Halliday, T. R. , Cambridge University Press. Cambridge. 223-265 (1994).
  11. Provine, R. R. Yawning as a stereotyped action pattern and releasing stimulus. Ethology. 72 (2), 109-122 (1986).
  12. Provine, R. R. Faces as releasers of contagious yawning: An approach to face detection using normal human subjects. Bulletin of the Psychonomic Society. 27 (3), 211-214 (1989).
  13. Anderson, J. R., Myowa-Yamakoshi, M., Matsuzawa, T. Contagious yawning in chimpanzees. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 271 (Suppl 6), S468-S470 (2004).
  14. Palagi, E., Leone, A., Mancini, G., Ferrari, P. F. Contagious yawning in gelada baboons as a possible expression of empathy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (46), 19262-19267 (2009).
  15. Romero, T., Ito, M., Saito, A., Hasegawa, T. Social modulation of contagious yawning in wolves. PLoS One. 9 (8), e105963(2014).
  16. Yonezawa, T., Sato, K., Uchida, M., Matsuki, N., Yamazaki, A. Presence of contagious yawning in sheep. Animal Science Journal. 88 (1), 195-200 (2017).
  17. Miller, M. L., Gallup, A. C., Vogel, A. R., Vicario, S. M., Clark, A. B. Evidence for contagious behaviors in budgerigars (Melopsittacus undulatus): an observational study of yawning and stretching. Behavioral Process. 89 (3), 264-270 (2012).
  18. Moyaho, A., Rivas-Zamudio, X., Ugarte, A., Eguíbar, J. R., Valencia, J. Smell facilitates auditory contagious yawning in stranger rats. Animal Cognition. 18 (1), 279-290 (2015).
  19. Moyaho, A., Flores Urbina, A., Monjaraz Guzmán, E., Walusinski, O. Yawning: a cue and a signal. Heliyon. 3 (1), e00437(2017).
  20. Gallup, A. C. Why do we yawn? Primitive versus derived features. Neuroscience&BiobehavioralReviews. 35, 765-769 (2011).
  21. Gallup, A. C., Clark, A. B. Commentary: Yawning, acute stressors, and arousal reduction in Nazca booby adults and nestlings. Frontiers in Psychology. 6, 1654(2015).
  22. Fentress, J. C. Development of grooming in mice with amputated forelimbs. Science. 179 (4074), 704-705 (1973).
  23. Nicoletto, P. F. The roles of vision and the chemical senses in predatory behavior of the skink, Scincella lateralis. Journal of Herpetology. 19 (4), 487-491 (1985).
  24. Fehér, O., Wang, H., Saar, S., Mitra, P. P., Tchernichovski, O. De novo establishment of wild-type song culture in the zebra finch. Nature. 459 (7246), 564-568 (2009).
  25. Kapitány, R., Nielsen, M. Are yawns really contagious? A critique and quantification of yawn contagion. Adaptive Human Behavior Physiology. 3 (2), 134-155 (2017).
  26. Langford, D. J., et al. Social modulation of pain as evidence for empathy in mice. Science. 312 (5782), 1967-1970 (2006).
  27. Gallup, A. C., Swartwood, L., Militello, J., Sackett, S. Experimental evidence of contagious yawning in budgerigars (Melopsittacus undulatus). Animal Cognition. 18, 1051-1058 (2015).
  28. Campbell, M. W., de Waal, F. B. Methodological Problems in the Study of Contagious Yawning. The mystery of yawning in physiology and disease. Walusinski, O. , Karger Publishers. Basel. 120-127 (2010).
  29. R Development Core Team. R: A language and environment for statistical computing. , R Foundation for Statistical Computing. Vienna, Austria. http://www.R-project.org (2009).
  30. Moyaho, A., Beristain-Castillo, E. Experimental Design: Basic Concepts. Encyclopedia of Animal Behavior. Choe, J. C. 3, Second Edition, Academic Press. 471-479 (2019).
  31. Urbá-Holmgren, R., et al. Genotypic dependency of spontaneous yawning frequency in the rat. Behavioral Brain Research. 40 (1), 29-35 (1990).
  32. Smith, M. L., Hostetler, C. M., Heinricher, M. M., Ryabinin, A. E. Social transfer of pain in mice. Science Advances. 2, e1600855(2016).
  33. Joly-Mascheroni, R. M., Senju, A., Shepherd, A. J. Dogs catch human yawns. Biology Letters. 4 (5), 446-448 (2008).
  34. Barthalmus, G. T., Zielinski, W. J. Xenopus skin mucus induces oral dyskinesias that promote escape from snakes. Pharmacology Biochemistry and Behavior. 30 (4), 957-959 (1988).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Zachowanie szczur wkomunikacja olfaktorycznakomunikacja wizualnaklatki obserwacyjnerejestracja wideoanaliza danychprogramowanie w j zyku Rkrzywe zara liwo ci ziewaniamodalno ci sensoryczne
Laboratoryjna metoda pomiaru zakaźnego ziewania u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.