Method Article

Ocena lateralizacji półkuli z obustronnym zapisem potencjału pola lokalnego w wtórnej korze ruchowej myszy

DOI:

10.3791/59310

⸱

July 31st, 2019

 ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Guangzhou University, 2Institute for Brain Research and Rehabilitation, South China Normal University, 3School of Life Sciences, South China Normal University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy in vivo elektrofizjologiczny zapis potencjału pola lokalnego (LFP) w obustronnej wtórnej korze ruchowej (M2) myszy, który może być zastosowany do oceny lateralizacji półkuli. Badanie wykazało zmienione poziomy synchronizacji między lewym i prawym M2 u myszy APP/PS1 w porównaniu z kontrolami WT.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł demonstruje kompletne, szczegółowe procedury zarówno dwustronnego zapisu in vivo, jak i analizy potencjału lokalnego pola (LFP) w obszarach korowych myszy, które są przydatne do oceny możliwych deficytów lateralizacji, jak również do oceny połączeń mózgowych i sprzężenia aktywności sieci neuronowych u gryzoni. Mechanizmy patologiczne leżące u podstaw choroby Alzheimera (AD), powszechnej choroby neurodegeneracyjnej, pozostają w dużej mierze nieznane. U osób starzejących się wykazano zmienioną lateralizację mózgu, ale nie ustalono, czy nieprawidłowa lateralizacja jest jednym z wczesnych objawów choroby Alzheimera. Aby to zbadać, zarejestrowaliśmy obustronne LFP u 3-5-miesięcznych myszy modelowych AD, APP / PS1, wraz z kontrolami miotu typu dzikiego (WT). LFP lewej i prawej wtórnej kory ruchowej (M2), szczególnie w paśmie gamma, były bardziej zsynchronizowane u myszy APP / PS1 niż w kontrolach WT, co sugeruje zmniejszoną asymetrię półkuli obustronnego M2 w tym mysim modelu AD. Warto zauważyć, że procesy rejestracji i analizy danych są elastyczne i łatwe do przeprowadzenia, a także mogą być stosowane do innych ścieżek mózgowych podczas przeprowadzania eksperymentów koncentrujących się na obwodach neuronalnych.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba Alzheimera (AD) jest najczęstszą formą demencji1,2. Zewnątrzkomórkowe odkładanie białka beta-amyloidowego (białko β-amyloidowe, Aβ) i wewnątrzkomórkowe splątki neurofibrylarne (NFT) są głównymi cechami patologicznymi AD3,4,5, ale mechanizmy leżące u podstaw patogenezy AD pozostają w dużej mierze niejasne. Kora mózgowa, kluczowa struktura w funkcjach poznawczych i pamięci, jest upośledzona w AD6, a deficyty motoryczne, takie jak powolny chód, trudności w poruszaniu się po otoczeniu i zaburzenia chodu, występują wraz z wiekiem7. Odkładanie się Aβ i splątki neurofibrylarne zaobserwowano również w korze przedruchowej (PMC) i dodatkowym obszarze motorycznym (SMA) u pacjentów z AD8 i poznawczo dotkniętych osobami starszymi9, co wskazuje na udział upośledzonego układu motorycznego w patogenezie AD.

Mózg składa się z dwóch odrębnych półkul mózgowych, które są przedzielone podłużną szczeliną. Zdrowy mózg wykazuje zarówno asymetrie strukturalne, jak i funkcjonalne10, co nazywa się "lateralizacją", pozwalając mózgowi skutecznie radzić sobie z wieloma zadaniami i czynnościami. Starzenie się powoduje pogorszenie funkcji poznawczych i lokomocji, a także zmniejszenie lateralizacji mózgu11,12. Zdolności motoryczne lewej półkuli są łatwo widoczne u zdrowego mózgu13, ale w AD nieprawidłowa lateralizacja mózgu występuje jako konsekwencja niepowodzenia dominacji lewej półkuli związanej z zanikiem kory lewej 14,15,16. W związku z tym zrozumienie możliwej zmiany lateralizacji mózgu w patogenezie choroby Alzheimera i mechanizmów leżących u jej podstaw może dostarczyć nowych informacji na temat patogenezy choroby Alzheimera i doprowadzić do identyfikacji potencjalnych biomarkerów do leczenia.

Pomiar elektrofizjologiczny jest czułą i skuteczną metodą oceny zmian w aktywności neuronalnej zwierząt. Zmniejszenie asymetrii półkulowej u osób starszych (HAROLD)17 zostało udokumentowane badaniami elektrofizjologicznymi z synchronizowanym czasem transferu międzypółkulowego, co wskazuje na osłabienie lub brak asymetrii półkulowej na monofoniczne bodźce mowy u osób starszych18. Korzystając z APP/PS1, jednego z najczęściej używanych modeli myszy AD19,20,21,22, w połączeniu z obustronnym zewnątrzkomórkowym zapisem LFP in vivo zarówno w lewym, jak i prawym M2, oceniliśmy możliwe deficyty lateralizacji w AD. Ponadto, dzięki prostym ustawieniom parametrów, wbudowana funkcja oprogramowania do analizy danych (patrz tabela materiałów) zapewnia szybszy i prostszy sposób analizy synchronizacji sygnałów elektrycznych niż matematycznie skomplikowany język programowania, który jest przyjazny dla początkujących z elektrofizjologią in vivo.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie zwierzęta były trzymane w parach w standardowych warunkach (12 godzin światła/ciemności, stała temperatura, swobodny dostęp do jedzenia i wody) zgodnie z wytycznymi chińskiego Ministerstwa Nauki i Technologii Zwierzęta laboratoryjne, a eksperymenty zostały zatwierdzone przez lokalną komisję etyczną Uniwersytetu w Kantonie. Jest to procedura niepolegająca na przeżyciu.

UWAGA: Dla danych pokazanych w reprezentatywnych wynikach, do nagrań użyto podwójnie transgenicznych myszy APP/PS1 (B6C3-Tg (APPswe, PSEN1dE9) 85Dbo/J) i kontrolnych miotu typu dzikiego (WT) w wieku 3-5 miesięcy (n = 10, na grupę).

1. Znieczulenie i chirurgia zwierząt

  1. Zważ i znieczul mysz za pomocą zatwierdzonego schematu znieczulenia przez lokalną komisję ds. opieki nad zwierzętami.
  2. Wykonaj uszczypnięcie ogona lub palca u nogi za pomocą kleszczy, aby potwierdzić głębokie znieczulenie przed operacją.
  3. Umieść mysz w aparacie stereotaktycznym i zamocuj jej głowę.
  4. Nałóż maść na oczy na oba oczy, aby utrzymać wilgoć. Postępuj zgodnie z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami dotyczącymi analgezji przed- i pooperacyjnej.
  5. Ogol włosy za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego. Wykonaj małe nacięcie (12-15 mm) na środku odsłoniętego pola operacyjnego za pomocą nożyczek. Za pomocą kleszczy delikatnie odciągnij skórę głowy od linii środkowej.
  6. Delikatnie oddziel skórę i usuń resztki tkanki. Oczyść czaszkę za pomocą patyczków kosmetycznych pokrytych nadtlenkiem wodoru.
  7. Wywierć dwa małe otwory o promieniu 1,0-1,5 mm po lewej i prawej stronie czaszki, aby umożliwić wprowadzenie mikroelektrod rejestrujących do obszarów M2 pod mikroskopem stereoskopowym (Rysunek 1A).
    UWAGA: Stereotaktyczne lokalizacje obustronnego M2: 1,94 mm przed bregmą, 1,0 mm bocznie do linii środkowej i 0,8-1,1 mm brzusznie do opony twardej.
  8. Ostrożnie usuń oponę twardą za pomocą wolframowej igły.
  9. Mikropipety szklane borokrzemianowe (średnica zewnętrzna: 1,0 mm) należy ciągnąć jako mikroelektrody rejestrujące o rezystancji 1-2 MΩ.
  10. Włóż dwie oddzielne mikroelektrody rejestrujące wypełnione 0,5 M NaCl do otworów za pomocą mikromanipulatorów mechanicznych (pod kątem 60°, Rysunek 1B).

2. Zapisy LFP w obustronnym M2 myszy

  1. Powoli opuść lewą i prawą szklaną elektrodę do odpowiednich współrzędnych obustronnego M2 (Rysunek 1C).
  2. W celu kontroli jakości przetestuj rezystancję każdej elektrody za pomocą wzmacniacza różnicowego przed wychwyceniem LFP.
  3. Ustaw proces nagrywania na górnoprzepustowe 0,1 Hz i dolnoprzepustowe 1,000 Hz ze wzmocnieniem 1,000x.
  4. Zbierz zdigitalizowane surowe dane LFP dotyczące co najmniej 60 s spontanicznych aktywności w stabilnym stanie, z myszami oddychającymi równomiernie z częstością oddechów 2 oddechów na sekundę w znieczuleniu.
  5. Po nagraniu powoli podnieś elektrody z mózgu, a następnie poddaj myszy eutanazji przez szybkie zwichnięcie szyjki macicy.
  6. Zapisz dane i analizuj je w trybie offline.

3. Analiza korelacji krzyżowej

  1. Kliknij Analiza - Korelacja przebiegu w oprogramowaniu do analizy i zaimportuj dane.
  2. Ustawienia parametrów
    1. Zdefiniuj sygnał jednego kanału falowego jako pierwszy kanał, a drugi jako odniesienie. Ustaw szerokość jako 2 i przesunięcie jako 1 (Rysunek 2A).
    2. Ustaw czas trwania obu LFP na 100 s, wybierając czas rozpoczęcia i czas zakończenia. Naciśnij przycisk Proces, aby przeprowadzić analizę korelacji krzyżowej (Rysunek 2B).
      UWAGA: Równoczesne sygnały obustronne o takim czasie trwania byłyby wystarczająco długie, aby wykazać spontaniczną aktywność neuronów, ujawniając w ten sposób podstawowe właściwości synchronizacji.
  3. Kliknij Plik - Eksportuj jako, a następnie zapisz wyniki korelacji krzyżowej odpowiadające wynikowemu wykresowi wyskakującemu w .txt formacie.
  4. Otwórz plik .txt (Rysunek 2C), usuń wartości korelacji w opóźnieniach czasowych w zakresie 0 ± 0,01 s (ponieważ dwie ciągłe fale gamma mają interwał co najmniej 0,01 s), a następnie uśrednij resztę danych korelacji krzyżowej w części ujemnego opóźnienia czasowego lub uśrednij resztę danych korelacji krzyżowej w części dodatniego opóźnienia czasowego.

4. Analiza koherencji

  1. Zaimportuj i uruchom dane w oprogramowaniu analitycznym.
  2. Przypisz dwa sygnały LFP jako oddzielnie pierwszy i drugi kanał falowy. Następnie ustaw wartość rozmiaru bloku (Rysunek 3A).
    UWAGA: Rozmiar bloku oznacza liczbę punktów danych używanych w FFT. Im większy rozmiar bloku, tym lepsza rozdzielczość częstotliwości. W tym miejscu zalecamy ustawienie go jako 4096.
  3. Przesuń przerywane linie ręcznie, aby upewnić się, że dokładność czasu dla sygnałów w obu kanałach jest ustawiona na ten sam okres (Rysunek 3B). Naciśnij przycisk Dodaj obszar, aby załadować obszar i przeprowadzić analizę spójności.
  4. Kliknij Plik - Zapisz jako, aby zapisać wyniki koherencji odpowiadające wynikowemu wykresowi wyskakującemu w formacie .txt (Rysunek 3B).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby sprawdzić, czy wczesna patologia AD upośledza zdolność lateralizacji półkuli, przeprowadziliśmy obustronne zewnątrzkomórkowe zapisy LFP w lewym i prawym M2 myszy APP/PS1 i kontrolnych WT (w wieku 3-5 miesięcy) i przeanalizowaliśmy korelację krzyżową tych lewych i prawych LFP. U myszy WT wyniki wykazały, że średnia korelacja między lewym i prawym LFP przy dodatnich opóźnieniach czasowych różniła się znacznie od tej przy ujemnych opóźnieniach czasowych, co sugeruje istnienie asymetrii półkul w obszarach M2 kontroli WT ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przedstawiamy tutaj procedurę obustronnego zapisu zewnątrzkomórkowego in vivo, wraz z analizą synchronizacji dwuregionalnych sygnałów LFP, która jest zarówno elastyczna, jak i łatwa do przeprowadzenia w celu oszacowania lateralizacji półkuli mózgu, a także łączności, kierunkowości lub sprzężenia między aktywnościami neuronalnymi dwóch obszarów mózgu. Może to być szeroko stosowane do ujawnienia nie tylko grupowej aktywności neuronalnej, ale także niektórych podstawowych właściwości międzyregionalnej elektrofizjol...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (31771219, 31871170), Wydziału Nauki i Technologii Guangdong (2013KJCX0054) oraz Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Guangdong (2014A030313418, 2014A030313440).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Wzmacniacz różnicowy AC/DCA-M SystemsModel 3000
Przetwornik analogowo-cyfrowyCambridge Electronic Design Ltd.Micro1401
Szklane mikropipety borokrzemianoweNanjing spring teaching experimental equipment company161230Średnica zewnętrzna: 1,0 mm
Ściągacz mikroelektrodNarishigePC-10
NaClGuangzhou Chemical Reagent Factory7647-14-5
Uchwyt mikroelektrody szpilkowejWorld Precision Instruments, INC.
Spike2 Cambridge Electronic Design Sp. z o.o.
Mikroskop stereoskopowyZeiss435064-9020-000
Aparat stereotaktyczny RWD Life Science68045
UretanSigma-Aldrich94300
MEH3SW10

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goedert, M., Spillantini, M. G. A century of Alzheimer's disease. Science. 314 (5800), 777-781 (2006).
  2. Perrin, R. J., Fagan, A. M., Holtzman, D. M. Multimodal techniques for diagnosis and prognosis of Alzheimer's disease. Nature. 461 (7266), 916-922 (2009).
  3. Cummings, B. J., Pike, C. J., Shankle, R., Cotman, C. W. Beta-amyloid deposition and other measures of neuropathology predict cognitive status in Alzheimer's disease. Neurobiology of aging. 17 (6), 921-933 (1996).
  4. Gordon, M. N., et al. Correlation between cognitive deficits and Abeta deposits in transgenic APP+PS1 mice. Neurobiology of aging. 22 (3), 377-385 (2001).
  5. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Cryo-EM structures of tau filaments from Alzheimer's disease. Nature. 547 (7662), 185-190 (2017).
  6. Shankar, G. M., et al. Amyloid-beta protein dimers isolated directly from Alzheimer's brains impair synaptic plasticity and memory. Nature medicine. 14 (8), 837-842 (2008).
  7. Buchman, A. S., Bennett, D. A. Loss of motor function in preclinical Alzheimer's disease. Expert review of neurotherapeutics. 11 (5), 665-676 (2011).
  8. Arnold, S. E., Hyman, B. T., Flory, J., Damasio, A. R., Van Hoesen, G. W. The topographical and neuroanatomical distribution of neurofibrillary tangles and neuritic plaques in the cerebral cortex of patients with Alzheimer's disease. Cerebral cortex. 1 (1), New York, N.Y. 103-116 (1991).
  9. Giannakopoulos, P., Hof, P. R., Michel, J. P., Guimon, J., Bouras, C. Cerebral cortex pathology in aging and Alzheimer's disease: a quantitative survey of large hospital-based geriatric and psychiatric cohorts. Brain research. Brain research reviews. 25 (2), 217-245 (1997).
  10. Renteria, M. E. Cerebral asymmetry: a quantitative, multifactorial, and plastic brain phenotype. Twin research and human genetics : the official journal of the International Society for Twin Studies. 15 (3), 401-413 (2012).
  11. Derflinger, S., et al. Grey-matter atrophy in Alzheimer's disease is asymmetric but not lateralized. Journal of Alzheimer's disease : JAD. 25 (2), 347-357 (2011).
  12. Abdul Manan, H., Yusoff, A. N., Franz, E. A., Sarah Mukari, S. Z. Early and Late Shift of Brain Laterality in STG, HG, and Cerebellum with Normal Aging during a Short-Term Memory Task. ISRN neurology. 2013, 892072(2013).
  13. Kim, S. G., et al. Functional magnetic resonance imaging of motor cortex: hemispheric asymmetry and handedness. Science. 261 (5121), 615-617 (1993).
  14. Bartolomeo, P., D'Erme, P., Perri, R., Gainotti, G. Perception and action in hemispatial neglect. Neuropsychologia. 36 (3), 227-237 (1998).
  15. Bartolomeo, P., et al. Right-side neglect in Alzheimer's disease. Neurology. 51 (4), 1207-1209 (1998).
  16. Thompson, P. M., et al. Tracking Alzheimer's disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1097, 183-214 (2007).
  17. Cabeza, R., Anderson, N. D., Locantore, J. K., McIntosh, A. R. Aging gracefully: compensatory brain activity in high-performing older adults. NeuroImage. 17 (3), 1394-1402 (2002).
  18. Bellis, T. J., Nicol, T., Kraus, N. Aging affects hemispheric asymmetry in the neural representation of speech sounds. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 20 (2), 791-797 (2000).
  19. Jankowsky, J. L., et al. Co-expression of multiple transgenes in mouse CNS: a comparison of strategies. Biomolecular engineering. 17 (6), 157-165 (2001).
  20. Venegas, C., et al. Microglia-derived ASC specks cross-seed amyloid-beta in Alzheimer's disease. Nature. 552 (7685), 355-361 (2017).
  21. Busche, M. A., et al. Tau impairs neural circuits, dominating amyloid-beta effects, in Alzheimer models in vivo. Nat Neurosci. 22 (1), 57-64 (2019).
  22. Velazquez, R., et al. Maternal choline supplementation ameliorates Alzheimer's disease pathology by reducing brain homocysteine levels across multiple generations. Molecular Psychiatry. , (2019).
  23. Huo, Q., et al. Prefrontal Cortical GABAergic Dysfunction Contributes to Aberrant UP-State Duration in APP Knockout Mice. Cerebral Cortex. 27 (8), 4060-4072 (2017).
  24. Palop, J. J., et al. Aberrant excitatory neuronal activity and compensatory remodeling of inhibitory hippocampal circuits in mouse models of Alzheimer's disease. Neuron. 55 (5), 697-711 (2007).
  25. Ang, G., et al. Absent sleep EEG spindle activity in GluA1 (Gria1) knockout mice: relevance to neuropsychiatric disorders. Translational Psychiatry. 8 (1), 154(2018).
  26. Funk, C. M., Honjoh, S., Rodriguez, A. V., Cirelli, C., Tononi, G. Local Slow Waves in Superficial Layers of Primary Cortical Areas during REM Sleep. Current Biology. 26 (3), 396-403 (2016).
  27. Gregoriou, G. G., Gotts, S. J., Zhou, H., Desimone, R. High-frequency, long-range coupling between prefrontal and visual cortex during attention. Science. 324 (5931), 1207-1210 (2009).
  28. Zheng, C., Bieri, K. W., Hsiao, Y. T., Colgin, L. L. Spatial Sequence Coding Differs during Slow and Fast Gamma Rhythms in the Hippocampus. Neuron. 89 (2), 398-408 (2016).
  29. Freeman, W. J., Holmes, M. D., West, G. A., Vanhatalo, S. Fine spatiotemporal structure of phase in human intracranial EEG. Clinical neurophysiology : official journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 117 (6), 1228-1243 (2006).
  30. Fries, P. Rhythms for Cognition: Communication through Coherence. Neuron. 88 (1), 220-235 (2015).
  31. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  32. Verret, L., et al. Inhibitory interneuron deficit links altered network activity and cognitive dysfunction in Alzheimer model. Cell. 149 (3), 708-721 (2012).
  33. Ahlbeck, J., Song, L., Chini, M., Bitzenhofer, S. H., Hanganu-Opatz, I. L. Glutamatergic drive along the septo-temporal axis of hippocampus boosts prelimbic oscillations in the neonatal mouse. Elife. 7, (2018).
  34. Spellman, T., et al. Hippocampal-prefrontal input supports spatial encoding in working memory. Nature. 522 (7556), 309-314 (2015).
  35. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  36. Seidenbecher, T., Laxmi, T. R., Stork, O., Pape, H. C. Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval. Science. 301 (5634), 846-850 (2003).
  37. Zitnik, G. A., Curtis, A. L., Wood, S. K., Arner, J., Valentino, R. J. Adolescent Social Stress Produces an Enduring Activation of the Rat Locus Coeruleus and Alters its Coherence with the Prefrontal Cortex. Neuropsychopharmacology : official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. 41 (5), 1376-1385 (2015).
  38. Rogers, L. J., Zucca, P., Vallortigara, G. Advantages of having a lateralized brain. Proceedings. Biological sciences / The Royal Society. 271, Suppl 6 420-422 (2004).
  39. Vallortigara, G. The evolutionary psychology of left and right: costs and benefits of lateralization. Developmental psychobiology. 48 (6), 418-427 (2006).
  40. MacNeilage, P. F., Rogers, L. J., Vallortigara, G. Origins of the left, right brain. Scientific American. 301 (1), 60-67 (2009).
  41. Habas, P. A., et al. Early folding patterns and asymmetries of the normal human brain detected from in utero MRI. Cerebral cortex. 22 (1), New York, N.Y. 13-25 (2012).
  42. Dennis, N. A., Kim, H., Cabeza, R. Effects of aging on true and false memory formation: an fMRI study. Neuropsychologia. 45 (14), 3157-3166 (2007).
  43. Cabeza, R., et al. Task-independent and task-specific age effects on brain activity during working memory, visual attention and episodic retrieval. Cerebral cortex. 14 (4), New York, N.Y. 364-375 (2004).
  44. Cherbuin, N., Reglade-Meslin, C., Kumar, R., Sachdev, P., Anstey, K. J. Mild Cognitive Disorders are Associated with Different Patterns of Brain asymmetry than Normal Aging: The PATH through Life Study. Frontiers in psychiatry / Frontiers Research Foundation. 1, 11(2010).
  45. Jankowsky, J. L., et al. Mutant presenilins specifically elevate the levels of the 42 residue beta-amyloid peptide in vivo: evidence for augmentation of a 42-specific gamma secretase. Human molecular genetics. 13 (2), 159-170 (2004).
  46. Radde, R., et al. Abeta42-driven cerebral amyloidosis in transgenic mice reveals early and robust pathology. EMBO reports. 7 (9), 940-946 (2006).
  47. Lacor, P. N., et al. Abeta oligomer-induced aberrations in synapse composition, shape, and density provide a molecular basis for loss of connectivity in Alzheimer's disease. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27 (4), 796-807 (2007).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Hemisphere LateralizationBilateral Local Field PotentialSecondary Motor CortexAlzheimer s Disease ModelAPP PS1 MiceCross Correlation AnalysisGamma Band SynchronizationHemispheric AsymmetryStereotaxic ApparatusMicroelectrode Recording

Related Articles