Artykuł metodologiczny

Oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym Duchenne'a

DOI:

10.3791/59320

⸱

10 kwietnia 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Vascular Biology Center, Medical College of Georgia, Augusta University, 2Renji Hospital, School of Medicine, Shanghai Jiaotong University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół przejściowej poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią mięśniową Duchenne'a poprzez przeszczepienie egzosomów pochodzących z normalnych miogennych komórek progenitorowych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dystrofia mięśniowa Duchene'a (DMD) jest recesywną chorobą genetyczną sprzężoną z chromosomem X, spowodowaną brakiem funkcjonalnego białka dystrofiny. Choroby nie można wyleczyć, a wraz z postępem choroby u pacjenta pojawiają się objawy kardiomiopatii rozstrzeniowej, arytmii i zastoinowej niewydolności serca. Myszy z mutacjąDMD MDX nie wykazują ekspresji dystrofiny i są powszechnie stosowane jako mysi model DMD. W naszym ostatnim badaniu zaobserwowaliśmy, że wstrzyknięcie do mięśnia sercowego egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych szerokiego typu (WT) (MPC-Exo) przejściowo przywróciło ekspresję dystrofiny w mięśniu sercowym myszy z mutacjąMDX DMD, co wiązało się z przejściową poprawą czynności serca, co sugeruje, że WT-MPC-Exo może stanowić opcję łagodzenia objawów sercowych DMD. W artykule opisano technikę oczyszczania i przeszczepiania MPC-Exo do serc myszy z mutacjąDMD MDX.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dystrofia mięśniowa Duchenne'a (DMD) jest recesywną, postępującą chorobą nerwowo-mięśniową sprzężoną z chromosomem X, spowodowaną mutacją w genie DMD i utratą funkcjonalnej dystrofiny1. Dystrofina ulega ekspresji głównie w mięśniach szkieletowych i mięśniu sercowym, a w mniejszym stopniu w mięśniach gładkich, gruczołach dokrewnych i neuronach2,3. DMD jest najczęstszym typem dystrofii mięśniowej, z częstością występowania jednego na 3 500 do 5 000 nowonarodzonych chłopców na całym świecie4,5. U osób zazwyczaj rozwija się postępująca martwica mięśni, utrata samodzielnego chodzenia we wczesnym okresie dojrzewania i śmierć w drugiej do trzeciej dekadzie życia z powodu niewydolności serca i niewydolności oddechowej6.

Kardiomiopatia rozstrzeniowa, zaburzenia rytmu serca i zastoinowa niewydolność serca są częstymi objawami sercowo-naczyniowymi DMD7,8. Choroby nie można wyleczyć, leczenie wspomagające może złagodzić objawy lub opóźnić postęp niewydolności serca, ale bardzo trudno jest poprawić czynność serca9,10.

Podobnie jak pacjenci z DMD, myszy z dystrofią mięśniową sprzężoną z chromosomem X (MDX) mają niedobór białka dystrofiny i wykazują objawy kardiomiopatii11, i dlatego są szeroko stosowane w badaniach nad kardiomiopatią związaną z DMD. W celu przywrócenia dystrofiny w dotkniętych chorobą mięśniach, terapia allogenicznymi komórkami macierzystymi okazała się skuteczną metodą leczenia DMD12,13,14. Egzosomy, pęcherzyki błonowe o długości fali 30-150 nm wydzielane przez różne typy komórek, odgrywają kluczową rolę w komunikacji międzykomórkowej poprzez transport materiału genetycznego, takiego jak informacyjny RNA (mRNA) i niekodujące RNA15,16,17,18,19,20,21.

Nasze poprzednie badania wykazały, że egzosomy pochodzące z miogennych komórek progenitorowych (MPC), takie jak linia komórkowa C2C12, mogą przenosić mRNA dystrofiny do kardiomiocytów gospodarza po bezpośrednim wstrzyknięciu serca22, wskazując, że allogeniczne dostarczanie egzosomów pochodzących z MPC (MPC-Exo) może przejściowo przywrócić ekspresję genu DMD u myszy MDX. Ten artykuł koncentruje się na technikach oczyszczania i przeszczepiania MPC-Exo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zwierzęta były traktowane zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Kolegium Medycznego Georgii na Uniwersytecie Augusta.

1. Izolacja i oczyszczanie egzosomów pochodzących z MPC

  1. Wysiew 5 x 106 komórek C2C12 w 15 cm naczyniu do hodowli komórkowej z 20 ml kompletnej zmodyfikowanej pożywki Eagle's Dulbecco (DMEM) zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 100 U/ml penicyliny G i 100 μg/ml streptomycyny. Inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  2. Przygotować pożywkę zubożoną w egzosomy przez ultrawirowanie FBS przy 100 000 x g przez 18 godzin w temperaturze 4 °C za pomocą wahliwego wirnika kubełkowego. Wyrzuć granulkę.
  3. Zastąp cały DMEM pożywką zubożoną w egzosomy, gdy komórki jednowarstwowe osiągną 80% konfluencji w naczyniu hodowlanym.
  4. Za pomocą pipety transferowej pobierać supernatant z szalki do hodowli komórkowych co 48 godzin, w sumie trzy razy. Zebrać sklarowany osad w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml i odwirować przy sile 150 x g przez 10 minut w celu usunięcia pozostałych komórek.
  5. Przefiltruj supernatant przez filtr 0,22 μm, aby wyeliminować zanieczyszczenia komórkowe. Przefiltrowane podłoże należy ultraodwirować w ultra przezroczystych probówkach za pomocą wahliwego wirnika kubełkowego o sile 100 000 x g przez 120 minut w temperaturze 4 °C w celu wytrącenia egzosomów.
  6. Ponownie zawiesić osad zawierający egzosom w buforowanym fosforanowym roztworze soli fizjologicznej (PBS) i napełnić całą ultra-przezroczystą probówkę PBS. Przeprowadzić ultrawirowanie tej zawiesiny w stężeniu 100 000 x g przez 120 minut w temperaturze 4 °C w celu wyeliminowania zanieczyszczających białek.
  7. Wyrzuć supernatant i ponownie zawieś osad egzosomu w 100 μl PBS. Przechowywać w temperaturze -80 °C do wykorzystania w przyszłości.
  8. W celu analizy mikroskopii elektronowej umieść 3 μl zawiesiny egzosomalnej na siatce mikroskopu elektronowego z miedzi o siatce 200 na 5 minut w temperaturze pokojowej. Kontynuuj standardowe barwienie octanem uranylu23. Zbadaj półsuchą siatkę za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

2. Dostarczanie egzosomów do mięśnia sercowego

UWAGA: Użyliśmy sześciu myszy w każdej grupie.

  1. MyszyMDX DBA/2J-DMD (samce; wiek > 10 miesięcy; masa ciała (m.c.) > 18 g) za pomocą dootrzewnowego (i.p.) wstrzyknięcia 100 mg/kg masy ciała ketaminy w połączeniu z 10 mg/kg m.c. ksylazyny i potwierdzić głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi.
  2. Zamocuj każdą mysz w pozycji leżącej na plecach na platformie chirurgicznej za pomocą taśmy do zabezpieczenia każdej kończyny i umieść szew 3-0 poziomo poniżej górnych zębów, aby utrzymać górną szczękę na miejscu.
  3. Nałóż krem do depilacji po lewej stronie klatki piersiowej myszy, aby usunąć sierść ze skóry.
  4. Przeprowadzić intubację dotchawiczą przez jamę ustną za pomocą cewnika 24 G i przewietrzyć mysz powietrzem z pomieszczenia z prędkością 195 oddechów/min za pomocą respiratora dla gryzoni (patrz Tabela materiałów).
  5. Zdezynfekuj skórę 75% alkoholem i 10% jodowidonem.
  6. Wykonać skośne nacięcie 10\u201215 mm od lewej krawędzi mostka do lewej pachy, przeciąć nożycami mięsień piersiowy większy i piersiowy mniejszy, a następnie wykonać torakotomię lewą przez czwartą przestrzeń międzyżebrową. Delikatnie włóż opaski zwijacza, aby rozciągnąć klatkę piersiową na szerokość 10 mm. Należy uważać, aby nie dojść do uszkodzenia lewego płuca.
  7. Użyj dwóch prostych pęset, aby usunąć osierdzie, rozsuń je i umieść za końcówkami retraktora, aby odsłonić serce. Wstrzyknąć MPC-Exo (50 μg w 30 μl PBS) lub 30 μl PBS (jako kontrola) domięśniowo do przedniej ściany lewej komory za pomocą igły insulinowej 31 G w jednym miejscu.
  8. Użyj nylonowych szwów 6-0, aby zamknąć kolejno klatkę piersiową, mięśnie piersiowe i skórę.
  9. Odzyskaj myszy. Gdy pojawi się rytmiczny, spontaniczny oddech, wyjmij myszy z respiratora i ekstubuj. Obserwuj i rejestruj stan myszy po operacji.

3. Echokardiografia

UWAGA: Pojedynczy obserwator zaślepiony na grupy eksperymentalne przeprowadza echokardiografię i analizę danych.

  1. Dwa dni po przeszczepie PBS/egzosomu znieczulenie myszy 1-20122% izofluranem.
  2. Zamocuj mysz w pozycji leżącej na plecach za pomocą taśmy i nałóż podgrzany żel akustyczny na lewą część klatki piersiowej.
  3. Oceń czynność lewej komory za pomocą echokardiografii, jak opisano wcześniej16,24.
    1. Uzyskaj widok przymostkowej osi długiej lewej komory (LV) w dwóch wymiarach (tryb B), a następnie obróć sondę ultradźwiękową o 90°, aby uzyskać widok krótkiej osi LV na poziomie mięśni brodawkowatych.
    2. Rejestruj obrazy echokardiograficzne w trybie M i mierz średnicę końcoworozkurczową lewej komory (LVEDD), końcowoskurczową objętość lewej komory (LVESD), końcowo-rozkurczową objętość lewej komory (LVEDV) i końcowo-skurczową objętość lewej komory (LVESV).
      nuta: Skrócenie frakcyjne (FS%) = [(LVEDD − LVESD) / LVEDD] x 100, a frakcja wyrzutowa lewej komory (LVEF%) = [(LVEDV − LVESV) / LVEDV] x 100.

4. Immunohistochemia

  1. Dwa dni po przeszczepie PBS/egzosomu znieczulij myszy (patrz krok 2.1) i rozetnij mostek, aby odsłonić klatkę piersiową. Wypreparuj żyłę główną dolną i przeprowadź perfuzję serca przez wierzchołek lewej komory za pomocą 3 ml PBS, a następnie 3 ml 4% paraformaldehydu w temperaturze pokojowej, używając cewnika motylkowego z igłą 25 G przymocowaną do strzykawki o pojemności 5 ml.
  2. Utrwalone serca zatopić w parafinie i pokroić na odcinki o grubości 5 μm.
  3. Odparafinować szkiełka w ksylenie i ponownie uwodnić w roztworach etanolu w następującej kolejności: 100% ksylen (3 min), 100% ksylen (3 min), 100% etanol (1 min), 100% etanol (1 min), 95% etanol (1 min), 80% etanol (1 min), H2O (1 min).
  4. Utrwal skrawki tkanek 4% paraformaldehydem przez 8 minut w temperaturze pokojowej.
  5. Zanurz szkiełka w roztworze cytrynianu sodu (0,01 M, pH 6,0) i wykonaj pobieranie antygenu za pomocą aportera antygenu.
  6. Przepuszczać skrawki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z 1% eterem tert-oktylofenylowym glikolu polietylenowego w PBS.
  7. Blokuj skrawki z 5% surowicą kozią w PBS przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
  8. Inkubować skrawki z rozcieńczonym przeciwciałem pierwszorzędowym (przeciwciałem anty-dystrofinowym) w PBS (1:100) przez noc w temperaturze 4 °C, a następnie przemywać trzykrotnie PBS przez 5 minut.
  9. Inkubować skrawki z rozcieńczonym przeciwciałem drugorzędowym (Alexa Fluor 488 sprzężona kozia anty-królicza IgG) w PBS (1:400) przez 45 minut w temperaturze pokojowej.
  10. Kontroluj autofluorescencję za pomocą zestawu do gaszenia autofluorescencji (patrz tabela materiałów).
  11. Do montażu prowadnic należy użyć medium montażowego zawierającego DAPI (patrz Tabela Materiałów).
  12. Obserwuj szkiełka pod mikroskopem konfokalnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schemat blokowy do izolowania i oczyszczania egzosomów z komórek C2C12 jest pokazany w Rysunek 1A. Aby potwierdzić obecność egzosomów, przeprowadziliśmy analizę transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Obraz z transmisyjnej mikroskopii elektronowej (Rysunek 1B) pokazuje morfologię jasnych i okrągłych pęcherzyków egzosomów pochodzących z C2C12. Analiza Western blot potwierdziła obecność markerów egzosomów, w tym CD63 i TSG101 (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metoda izolowania czystych egzosomów jest niezbędna do badania funkcji egzosomów. Jedną z powszechnych technik izolacji egzosomów jest wytrącanie za pośrednictwem glikoli polietylenowych (PEG) 17,18,25. Egzosomy mogą być wytrącane w PEG-ach i granulowane przez wirowanie z niską prędkością. Oczyszczanie za pośrednictwem PEG jest bardzo wygodne, tanie, nie wymaga żadnego zaawansowanego sprzętu, ale istnieje obawa o czystość egzoso...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszyscy autorzy oświadczają, że nie mają konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tang były częściowo wspierane przez American Heart Association: GRNT31430008, NIH-AR070029, NIH-HL086555, NIH-HL134354.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,22 &m; m FiltrFisherbrand09-720-004
15 cm Naczynie do hodowli komórkowychThermo Fisher Scientific157150
Cewnik 24 GTERUMOSR-OX2419CA
Igła insulinowa 31 GBD328291
4% paraformaldehydu AffymetrixAAJ19943K2
50 ml probówki wirówkoweThermo Fisher Scientific339652
6-0 szewPro Advantage by NDCP420697
Alexa Fluor 488 kozia anty-królicza IgGThermo Fisher ScientificA-11008
Antybiotykowy roztwór przeciwgrzybiczyCorning 30-004-CI
Przeciwciało anty-dystrofinyAbcamab15277
Ściągacz antygenu Aptum BiologicsR2100-USZestaw do gaszenia autofluorescencji do odzyskiwania antygenu
 Vector LaboratoriesSP-8400
C2C12 linia komórkowaATCCCRL-1772
WirówkaUnicoC8606
Wymienne końcówki wysokotemperaturoweBovie Medical CorporationHIT
Mikroskopia konfokalnaZeissZeiss 780 Pionowe myszy konfokalne
DBA/2J-mdxLaboratorium Jacksona013141
DMEMCorning 10-013-CM
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Corning 35-011-CV
Surowica kozia MP Biomedicals, LLC191356
IsofluranePatterson Veterinary07-893-1389
KetaminaHenry Schein056344
Podłoże montażowe z DAPI Vector Laboratoriesmyszy H-1500
Kent ScientificSURGI-5001
Eter tert-oktylofenylowy glikolu polietylenowegoFisher ScientificBP151-100
Wentylator dla gryzoniAparat Harvard55-7066
SW-28 TiBeckman342207
Platformaobrazowania Vevo 2100System ultradźwiękowy FUJIFILM VisualSonicsVevo 2100 
UltrawirówkaBeckman365672
Ultra-przezroczyste probówkiBeckman344058
Xylazine (XylaMed)Bimeda-MTC Animal Health Inc.1XYL003 8XYL006
Zestaw zwijacza

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Yiu, E. M., Kornberg, A. J. Duchenne muscular dystrophy. Journal of Paediatrics and Child Health. 51 (8), 759-764 (2015).
  2. Nudel, U., et al. Duchenne muscular dystrophy gene product is not identical in muscle and brain. Nature. 337 (6202), 76-78 (1989).
  3. Rae, M. G., O'Malley, D. Cognitive dysfunction in Duchenne muscular dystrophy: a possible role for neuromodulatory immune molecules. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1304-1315 (2016).
  4. Mah, J. K., et al. A systematic review and meta-analysis on the epidemiology of Duchenne and Becker muscular dystrophy. Neuromuscular Disorders. 24 (6), 482-491 (2014).
  5. D'Amario, D., et al. A current approach to heart failure in Duchenne muscular dystrophy. Heart. 103 (22), 1770-1779 (2017).
  6. Koeks, Z., et al. Clinical Outcomes in Duchenne Muscular Dystrophy: A Study of 5345 Patients from the TREAT-NMD DMD Global Database. Journal of Neuromuscular Diseases. 4 (4), 293-306 (2017).
  7. Kamdar, F., Garry, D. J. Dystrophin-Deficient Cardiomyopathy. Journal of the American College of Cardiology. 67 (21), 2533-2546 (2016).
  8. Wang, Z., et al. Regenerative Therapy for Cardiomyopathies. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2018).
  9. Fayssoil, A., Nardi, O., Orlikowski, D., Annane, D. Cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy: pathogenesis and therapeutics. Heart Failure Reviews. 15 (1), 103-107 (2010).
  10. Hagan, M., Ashraf, M., Kim, I. M., Weintraub, N. L., Tang, Y. Effective regeneration of dystrophic muscle using autologous iPSC-derived progenitors with CRISPR-Cas9 mediated precise correction. Medical Hypotheses. 110, 97-100 (2018).
  11. Quinlan, J. G., et al. Evolution of the mdx mouse cardiomyopathy: physiological and morphological findings. Neuromuscular Disorders. 14 (8-9), 491-496 (2004).
  12. Siemionow, M., et al. Creation of Dystrophin Expressing Chimeric Cells of Myoblast Origin as a Novel Stem Cell Based Therapy for Duchenne Muscular Dystrophy. Stem Cell Reviews and Reports. 14 (2), 189-199 (2018).
  13. Sienkiewicz, D., Kulak, W., Okurowska-Zawada, B., Paszko-Patej, G., Kawnik, K. Duchenne muscular dystrophy: current cell therapies. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 8 (4), 166-177 (2015).
  14. Zhang, Y., et al. Long-term engraftment of myogenic progenitors from adipose-derived stem cells and muscle regeneration in dystrophic mice. Human Molecular Genetics. 24 (21), 6029-6040 (2015).
  15. Ju, C., et al. Transplantation of Cardiac Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes for Angiogenesis. Journal of Cardiovascular Translational Research. 11 (5), 429-437 (2018).
  16. Ju, C., et al. Transplantation of Cardiac Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes Promotes Repair in Ischemic Myocardium. Journal of Cardiovascular Translational Research. 11 (5), 420-428 (2018).
  17. Ruan, X. F., et al. Suxiao Jiuxin pill promotes exosome secretion from mouse cardiac mesenchymal stem cells in vitro. Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 569-578 (2018).
  18. Ruan, X. F., et al. Exosomes from Suxiao Jiuxin pill-treated cardiac mesenchymal stem cells decrease H3K27 demethylase UTX expression in mouse cardiomyocytes in vitro. Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 579-586 (2018).
  19. Chen, Y., Tang, Y., Fan, G. C., Duan, D. D. Extracellular vesicles as novel biomarkers and pharmaceutic targets of diseases. Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 499-500 (2018).
  20. Chen, Y., Tang, Y., Long, W., Zhang, C. Stem Cell-Released Microvesicles and Exosomes as Novel Biomarkers and Treatments of Diseases. Stem Cells International. 2016, 2417268(2016).
  21. Murphy, C., et al. Emerging role of extracellular vesicles in musculoskeletal diseases. Molecular Aspects of Medicine. 60, 123-128 (2018).
  22. Su, X., et al. Exosome-Derived Dystrophin from Allograft Myogenic Progenitors Improves Cardiac Function in Duchenne Muscular Dystrophic Mice. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2018).
  23. Hu, G., et al. Exosome-mediated shuttling of microRNA-29 regulates HIV Tat and morphine-mediated neuronal dysfunction. Cell Death & Disease. 3, 381(2012).
  24. Bayoumi, A. S., et al. A carvedilol-responsive microRNA, miR-125b-5p protects the heart from acute myocardial infarction by repressing pro-apoptotic bak1 and klf13 in cardiomyocytes. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 114, 72-82 (2018).
  25. Wang, Y., et al. Exosomes/microvesicles from induced pluripotent stem cells deliver cardioprotective miRNAs and prevent cardiomyocyte apoptosis in the ischemic myocardium. International Journal of Cardiology. 192, 61-69 (2015).
  26. Cheruvanky, A., et al. Rapid isolation of urinary exosomal biomarkers using a nanomembrane ultrafiltration concentrator. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292 (5), 1657-1661 (2007).
  27. Oksvold, M. P., Neurauter, A., Pedersen, K. W. Magnetic bead-based isolation of exosomes. Methods in Molecular Biology. 1218, 465-481 (2015).
  28. Pedersen, K. W., Kierulf, B., Neurauter, A. Specific and Generic Isolation of Extracellular Vesicles with Magnetic Beads. Methods in Molecular Biology. 1660, 65-87 (2017).
  29. Teng, X., et al. Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes Improve the Microenvironment of Infarcted Myocardium Contributing to Angiogenesis and Anti-Inflammation. Cellular Physiology and Biochemistry. 37 (6), 2415-2424 (2015).
  30. Aminzadeh, M. A., et al. Exosome-Mediated Benefits of Cell Therapy in Mouse and Human Models of Duchenne Muscular Dystrophy. Stem Cell Reports. 10 (3), 942-955 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

miogenne kom rki progenitoroweoczyszczanie egzosom wwtryskiwanie domi niowedystrofia mi niowa Duchenne aanaliza echokardiograficznatransmisyjna mikroskopia elektronowaanaliza Western blotbarwienie immunofluorescencyjnemedium pozbawione egzosom wprotok ultrawirowania

Powiązane artykuły