Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Codzienna fototerapia czerwonym światłem regulująca wzrost biofilmu Candida albicans

7.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59326

⸱

23 kwietnia 2019

 ,  , 
1Department of Cariology, Operative Dentistry and Dental Public Health, Indiana University School of Dentistry, 2Department of Restorative Dentistry, Ceará Federal University, School of Dentistry

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół do oceny wpływu zastosowania czerwonego światła na wzrost biofilmu Candida albicans. Niekoherentne urządzenie do pomiaru światła czerwonego o długości fali 635 nm i gęstości energii 87,6 J·cm-2 stosowano przez cały okres wzrostu biofilmów Candida albicans przez 48 godzin.

Streszczenie

Tutaj prezentujemy protokół oceny wyników dziennego leczenia światłem czerwonym na wzrost biofilmu Candida albicans. Aby zwiększyć planktonowy wzrost C. albicans SN425, inokulum rosło na pożywkach drożdżowych na bazie azotu. Do tworzenia biofilmu zastosowano pożywki RPMI 1640, które mają wysokie stężenie aminokwasów, aby wspomóc wzrost biofilmu. Biofilmy trwające 48 godzin traktowano dwa razy dziennie przez okres 1 minuty za pomocą niekoherentnego urządzenia świetlnego (światło czerwone; długość fali = 635 nm; gęstość energii = 87,6 J·cm-2). Jako kontrolę pozytywną (PC) zastosowano 0,12% chlorheksydyny (CHX), a jako kontrolę ujemną (NC) do biofilmów zastosowano 0,89% NaCl. Jednostki tworzące kolonie (CFU), suchą masę, rozpuszczalne i nierozpuszczalne egzopolisacharydy oznaczono ilościowo po zabiegach. Krótko mówiąc, przedstawiony tutaj protokół jest prosty, powtarzalny i dostarcza odpowiedzi dotyczących żywotności, suchej masy i ilości zewnątrzkomórkowych polisacharydów po leczeniu światłem czerwonym.

Wprowadzenie

Zwiększona częstość występowania cukrzycy, stosowanie terapii immunosupresyjnej, zakażenie wirusem HIV, epidemia AIDS, inwazyjne procedury kliniczne i konsumpcja antybiotyków o szerokim spektrum działania w ostatnich latach zwiększyły częstość występowania chorób związanych z Candida albicans1,2. Zakażenia C. albicans są często związane z rozwojem biofilmu i mogą powodować objawy kliniczne, takie jak kandydoza, lub objawy ogólnoustrojowe, takie jak kandydemia1,2. Jednym z najbardziej godnych uwagi czynników wirulencji wzrostu biofilmu jest tworzenie zewnątrzkomórkowej macierzy polisacharydowej. Tworzenie biofilmu współpracuje w celu zwiększenia odporności na istniejące leki przeciwgrzybicze, stres środowiskowy i mechanizmy immunologiczne gospodarza3.

Wzrost biofilmu C. albicans rozpoczyna się od wczesnego przylegania komórek planktonu do podłoża, po którym następuje rozmnażanie komórek drożdży przez powierzchnię substratu i wzrost strzępek. Ostatnią fazą wzrostu biofilmu jest faza dojrzewania, w której rozwój drożdży jest hamowany, rozwój strzępek rozszerza się, a macierz zewnątrzkomórkowa otacza biofilm4. Egzopolisacharydy C. albicans (EPS) w matrycy oddziałują ze sobą, tworząc kompleks mannan-glukan5,6. Interakcja egzopolisacharydów ma kluczowe znaczenie dla obrony biofilmów przed lekami7. W związku z tym redukcja EPS z macierzy zewnątrzkomórkowej C. albicans może pomóc w opracowaniu nowych protokołów antybiofilmu do kontroli kandydozy jamy ustnej.

Światło reguluje wzrost, rozwój i zachowanie kilku organizmów8 i zostało zastosowane jako środek przeciwbakteryjny w fotodynamicznej chemioterapii przeciwbakteryjnej (PACT). PACT stosuje światło widzialne o określonej długości fali i fotosensybilizator pochłaniający światło9. Jednak fotouczulacze mają trudności z przenikaniem przez biofilm, co powoduje niższą skuteczność10. Niepowodzenie środków terapeutycznych w pełnej infiltracji biofilmów jest powodem, dla którego biofilmy czasami opierają się tradycyjnej terapii przeciwdrobnoustrojowej3,5. Aby dezaktywować zamknięte komórki drobnoustrojów, środki przeciwdrobnoustrojowe muszą przenikać przez macierz zewnątrzkomórkową; niemniej jednak EPS charakteryzuje przeszkodę dyfuzyjną dla takich cząsteczek, podpowiadając ich poziom przenoszenia do biofilmu lub wpływając na odpowiedź środka przeciwdrobnoustrojowego na samą matrycę11.

Biorąc pod uwagę wady PACT, samo użycie światła jawi się jako wartościowe ulepszenie. Wstępne dane wykazały, że leczenie światłem niebieskim dwa razy dziennie znacznie hamowało wytwarzanie nierozpuszczalnego EPS w biofilmie Streptococcus mutans. Poprzez zmniejszenie ilości nierozpuszczalnego w EPS, niebieskie światło zmniejszyło wzrost biofilmu. Niemniej jednak wyniki fototerapii z wykorzystaniem światła czerwonego w biofilmach C. albicans są skąpe. W związku z tym celem niniejszego badania była ocena, w jaki sposób fototerapia światłem czerwonym wpływa na wzrost i rozmieszczenie biofilmu C. albicans. W przypadku leczenia dwa razy dziennie dostosowaliśmy poprzednie protokoły naszego laboratorium9,12, aby zapewnić łatwy i powtarzalny model biofilmu, który dostarcza odpowiedzi dotyczące żywotności, suchej masy i ilości polisacharydów zewnątrzkomórkowych po leczeniu światłem czerwonym. Ten sam protokół może być stosowany do testowania innych terapii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie pożywek hodowlanych

  1. Przygotuj agar z dekstrozą sabourauda (SDA). Zawiesić 65 g SDA uzupełnionego chloramfenikolem (50 mg/l) w 1 000 ml wody destylowanej. Gotować, aby całkowicie rozpuścić pożywkę. Sterylizować w autoklawie w temperaturze 15 PSI (121°C) przez 30 min. Schłodzić do temperatury 45-50 °C. Dobrze wymieszać i wlać 20 ml SDA do sterylnych płytek Petriego (rozmiar: 100 mm x 15 mm).
  2. Przygotować pożywkę na bazie azotu drożdżowego (YNB) uzupełnioną 100 mM glukozy, mieszając 6,7 g YNB i 18 g dekstrozy z 1,000 ml ultraczystej wody. Wymieszać za pomocą mieszadła i wysterylizować pożywkę za pomocą systemu filtrów próżniowych 0,22 μm.
  3. Przygotuj RPMI, mieszając 10,4 g RPMI 1640 i 34,32 g kwasu 3-(N-morfolino)propanosulfonowego (MOPS) z 1,000 ml ultraczystej wody. Wymieszać w mieszadle bez podgrzewania i dostosować pH do 7, dodając 1 N NaOH (Dodaj 2 g NaOH do 50 ml ultraczystej wody). Wysterylizuj pożywkę za pomocą systemu filtrów próżniowych 0,22 μm.

2. Pre-inokulum i inokulum

  1. Usuń mikroorganizm C. albicans SN425 z zamrażarki o temperaturze -80 °C i pozwól mu się rozmrozić w temperaturze otoczenia. Wysiew 10 μl kultury wyjściowej na szalkach Petriego zawierających SDA uzupełniony chloramfenikolem (50 mg/l). Inkubować szalki Petriego w warunkach tlenowych w temperaturze 37 °C przez 48 godzin.
  2. Po 48 godzinach inkubacji dodać 10 kolonii C. albicans do 10 ml pożywki na bazie azotu drożdżowego (YNB) uzupełnionej 100 mM glukozy i inkubować beztlenowo w temperaturze 37 °C przez 16 godzin dla pre-inokulum.
  3. Po inkubacji przez 16 godzin przygotować inokuluma, rozcieńczając kultury starterowe na świeżej pożywce YNB uzupełnionej 100 mM glukozy w proporcji 1:10 (1 ml kultury starterowej rozcieńczony w 9 ml YNB). Zmierzyć początkową gęstość optyczną (OD) przy 540 nm.
  4. Inkubować inokulum w warunkach tlenowych w temperaturze 37 °C przez 8 godzin, aż szczepy osiągną fazę wzrostu w środkowej części stanu i zmierzyć końcowy OD przy długości fali 540 nm. Odejmij końcowy OD od początkowego OD, aby sprawdzić, czy OD inokulum znajdują się w środkowej fazie wzrostu (8 godzin, w oparciu o krzywe wzrostu w Rysunek 1).
  5. Aby osiągnąć inokulum z 107 komórkami mL-1, odwirować inokulum przez 5 minut przy 5,500 x g, odrzucić supernatant i zagęścić inokulum do połowy objętości probówek.

3. Tworzenie biofilmu i fototerapia

  1. Dodać 1 ml inokulum do dołków 24-dołkowej płytki polistyrenowej. Inkubować tlenowo w temperaturze 37 °C przez 90 minut, aby umożliwić przyleganie komórek do dna studzienek.
  2. Jako źródło światła należy użyć niespójnego światła czerwonego (patrz tabela materiałów) o długości fali 635 ± 10 nm i stałej mocy wyjściowej 1 460 mW cm−2.
  3. Użyj miernika mocy, aby zmierzyć gęstość mocy światła. Zastosowana ekspozycja promieniowania wynosi 87,6 J cm-2, co odpowiada około 1 minutzie ekspozycji. Użyj wzoru Gęstość energii (J/cm2) = gęstość mocy (W/cm2) x czas naświetlania (s). Między źródłem światła a biofilmem należy zachować odległość 5 mm, aby uniknąć podgrzania próbki.
  4. Biofilmy kontroli dodatniej należy traktować 0,12% chlorheksydyną przez 1 minutę, a biofilmy kontroli ujemnej 0,89% NaCl przez 1 minutę.
  5. Po zabiegach przemyj wszystkie biofilmy dwukrotnie 0,89% roztworem NaCl.
  6. Dodać 1 ml RPMI 1640 buforowanego kwasem 3-(N-morfolino)propanosulfonowym (MOPS) o pH 7 do biofilmów i inkubować płytki w temperaturze 37 °C przez noc.
  7. Rano zastosować te same zabiegi, co w krokach 3.2-3.6, przemyć biofilmy dwukrotnie 0,89% NaCl, dodać do studzienek nowy RPMI buforowany MOPS (1 ml, pH 7) i inkubować tlenowo w temperaturze 37 °C.
  8. Tego samego dnia, po 6 godzinach, należy naświetlić biofilmy światłem czerwonym. Biofilmy kontroli dodatniej należy traktować 0,12% chlorheksydyną przez 1 minutę, a biofilmy kontroli ujemnej 0,89% NaCl przez 1 minutę. Po zabiegach należy dwukrotnie przemyć biofilmy 0,89% roztworem NaCl.
  9. Powtórzyć kroki 3.2-3.8 aż do osiągnięcia 48 godzin rozwoju biofilmu.
    UWAGA: Zasadniczo jeden zabieg odbędzie się rano, a drugi po południu tego samego dnia (w odstępie 6 godzin).

4. Przetwarzanie

  1. Dodaj 1 ml sterylnego 0,89% NaCl do studzienki, aby usunąć biofilm, zdrapując go ze studzienki za pomocą końcówki pipety. Dodaj usunięty biofilm do sterylnej probówki.
  2. Dodaj kolejny 1 ml sterylnego 0,89% NaCl do studzienki. Zdrap go ponownie i dodaj zawiesinę do tej samej probówki, aby uzyskać całkowitą objętość 2 ml.
  3. Jednostki tworzące kolonie (CFU)
    1. Energicznie wirować zawiesinę biofilmu przez 1 minutę. Z zawiesiny biofilmu użyć podwielokrotności 0,1 ml do seryjnego rozcieńczenia.
    2. Rozcieńczyć zawiesinę biofilmu od 10-1 do 10-4 w 0,89% roztworze NaCl.
    3. Wysiewać 50 μl z każdego rozcieńczenia na płytki SDA i inkubować płytki w temperaturze 37 °C przez 48 godzin.
    4. Policz kolonie i zastosuj wzór CFU/ml = liczba kolonii x 10n / q (n = rozcieńczenie; q = objętość wysiewu).
  4. Sucha masa
    1. Zważ i oznacz probówki do mikrowirówek.
    2. Z zawiesiny biofilmu użyć 0,1 ml do oznaczania suchej masy (biomasy).
    3. Dodać 1 ml bezwzględnego etanolu do podwielokrotności 0,1 ml biofilmów i przechowywać w temperaturze -20 °C przez 18 godzin. Po 18 godzinach odwirować przy 10 000 x g przez 10 min.
    4. Odrzucić supernatant, umieścić probówki na eksykatorze w celu wysuszenia próbek przez tydzień i ponownie zważyć probówki do mikrowirówek.
  5. Polisacharydy rozpuszczalne w wodzie (WSP) i polisacharydy rozpuszczalne w alkaliach (ASP)
    1. Pozostałą część objętości (1,8 ml) należy energicznie wirować z zawiesiny biofilmu przez 1 minutę i odwirowywać przy 5 500 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Przechowywać supernatant w nowej probówce i dwukrotnie przemywać osad komórkami, które zawierają nierozpuszczalne składniki macierzy zewnątrzkomórkowej, sterylną wodą ultraczystą (5 500 × g, 10 min w 4 °C).
    2. Zawiesić nierozpuszczalną zawartość w 1,8 ml sterylnej ultraczystej wody.
    3. Polisacharydy rozpuszczalne w wodzie (WSPs)
      UWAGA: Wykonaj ten eksperyment pod wyciągiem.
      1. Z przechowywanego supernatantu odrezerwować 1 ml do oznaczania ilościowego rozpuszczalnych w wodzie polisacharydów (WSP).
      2. Przechowywać w roztworze supernatant homogenizować przez 1 minutę. Następnie przenieś do sterylnych probówek i dodaj 2,5 objętości 95% etanolu. Przechowywać probówki przez 18 godzin w temperaturze -20 °C do wytrącania się WSP.
      3. Po 18 godzinach odwirować probówki o stężeniu 9 500 x g przez 20 minut w temperaturze 4 °C. Po odwirowaniu wyrzucić supernatanty.
      4. Umyj próbki trzykrotnie 75% etanolem i wysusz granulki na powietrzu. Ponownie zawiesić osad w 1 ml sterylnej ultraczystej wody i oznaczyć ilościowo WSP metodą kwasu fenolowo-siarkowego.
      5. Użyj 0,1% glukozy (0,01 g glukozy na 10 ml ultraczystej wody) dla krzywej wzorcowej (0, 2,5, 5, 10, 15, 20 i 25 μl glukozy na probówkę).
      6. Dodać 200 μl 5% fenolu (2,7 ml 90% fenolu na 47,3 ml wody ultraczystej) do szklanej probówki zawierającej 200 μl próbki lub wzorcowego punktu krzywej (w trzech egzemplarzach na próbkę) i ostrożnie wymieszać.
      7. Dodaj 1 ml kwasu siarkowego do probówki i wymieszaj. Odczekać 20 minut na reakcję i zmierzyć próbki za pomocą spektrofotometru (490 nm).
    4. Polisacharydy rozpuszczalne w alkaliach (ASP)
      UWAGA: Wykonaj ten eksperyment w dygestorium.
      1. Z nierozpuszczalnej, ponownie zawieszonej ilości oddzielić 1 ml w celu oznaczenia ASP. Odwirować podwielokrotności każdej zawiesiny biofilmu (13 000 x g, przez 10 minut w temperaturze 4 °C).
      2. Ostrożnie usunąć supernatant z każdej probówki. Następnie umieść próbki na koncentratorze próżniowym, aby wysuszyć granulki.
      3. Zważyć granulki i dodać 300 μl 1 N NaOH (2 g NaOH do 50 ml ultraczystej wody) na 1 mg suchej masy. Inkubować je przez 2 godziny w temperaturze 37 °C, a następnie odwirowywać w temperaturze 13 000 × g przez 10 minut.
      4. Ostrożnie zebrać supernatanty za pomocą pipety i przenieść do probówek do mikrowirówek, utrzymując osad.
      5. Ponownie dodać równą objętość 1 N NaOH do probówek zawierających osady i powtórzyć te same kroki, co powyżej, dla ekstrakcji ASP.
      6. Po inkubacji przez 2 godziny odwirować próbki (13 000 x g przez 10 min), ostrożnie zebrać supernatanty i dodać do wcześniej pobranych supernatantów.
      7. W przypadku trzeciej ekstrakcji powtórzyć te same kroki, co powyżej, ale tym razem nie inkubować próbek przez 2 godziny przed odwirowaniem.
      8. Następnie do każdej próbki dodać trzy objętości 95% etanolu. Następnie należy przechowywać próbki w temperaturze -20 °C przez 18 godzin w celu wytrącenia ASP.
      9. Odwirować probówki (9 500 × g przez 20 minut w temperaturze 4 °C) i odrzucić supernatanty.
      10. Umyj każdą granulkę trzykrotnie 75% etanolem i wysusz na powietrzu (te same procedury miały miejsce w przypadku WSP). Ponownie zawiesić granulki w równej całkowitej objętości pierwszej ekstrakcji za pomocą 1 N NaOH.
      11. Odczytać próbki w celu oznaczania ilościowego ASP przy użyciu fenolu siarkowego (tak samo jak w przypadku analizy WSP).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 2 przedstawia wyniki Log10 CFU/mL C. albicans po codziennych zabiegach światłem czerwonym przez 1 min. Światło czerwone znacząco zredukowało wartość Log10 CFU/mL w porównaniu z grupą NC (p = 0,004). Rysunek 3 prezentuje wyniki masy biomasy (mg) biofilmu C. albicans po codziennych zabiegach. Wszystkie grupy leczone wykazały redukcję biomasy w porównaniu z grupą NC (p = 0,000), a grup...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Najważniejszymi etapami udanej hodowli biofilmu C. albicans są: 1) wykonanie pre-inokulum i inokulum w pożywce YNB uzupełnionej 100 mM glukozy; 2) odczekać 90 minut na fazę adhezji i ostrożnie umyć studzienki dwukrotnie 0,89% NaCl w celu usunięcia nieprzylegających komórek; oraz 3) dodanie pożywki RPMI do przylegających komórek, aby rozpocząć tworzenie biofilmu, ponieważ RPMI będzie stymulować wzrost strzępek. Podczas hodowli C. albicans mogą wystąpić aneuploidie. W związku z tym ważne jest, aby nie uży...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy dr Pauli da Silveira, dr Cecílii Atem Gonçalves de Araújo Costa, Shawnowi M. Maule, Shane'owi M. Maule, dr Malvinowi N. Janalowi i dr Irianie Zanin za rozwój tego badania. Dziękujemy również dr Alexandrowi D. Johnsonowi (UCSF) za oddanie szczepu analizowanego w tym badaniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Klorhexidine 20% Sigma-AldrichC9394
Dekstroza (D-glukoza) BezwodnyFisher ChemicalD16-500
Etanol 200 proofDecon LaboratoriesDSP-MD.43
LumaCare LC-122 A LumaCare Medical Group, Newport Beach, Kalifornia, Stany Zjednoczone 
NaCl Fisher ChemicalS641-500
NaOH Bioodczynniki Fisher BP 359-500
Phenol 5%Milipore Sigma843984
RPMI 1640 buforowany 3-(N-morfolino)AgarSigma R7755
Sabouraud uzupełniony chloramfenikolemAcumedia7306A
Kwas siarkowy Fisher ChemicalSA200-1
Baza azotowa drożdży DifcoDF0392-15-9
Kwas 3-(N-morfolino)propanosulfonowy MOPSSigma-AldrichM1254
  24-dołkowa płyta styropianowa Sokół353935
dekstrozowy

Bibliografia

  1. Sardi, J. C. O., Scorzoni, L., Bernardi, T., Fusco-Almeida, A. M., Mendes Giannini, J. M. Candida species: current epidemiology, pathogenicity, biofilm formation, natural antifungal products and new therapeutic options. Journal of Medical Microbiology. 62 (Pt 1), 10-24 (2013).
  2. Harriott, M. M., Noverr, M. C. Candida albicans and Staphylococcus aureus form polymicrobial biofilms: effects on antimicrobial resistance. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (9), 3914-3922 (2009).
  3. Srinivasan, A., Lopez-Ribot, J. L., Ramasubramanian, A. K. Overcoming antifungal resistance. Drug Discovery Today Technologies. 11, 65-71 (2014).
  4. Finkel, J. S., Mitchell, A. P. Genetic control of Candida albicans biofilm development. Nature Reviews Microbiology. 9 (2), 109-118 (2011).
  5. Zarnowski, R., et al. Novel entries in a fungal biofilm matrix encyclopedia. MBio. 5, e013333 (2014).
  6. Mitchell, K. F., et al. Community participation in biofilm matrix assembly and function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (13), 4092-4097 (2015).
  7. Mitchell, K. F., Zarnowski, R., Andes, D. R. Fungal super glue: the biofilm matrix and its composition, assembly, and functions. PLoS Pathogens. 12, e1005828(2016).
  8. Dai, T., et al. Blue light rescues mice from potentially fatal Pseudomonas aeruginosa burn infection: efficacy, safety, and mechanism of action. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 57 (3), 1238-1245 (2013).
  9. de Sousa, D. L., Lima, R. A., Zanin, I. C., Klein, M. I., Janal, M. N., Duarte, S. Effect of twice-daily blue light treatment on matrix-rich biofilm development. PLoS One. 10 (7), e0131941(2015).
  10. Fontana, C. R., et al. The antibacterial effect of photodynamic therapy in dental plaque-derived biofilms. Journal of Periodontal Research. 44 (6), 751-759 (2009).
  11. Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clinical Microbiology Reviews. 15 (2), 167-193 (2002).
  12. Panariello, B. H. D., Klein, M. I., Pavarina, A. C., Duarte, S. Inactivation of genes TEC1 and EFG1 in Candida albicans influences extracellular matrix composition and biofilm morphology. Journal of Oral Microbiology. 9 (1), 1385372(2017).
  13. Gulati, M., Lohse, M. B., Ennis, C. L., Gonzalez, R. E., Perry, A. M., Bapat, P., Valle Arevalo, A., Rodriguez, D. L., L, D., Nobile, C. J. In vitro culturing and screening of Candida albicans biofilms. Current Protocols in Microbiology. 50 (1), e60(2018).
  14. Roberts, A. E., Kragh, K. N., Bjarnsholt, T., Diggle, S. P. The limitations of in vitro experimentation in understanding biofilms and chronic infection. Journal of Molecular Biology. 427 (23), 3646-3661 (2015).
  15. Kucharíková, S., Tournu, H., Lagrou, K., Van Dijck, P., Bujdáková, H. Detailed comparison of Candida albicans and Candida glabrata biofilms under different conditions and their susceptibility to caspofungin and anidulafungin. Journal of Medical Microbiology. 60 (Pt 9), 1261-1269 (2011).
  16. Weerasekera, M. M., Wijesinghe, G. K., Jayarathna, T. A., et al. Culture media profoundly affect Candida albicans and Candida tropicalis growth, adhesion and biofilm development. Memórias Do Instituto Oswaldo Cruz. 111 (11), 697-702 (2016).
  17. Kadosh, D., Johnson, A. D. Induction of the Candida albicans filamentous growth program by relief of transcriptional repression: a genome-wide analysis. Molecular biology of the cell. 16 (6), 2903-2912 (2005).
  18. Paschoal, M. A., Lin, M., Santos-Pinto, L., Duarte, S. Photodynamic antimicrobial chemotherapy on Streptococcus mutans using curcumin and toluidine blue activated by a novel LED device. Lasers in Medical Science. 30 (2), 885-890 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Terapia czerwonym światłemtworzenie biofilmujednostki tworzące kolonieanaliza suchej masywielocukry zewnątrzkomórkoweleczenie fototerapiąpożywka RPMI 1640kontrola chlorheksydynąchlorek sodu
Codzienna fototerapia czerwonym światłem regulująca wzrost biofilmu Candida albicans
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.