Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Standaryzowana indukcja wstrząsu krwotocznego prowadzona za pomocą oksymetrii mózgowej i rozszerzonego monitorowania hemodynamicznego u świń

7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59332

⸱

21 maja 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

W tym artykule

Podsumowanie

Wstrząs krwotoczny jest poważnym powikłaniem u poważnie rannych pacjentów, co prowadzi do zagrażającego życiu niedoboru tlenu. Przedstawiamy znormalizowaną metodę wywoływania wstrząsu krwotocznego poprzez pobranie krwi u świń, która jest kierowana przez hemodynamikę i mikrokrążeniowe natlenienie mózgu.

Streszczenie

Wstrząs krwotoczny jest jednym z głównych powodów śmierci związanej z poważnymi obrażeniami. Utrata objętości krążenia i nośników tlenu może prowadzić do niewystarczającego zaopatrzenia w tlen i nieodwracalnej niewydolności narządów. Mózg wywiera ograniczone zdolności kompensacyjne i jest szczególnie narażony na wysokie ryzyko ciężkiego uszkodzenia hipoksyjnego. W artykule przedstawiono odtwarzalną indukcję zagrażającego życiu wstrząsu krwotocznego w modelu świniowym za pomocą obliczonego pobrania krwi. Miareczkujemy indukcję wstrząsu pod kierunkiem spektroskopii w bliskiej podczerwieni i rozszerzonego monitorowania hemodynamicznego, aby pokazać ogólnoustrojową niewydolność krążenia, a także mikrokrążeniowy niedobór tlenu w mózgu. W porównaniu z podobnymi modelami, które koncentrują się przede wszystkim na predefiniowanych objętościach usuwania w celu indukcji uderzeniowej, podejście to kładzie nacisk na miareczkowanie za pomocą wynikającego z tego uszkodzenia makro- i mikrokrążenia.

Wprowadzenie

Ogromna utrata krwi jest jedną z głównych przyczyn zgonów związanych z urazami1,2,3. Utrata płynu krążeniowego i nośników tlenu prowadzi do niewydolności hemodynamicznej i poważnego niedoboru tlenu oraz może spowodować nieodwracalną niewydolność narządów i śmierć. Na poziom ciężkości wstrząsu mają wpływ dodatkowe czynniki, takie jak hipotermia, koagulopatia i kwasica4. Szczególnie mózg, ale także nerki nie mają zdolności kompensacyjnej z powodu wysokiego zapotrzebowania na tlen i niezdolności do odpowiedniego wytwarzania energii beztlenowej5,6. W celach terapeutycznych kluczowe jest szybkie i natychmiastowe działanie. W praktyce klinicznej resuscytacja płynowa za pomocą zbilansowanego roztworu elektrolitu jest pierwszą opcją leczenia, a następnie podawaniem koncentratów krwinek czerwonych i świeżo mrożonego osocza. Koncentraty trombocytów, katecholaminy oraz optymalizacja krzepnięcia i statusu kwasowo-zasadowego wspomagają terapię w celu odzyskania normalnych warunków fizjologicznych po doznanym urazie. Koncepcja ta koncentruje się na przywróceniu hemodynamiki i makrokrążenia. Kilka badań pokazuje jednak, że perfuzja mikrokrążeniowa nie wraca do normy jednocześnie z makrokrążeniem. W szczególności perfuzja mózgowa pozostaje upośledzona i może wystąpić dalsze niedobór tlenu7,8.

Wykorzystanie modeli zwierzęcych pozwala naukowcom na tworzenie nowatorskich lub eksperymentalnych strategii. Porównywalna anatomia, homologia i fizjologia świń i ludzi umożliwia wyciągnięcie wniosków na temat określonych czynników patologicznych. Oba gatunki mają podobny układ metaboliczny i odpowiedź na leczenie farmakologiczne. Jest to ogromna zaleta w porównaniu z modelami na małych zwierzętach, w których różnice w objętości krwi, hemodynamice i ogólnej fizjologii sprawiają, że prawie niemożliwe jest naśladowanie scenariusza klinicznego9. Ponadto autoryzowany sprzęt medyczny i materiały eksploatacyjne mogą być z łatwością stosowane w modelach świń. Dodatkowo, łatwo jest pozyskać świnie od komercyjnych dostawców, co pozwala na dużą różnorodność genetyki i fenotypów oraz obniża koszty10. Model pobierania krwi przez kaniulację naczyń krwionośnych jest dość powszechny11,12,13,14,15.

W tym badaniu rozszerzamy koncepcję indukcji wstrząsu krwotocznego poprzez pobranie krwi tętniczej z dokładnym dokładnym dostosowaniem niewydolności hemodynamicznej i upośledzenia utlenowania mózgu. Wstrząs krwotoczny osiąga się, gdy wskaźnik serca i średnie ciśnienie tętnicze spadną poniżej 40% wartości wyjściowej, co jak wykazano, powoduje znaczne pogorszenie nasycenia regionalnego natlenienia mózgu8. Pomiar konturu tętna i pojemności minutowej serca (PiCCO) służy do ciągłego monitorowania hemodynamicznego. Po pierwsze, system musi zostać skalibrowany za pomocą przezpłucnej termorozcieńczalni, która umożliwia obliczenie wskaźnika sercowego zawartości wody w płucach pozanaczyniowych i globalnej objętości końcoworozkurczowej. Następnie ciągły wskaźnik serca jest obliczany za pomocą analizy konturu tętna i zapewnia również dynamiczne parametry napięcia wstępnego, takie jak ciśnienie tętna i zmienność objętości wyrzutowej.

Ta technika jest dobrze znana w warunkach klinicznych i eksperymentalnych. Spektroskopia bliskiej podczerwieni (NIRS) to klinicznie i eksperymentalnie opracowana metoda monitorowania zmian w zaopatrzeniu mózgu w tlen w czasie rzeczywistym. Samoprzylepne czujniki są przymocowane do lewego i prawego czoła i nieinwazyjnie obliczają natlenienie mózgu w korze czołowej mózgu. Dwie długości fal światła podczerwonego (700 i 900 nm) są emitowane i wykrywane przez czujniki po odbiciu od tkanki kory mózgowej. Aby ocenić zawartość tlenu w mózgu, udział krwi tętniczej i żylnej jest obliczany w stosunku 1:3 i aktualizowany w odstępach 5-sekundowych. Czułość na głębokości 1-4 cm zmniejsza się wykładniczo i ma na nią wpływ penetrowana tkanka (np. skóra i kości), chociaż czaszka jest przezroczysta dla światła podczerwonego. Technika ta umożliwia szybkie działania terapeutyczne w celu zapobiegania niekorzystnym skutkom, takim jak majaczenie lub niedotlenienie mózgu, i służy jako parametr docelowy w przypadku upośledzenia pojemności minutowej serca16,17. Połączenie obu technik podczas wstrząsu eksperymentalnego umożliwia dokładne miareczkowanie makrokrążenia, a także upośledzenia mikrokrążenia w mózgu, w celu zbadania tego zagrażającego życiu zdarzenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty w tym protokole zostały zatwierdzone przez Państwowy i Instytucjonalny Komitet Opieki nad Zwierzętami (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblencja, Niemcy; Przewodnicząca: dr Silvia Eisch-Wolf; numer referencyjny: 23 177-07/G 14-1-084; 02.02.2015). Eksperymenty przeprowadzono zgodnie z wytycznymi Animal Research Reporting of In Vivo Experiments (ARRIVE). Badanie zostało zaplanowane i przeprowadzone w okresie od listopada 2015 r. do marca 2016 r. Po szeroko zakrojonych badaniach literaturowych model świni został wybrany jako dobrze znany model wstrząsu krwotocznego. W protokole uwzględniono siedem znieczulonych samców świń (Sus scrofa domestica) o średniej wadze 28 ± 2 kg i wieku 2-3 miesięcy. Zwierzętami opiekował się lokalny hodowca, który został zarekomendowany przez Państwowy i Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami. Zwierzęta były trzymane w znanym im środowisku tak długo, jak to możliwe, aby zminimalizować stres. Jedzenie, ale nie woda, zostały pozbawione jedzenia na 6 godzin przed planowanym eksperymentem, aby zmniejszyć ryzyko zachłyśnięcia. Reprezentatywny przebieg czasowy jest wyświetlany w Rysunek 1.

1. Znieczulenie, intubacja i wentylacja mechaniczna

  1. Spokojne świnie z połączonym wstrzyknięciem ketaminy (4 mg·kg-1) i azaperonu (8 mg·kg-1) w szyję lub mięsień pośladkowy za pomocą igły do wstrzykiwań domięśniowych (1,2 mm). Upewnij się, że zwierzęta pozostają stabilne do momentu pojawienia się sedacji.
    ostrożność: Rękawiczki są absolutnie niezbędne podczas pracy ze zwierzętami.
  2. Przetransportuj uśpione zwierzęta do laboratorium.
    nuta: Zwierzęta zapadają w głęboki sen i nie budzą się podczas normalnego obchodzenia się z nimi, na przykład gdy są przenoszone do klatki transportowej. W tym ustawieniu czas transportu wynosił około 20 minut specjalnym vanem do transportu zwierząt.
  3. Monitoruj obwodowe nasycenie tlenem (SpO2) za pomocą czujnika przypiętego do ogona lub ucha świni bezpośrednio po przybyciu.
  4. Zdezynfekuj skórę bezbarwną nalewką dezynfekującą i odczekaj 3 minuty przed wprowadzeniem cewnika do żył obwodowych (1,2 mm) do żyły usznej. Następnie należy wywołać znieczulenie poprzez dożylne wstrzyknięcie fentanylu (4 μg·kg-1) i propofolu (3 mg·kg-1).
  5. Kiedy wszystkie odruchy są nieobecne, a spontaniczne oddychanie ustaje, ułóż świnie w pozycji leżącej na noszach i przymocuj je bandażami.
    nuta: Odpowiedni poziom znieczulenia musi zostać potwierdzony przez doświadczonego badacza poprzez brak odruchu powiek i innych reakcji na bodźce zewnętrzne.
  6. Natychmiast rozpocznij wentylację nieinwazyjną za pomocą maski wentylacyjnej dla psa (rozmiar 2). Stosować następujące parametry wentylacji: wdechowa frakcja tlenu (FiO2) = 1,0; częstość oddechów = 14-16 min-1; szczytowe ciśnienie wdechowe <20 cm H2O, dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP) = 5 cm H2O.
  7. Utrzymuj znieczulenie poprzez ciągły wlew fentanylu (0,1-0,2 μg·kg-1·h-1) i propofolu (8-12 mg·kg-1·h-1) i rozpocznij infuzję zbilansowanego roztworu elektrolitów (5 ml ·kg-1·h-1).
  8. Ułatwić intubację dotchawiczą poprzez zastosowanie środka zwiotczającego mięśnie (atrakurium 0,5 mg·kg-1).
  9. Zabezpiecz drogi oddechowe poprzez intubację za pomocą wspólnej rurki dotchawiczej (ID 6-7) i wprowadzacza. Użyj zwykłego laryngoskopu z ostrzem Macintosh (rozmiar 4). Procedurę ułatwiają dwie osoby.
    1. Osoba 1: Przymocuj język na zewnątrz kawałkiem chusteczki i otwórz pysk drugą ręką.
    2. Osoba 2: Wykonaj laryngoskopię.
    3. Osoba 2: Kiedy nagłośnia pojawi się w polu widzenia, przesuń laryngoskop brzusznie. Podnieś nagłośnię i upewnij się, że struny głosowe są widoczne.
      nuta: Jeśli nagłośnia nie porusza się grzbietowo, przykleja się do miękkiego podniebienia i może zostać zmobilizowana przez końcówkę rurki. Alternatywnie można użyć ostrza o innym rozmiarze (3 lub 5) lub typie (ostrze Millera).
  10. Ostrożnie przesuń rurkę przez struny głosowe.
    nuta: Najwęższy punkt tchawicy nie znajduje się na poziomie strun głosowych, ale podgłośniowy. Jeśli włożenie rurki nie jest możliwe, spróbuj obrócić rurkę lub użyć mniejszej rurki.
  11. Wyciągnąć wprowadzacz z tubki, za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml zablokować mankiet 10 ml powietrza i kontrolować ciśnienie w mankiecie za pomocą menedżera mankietu (30 cm H2O).
  12. Wentylację mechaniczną należy rozpocząć po podłączeniu rurki do wentylatora (PEEP = 5 cm H2O; objętość oddechowa = 8 ml·kg-1; FiO2 = 0,4; stosunek inspiracji do wydechu = 1:2; częstość oddechów = zmienna w celu osiągnięcia końcowego oddechu CO2 wynoszącego <6 kPa).
    nuta: Unikaj wahań CO2 , aby zminimalizować wpływ układu oddechowego na perfuzję mózgową.
  13. Upewnij się, że pozycja rurki jest prawidłowa poprzez regularne i okresowe wydychanie CO2 za pomocą kapnografii i sprawdź dwustronną wentylację przez osłuchiwanie.
    nuta: Jeśli rurka zostanie umieszczona nieprawidłowo, powietrze wdmuchiwane do żołądka szybko tworzy widoczne wybrzuszenie w ścianie brzucha, jeszcze przed zainstalowaniem kapnografii. W takim przypadku wymiana rurki i wprowadzenie sondy żołądkowej są absolutnie konieczne.
  14. W przypadku dwóch osób umieść sondę żołądkową w żołądku, aby uniknąć refluksu i wymiotów.
    1. Osoba 1: Przymocuj język na zewnątrz kawałkiem chusteczki i otwórz pysk drugą ręką.
    2. Osoba 2: Wykonaj laryngoskopię krtani świni.
    3. Osoba 2: Wizualizuj przełyk.
    4. Osoba 2: Wepchnij rurkę żołądkową do przełyku za pomocą kleszczy Magilla, aż płyn żołądkowy zostanie opróżniony.
      nuta: Czasami wizualizacja nie jest łatwa. W takim przypadku przesuń laryngoskop grzbietowo do rurki i popchnij go brzusznie, aby otworzyć przełyk. Podczas zabiegu ciało zwierzęcia przykrywa się kocami, aby uniknąć hipotermii. Jeśli temperatura ciała zwierzęcia spadnie, należy użyć systemu grzewczego, aby ustabilizować temperaturę na poziomie fizjologicznym (patrz Tabela Materiałów). Temperatura ciała jest wyświetlana na ekranie PiCCO.

2. Oprzyrządowanie

  1. Użyj bandaży, aby odciągnąć tylne nogi, aby wygładzić fałdy w okolicy kości udowej w celu cewnikowania naczyń.
  2. Przygotuj następujące materiały: jedną strzykawkę 5 ml, jedną strzykawkę 10 ml, jedną strzykawkę 50 ml, jedną igłę Seldingera, osłonki wprowadzające (2 mm, 2,7 mm, 2,7 mm), prowadniki osłonek, cewnik do żyły centralnej z trzema portami (2,3 mm, 30 cm) z prowadnikiem oraz cewnik PiCCO (1,67 mm, 20 cm).
  3. Zdezynfekuj okolicę pachwinową kolorową dezynfekcją, odczekaj 2 minuty i zetrzyj dezynfekcję sterylną chusteczką. Powtórz tę procedurę 3 razy. Po trzecim razie nie usuwaj dezynfekcji.
  4. Napełnij wszystkie cewniki roztworami soli fizjologicznej.
  5. Nałóż żel ultradźwiękowy na sondę ultrasonograficzną. Przykryj okolicę pachwinową sterylną zasłoną z okienkami i zeskanuj prawe naczynia udowe za pomocą ultradźwięków. Użyj techniki Dopplera, aby odróżnić tętnicę od żyły18.
  6. Jaskrawoczerwona, pulsująca krew potwierdza pozycję aspirowanej igły. Odłączyć strzykawkę i wprowadzić prowadnik do prawej tętnicy udowej.
  7. Uwidocznić oś podłużną prawej żyły udowej i wprowadzić igłę Seldingera pod stałą aspiracją za pomocą strzykawki o pojemności 5 ml.
  8. Odessać ciemnoczerwoną, niepulsującą krew żylną.
  9. Wizualizuj osiowo prawą tętnicę udową i przełącz się na widok wzdłużny tętnicy, obracając sondę o 90°.
  10. Nakłuć prawą tętnicę udową pod wizualizacją USG igłą Seldinger w stałym zasysaniu za pomocą strzykawki 5 ml.
    UWAGA:     Technika Seldingera pod kontrolą USG wiąże się ze znacznie niższą utratą krwi, urazami tkanek i zużyciem czasu niż inne metody dostępu naczyniowego19,20.
    1. Jeśli nie można z całą pewnością ustalić prawidłowego położenia igły w różnych naczyniach, należy wziąć sondy krwi i przeanalizować zawartość gazometrii za pomocą analizatora gazometrii (patrz tabela materiałów). Wysoki poziom tlenu jest dobrym znakiem krwi tętniczej, a niski poziom tlenu jest oznaką krwi żylnej.
  11. Wprowadzić prowadnik cewnika do żyły środkowej do prawej żyły udowej po odłączeniu strzykawki i wsunięciu igły Seldingera.
  12. Wizualizuj oba prawe naczynia za pomocą ultradźwięków, aby kontrolować prawidłowe położenie drutu.
  13. Wsuń osłonę wprowadzającą tętnicę (2 mm) przez prowadnik do prawej tętnicy i zabezpiecz pozycję za pomocą aspiracji krwi.
  14. Użyj techniki Seldingera, aby ustawić centralną linię żylną w prawej żyle udowej. Zassać wszystkie porty i przepłukać je roztworem soli fizjologicznej.
  15. Wykonaj tę samą procedurę po lewej stronie pachwinowej, aby wprowadzić pozostałe osłonki wprowadzające w technice Seldingera do lewej tętnicy udowej (2,7 mm) i żyły udowej (2,7 mm).
  16. Połącz prawą osłonkę wprowadzającą tętnicę i centralny cewnik żylny z dwoma systemami przetworników do pomiaru hemodynamiki inwazyjnej i ustaw oba przetworniki na poziomie serca, aby uzyskać odpowiednie wartości.
  17. Przełącz zawory odcinające obu przetworników na otwarte do atmosfery, aby skalibrować systemy na 0, zgodnie z instrukcją obsługi.
    nuta: Absolutnie konieczne jest unikanie wszelkich pęcherzyków powietrza i plam krwi w systemach, aby wygenerować wiarygodne wartości.
  18. Zamień wszystkie napary w celu utrzymania znieczulenia z żyły obwodowej na centralną linię żylną.
  19. Należy przyjąć wartości wyjściowe (hemodynamika, spirometria, NIRS (patrz punkt 4) i PiCCO (patrz punkt 3) po 15 minutach rekonwalescencji.
  20. Rozpocząć wstrząs krwotoczny (patrz punkt 5).

3. Pomiar PiCCO

UWAGA: Dla sprzętu PiCCO, zobacz Tabelę Materiałów.

  1. Wprowadzić cewnik PiCCO do prawej osłonki wprowadzającej tętnicę.
    nuta: W medycynie klinicznej cewniki PiCCO są umieszczane bezpośrednio za pomocą techniki Seldingera. Jednak możliwe jest również umieszczenie za pomocą osłony wprowadzającej.
  2. Podłącz cewnik do przewodu tętniczego systemu PiCCO, a przetwornik tętniczy bezpośrednio do portu PiCCO. Następnie ponownie skalibruj zgodnie z opisem w kroku 2.17.
  3. Połączyć żylną jednostkę pomiarową systemu PiCCO z lewą osłonką wprowadzającą żyłę.
    nuta: Konieczne jest połączenie sond żylnych i tętniczych w pewnej odległości od siebie. W przeciwnym razie pomiar zostanie zakłócony, ponieważ podanie zimnego roztworu soli fizjologicznej do układu żylnego wpłynie na pomiar tętniczy. Aby uzyskać więcej informacji na temat PiCCO, zobacz Mayer and Suttner21.
  4. Włącz system PiCCO i potwierdź, że mierzony jest nowy pacjent.
  5. Wprowadź wielkość i wagę zwierzęcia i zmień kategorię na dorosłe.
  6. Wprowadź nazwę i identyfikator protokołu, a następnie wprowadź Exit.
  7. Ustawić objętość wstrzyknięcia na 10 ml.
    nuta: Objętość wybranego roztworu do wstrzykiwań może być różna. Większa objętość sprawia, że zmierzone wartości są bardziej miarodajne. Wybierz małą objętość, aby uniknąć efektów hemodilucji poprzez powtarzające się stosowanie.
  8. Wejdź do centralnego ciśnienia żylnego.
  9. Otwórz trójdrożny kran do atmosfery, kliknij Zero, aby skalibrować system, a następnie kliknij Wyjdź.
  10. Skalibruj ciągły pomiar rzutu serca zgodnie z następnym opisem i kliknij TD (Thermodilution). Przygotować fizjologiczny roztwór soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C w strzykawce o pojemności 10 ml i kliknąć Start.
  11. Szybko i równomiernie wstrzyknąć 10 ml zimnego roztworu soli fizjologicznej do żylnej jednostki pomiarowej i poczekać, aż pomiar zostanie zakończony, a system zażąda powtórzenia.
  12. Powtarzaj tę procedurę, aż zostaną zakończone trzy pomiary.
  13. Pozwól systemowi obliczyć średnią wszystkich parametrów i kliknij Wyjdź.
  14. Po zakończeniu kalibracji natychmiast rozpocznij pomiar. Aby monitorować indukcję wstrząsu, skoncentruj się na parametrze indeksu sercowym pochodzącym z PiCCO.

4. Regionalne nasycenie natlenienia mózgu

UWAGA: Sprzęt do monitorowania regionalnego natlenienia mózgu znajduje się w Tabeli Materiałów.

  1. Ogolić czoło świni jednorazową maszynką do golenia i wodą i przykleić dwa samoprzylepne czujniki (patrz Tabela materiałów) NIRS do czoła świni.
  2. Podłącz przedwzmacniacz do monitora i podłącz złącza czujnika oznaczone kolorami do przedwzmacniacza.
  3. Zamknij preamp mechanizm blokujący i podłącz czujniki do czujników.
    nuta: Aby rejestrować dane w czasie rzeczywistym, do monitora NIRS należy podłączyć pamięć flash USB.
  4. Włącz monitor, kliknij Nowy pacjent, wprowadź nazwę badania i kliknij Gotowe.
  5. Sprawdź sygnał przychodzący. Gdy sygnał jest stabilny, kliknij Menu linii bazowej i kliknij Ustaw linie bazowe. Jeśli linia bazowa została już wprowadzona, potwierdź nową linię bazową, klikając przycisk Tak i kliknij pozycję Znacznik zdarzenia.
  6. Wybierz zdarzenie za pomocą przycisków strzałek na klawiaturze i za pomocą opcji Następne zdarzenie; wybierz zdarzenie 3 Wprowadzenie i naciśnij Wybierz zdarzenie.
    nuta: W celu uzyskania dalszych informacji należy zapoznać się z instrukcją obsługi systemu NIRS22.

5. Indukcja wstrząsu krwotocznego

  1. Połącz lewą osłonę wprowadzającą z kurkiem w kształcie drzewa. Połączyć jeden port trójdrogowego zaworu odcinającego ze strzykawką o pojemności 50 ml i jeden z pustą butelką infuzyjną.
    nuta: Alternatywnie, pobrana krew może zostać zebrana w workach cytrynowanych w celu późniejszej autotransfuzji. Jest to główna zaleta kontrolowanego pobierania krwi.
  2. Zmierz i udokumentuj dokładne parametry hemodynamiczne i oblicz 40% wskaźnika serca i średniego ciśnienia tętniczego jako cele hemodynamiczne. Ustaw zdarzenie 93 Utrata krwi w systemie NIRS zgodnie z opisem w kroku 4.6.
    nuta: Wstrząs krwotoczny osiąga się, gdy wskaźnik serca i średnie ciśnienie tętnicze spadną poniżej 40% wartości wyjściowej. Znaczny spadek regionalnego nasycenia utlenowaniem mózgu (crSO2) o 20% jest korzystny, aby zobrazować upośledzenie mikrokrążenia. Średnia utrata krwi, aby to osiągnąć, mieści się w zakresie 25-35 ml·kg-1.
  3. Odessać 50 ml krwi do strzykawki i przełączyć zawór trójdrożny. Wepchnij krew do pustej butelki.
  4. Zwróć uwagę na usuniętą objętość krwi.
  5. Uważnie monitoruj ciśnienie tętnicze krwi, indeks sercowy i crSO2. Powtarzaj pobieranie krwi aż do osiągnięcia docelowego ciśnienia krwi i indeksu sercowego (po 20-30 minutach).
  6. Ustaw zdarzenie 97 Niedociśnienie w urządzeniu NIRS zgodnie z opisem w kroku 4.6.
    nuta: Nie należy pobierać krwi zbyt szybko, ponieważ niesie to ze sobą ryzyko natychmiastowej niewydolności krążeniowo-naczyniowej. Po zakończeniu procedury indukcji wstrząsu zwierzęta mogą być wykorzystywane do różnych interwencji terapeutycznych.

6. Koniec eksperymentu i eutanazja

  1. Wstrzyknąć 0,5 mg fentanylu do centralnej linii żylnej i odczekać 5 minut.
  2. Wstrzyknąć 200 mg propofolu do centralnej linii żylnej i poddać zwierzę eutanazji 40 mmol chlorku potasu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po rozpoczęciu indukcji wstrząsu może być zarejestrowany krótki czas kompensacji. Wraz z postępującym usuwaniem krwi występuje wspomniana niewydolność krążenia sercowo-naczyniowego, monitorowana poprzez znaczny spadek crSO2, wskaźnika sercowego, wskaźnika objętości krwi w klatce piersiowej oraz globalnego wskaźnika objętości końcowodorozkurczowej (Rycina 2, Rycina 3 oraz Rycina 4). Ponadto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół opisuje jedną z metod wywoływania wstrząsu krwotocznego poprzez kontrolowane krwawienie tętnicze u świń, która jest kierowana przez hemodynamikę ogólnoustrojową, a także przez upośledzenie mikrokrążenia w mózgu. Warunki wstrząsu uzyskano poprzez obliczone pobranie krwi na poziomie 25-35 ml kg-1 i potwierdzone wspomnianym złożeniem parametrów zastępczych wskazujących na znaczną niewydolność krążeniowo-krążeniową. Nieleczona procedura ta była śmiertelna w ciągu 2 godzin u 66% zwierząt, co podkreśla powa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Urządzenie NIRS zostało bezwarunkowo dostarczone przez firmę Medtronic PLC, USA, do celów badań eksperymentalnych. Alexander Ziebart, Andreas Garcia-Bardon i Erik K. Hartmann otrzymali honoraria instruktorskie za kursy szkoleniowe dla lekarzy od Medtronic PLC. Żaden z autorów nie zgłasza finansowych lub innych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować Dagmar Dirvonskis za doskonałe wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kran 3-drogowy niebieskiBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Szwecja394602 Drug Administration
3-drożny kran czerwonyBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Szwecja394605Drug administration/Indukcja wstrząsu
AtracuriumHikma Pharma GmbH , MartinsriedAM03AC04*Anesthesia
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpania301300Dostęp naczyniowy
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlandia-Monitorhemodynamiczny
Dezynfekcja Schü lke & Mayr GmbH, Niemcy104802Dezynfekcja 
Heidelberger Verlä ngerung 75CMFresenius Kabi Deutschland GmbH2873112  Podawanie leków/indukcja wstrząsu
INVOS 5100C CerebralMedtronic PLC,USA-Monitore do regionalnego natleniania mózgu 
INVOS Pulsoksymetria mózgowa/somatyczna Czujniki dla dorosłych MedtronicPLC, USA20884521211152Monitorowanie regionalnego natlenienia mózgu 
Rurka dotchawiczaTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malezja112482Intubacja
Wprowadzenie rurki dotchawiczej  Wirutec GmbH, Sulzbach, Niemcy5033062Intubation
Engströ m CarestationGE Heathcare, Madison USA-Respirator
FentanylJanssen-Cilag GmbH, NeussAA0014*anestezjologiczne
Paul Hartmann, Heidenheim, Niemcy9422131Samoobrona
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Niemcy9004112Drug administration
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH, Zofingen, SchweizAN01AX03*
LaryngoskopTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malezja671067-000020Intubacja
Logiczny system monitorowania ciśnieniaSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, USAMX9606Monitor hemodynamiczny
Logicath 7 Fr 3-lumen 30 cmSmith- Medical GmbH,  Minneapolis, Stany ZjednoczoneMXA233x30x70-EDostęp naczyniowy/Podawanie leków
Masimo Radical 7Masimo Corporation, Irvine, USA-Monitorhemodynamiczny
Maska do wentylacji psówHenry Schein, Melville, USA730-246Wentylacja
Oryginalna strzykawka Perfusor 50 mL Luer LockB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy8728810FAdministracja leków
PICCO Termorozcieńczenie. F5/20CM EW MAQUET Cardiovascular GmbH, Rastatt, NiemcyPV2015L20-A  Monitor hemodynamiczny
Zestaw wprowadzający osłonkę przezskórną 8,5 i 9 Fr, 10 cm ze zintegrowanym zaworem hemostazy/bocznymportem Arrow international inc., Reading, USAAK-07903Dostęp naczyniowy/indukcja wstrząsu
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy8713820Administracja leków
Chlorek potasuFresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Niemcy6178549Eutanazja
Propofol 2%Fresenius, Kabi GmbH, Bad Homburg, Niemcy  AN01AX10*Znieczulenie
  Rzut serca konturu tętna (PiCCO2) Pulsion Medical Systems, Feldkirchen,Niemcy-Monitorhemodynamiczny
Sonosite Micromaxx UltrasoundsystemFujifilm, Sonosite Bothell, Bothell, USA -Dostęp naczyniowy
Nierdzewny Macintosh Rozmiar 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Perak,  Malezja670000Intubacja
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Melsungen, NiemcyAB05BB01*zbilansowany wlew elektrolitów
Stresnil 40 mg/mL   Lilly Germany GmbH, Wiesbaden, NiemcyQN05AD90sedacyjna
10 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpania309110do podawania leków
2 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpania300928podawania leków
20 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpania300296Lek Administracja
Strzykawka 5 mlBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Hiszpania309050Podawanie leków
Cewnik dożylny 22 GB.Braun Melsungen AG, Melsungen, Niemcy4269110S-01Dostęp naczyniowy
*ATC:  Anatomiczny Terapeutyczny Chemiczny / Zdefiniowana Dawka Dobowa Klasyfikacja 
Rękawice sedacyjny Strzykawka Strzykawka Strzykawka do

Bibliografia

  1. Kutcher, M. E., et al. A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices. JAMA Surgery. 148 (9), 834-840 (2013).
  2. Allen, B. S., Ko, Y., Buckberg, G. D., Sakhai, S., Tan, Z. Studies of isolated global brain ischaemia: I. A new large animal model of global brain ischaemia and its baseline perfusion studies. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 41 (5), 1138-1146 (2012).
  3. Noll, E., et al. Comparative analysis of resuscitation using human serum albumin and crystalloids or 130/0.4 hydroxyethyl starch and crystalloids on skeletal muscle metabolic profile during experimental haemorrhagic shock in swine: A randomised experimental study. European Journal of Anaesthesiology. 34 (2), 89-97 (2017).
  4. Tisherman, S. A., Stein, D. M. ICU Management of Trauma Patients. Critical Care Medicine. , (2018).
  5. Nielsen, T. K., Hvas, C. L., Dobson, G. P., Tonnesen, E., Granfeldt, A. Pulmonary function after hemorrhagic shock and resuscitation in a porcine model. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1015-1024 (2014).
  6. Bogert, J. N., Harvin, J. A., Cotton, B. A. Damage Control Resuscitation. Journal of Intensive Care Medicine. 31 (3), 177-186 (2016).
  7. Gruartmoner, G., Mesquida, J., Ince, C. Fluid therapy and the hypovolemic microcirculation. Current Opinion in Critical Care. 21 (4), 276-284 (2015).
  8. Ziebart, A., et al. Effect of gelatin-polysuccinat on cerebral oxygenation and microcirculation in a porcine haemorrhagic shock model. Scandinavian Journal Trauma Resuscitation Emergency Medicin. 26 (1), 15(2018).
  9. Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clinical Applications. 8 (9-10), 715-731 (2014).
  10. Alosh, H., Ramirez, A., Mink, R. The correlation between brain near-infrared spectroscopy and cerebral blood flow in piglets with intracranial hypertension. Journal of Applied Physiology. 121 (1985), 255-260 (2016).
  11. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 58 (8), 1032-1039 (2014).
  12. Hartmann, E. K., Duenges, B., Baumgardner, J. E., Markstaller, K., David, M. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).
  13. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 57 (3), 334-341 (2013).
  14. Ortiz, A. L., et al. The influence of Ringer's lactate or HES 130/0.4 administration on the integrity of the small intestinal mucosa in a pig hemorrhagic shock model under general anesthesia. Journal of the Veterinary Emergency and Critical. 27 (1), 96-107 (2017).
  15. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101(2014).
  16. Hoffman, G. M., et al. Postoperative Cerebral and Somatic Near-Infrared Spectroscopy Saturations and Outcome in Hypoplastic Left Heart Syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 103 (5), 1527-1535 (2017).
  17. Hickok, R. L., Spaeder, M. C., Berger, J. T., Schuette, J. J., Klugman, D. Postoperative Abdominal NIRS Values Predict Low Cardiac Output Syndrome in Neonates. World Journal for Pediatric and Congenital Heart Surgery. 7 (2), 180-184 (2016).
  18. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 27 (2), 345-360 (2013).
  19. Kumar, A., Chuan, A. Ultrasound guided vascular access: efficacy and safety. Best Practice & Research: Clinical Anaesthesiology. 23 (3), 299-311 (2009).
  20. Lamperti, M., et al. International evidence-based recommendations on ultrasound-guided vascular access. Intensive Care Medicine. 38 (7), 1105-1117 (2012).
  21. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinion in Anesthesiology. 22 (6), 804-808 (2009).
  22. Medtronic. Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. , http://www.wemed1.com/downloads/dl/file/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
  23. Wani, T. M., Rafiq, M., Akhter, N., AlGhamdi, F. S., Tobias, J. D. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27 (5), 501-505 (2017).
  24. Tuna Katircibasi, M., Gunes, H., Cagri Aykan, A., Aksu, E., Ozgul, S. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiologica Sinica. 34 (5), 394-398 (2018).
  25. Teeter, W. A., et al. Feasibility of basic transesophageal echocardiography in hemorrhagic shock: potential applications during resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA). Cardiovascular Ultrasound. 16 (1), 12(2018).
  26. Kontouli, Z., et al. Resuscitation with centhaquin and 6% hydroxyethyl starch 130/0.4 improves survival in a swine model of hemorrhagic shock: a randomized experimental study. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. , (2018).
  27. Nikolian, V. C., et al. Improvement of Blood-Brain Barrier Integrity in Traumatic Brain Injury and Hemorrhagic Shock Following Treatment With Valproic Acid and Fresh Frozen Plasma. Critical Care Medicine. 46 (1), e59-e66 (2018).
  28. Williams, T. K., et al. Endovascular variable aortic control (EVAC) versus resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) in a swine model of hemorrhage and ischemia reperfusion injury. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 85 (3), 519-526 (2018).
  29. Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
  30. Sorensen, H. Near infrared spectroscopy evaluated cerebral oxygenation during anesthesia. The Danish Medical Journal. 63 (12), (2016).
  31. Cem, A., et al. Efficacy of near-infrared spectrometry for monitoring the cerebral effects of severe dilutional anemia. Heart Surgery Forum. 17 (3), E154-E159 (2014).
  32. Edmonds, H. L. Jr, Ganzel, B. L., Austin, E. H. 3rd Cerebral oximetry for cardiac and vascular surgery. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 8 (2), 147-166 (2004).
  33. Murkin, J. M., et al. Monitoring brain oxygen saturation during coronary bypass surgery: a randomized, prospective study. Anesthesia & Analgesia. 104 (1), 51-58 (2007).
  34. Hong, S. W., et al. Prediction of cognitive dysfunction and patients' outcome following valvular heart surgery and the role of cerebral oximetry. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (4), 560-565 (2008).
  35. Al Tayar, A., Abouelela, A., Mohiuddeen, K. Can the cerebral regional oxygen saturation be a perfusion parameter in shock? Journal of Critical Care. 38, 164-167 (2017).
  36. Torella, F., Cowley, R. D., Thorniley, M. S., McCollum, C. N. Regional tissue oxygenation during hemorrhage: can near infrared spectroscopy be used to monitor blood loss? Shock. 18 (5), 440-444 (2002).
  37. Yao, F. S., Tseng, C. C., Ho, C. Y., Levin, S. K., Illner, P. Cerebral oxygen desaturation is associated with early postoperative neuropsychological dysfunction in patients undergoing cardiac surgery. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 18 (5), 552-558 (2004).
  38. Slater, J. P., et al. Cerebral oxygen desaturation predicts cognitive decline and longer hospital stay after cardiac surgery. The Annals of Thoracic Surgery. 87 (1), 36-44 (2009).
  39. Brodt, J., Vladinov, G., Castillo-Pedraza, C., Cooper, L., Maratea, E. Changes in cerebral oxygen saturation during transcatheter aortic valve replacement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 30 (5), 649-653 (2016).
  40. Yoshimura, A., et al. Altered cortical brain activity in end stage liver disease assessed by multi-channel near-infrared spectroscopy: Associations with delirium. Scintific Reports. 7 (1), 9258(2017).
  41. Douds, M. T., Straub, E. J., Kent, A. C., Bistrick, C. H., Sistino, J. J. A systematic review of cerebral oxygenation-monitoring devices in cardiac surgery. Perfusion. 29 (6), 545-552 (2014).
  42. Forman, E., et al. Noninvasive continuous cardiac output and cerebral perfusion monitoring in term infants with neonatal encephalopathy: assessment of feasibility and reliability. Pediatric Research. 82 (5), 789-795 (2017).
  43. Tweddell, J. S., Ghanayem, N. S., Hoffman, G. M. Pro: NIRS is " standard of care " for postoperative management. Seminars in Thoracic and Cardiovascular Surgery: Pediatric Cardiac Surgery Annual. 13 (1), 44-50 (2010).
  44. Lewis, C., Parulkar, S. D., Bebawy, J., Sherwani, S., Hogue, C. W. Cerebral Neuromonitoring During Cardiac Surgery: A Critical Appraisal With an Emphasis on Near-Infrared Spectroscopy. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 32 (5), 2313-2322 (2018).
  45. Thudium, M., Heinze, I., Ellerkmann, R. K., Hilbert, T. Cerebral Function and Perfusion during Cardiopulmonary Bypass: A Plea for a Multimodal Monitoring Approach. Heart Surgery Forum. 2 (1), E028-E035 (2018).
  46. Putzer, G., et al. Monitoring of brain oxygenation during hypothermic CPR - A prospective porcine study. Resuscitation. 104, 1-5 (2016).
  47. Weenink, R. P., et al. Detection of cerebral arterial gas embolism using regional cerebral oxygen saturation, quantitative electroencephalography, and brain oxygen tension in the swine. Journal of Neuroscience Methods. 228, 79-85 (2014).
  48. Mader, M. M., et al. Evaluation of a New Multiparameter Brain Probe for Simultaneous Measurement of Brain Tissue Oxygenation, Cerebral Blood Flow, Intracranial Pressure, and Brain Temperature in a Porcine Model. Neurocritical Care. , (2018).
  49. Mikkelsen, M. L. G., et al. The influence of norepinephrine and phenylephrine on cerebral perfusion and oxygenation during propofol-remifentanil and propofol-remifentanil-dexmedetomidine anaesthesia in piglets. Acta Veterinaria Scandinavica. 60 (1), 8(2018).
  50. Nelskyla, A., et al. The effect of 50% compared to 100% inspired oxygen fraction on brain oxygenation and post cardiac arrest mitochondrial function in experimental cardiac arrest. Resuscitation. 116, 1-7 (2017).
  51. Klein, K. U., et al. Intraoperative monitoring of cerebral microcirculation and oxygenation--a feasibility study using a novel photo-spectrometric laser-Doppler flowmetry. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 22 (1), 38-45 (2010).
  52. Ziebart, A., et al. Pulmonary effects of expiratory-assisted small-lumen ventilation during upper airway obstruction in pigs. Anaesthesia. 70 (10), 1171-1179 (2015).
  53. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute. 84 (3), 537-541 (2018).
  54. Smith, D. M., Newhouse, M., Naziruddin, B., Kresie, L. Blood groups and transfusions in pigs. Xenotransplantation. 13 (3), 186-194 (2006).
  55. Boysen, S. R., Caulkett, N. A., Brookfield, C. E., Warren, A., Pang, J. M. Splenectomy Versus Sham Splenectomy in a Swine Model of Controlled Hemorrhagic. Shock. 46 (4), 439-446 (2016).
  56. Wade, C. E., Hannon, J. P. Confounding factors in the hemorrhage of conscious swine: a retrospective study of physical restraint, splenectomy, and hyperthermia. Circulatory Shock. 24 (3), 175-182 (1988).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model wi skipobieranie krwispektroskopia w bliskiej podczerwieniresuscytacja p ynowapomiar rzutu sercakaniulacja naczy udowychmonitorowanie saturacji tlenem
Standaryzowana indukcja wstrząsu krwotocznego prowadzona za pomocą oksymetrii mózgowej i rozszerzonego monitorowania hemodynamicznego u świń
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.