Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie interakcji roślin w powszechnych sieciach mikoryzowych przy użyciu obróconych rdzeni

12.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59338

⸱

26 marca 2019

 , 
1Department of Biology, North Central College, 2Department of Biology, University of Miami

W tym artykule

Podsumowanie

Większość roślin w społecznościach prawdopodobnie jest połączona przez arbuskularne grzyby mikoryzowe (AM), ale mediacja interakcji między roślinami przez nie była badana głównie przez uprawę roślin z mikoryzą i bez niej. Przedstawiamy metodę manipulowania powszechnymi sieciami mikoryzowymi wśród roślin mikoryzowych w celu zbadania ich konsekwencji dla interakcji roślin.

Streszczenie

Grzyby mikoryzowe (AM) wpływają na pobieranie i wzrost mineralnych składników odżywczych roślin, a zatem mają potencjał do wpływania na interakcje roślin. Siła ich wpływu tkwi w grzybni pozarodnikowej, która rozprzestrzenia się poza strefy zubożenia składników odżywczych znajdujące się w pobliżu korzeni, aby ostatecznie połączyć osobniki we wspólnej sieci mikoryzowej (CMN). Większość eksperymentów badała jednak rolę grzybów AM w interakcjach z roślinami poprzez uprawę roślin z grzybami mikoryzowymi i bez nich, metoda, która nie odnosi się wyraźnie do roli CMN. W tym miejscu proponujemy metodę, która manipuluje CMN w celu zbadania ich roli w interakcjach roślinnych. Nasza metoda wykorzystuje zmodyfikowane pojemniki ze stożkowym dnem z siatką nylonową i/lub materiałem hydrofobowym zakrywającym szczelinowe otwory, nawóz 15N i ubogi w składniki odżywcze piasek śródmiąższowy. CMN pozostają nienaruszone między wchodzącymi w interakcję osobnikami, są odcinane przez obracanie pojemników lub uniemożliwia ich tworzenie się przez solidną barierę. Nasze odkrycia sugerują, że pojemniki rotacyjne są wystarczające, aby zakłócić CMN i zapobiec ich wpływowi na interakcje roślin między CMN. Nasze podejście jest korzystne, ponieważ naśladuje aspekty natury, takie jak siewki wykorzystujące już ustalone CMN i wykorzystanie zestawu grzybów AM, które mogą zapewnić różnorodne korzyści. Chociaż nasz eksperyment ogranicza się do badania roślin na etapie siewki, interakcje między roślinami między CMN można wykryć za pomocą naszego podejścia, które dzięki temu może być zastosowane do badania biologicznych pytań dotyczących funkcjonowania CMN w ekosystemach.

Wprowadzenie

1 a dziś są wszechobecnymi symbiontami większości roślin2, dostarczając im niezbędnych składników mineralnych do wzrostu. Cienkie, nitkowate strzępki grzybów AM żerują na mineralnych składnikach odżywczych poza strefami zubożenia składników odżywczych w pobliżu korzeni, często napotykając i kolonizując systemy korzeniowe sąsiednich roślin w "wspólnej sieci mikoryzowej" (CMN). Wspólne sieci mikoryzowe mogą również powstawać, gdy zarazki grzybów dołączają do istniejących sieci3, lub gdy strzępki AM łączą się (anastomoza) ze strzępkami współgatunkowymi4,5,6,7. Zasięg tych zewnątrzrodnikowych strzępek w glebie jest ogromny, przy czym strzępki pozarodnikowe stanowią od 20% do 30% całkowitej biomasy mikrobiologicznej gleby na glebach preriowych i pastwiskowych8 i rozciągają się na 111 m·cm-3 na niezakłóconych użytkach zielonych9.

Powszechne sieci mikoryzowe rozdzielają mineralne składniki odżywcze między połączone ze sobą sąsiednie rośliny10,11,12,13. Rośliny mogą otrzymywać do 80% swojego fosforu i 25% swojego zapotrzebowania na azot od grzybów AM, dostarczając w zamian do 20% całkowitego związanego węgla do grzybów14. Niedawne badania in vitro nad hodowlą narządów korzeniowych wykazały, że CMN preferencyjnie wymieniają mineralne składniki odżywcze z korzeniami gospodarza, które dostarczają grzybom najwięcej węgla11,12. Co więcej, różne gatunki grzybów AM mogą różnić się jakością jako partnerzy symbiotyczni, przy czym niektóre grzyby wymieniają więcej fosforu za mniej węgla niż inne15. Chociaż hodowle narządów korzeniowych są korzystnymi modelami do badania symbiozy AM, ponieważ prezentują starannie kontrolowane środowisko i możliwość bezpośredniej obserwacji wzajemnych połączeń strzępkowych, nie obejmują pędów fotosyntetyzujących, które wpływają na ważne procesy fizjologiczne, takie jak fotosynteza, transpiracja i zmiany dobowe, a także stanowią pochłaniacze węgla i składników mineralnych.

W naturze, siewki najprawdopodobniej korzystają z już istniejących CMN. Do niedawna jednak naukowcy badali wpływ grzybów AM na odżywianie roślin tylko poprzez uprawę roślin z grzybami AM i bez nich, często z jednym gatunkiem grzyba AM. Chociaż praca ta była niezwykle pouczająca dla naszego zrozumienia mikoryzy arbuskularnej, metoda ta przeoczyła potencjalnie kluczową rolę, jaką CMN mogą odgrywać w interakcjach między połączonymi roślinami żywicielskimi. W szczególności rośliny, które są w dużym stopniu zależne od grzybów AM pod względem wzrostu, oddziałują minimalnie bez grzybów AM16,17, co może zakłócić naszą interpretację interakcji za pośrednictwem grzyba AM, gdy są używane jako "kontrole" dla odniesienia do punktu odniesienia.

Proponujemy podejście oparte na rotowanym rdzeniu do badania roli CMN w interakcjach roślinnych i strukturyzacji populacji. Nasze podejście naśladuje składniki symbiozy AM w naturze, ponieważ całe rośliny dołączają do ustalonych CMN, a wszystkie rośliny są uprawiane z grzybami AM. Usuwając interakcje korzeniowe, nasza metodologia koncentruje się w szczególności na interakcjach, w których pośredniczą grzyby AM, jednocześnie śledząc ruch mineralnych składników odżywczych w CMN. Nasze podejście opiera się na wcześniejszych pracach, w których wykorzystano obrócone rdzenie zarówno w terenie, jak i w szklarni, aby zrozumieć realistyczne funkcjonowanie AM.

Metoda rotowanego rdzenia została uznana w literaturze jako metoda manipulowania strzępkami pozarodnikowymi18,19,20,21, i w ciągu ostatnich dwóch dekad doczekała się kilku reinkarnacji w zależności od swojego przeznaczenia. Początkowo worki siatkowe lub bariery umożliwiające wrastanie strzępek były używane do zapewnienia przedziałów wolnych od korzeni w celu ilościowego określenia ilości arbuskularnych strzępek mikoryzowych w glebie22,23. Następnie rozwinęły się cylindryczne rdzenie gleby zamknięte w sztywnych rurach wodociągowych lub plastikowych rurkach ze szczelinami pokrytymi nylonową siatką, przez którą przenikały strzępki, ale nie korzenie. Można je łatwo obrócić, aby zakłócić działanie grzybni pozarodnikowej18,24,25. Obrócone rdzenie umieszczono między roślinami, a długości strzępek gleby na gram gleby18, 13strumieni C do grzybni pozarodnikowej24, lub określono ilościowo pobór fosforu z rdzeni wolnych od roślin18. Innym zastosowaniem takich rdzeni było hodowanie w nich roślin na polu, aby zmniejszyć kolonizację korzeni przez grzyby AM poprzez częste zakłócanie strzępek jako alternatywę dla sterylizacji lub stosowania fungicydów, z których oba mają pośredni wpływ na materię organiczną gleby i inne drobnoustroje18.

Podejście oparte na barierze z siatki strzępkowej zostało użyte do zbadania podziału składników odżywczych i interakcji roślin między CMN, ale w prostokątnych mikrokosmosach, a nie z obróconymi rdzeniami. Walder et al.26 badali interakcje między Linum usitatissimum (len) a Sorghum bicolor (sorgo), śledząc mineralne składniki odżywcze do wymiany węgla przy użyciu izotopów w CMN jednego z grzybów AM Rhizophagus irregularis lub Funneliformis mosseae26. Mikrokosmosy w ich badaniu składały się z przedziałów roślinnych oddzielonych barierami siatkowymi, przedziałów strzępek dostępnych tylko dla strzępek mikoryzowych oraz oznakowanych przedziałów strzępkowych, które zawierały radioaktywne i stabilne izotopy. Jako grupę kontrolną w badaniu zastosowano zabiegi bez grzybów mikoryzowych. Song et al.27 zastosowali podobne podejście, aby odkryć, że sygnały roślinne mogą być przenoszone tylko wśród ustalonych CMN F. mosseae, gdy jedna roślina została zainfekowana patogenem grzybowym. Ponadto, podobnie jak Walder et al.26, Merrild et al.28 hodowali rośliny w indywidualnych przedziałach oddzielonych siatką, aby zbadać wydajność roślin siewek Solanum lycopersicum (pomidora) połączonych CMN z dużą rośliną Cucumis sativus (ogórek), która stanowiła obfite źródło węgla. Zastosowali również zabiegi bez grzybów mikoryzowych zamiast odcinania CMNs28. W drugim, powiązanym eksperymencie, węgiel do wymiany fosforu został zbadany przy użyciu worków siatkowych oznaczonych 32P. Mikrokosmosy z barierami z siatki strzępkowej i odcinanie CMN jako leczenie zostały użyte przez Janos et al.29, którzy badali konkurencyjne interakcje między siewkami gatunku drzewa sawanny Eucalyptus tetrodonta a przeszczepami drzewa lasu deszczowego, Litsea glutinosa. W tym badaniu Janos i in.29 podnieśli przedziały zawierające sadzonki o kilka centymetrów, przesuwając warstwy siatki względem siebie, aby przerwać połączenia strzępkowe29.

Ostatnim krokiem w ewolucji metody obracanego rdzenia było hodowanie roślin wewnątrz rdzeni, które znajdują się w doniczkach lub mikrokosmosach20,30. Wyss30 użył obróconych rdzeni, aby ustalić, czy pozarodnikowa grzybnia AM może skolonizować siewki Pinus elliottii podczas rozprzestrzeniania się z dawcy lub "pielęgniarki" rośliny żywicielskiej AM, Tamarindus indica, i jak pozarodnikowa grzybnia grzybów ektomikoryzowych wpływa na wydajność siewek. Duże komercyjne rurowe pojemniki na sadzonki (Tabela materiałów) w mikrokosmosach były albo z litego tworzywa sztucznego (bez CMN), albo ze szczelinami i pokryte hydrofobową membraną. Pojemniki na sadzonki ze szczelinami albo nie były obracane (nienaruszone CMN), albo obracane w celu przecięcia ustalonych CMN. Obrócone rdzenie z różnymi rozmiarami barier siatkowych zostały użyte przez Babikova et al.20 do zbadania sygnalizacji podziemnej przez CMN wśród roślin Vicia faba (fasola). W ich badaniach centralna roślina dawcza w mezokosmosach o średnicy 30 cm była ze sobą połączona albo za pomocą korzeni i strzępek (bez bariery), albo tylko za pomocą CMN ustanowionych za pomocą siatki 40 μm. Centralne rośliny zostały odcięte od interakcji z sąsiednimi roślinami poprzez rotację rdzeni otoczonych siatką, lub CMN były zapobiegane przez drobną siatkę 0,5 μm otaczającą rdzeń.

Tutaj prezentujemy metodę, która łączy aspekty wcześniejszych podejść z rdzeniem rotacyjnym w celu zbadania wpływu CMN na bezpośrednie interakcje roślinne w połączeniu ze śledzeniem stabilnych izotopów. Nasza metoda wykorzystuje podejście "rośliny docelowej", w którym centralna roślina będąca przedmiotem zainteresowania jest otoczona przez sąsiednie rośliny. Rośliny są uprawiane w obrotowych pojemnikach na sadzonki, które są szczelinowe i pokryte nylonową siatką sitodrukową, membraną hydrofobową lub są wykonane z niemodyfikowanego litego tworzywa sztucznego. Wspólne sieci mikoryzowe są przerywane raz w tygodniu lub utrzymywane w stanie nienaruszonym, a stabilne izotopy 15N śledzą ruch azotu z obróconych rdzeni sąsiadów do centralnej rośliny docelowej. Porównując wielkość rośliny z mineralnymi składnikami odżywczymi i stabilnym pobieraniem izotopów, oceniamy, które rośliny mogą czerpać korzyści lub cierpieć z powodu CMN w interakcjach między roślinami żywicielskimi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

 1. Konstrukcja i montaż rdzeni obrotowych

  1. Zmodyfikować komercyjne rurkowe pojemniki do siewek (zwane dalej „pojemnikami”; Tabela materiałów), aby posiadały otwory o szerokości 19 mm i długości 48 cm.
    1. Używając wiertarki stołowej z otwornicą 19 mm bez centralnego wiertła prowadzącego, wyciąć dwa otwory, jeden nad drugim, w ściankach pojemnika (średnica 2,5 cm x długość 12,1 cm) w taki sposób, aby otwory były oddalone od siebie o około 1 cm. Przytrzymać pojemnik przy prowadnicy wiertarki stołowej, stosując ogranicznik z krótkim kołkiem pasującym do wnętrza pojemnika, aby pomóc w jego stabilizacji podczas wiercenia. Użyć pojemnika z elastycznego tworzywa, aby zapobiec pękaniu.
    2. Wyciąć pozostały cienki pasek tworzywa między otworami za pomocą nożyczek, obcinaczek do drutu lub nożyc do blachy (w przypadku sztywnego tworzywa użyć wyrzynarki), aby stworzyć jeden wydłużony otwór o szerokości około 2 cm i długości 5 cm.
    3. Powtórzyć kroki 1.1.1 – 1.1.2 po przeciwnej stronie pojemnika.
  2. Zakryć szczeliny siatką nylonową i/lub membraną hydrofobową (Rysunek 1A).
    1. Wyciąć z siatki nylonowej o porach 40 μm kawałki o wymiarach 9,5 cm x 8,5 cm. Wyciąć tyle kawałków, ile jest pojemników.
    2. Przykleić siatkę nylonową zewnętrznie do pojemników, aby zakryć oba otwory z lekkim zakładaniem materiału, używając mocnego, przemysłowego kleju na gorąco.
    3. Jeśli konieczne jest zapobieganie przemieszczaniu się wody, na przykład przy stosowaniu składników odżywczych rozpuszczalnych w wodzie lub stabilnych izotopów, przykryć warstwę siatki nylonowej membraną hydrofobową31,32 (Tabela materiałów), która umożliwia przenikanie strzępek grzybów AM, ale dopuszcza jedynie ruch pary wodnej, a nie wody w stanie ciekłym.
    4. Nanieść klej na gorąco wokół otworów w pojemniku oraz wzdłuż długich krawędzi siatki nylonowej. Przetoczyć pojemnik na materiale, aby uniknąć poparzenia palców. Dodać warstwę kleju wzdłuż krawędzi tkaniny w miejscu, gdzie krawędzie siatki się nakładają. Docisnąć krawędź do kawałka tektury, aby szczelnie ją zamknąć. Zawsze rolować konsekwentnie w jednym kierunku, który będzie zgodny z kierunkiem obrotu gotowych pojemników w doniczkach lub mikrokosmosach, aby nałożona krawędź siatki nie została przesunięta, co mogłoby spowodować jej wbijanie się w podłoże.
    5. Po ostygnięciu kleju, przymocować górną i dolną krawędź tkaniny do pojemnika za pomocą elastycznej taśmy, np. taśmy izolacyjnej, aby zapobiec odklejaniu się krawędzi i rozdarciom.
  3. Używając tej samej taśmy co w kroku 1.2.5, zakryć małe otwory po bokach stożkowego końca (nie otwór na samym dnie) każdego pojemnika, aby zapobiec wyrastaniu korzeni z pojemnika do pozostałej części doniczki/mikrokosmosu.
  4. Aby zapobiec utracie gleby przy jednoczesnym zapewnieniu drenażu, umieścić szklaną kulkę na dnie każdego pojemnika.
  5. W przypadku próby kontrolnej, która nie zakłada możliwości utworzenia CMN między roślinami, użyć pełnych, niemodyfikowanych pojemników (Rysunek 1A).

2. Montaż doniczek lub mikrokosmosów dopasowanych do stożkowych końców pojemników

  1. Aby zapewnić stabilne, pionowe ustawienie pojemników oraz właściwy drenaż, należy odwrócić doniczkę dnem do góry. Za pomocą wyrzynarki należy wyciąć dno doniczki, pozostawiając niewielki kołnierz dla wsparcia.
  2. Przygotowanie pianki polistyrenowej
    1. Za pomocą piły taśmowej z przyrządem do cięcia okrągłego należy wyciąć piankę polistyrenową o grubości około 36 mm o średnicy odpowiadającej dnu doniczki.
    2. W piance należy wywiercić otwory za pomocą wiertarki stołowej i otwornicy 19 mm (bez wiertła centrującego) zgodnie z układem, w którym zostaną rozmieszczone pojemniki.
    3. W przypadku eksperymentu z rośliną docelową należy wywiercić otwór centralny oraz równomiernie rozmieszczone otwory dla osobników sąsiadujących wokół niego. Dla doniczki o średnicy 15,5 cm należy rozmieścić sześć otworów w odstępach 12 mm wzdłuż obwodu okręgu o średnicy 11 cm (Rysunek 1B).
    4. W przypadku eksperymentu w mikrokosmosie otwory należy rozmieścić w układzie sześciokątnym lub kwadratowym (Rysunek 1C, D).

3. Wypełnianie pojemników i doniczek mieszankami gleby i piasku

  1. Wybrać odpowiednią mieszankę glebową i dodać do niej inokulum grzybów AM pobrane z terenu lub wyhodowane w doniczkach, dokładnie i równomiernie mieszając posiekane fragmenty korzeni (o długości 1 – 2 cm) z glebą. Wybraną glebę zmieszać z jałowym piaskiem kwarcowym lub kuleczkami szklanymi, aby zmniejszyć stężenie składników mineralnych dostępnych dla roślin.
  2. Umieścić wypełnione pojemniki w nawierconej piance lub w dnie mikrokosmosu, a wolne przestrzenie między nimi wypełnić jałowym podłożem.
  3. Wypełnić przestrzeń między pojemnikami ubogą w składniki odżywcze mieszanką piasku kwarcowego, używając lejka, aby ułatwić wypełnianie małych szczelin. Aby zapewnić odpowiedni drenaż i odwzorować teksturę gleby, zmieszać w betoniarce piasek o średniej wielkości ziaren, np. frakcji 6-20, z piaskiem o małej wielkości ziaren, np. frakcji 30-65.

4. Ustanowienie sieci grzybniowych (CMNs) w doniczkach/mikrokosmosach

  1. W każdym pojemniku zasadź rośliny „pielęgnacyjne” (nurse plants) pożądanego gatunku w celu podtrzymania grzybów AM, aby mogły one rozprzestrzenić się między pojemnikami i utworzyć CMN.
  2. Gdy we wszystkich pojemnikach wyrosną siewki, usuń nadmiar pędów poprzez przycięcie, tak aby w każdym pojemniku pozostała tylko jedna roślina.
  3. Pozostaw rośliny na 2-3 miesiące w celu ich wzrostu i uformowania się CMN.

5. Przygotowanie roślin eksperymentalnych i zastosowanie zabiegów

  1. Wysiej rośliny doświadczalne poprzez siew bezpośredni lub przesadzenie do pojemników. W przypadku siewu należy poczekać, aż we wszystkich pojemnikach wykiełkują siewki, a następnie usunąć rośliny opiekuńcze stosowane w przedtraktowaniu poprzez odcięcie ich pędów. W przypadku przesadzania należy odciąć wszystkie rośliny z etapu przedtraktowania przed przesadzeniem siewek doświadczalnych, aby zapobiec niezamierzonej konkurencji.
  2. Ustanowienie traktowania CMN polega albo na pozostawieniu pojemników w niezmienionej pozycji przez cały czas trwania eksperymentu (nienaruszone CMN), albo na ich cotygodniowym obracaniu w celu fizycznego przerwania strzępek rozprzestrzeniających się między zmodyfikowanymi pojemnikami (przerwane CMN; Rysunek 1A). Podczas przerywania CMN należy obrócić każdy pojemnik o pełny obrót, aby uniknąć niezamierzonej zmiany interakcji nadziemnych, szczególnie w przypadku roślin heliotropowych.
  3. Niezwłocznie po obrocie należy obficie podlać wszystkie doniczki lub mikrokosmosy, aby przywrócić kontakt między podłożem szczelinowym a ściankami pojemników.

6. Śledzenie przemieszczania się składników mineralnych w sieciach CMN

  1. Nawozić sąsiednie rośliny 0,5% KNO3 i NH4Cl wzbogaconymi w 15N.
  2. Nawozić badaną roślinę nawozem zawierającym 14N o takim samym stężeniu.

7. Monitorowanie i konserwacja eksperymentu

  1. Regularnie (co najmniej raz w miesiącu) zmieniaj losowo rozmieszczenie doniczek lub mikrokosmosów w trakcie trwania eksperymentu.
  2. Co tydzień mierz wzrost, np. wysokość lub długość najdłuższego liścia (w przypadku traw), aby monitorować moment spowolnienia wzrostu, ponieważ ważne jest przeprowadzenie zbiorów przed zapleceniem się korzeni roślin w doniczkach.

8. Zbiór materiału z eksperymentu

  1. Odetnij całą tkankę nadziemną i umieść poszczególne rośliny w opisanych kopertach z zaznaczeniem rodzaju zabiegu, doniczki lub mikrokosmosu oraz pozycji.
  2. Wysusz tkanki nadziemne w temperaturze 60 °C do uzyskania stałej masy. Zmierz suchą masę tkanek każdej rośliny.
  3. Pozostaw glebę do wyschnięcia przed wyjęciem pojemników i zbiorem korzeni.
  4. Ostrożnie usuń pędzlem jak najwięcej gleby z systemów korzeniowych, a następnie wypłucz je w kuwecie z wodą lub pod łagodnym strumieniem wody na sicie o rozmiarze oczek 250 micron.
  5. Pozostaw korzenie do wyschnięcia na powietrzu i zważ cały system korzeniowy.
  6. Losowo pocięty system korzeniowy przechowuj w postaci fragmentów w 50% etanolu. Po ich zabarwieniu33, wykorzystaj te fragmenty do ilościowego określenia kolonizacji korzeni za pomocą metody przecięć linii siatki34.
  7. Ponownie zważ pozostałą część systemu korzeniowego i przechowuj ją w opisanej papierowej kopercie do wysuszenia w temperaturze 60 °C w celu oceny suchej masy. Do obliczenia masy całego systemu korzeniowego zastosuj poniższe równanie:

Wzór na obliczanie całkowitej suchej masy; równanie do analizy biomasy i wyników badań roślin.

9. Analizy składników mineralnych i izotopów trwałych

  1. Pogrupuj siewki według biomasy na „decyle” (10 grup), „oktyle” (8 grup), „kwartyle” (4 grupy) itd., po uszeregowaniu ich według wagi, jeżeli ilość tkanki jest zbyt mała, aby spełnić minimalne wymagania dotyczące mineralizacji w celu oznaczenia stężeń składników mineralnych.
  2. Przekaż próbki liści do zakontraktowanego laboratorium w celu przeprowadzenia analiz składników mineralnych i stabilnych izotopów (Tabela materiałów).
    1. Opisz obfitość izotopową, korzystając z następującego utartego wyrażenia:
      Wzór na stosunek izotopów azotu, obliczanie δ15N, równania dla analizy izotopowej.
      gdzie R oznacza stosunek 15N/14N w próbce lub w standardzie, którym jest azot atmosferyczny.
    2. Użyj wariantu z niemodyfikowanym, stałym pojemnikiem jako kontroli dla tła stosunków 15N w poniższym równaniu bilansu masy podczas ilościowego oznaczania ilości 15N pobranego przez roślinę docelową w wariantach CMN przerwanych lub nienaruszonych:
      Równanie izotopowe azotu; równowaga statyczna; wzór; analiza badawcza; δ15N; badanie środowiskowe.
      gdzie δ15N reprezentuje obfitość izotopową roślin docelowych, sąsiednich oraz roślin docelowych w wariancie bez CMN, a x reprezentuje (jako ułamek dziesiętny) procent azotu pobranego przez roślinę docelową z pojemników sąsiednich, do których dodano znacznik. Wartości dla δ15NNeighbors są uzyskiwane dla zbiorczych próbek sąsiadów każdej rośliny docelowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Aby określić, w jaki sposób CMN mogą wpływać na kondycję roślin poprzez podział składników odżywczych, wyhodowano Andropogon gerardii Vitman, dominującą trawę preriową, w eksperymencie z rośliną docelową, w otoczeniu 6 równomiernie rozmieszczonych sąsiadów oraz z nienaruszonymi, przeciętymi lub brakiem CMN. Stwierdzono, że przecięcie lub uniemożliwienie powstania CMN zmniejszyło nadziemną suchą masę roślin docelowych (Rycina 2), co sugeruje, że niena...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Nasze wyniki potwierdzają, że nasza metoda z rdzeniem rotacyjnym może skupić się na roli CMN w podziemnych interakcjach roślin. W protokole jest jednak kilka krytycznych etapów, które, jeśli zostaną zmienione, mogą potencjalnie wpłynąć na zdolność do wykrywania efektów CMN. Bardzo ważne jest, aby wypełnić obszar śródmiąższowy otaczający pojemniki podłożem ubogim w składniki odżywcze. W naszym nieudanym eksperymencie z rośliną docelową z rotacyjnym rdzeniem z siewkami drzewa guawy, chociaż nastąpiło wyraźne zmniejszenie w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować dwóm anonimowym recenzentom za ich sugestie. Dziękujemy również licznym studentom, którzy pomogli w budowie doniczek, mikrokosmosów i pojemników szczelinowych oraz którzy pomagali w utrzymaniu i zbieraniu eksperymentów. Dziękujemy również North Central College za fundusze na rozpoczęcie działalności (dla JW) i bieżące zaplecze, a także Ashley Wojciechowski za uzyskanie grantu Richter Grant North Central College wspierającego eksperyment z wykorzystaniem tych metod. Część tych prac została sfinansowana z grantu National Science Foundation Doctoral Dissertation Improvement Grant (DEB-1401677).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Komercyjny pojemnik na sadzonki rurkowe (zwany w manuskrypcie "pojemnikami")Stuewe and Sons, IncRay Leach Cone-tainer & trade;Zobacz materiał RLC3U
Kurs koraliki szklaneIndustrial Supply, Inc.Sito 12/20Rozmiar #1
Kurs piasek kwarcowyFloryda Piasek kwarcowy6/20 Worki 50lbBrak
Drobne koraliki szklaneBlack BeautyBlack Beauty FINE Ścierniwo z kruszonego szkła (50 funtów)BB-Glass-Fine
Membrana hydrofobowaGore-texBrak
Duże komercyjne pojemniki na sadzonki rurkoweStuewe and Sons, Inc.Deepot i handel;D16L
Średni piasek kwarcowyFlorida Piasek krzemionkowy30/65 Worki 50 funtówBrak
Siatka nylonowaTube Lite Company, Inc.SitodrukLE7-380-34d PW YEL 60/62 SEFAR LE PECAP POLIESTER
Urządzenie do analizy gleby i składników odżywczych wliściach Laboratorium badania gleby Uniwersytetu Stanowego KansasBrakBrak
Zakład rdzenia stabilnych izotopówUniwersytet w MiamiBrakBrak

Bibliografia

  1. Remy, W., Taylor, T. N., Hass, H., Kerp, H. Four hundred-million-year-old vesicular arbuscular mycorrhizae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (25), 11841-11843 (1994).
  2. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal Symbiosis. , 3 edn, Academic Press. (2008).
  3. Giovannetti, M., Avio, L., Sbrana, C. Mycorrhizal Networks. , Springer. 41-67 (2015).
  4. Giovannetti, M., Sbrana, C. Cell Biology of Plant and Fungal Tip Growth. Vol. 328. Nato Science Series, Sub-Series I: Life and Behavioural Sciences. Cresti, A., Heath, M., Geitmann, I. B. , 221-231 (2001).
  5. Giovannetti, M., Sbrana, C., Avio, L., Strani, P. Patterns of below-ground plant interconnections established by means of arbuscular mycorrhizal networks. New Phytologist. 164 (1), 175-181 (2004).
  6. Avio, L., Pellegrino, E., Bonari, E., Giovannetti, M. Functional diversity of arbuscular mycorrhizal fungal isolates in relation to extraradical mycelial networks. New Phytologist. 172 (2), 347-357 (2006).
  7. Giovannetti, M., et al. At the root of the wood wide web: self recognition and nonself incompatibility in mycorrhizal networks. Plant Signaling & Behavior. 1 (1), 1-5 (2006).
  8. Miller, R., Kling, M. J. The importance of integration and scale in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Plant and Soil. 226 (2), 295-309 (2000).
  9. Miller, R., Jastrow, J., Reinhardt, D. R. External hyphal production of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in pasture and tallgrass prairie communities. Oecologia. 103 (1), 17-23 (1995).
  10. Weremijewicz, J., Sternberg, L. dS. L. O., Janos, D. P. Common mycorrhizal networks amplify competition by preferential mineral nutrient allocation to large host plants. New Phytologist. , (2016).
  11. Fellbaum, C. R., et al. Fungal nutrient allocation in common mycorrhizal networks is regulated by the carbon source strength of individual host plants. New Phytologist. 203 (2), 646-656 (2014).
  12. Lekberg, Y., Hammer, E. C., Olsson, P. A. Plants as resource islands and storage units--adopting the mycocentric view of arbuscular mycorrhizal networks. FEMS Microbiol Ecol. 74 (2), 336-345 (2010).
  13. Jakobsen, I., Hammer, E. C. Mycorrhizal Networks. , Springer. 91-131 (2015).
  14. Jakobsen, I., Rosendahl, L. Carbon flow into soil and external hyphae from roots of mycorrhizal cucumber plants. New Phytologist. 115 (1), 77-83 (1990).
  15. Kiers, E. T., et al. Reciprocal rewards stabilize cooperation in the mycorrhizal symbiosis. Science. 333 (6044), 880-882 (2011).
  16. Hartnett, D. C., Hetrick, B. A. D., Wilson, G. W. T. Mycorrhizal influence on intra- and interspecific neighbour interactions among co-occuring prairie grasses. Journal of Ecology. 81 (4), 787-795 (1993).
  17. Hetrick, B. A. D., Wilson, G. W. T., Todd, T. C. Differential responses of C3 and C4 grasses to mycorrhizal symbiosis, phosphorus fertilization, and soil microorganisms. Canadian Journal of Botany. 68 (3), 461-467 (1990).
  18. Johnson, D., Leake, J. R., Read, D. J. Novel in-growth core system enables functional studies of grassland mycorrhizal mycelial networks. New Phytologist. 152 (3), 555-562 (2001).
  19. Leake, J. R., et al. Networks of power and influence: the role of mycorrhizal mycelium in controlling plant communities and agroecosystem functioning. Canadian Journal of Botany-Revue Canadienne De Botanique. 82 (8), 1016-1045 (2004).
  20. Babikova, Z., et al. Underground signals carried through common mycelial networks warn neighbouring plants of aphid attack. Ecology Letters. 16 (7), 835-843 (2013).
  21. Schüepp, H., Miller, D. D., Bodmer, M. A new technique for monitoring hyphal growth of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi through soil. Transactions of the British Mycological Society. 89 (4), 429-435 (1987).
  22. Miller, D. D., Bodmer, M., Schüepp, H. Spread of endomycorrhizal colonization and effects on growth of apple seedlings. New Phytologist. 111 (1), 51-59 (1989).
  23. Jakobsen, I., Gazey, C., Abbott, L. K. Phosphate transport by communities of arbuscular mycorrhizal fungi in intact soil cores. New Phytologist. 149 (1), 95-103 (2001).
  24. Johnson, D., Leake, J., Ostle, N., Ineson, P., Read, D. J. In situ 13CO2 pulse‐labelling of upland grassland demonstrates a rapid pathway of carbon flux from arbuscular mycorrhizal mycelia to the soil. New Phytologist. 153 (2), 327-334 (2002).
  25. Johnson, D., Leake, J., Read, D. J. Transfer of recent photosynthate into mycorrhizal mycelium of an upland grassland: short-term respiratory losses and accumulation. of 14C. Soil Biology and Biochemistry. 34 (10), 1521-1524 (2002).
  26. Walder, F., et al. Mycorrhizal networks: Common goods of plants shared under unequal terms of trade. Plant Physiology. 159 (June 2012), 789-797 (2012).
  27. Song, Y. Y., et al. Interplant communication of tomato tlants through underground common mycorrhizal networks. Plos One. 5 (10), e13324(2010).
  28. Merrild, M. P., Ambus, P., Rosendahl, S., Jakobsen, I. Common arbuscular mycorrhizal networks amplify competition for phosphorus between seedlings and established plants. New Phytologist. 200 (1), 229-240 (2013).
  29. Janos, D. P., Scott, J., Aristizábal, C., Bowman, D. M. J. S. Arbuscular-mycorrhizal networks inhibit Eucalyptus tetrodonta seedlings in rain forest soil microcosms. Plos One. 8 (2), e57716(2013).
  30. Wyss Lozano Hoyos, T. Pinus elliottii var. densa Seedling Performance Reflects Ectomycorrhizas, Soil Nutrient Availability and Root Competition. , (2010).
  31. Mäder, P., Vierheilig, H., Alt, M., Wiemken, A. Boundries between soil compartments formed by microporous hydrophobic membranes (GORE-TEX) can be crossed by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi but not by ions in the soil solution. Plant and Soil. 152, 201-206 (1993).
  32. Mäder, P., et al. Transport of 15N from a soil compartment separated by a polytetrafluoroethylene membrane to plant roots via the hyphae of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist. 146 (1), 155-161 (2000).
  33. Brundrett, M., Bougher, N., Dell, B., Grove, T. Working with Mycorrhizas in Forestry and Agriculture. , (1996).
  34. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective-measure of colonization of roots by vesicular arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist. 115 (3), 495-501 (1990).
  35. Weremijewicz, J., Janos, D. P. Common mycorrhizal networks amplify size inequality in Andropogon gerardii monocultures. New Phytologist. 198 (1), 203-213 (2013).
  36. Weremijewicz, J., O’Reilly, L. dS. L., Janos, D. P. Arbuscular common mycorrhizal networks mediate intra-and interspecific interactions of two prairie grasses. Mycorrhiza. , 1-13 (2017).
  37. Weiner, J. Asymmetric competition in plant populations. Tree. 5 (11), 360-364 (1990).
  38. Damgaard, C., Weiner, J. Describing inequality in plant size or fecundity. Ecology. 81 (4), 1139-1142 (2000).
  39. Johnson, C. R., Joiner, J. N., Crews, C. E. Effects of N, K, and Mg on growth and leaf nutrient composition of 3 container grown woody ornamentals inoculated with mycorrhizae. Journal of the American Society for Horticultural Science. 105 (2), 286-288 (1980).
  40. Estrada-Luna, A. A., Davies, F. T., Egilla, J. N. Mycorrhizal fungi enhancement of growth and gas exchange of micropropagated guava plantlets (Psidium guajava L.) during ex vitro acclimatization and plant establishment. Mycorrhiza. 10 (1), 1-8 (2000).
  41. Hurlbert, S. H. Pseudoreplication and the design of ecological field experiments. Ecological Monographs. 54 (2), 187-211 (1984).
  42. Argüello, A., et al. Options of partners improve carbon for phosphorus trade in the arbuscular mycorrhizal mutualism. Ecology Letters. 19 (6), 648-656 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Grzyby mikoryzowe arbuskularneobrotowe pojemnikiosłona z nylonowej siatkipiasek ubogi w składniki odżywczenawóz 15Nprzecinanie CMNkolonizacja korzenipobieranie składników odżywczych
Badanie interakcji roślin w powszechnych sieciach mikoryzowych przy użyciu obróconych rdzeni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.