Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiar zależności pola magnetycznego od relaksacji sieci spinowej hiperspolaryzowanego [1-13C]pirogronianu

5.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59399

⸱

13 września 2019

 ,  , 
1Department of Medical Biophysics, Western University, 2Imaging Research Laboratory, Robarts Research Institute, Western University, 3Ontario Institute for Cancer Research

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy protokół do pomiaru zależności pola magnetycznego od czasu relaksacji spinowo-sieciowej 13związków wzbogaconych w C, hiperpolaryzowanych za pomocą dynamicznej polaryzacji jądrowej, przy użyciu szybkiej relaksometrii z cyklem pola. W szczególności wykazaliśmy to za pomocą pirogronianu [1-13C], ale protokół można rozszerzyć na inne hiperspolaryzowane substraty.

Streszczenie

Podstawowym ograniczeniem dla zastosowań obrazowania in vivo hiperspolaryzowanych związków wzbogaconych 13C jest ich skończony czas relaksacji sieci spinowej. Na tempo relaksacji wpływają różne czynniki, takie jak skład buforu, pH roztworu, temperatura i pole magnetyczne. W tym ostatnim względzie czas relaksacji spinowo-sieciowej można zmierzyć przy natężeniu pola klinicznego, ale w niższych polach, gdzie związki te są dozowane z polaryzatora i transportowane do rezonansu magnetycznego, relaksacja jest jeszcze szybsza i trudniejsza do zmierzenia. Aby lepiej zrozumieć ilość namagnesowania traconego podczas transportu, użyliśmy szybkiej relaksometrii z cyklem pola, z detekcją rezonansu magnetycznego jąder 13C przy ~0,75 T, do pomiaru dyspersji magnetycznego rezonansu jądrowego w czasie relaksacji spinowo-sieciowej hiperspolaryzowanego [1-13C]pirogronianu. Dynamiczna polaryzacja jądrowa podczas rozpuszczania została wykorzystana do wytworzenia hiperspolaryzowanych próbek pirogronianu o stężeniu 80 mmol/L i fizjologicznym pH (~7,8). Roztwory te szybko przeniesiono do szybkiego relaksometru z cyklami pola, dzięki czemu relaksację namagnesowania próbki można było zmierzyć w funkcji czasu za pomocą skalibrowanego małego kąta obrotu (3°-5°). Aby zmapować dyspersję T1 C-1 pirogronianu, zarejestrowaliśmy dane dla różnych pól relaksacyjnych w zakresie od 0,237 mT do 0,705 T. Na podstawie tych informacji wyznaczyliśmy równanie empiryczne, aby oszacować relaksację sieci spinowej hiperspolaryzowanego podłoża we wspomnianym zakresie pól magnetycznych. Wyniki te można wykorzystać do przewidywania ilości namagnesowania traconego podczas transportu oraz do ulepszania projektów eksperymentalnych w celu zminimalizowania strat sygnału.

Wprowadzenie

Spektroskopowe obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRSI) może tworzyć przestrzenne mapy metabolitów wykrytych przez obrazowanie spektroskopowe, ale jego praktyczne zastosowanie jest często ograniczone przez jego stosunkowo niską czułość. Ta niska czułość metod obrazowania rezonansu magnetycznego i spektroskopii in vivo wynika z małego stopnia namagnesowania jądrowego osiągalnego przy temperaturach ciała i rozsądnych natężeniach pola magnetycznego. Jednak to ograniczenie można przezwyciężyć poprzez zastosowanie dynamicznej polaryzacji jądrowej (DNP) w celu znacznego zwiększenia namagnesowania in vitro ciekłych substratów, które są następnie wstrzykiwane w celu zbadania metabolizmu in vivo za pomocą MRSI1,2,3,4. DNP jest w stanie zwiększyć namagnesowanie większości jąder o niezerowym spinie jądrowym i został wykorzystany do zwiększenia czułości MRSI in vivo 13związków wzbogaconych w C, takich jak pirogronian5,6, wodorowęglan7,8, fumaran9, lactane10, glutamine11 i inne o więcej niż cztery rzędy wielkości12. Jego zastosowania obejmują obrazowanie chorób naczyniowych13,14,15, perfuzja narządów13,16,17,18, wykrywanie raka1,19,20,21,22, stadium nowotworu23,24, oraz kwantyfikacja odpowiedzi terapeutycznej2,6,23,24,25,26.

Powolna relaksacja sieci spinowej jest niezbędna do wykrywania in vivo MRSI. Czasy relaksacji sieci spinowej (T1s) rzędu kilkudziesięciu sekund są możliwe dla jąder o niskich proporcjach żyromagnetycznych w małych cząsteczkach w roztworze. Na transfer energii między jądrowym przejściem spinowym a jego otoczeniem (siecią) wpływa kilka czynników fizycznych, w tym natężenie pola magnetycznego, temperatura i konformacja molekularna27. Relaksacja dipolarna jest redukowana w cząsteczkach dla pozycji węgla bez bezpośrednio przyłączonych protonów, a deuteracja mediów rozpuszczających może jeszcze bardziej zmniejszyć międzycząsteczkową relaksację dipolarną. Niestety, rozpuszczalniki deuterowane mają ograniczone zdolności do przedłużania relaksu in vivo. Zwiększona relaksacja karbonylków lub kwasów karboksylowych (takich jak pirogronian) może wystąpić przy wysokich natężeniach pola magnetycznego z powodu anizotropii przesunięcia chemicznego. Obecność zanieczyszczeń paramagnetycznych ze ścieżki płynu podczas rozpuszczania po polaryzacji może powodować szybką relaksację i należy jej unikać lub eliminować za pomocą chelatorów.

Istnieje bardzo mało danych na temat relaksacji 13związków zawierających C na niskich polach, gdzie relaksacja sieci spinowej może być znacznie szybsza. Jednak ważne jest, aby mierzyć T1 w niskich polach, aby zrozumieć relaksację podczas przygotowywania środka stosowanego do obrazowania in vivo, ponieważ hiperspolaryzowane środki kontrastowe są zwykle dozowane z aparatu DNP w pobliżu lub na polu Ziemi. Dodatkowe czynniki fizyczne, takie jak stężenie substratu wzbogaconego w 13C, pH roztworu, i temperatura, również wpływają na relaksację, a w konsekwencji mają wpływ na postać środka. Wszystkie te czynniki są niezbędne do określenia kluczowych parametrów w optymalizacji procesu rozpuszczania DNP oraz obliczenia wielkości strat sygnału, które występują podczas transportu próbki z aparatu DNP do magnesu obrazującego.

Pomiary dyspersji magnetycznego rezonansu jądrowego (NMRD), tj. pomiary T1, jako funkcja pola magnetycznego, są zazwyczaj uzyskiwane za pomocą spektrometru NMR. Aby uzyskać te pomiary, można zastosować metodę wahadłową, w której próbka jest najpierw wyjmowana ze spektrometru, aby zrelaksować się w pewnym polu określonym przez jej położenie w polu prążkowym magnesu28,29,30, a następnie szybko przenoszona z powrotem do magnesu NMR, aby zmierzyć jego pozostałą namagnesowanie. Powtarzając ten proces w tym samym punkcie pola magnetycznego, ale z rosnącymi okresami relaksacji, można uzyskać krzywą relaksacji, którą można następnie przeanalizować w celu oszacowania T1.

Używamy alternatywnej techniki znanej jako szybka relaksometria cykli polowych31,32,33 do pozyskiwania naszych danych NMRD. Zmodyfikowaliśmy komercyjny relaksometr polowy (patrz tabela materiałów) do pomiarów T1 roztworów zawierających hiperspolaryzowane jądra 13C. W porównaniu z metodą wahadłową, cykle polowe umożliwiają temu relaksometrowi systematyczne pozyskiwanie danych NMRD w mniejszym zakresie pól magnetycznych (od 0,25 mT do 1 T). Osiąga się to poprzez szybką zmianę samego pola magnetycznego, a nie położenia próbki w polu magnetycznym. W związku z tym próbka może być namagnesowana przy wysokim natężeniu pola, "zrelaksowana" przy niższym natężeniu pola, a następnie zmierzona przez akwizycję rozpadu swobodnej indukcji przy ustalonym polu (i częstotliwości Larmora) w celu maksymalizacji sygnału. Oznacza to, że temperatura próbki może być kontrolowana podczas pomiaru, a sonda NMR nie musi być dostrajana do każdego pola relaksacyjnego, co sprzyja automatycznej akwizycji w całym zakresie pola magnetycznego.

Koncentrując nasze wysiłki na efektach dozowania i transportu hiperpolaryzowanych roztworów o niskich polach magnetycznych, ta praca przedstawia szczegółową metodologię pomiaru czasu relaksacji spinowo-sieciowej hiperspolaryzowanego 13C-pirogronianu przy użyciu szybkiej relaksometrii cyklicznej dla pól magnetycznych w zakresie od 0,237 mT do 0,705 T. Główne wyniki stosowania tej metodologii zostały wcześniej przedstawione dla [1-13C]pyruvate34 i 13C-enriched sodium and cez bricarbonate35, gdzie badano również inne czynniki, takie jak stężenie rodników i pH podczas rozpuszczania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie próbki

UWAGA: Kroki 1.1-1.8 są wykonywane tylko raz

  1. Przygotuj 1 ml podstawowego roztworu kwasu pirogronowego wzbogaconego 13C, szeroko stosowanego do badań in vivo1,2,5,6, składający się z 15-mmol/L rodnika triarylometylowego rozpuszczonego w [1-13 C]kwasie pirogronowym (patrz Tabela Materiałów). Podwielokrotności z tego roztworu podstawowego zostaną użyte do próbek, które zostaną indywidualnie spolaryzowane, a następnie poddane relaksometrii w różnych polach magnetycznych. Reprezentacja cząsteczki kwasu pirogronowego [1-13C] jest pokazana na Rysunek 1.
  2. W interfejsie oprogramowania dynamicznego polaryzatora jądrowego (patrz Tabela materiałów) kliknij przycisk Cooldown, aby obniżyć temperaturę wkładu o zmiennej temperaturze (VTI) do 1.4 K.
  3. Gdy DNP osiągnie żądaną temperaturę, załaduj 10 μl roztworu podstawowego do kubka na próbkę, otwórz drzwi wieżyczki i włóż kubek do VTI za pomocą różdżki wprowadzającej specjalnie zaprojektowanej do tego zadania.
  4. Następnie szybko wyjmij różdżkę i upewnij się, że kubek jest zwolniony. Następnie zamknij drzwi wieżyczki i kontynuuj następujące kroki, podczas gdy temperatura VTI powróci do 1.4 K.
  5. Przygotuj DNP do przeprowadzenia przemiatania mikrofalowego w celu znalezienia optymalnej częstotliwości RF dla hiperpolaryzacji roztworu podstawowego.
    1. Na komputerze sterującym spektrometrem (część systemu DNP) nawiąż komunikację między spektrometrem a oprogramowaniem sterującym DNP, klikając dwukrotnie ikonę HyperTerminal, wcześniej skonfigurowaną z odpowiednimi parametrami komunikacji szeregowej.
    2. Po nawiązaniu komunikacji uruchom oprogramowanie RINMR, wpisz jego wiersz poleceń . HYPERSENSENMR, a następnie naciśnij Enter.
    3. Następnie na ekranie pojawi się nowe okno, w którym należy wpisać numer jeden (1) w polu Numer konfiguracji. Następnie kliknij przycisk Wybierz konfigurację.
    4. Kliknij na przycisk Wykonaj zamiatanie kuchenki mikrofalowej. Zostanie uruchomione małe okienko z malejącym licznikiem sekund wskazującym, że spektrometr jest gotowy i będzie czekał na okresowe sygnały wyzwalające, pochodzące z oprogramowania sterującego DNP, w celu pobrania próbki polaryzacji.
    5. W oprogramowaniu kontrolnym DNP wybierz zakładkę Kalibruj i kliknij przycisk Generuj.
    6. Korzystając z okna ustawień kalibracji, wprowadź następujące informacje: Częstotliwość początkowa = 94,117 GHz, Częstotliwość końcowa = 94,137 GHz, Rozmiar kroku = 1 MHz, Czas trwania kroku = 300 s, Moc = 50 mW, Poziom ciekłego helu = 65% i Temperatura = 1,4 K.
    7. Kliknij przycisk Generuj, co spowoduje zamknięcie okna konfiguracji i powrót do zakładki Kalibruj, która wyświetli liczbę kroków i czas wymagany do wykonania żądanego zamiatania mikrofalowego.
    8. Po osiągnięciu żądanej temperatury VTI kliknij przycisk Włącz, a następnie Start, aby zainicjować proces zamiatania mikrofalowego.
  6. Pod koniec przemiatania mikrofalowego odzyskaj próbkę i zapisz optymalną częstotliwość, w której osiągana jest maksymalna polaryzacja. Ta optymalna częstotliwość jest zdefiniowana jako częstotliwość polaryzacji, która zapewnia maksymalną polaryzację, jak pokazano na Rysunek 2. Częstotliwość ta zostanie wykorzystana do hiperpolaryzacji wszystkich podwielokrotności otrzymanych z tego konkretnego roztworu podstawowego kwasu pirogronowego.
  7. Przygotować 250 ml podstawowej pożywki do rozpuszczania, używając roztworu 40 mmol/l zasady Tris, 50 mmol/l chlorku sodu i 80 mmol/l wodorotlenku sodu w wodzie dejonizowanej. Dodać kwas etylenodiaminotetraoctowy (EDTA) o stężeniu 100 mg/l w celu sekwestracji zanieczyszczenia jonami metali. Podobnie jak w przypadku roztworu podstawowego kwasu pirogronowego, to podłoże do rozpuszczania będzie używane do wszystkich różnych próbek, które będą spolaryzowane. Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby uzyskać bardziej szczegółowe informacje na temat stosowanych chemikaliów.
  8. Przygotuj również 500 ml podstawowego roztworu czyszczącego składającego się ze 100 mg/l EDTA rozpuszczonego w wodzie dejonizowanej. Około 10 ml tego roztworu czyszczącego stosuje się po każdej polaryzacji w celu oczyszczenia drogi rozpuszczania DNP.
    UWAGA: Kroki 1.9-1.27 są wykonywane dla każdej pojedynczej próbki.
  9. Schłodzić aparat DNP do temperatury 1,4 K w ramach przygotowań do hiperpolaryzacji próbki kwasu pirogronowego [1-13C], naciskając przycisk Cooldown w głównym oknie DNP.
  10. Jeśli oprogramowanie używane w spektrometrze jest już aktywne z wybraną konfiguracją 1, wykonaj następujące czynności. W przeciwnym razie wykonaj kroki od 1.5.1 do 1.5.3, a następnie przejdź do następujących kroków.
  11. Po sprawdzeniu, czy w oknie sterującym spektrometrem DNP wybrana jest konfiguracja 1, należy kliknąć na przycisk Solid Build Up.
  12. Wprowadź nazwę pliku SSBuilupXXX, gdzie "XXX" jest liczbą w sekwencji plików przechowywanych z danymi narastającymi. Liczba ta jest automatycznie zwiększana przez oprogramowanie. Następnie kliknij przycisk OK. Podobnie jak w przypadku przemiatania mikrofalowego, zostanie uruchomione małe okienko z malejącym licznikiem sekund wskazującym, że spektrometr jest gotowy i będzie czekał na okresowe sygnały wyzwalające, pochodzące z oprogramowania sterującego DNP, w celu pobrania próbki polaryzacji.
  13. Używając roztworu podstawowego kwasu pirogronowego - OX063 przygotowanego w kroku 1.1, odważyć 30 mg w kubku na próbkę.
  14. Po osiągnięciu żądanej temperatury VTI (1.4 K) kliknij na Insert Sample, następnie wybierz Normal Sample, a następnie kliknij Next. Postępując zgodnie ze środkami ostrożności wyświetlanymi na ekranie, włóż kubek do zimnego aparatu DNP, używając długiej różdżki specjalnie zaprojektowanej do tego zadania.
  15. Po włożeniu kubka, wyjęciu różdżki i zamknięciu drzwiczek DNP kliknij Dalej, a następnie Zakończ. W tym momencie system hiperpolaryzatora opuszcza kubek na próbkę do komory naświetlania częściowo wypełnionej (65%) ciekłym helem.
  16. Poczekaj, aż temperatura powróci do 1.4 K, a następnie kliknij przycisk Polarize Sample.
  17. W nowym wyskakującym oknie ustaw wartość częstotliwości na wartość uzyskaną z przemiatania mikrofalowego w kroku 1.6. W tym samym oknie ustaw również moc na 50 mW i czas próbkowania na 300 s. Kliknij Dalej, zaznacz pole Włącz monitorowanie narastania, a następnie kliknij Zakończ.
    UWAGA: Po rozpoczęciu polaryzacji oprogramowanie sterujące DNP generuje sygnały wyzwalające co 300 s, aby poinstruować spektrometr, aby podążył za próbką polaryzacji przy użyciu małego kąta końcówki. W ten sposób oprogramowanie spektrometru dodaje punkt próbki do krzywej namagnesowania ciała stałego, który jest teraz wyświetlany zarówno w oprogramowaniu spektrometru, jak i w oprogramowaniu sterującym DNP na karcie Narastanie polaryzacji. Po 4 próbce i każdej kolejnej próbce oprogramowanie spektrometru dopasowuje krzywą do wykładniczej funkcji wzrostu w postaci:

    S = A *exp(-t/Tp) + y0

    gdzie A jest amplitudą polaryzacji, w dowolnych jednostkach t jest czasem próbkowania, Tp jest stałą czasową polaryzacji (obie w sekundach), a y0 jest przesunięciem. Na podstawie dopasowanych parametrów oprogramowanie oblicza również procentową polaryzację osiągniętą do tego momentu w czasie, która jest również wyświetlana w zakładce Stan polaryzacji DNP.
  18. Polaryzuj, aż nagromadzenie namagnesowania w stanie stałym osiągnie co najmniej 95% maksimum (około jednej godziny).
  19. Podczas gdy próbka jest polaryzująca, przygotuj relaksometr do szybkiej jazdy na rowerze, jak wyjaśniono w sekcji 2 poniżej.
  20. Po osiągnięciu żądanej polaryzacji kliknij Uruchom rozpuszczanie i w obszarze Metoda wybierz Test kwasu pirogronowego. Następnie kliknij Dalej.
  21. Postępując zgodnie z instrukcjami na ekranie, otwórz drzwi wieżyczki DNP i załaduj komorę grzewczą i ciśnieniową w górnej części aparatu ~ 4,55 ml roztworu do rozpuszczania przygotowanego w sekcji 1.5, aby uzyskać stężenie 80 mmol/L pirogronianu po rozpuszczeniu przy pH ~7,75 i temperaturze ~37 °C.
  22. Ustaw różdżkę odzyskiwania we właściwej pozycji, zamknij drzwi wieżyczki i na komputerze kliknij Dalej, a następnie Zakończ. W tym momencie medium rozpuszczające zostanie przegrzane, aż ciśnienie osiągnie 10 barów.
  23. Po osiągnięciu ciśnienia 10 barów, zamrożony i hiperspolaryzowany pirogronian jest automatycznie wyciągany z kąpieli ciekłego helu, szybko mieszany i rozmrażany z przegrzanym roztworem do rozpuszczania i wyrzucany przez rurkę kapilarną do kolby w kształcie gruszki. Podczas gdy hiperspolaryzowana mieszanina pirogronianu/roztworu do rozpuszczania jest wyrzucana, należy stale obracać kolbę, aby zapewnić jednorodną mieszaninę.
  24. Gdy cała mieszanina zostanie wyrzucona, szybko pobrać 1,1 ml płynu do strzykawki, przenieść do wstępnie ogrzanej (37 °C) probówki NMR o średnicy 10 mm i szybko przetransportować do relaksometru do jazdy w terenie (patrz krok 2.2.12).
  25. Dozować pozostałą porcję z każdego rozpuszczenia pirogronianu do 0,55-T stacjonarnego spektrometru NMR (patrz tabela materiałów) w celu sprawdzenia możliwych systematycznych efektów doświadczalnych.
  26. Natychmiast oczyść ścieżkę płynu DNP za pomocą czystego medium do rozpuszczania, a następnie etanolu. Wdmuchnij hel gazowy przez ścieżkę płynu, aby usunąć pozostałe płyny czyszczące i ścieżkę oczyszczania z tlenu. Wyczyść wszystkie szklane naczynia.
  27. Po każdym pomiarze należy zapisać pH próbek zarówno ze spektrometru laboratoryjnego, jak i z relaksometru do pracy w terenie.
    UWAGA: Każdy pomiar T1 jest oddzielnym rozpuszczaniem hiperpolaryzacyjnym z aparatu DNP, dlatego należy zachować ostrożność w celu zapewnienia odtwarzalności składu próbki między pomiarami. Osiąga się to poprzez ważenie wszystkich środków i rozpuszczalników z dokładnością do 0,1 mg, aby zapewnić dokładne i powtarzalne przygotowanie końcowych roztworów hiperpolaryzowanych.

2. Relaksometria

UWAGA Proszę zapoznać się z Tabelą 1, aby lepiej zrozumieć wybór i użycie różnych parametrów opisanych w poniższych krokach. Przed rozpuszczeniem należy obliczyć kąt odwrócenia relaksometru, a relaksometr musi być ustawiony i gotowy do pomiaru roztworu hiperspolaryzowanego (patrz poniżej).

  1. Kalibracja kąta odwrócenia
    1. Przygotować 1 ml czystego kwasu [1-13C] pirogronowego w probówce NMR i dodać gadolinowy środek kontrastowy w celu zredukowania T1 z 13jąder C do wartości mniejszej niż 200 ms, ale większej niż 50 ms.
    2. Uszczelnij probówkę NMR, aby mogła być używana wielokrotnie jako wzorzec kalibracyjny.
    3. Korzystając z głębokościomierza relaksometru, ustaw głębokość wsunięcia rurki NMR na odpowiednią wysokość, aby upewnić się, że próbka będzie znajdować się w środku cewki RF relaksometru.
    4. Zaznaczyć głębokość wsunięcia wzorca kalibracyjnego pirogronianu 13C za pomocą taśmy klejącej, aby zapewnić powtarzalność.
    5. Umieść korek głębokości na rurce NMR w pozycji wskazanej przez taśmę i włóż ten wzorzec kalibracyjny do otworu relaksometru z cyklami polowymi. Użyj ciężarka, aby utrzymać probówkę NMR na miejscu.
    6. Otworzyć zawór powietrza przyrządu i z panelu przedniego relaksometru ustawić regulator temperatury na 37 °C. Pozwoli to utrzymać temperaturę próbki na poziomie 37°C (± 0,5°C) przy użyciu ogrzanego powietrza podczas eksperymentu.
    7. Ustaw sprzęt relaksometru do jazdy w terenie, aby uzyskać sygnały 13jąder C. Obejmuje to instalację i zasilanie zewnętrznej cewki podkładki (patrz Tabela materiałów), dostrojenie i dopasowanie cewki RF do 8 MHz (~0,75 T dla jąder 13C) oraz użycie odpowiedniego λ/4.
    8. W oprogramowaniu urządzenia wykonaj następujące czynności:
      1. Wybierz zakładkę Główny par
      2. Kliknij komórkę obok etykiety Eksperyment i przewiń w dół w wyskakującym okienku, aby wybrać sekwencję impulsów "13CANGLE. FFC ".
      3. Ustaw następujące parametry akwizycji: RFA = 5; SWT = 0,005, RD = 0,5, BPOL = 30 MHz, TPOL = 0,5.
      4. Wybierz kartę Acq. par, a następnie wybierz kartę podrzędną Podstawowe.
      5. Kliknij komórkę obok etykiety Nucleus i przewiń w dół w wyskakującym okienku, aby wybrać 13C.
      6. Następnie ustaw następujące parametry: SF = 8 MHz, SW = 1000000, BS = 652, FLTR = 100000, MS = 32.
      7. Wybierz kartę podrzędną Conf.
      8. Ustaw następujące parametry: RINH = 25, ACQD = 25.
      9. Wybierz kartę podrzędną nDim
      10. Ustaw NBLK = 32, BINI = 2, GEND = 62.
      11. Wybierz kartę Ocena, a następnie kartę podrzędną Parametry.
      12. Ustaw następujące parametry: EWIP = 10, EWEP = 128, EWIB = 1, EWEB = 32.
      13. Następnie kliknij ikonę Rozpocznij akwizycję, aby uruchomić sekwencję impulsów.
    9. Po zakończeniu akwizycji zapisz dane, wybierz ikonę okna dialogowego Ocena, a następnie z menu analizy wybierz Okno WAM: Wielkość bezwzględna. Następnie wybierz Arkusz raportu, Wykresy i Eksportuj plik, a na koniec kliknij Wykonaj.
    10. W oknie Raport znajdź szerokość impulsu RF, która zapewnia maksymalną amplitudę i dostosuj wartość za pomocą kursora na wyświetlonym wykresie, który jest podobny do wykresów pokazanych w dolnym rzędzie Rysunek 3. Ta szerokość impulsu zostanie wykorzystana dla parametru PW90 w następujących eksperymentach.
    11. Kliknij ikonę F1, aby dostosować przesunięcie częstotliwości relaksometru.
      UWAGA: Okno WAM: Wielkość bezwzględna to procedura całkowania wielkości pojedynczego lub sekwencji akwizycji rozpadów swobodnej indukcji (FID) od punktu zdefiniowanego przez EWIP do punktu określonego przez EWEP i od bloku zdefiniowanego przez EWIB do bloku określonego przez EWEB.
  2. T1-Pomiary
    1. Upewnij się, że zewnętrzna cewka podkładki jest zainstalowana i zasilana.
    2. W oprogramowaniu urządzenia wykonaj następujące czynności:
      1. Wybierz zakładkę Główny par
      2. Kliknij komórkę obok etykiety Eksperyment i przewiń w dół w wyskakującym okienku, aby wybrać sekwencję impulsów HPUB/S, która jest pokazana w Rysunek 4.
      3. Ustaw następujące parametry akwizycji: RFA = 25, T1MX = wartości z zakresu od 3 do 5; SWT = 0,2, RD = 0, BRLX = Pożądane pole relaksacji w MHz (częstotliwość protonów Larmor).
      4. Wybierz kartę Acq. par, a następnie wybierz kartę podrzędną Podstawowe.
      5. Kliknij komórkę obok etykiety Nucleus i przewiń w dół w wyskakującym okienku, aby wybrać 13C.
      6. Następnie ustaw następujące parametry: SF = 8 MHz, SW = 1000000, BS = 652, FLTR = 50000.
      7. Wybierz kartę podrzędną Conf.
      8. Ustaw następujące parametry: PW90 równe wartości znalezionej w kroku 2.1.10, RINH = 25, ACQD = 25.
      9. Wybierz zakładkę podrzędną Puls i ustaw PW = 5.
      10. Wybierz kartę podrzędną nDim i ustaw NBLK = 100.
      11. Poczekaj i przygotuj się na otrzymanie hiperspolaryzowanego rozwiązania, aby rozpocząć akwizycję danych.
      12. Bezpośrednio przed włożeniem próbki do relaksometru należy ręcznie uruchomić sekwencję impulsów z konsoli, aby uniknąć wprowadzenia próbki do zerowego pola magnetycznego. Z tego powodu ważne jest, aby podczas analizy danych zignorować pierwszy rozpad swobodnej indukcji (FID).
      13. Po zakończeniu akwizycji zapisz dane, klikając przycisk Zapisz.
    3. Korzystając z oprogramowania analitycznego, zintegruj wielkość każdego sygnału FID, aby uzyskać serię danych składającą się z namagnesowania próbki w funkcji czasu.
    4. Wyodrębnij czas relaksacji spin-krata z trzyparametrowego modelu wykładniczego przy użyciu standardowego nieliniowego algorytmu dopasowywania najmniejszych kwadratów zaimplementowanego w komercyjnym oprogramowaniu analitycznym (patrz tabela materiałów) przy założeniu równomiernego ważenia wszystkich danych:
      figure-protocol-1
      gdzie A jest początkową amplitudą sygnału (punkt przecięcia z osią y), T1 jest czasem relaksacji sieci spinowej, TR jest czasem powtarzania, który jest znaną wartością, y0 jest przesunięciem sygnału, a cos(n-1)(α) jest poprawką na utratę namagnesowania podłużnego w n-tympomiarze dla kąta odwrócenia, α.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 2 przedstawia przykład wysokorozdzielczego pełnozakresowego przemiatania mikrofalowego dla kwasu pirogronowego. W przedstawionym przypadku ta optymalna częstotliwość mikrofalowa odpowiada 94,128 GHz, co zaznaczono we wstawce rysunku. Nasz system DNP może normalnie pracować w zakresie od 93,750 GHz do 94,241 GHz z krokiem 1 MHz, czasem polaryzacji do 600 s i mocą do 100 mW. Pełny zakres częstotliwości jest badany tylko dla nowych substratów. Jednak na podstawie wcześniejszych doświadc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Zastosowanie DNP w celu poprawy akwizycji sygnału jest technicznym rozwiązaniem problemu niewystarczającego sygnału rezonansu magnetycznego dostępnego z jąder 13C w ograniczonych stężeniach, takich jak te stosowane w iniekcjach zwierzęcych, ale wiąże się z innymi wyzwaniami eksperymentalnymi. Każdy pomiar relaksacji pokazany na rysunku 7 reprezentuje pomiar unikalnie przygotowanej próbki, ponieważ nie można jej ponownie spolaryzować po rozpuszczeniu w celu ponownego pomiaru. Nieuc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

Autorzy chcieliby podziękować Ontario Institute for Cancer Research, Imaging Translation Program oraz Kanadyjskiej Radzie Badań nad Naukami Przyrodniczymi i Inżynierią za sfinansowanie tych badań. Cieszymy się również z pożytecznych rozmów z Albertem Chenem z GE Healthcare w Toronto w Kanadzie, Giannim Ferrante z Stelar s.r.l. we Włoszech i Williamem Manderem z Oxford Instruments w Wielkiej Brytanii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
[1-13C]Kwas pirogronowySigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA677175
10mm rurka NMR Norell, Inc., Morganton NC, USA1001-8
Woda
Kwas etylenodiaminotetraoctowy sól disodowa dwuwodna (EDTA)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAE5134
HyperSense Dynamic Polaryzator jądrowyOxford Instruments, Abingdon, Wielka BrytaniaObejmuje następujące elementy: oprogramowanie "DNP-NMR Polarizer" używane do sterowania i monitorowania całego polaryzatora DNP; "RINMR" używane do monitorowania poziomów polaryzacji w stanie stałym; "HyperTerminal" używane do komunikacji oprogramowania DNP z oprogramowaniem RINMR, które monitoruje poziom polaryzacji w stanie stałym. Zawiera również spektrometr laboratoryjny MQC do monitorowania polaryzacji stanu ciekłego w połączeniu z własnym oprogramowaniem RINMR
MATLAB R2017bMathWorks, Natick, MADołącz skrypty do nieliniowego dopasowania zaniku magnesizacji w czasie i analizę T1 NMRD hiperspolaryzowanego kwasu pirogronowego.
OX063 Rodnik triarylometylowyOxford Instruments, Abingdon, Wielka Brytania
pH-metr - SympHonyVWR International, Mississauga, ON., KanadaSB70P
ProHanceBracco Diagnostics Inc.Gadoteridol, Gd-HP-DO3A
Czysty etanol (100% czystości)Alkohole handlowe, Toronto, ON, KanadaP016EAAN
Cewkaopracowana we własnym
zakresie Chlorek soduSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAS7653
Wodorotlenek soduSigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAS8045 
SpinMaster FFC2000 1T C/DCStelar s.r.l., Mede (PV) WłochyZawiera oprogramowanie "AcqNMR", które służy między innymi do ustawiania parametrów eksperymentalnych, monitorowania strojenia i dopasowania cewki RF, ładowania różnych sekwencji impulsów, kalibracji kąta odwrócenia, akwizycji danych i dopasowania krzywej. W zestawie znajduje się również ogranicznik głębokości, kilka obciążników i ogranicznik głębokości.
Wstępnie ustawione kryształy Trizma (pH 7,6)Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAT7943
dejonizowana podkładkowa

Bibliografia

  1. Golman, K., Zandt, R. I., Lerche, M., Pehrson, R., Ardenkjaer-Larsen, J. H. Metabolic imaging by hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging for in vivo tumor diagnosis. Cancer Research. 66 (22), 10855-10860 (2006).
  2. Witney, T. H., Brindle, K. M. Imaging tumour cell metabolism using hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. Biochemical Society Transactions. 38 (5), 1220-1224 (2010).
  3. Kurhanewicz, J., et al. Analysis of cancer metabolism by imaging hyperpolarized nuclei: prospects for translation to clinical research. Neoplasia. 13 (2), 81-97 (2011).
  4. Golman, K., et al. Cardiac metabolism measured noninvasively by hyperpolarized 13C MRI. Magnetic Resonance in Medicine. 59 (5), 1005-1013 (2008).
  5. Golman, K., in 't Zandt, R., Thaning, M. Real-time metabolic imaging. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 103 (30), 11270-11275 (2006).
  6. Day, S. E., et al. Detecting response of rat C6 glioma tumors to radiotherapy using hyperpolarized [1- 13C]pyruvate and 13C magnetic resonance spectroscopic imaging. Magnetic Resonance in Medicine. 65 (2), 557-563 (2011).
  7. Gallagher, F. A., et al. Magnetic resonance imaging of pH in vivo using hyperpolarized 13C-labelled bicarbonate. Nature. 453 (7197), 940-943 (2008).
  8. Wilson, D. M., et al. Multi-compound polarization by DNP allows simultaneous assessment of multiple enzymatic activities in vivo. Journal of Magnetic Resonance. 205 (1), 141-147 (2010).
  9. Gallagher, F. A., et al. Production of hyperpolarized [1,4-13C2]malate from [1,4-13C2]fumarate is a marker of cell necrosis and treatment response in tumors. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 106 (47), 19801-19806 (2009).
  10. Chen, A. P., et al. Feasibility of using hyperpolarized [1-13C]lactate as a substrate for in vivo metabolic 13C MRSI studies. Magnetic Resonance Imaging. 26 (6), 721-726 (2008).
  11. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., Day, S. E., Lerche, M., Brindle, K. M. 13C MR spectroscopy measurements of glutaminase activity in human hepatocellular carcinoma cells using hyperpolarized 13C-labeled glutamine. Magnetic Resonance in Medicine. 60 (2), 253-257 (2008).
  12. Ardenkjaer-Larsen, J. H., et al. Increase in signal-to-noise ratio of > 10,000 times in liquid-state NMR. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (18), 10158-10163 (2003).
  13. Ishii, M., et al. Hyperpolarized 13C MRI of the pulmonary vasculature and parenchyma. Magnetic Resonance in Medicine. 57 (3), 459-463 (2007).
  14. Lau, A. Z., Chen, A. P., Cunningham, C. H. Integrated Bloch-Siegert B(1) mapping and multislice imaging of hyperpolarized (1)(3)C pyruvate and bicarbonate in the heart. Magnetic Resonance in Medicine. 67 (1), 62-71 (2012).
  15. Lau, A. Z., et al. Rapid multislice imaging of hyperpolarized 13C pyruvate and bicarbonate in the heart. Magnetic Resonance in Medicine. 64 (5), 1323-1331 (2010).
  16. Golman, K., Ardenkjaer-Larsen, J. H., Petersson, J. S., Mansson, S., Leunbach, I. Molecular imaging with endogenous substances. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (18), 10435-10439 (2003).
  17. Johansson, E., et al. Cerebral perfusion assessment by bolus tracking using hyperpolarized 13C. Magnetic Resonance in Medicine. 51 (3), 464-472 (2004).
  18. Johansson, E., et al. Perfusion assessment with bolus differentiation: a technique applicable to hyperpolarized tracers. Magnetic Resonance in Medicine. 52 (5), 1043-1051 (2004).
  19. Albers, M. J., et al. Hyperpolarized 13C lactate, pyruvate, and alanine: noninvasive biomarkers for prostate cancer detection and grading. Cancer Research. 68 (20), 8607-8615 (2008).
  20. Chen, A. P., et al. Hyperpolarized C-13 spectroscopic imaging of the TRAMP mouse at 3T-initial experience. Magnetic Resonance in Medicine. 58 (6), 1099-1106 (2007).
  21. Lupo, J. M., et al. Analysis of hyperpolarized dynamic 13C lactate imaging in a transgenic mouse model of prostate cancer. Magnetic Resonance Imaging. 28 (2), 153-162 (2010).
  22. von Morze, C., et al. Imaging of blood flow using hyperpolarized [(13)C]urea in preclinical cancer models. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 33 (3), 692-697 (2011).
  23. Brindle, K. M., Bohndiek, S. E., Gallagher, F. A., Kettunen, M. I. Tumor imaging using hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. Magnetic Resonance in Medicine. 66 (2), 505-519 (2011).
  24. Park, I., et al. Detection of early response to temozolomide treatment in brain tumors using hyperpolarized 13C MR metabolic imaging. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 33 (6), 1284-1290 (2011).
  25. Bohndiek, S. E., et al. Detection of tumor response to a vascular disrupting agent by hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. Molecular Cancer Therapeutics. 9 (12), 3278-3288 (2010).
  26. Witney, T. H., et al. Detecting treatment response in a model of human breast adenocarcinoma using hyperpolarised [1-13C]pyruvate and [1,4-13C2]fumarate. British Journal of Cancer. 103 (9), 1400-1406 (2010).
  27. Levitt, M. H. Spin dynamics: basics of nuclear magnetic resonance. , John Wiley & Sons. (2001).
  28. Mieville, P., Jannin, S., Bodenhausen, G. Relaxometry of insensitive nuclei: optimizing dissolution dynamic nuclear polarization. Journal of Magnetic Resonance. 210 (1), 137-140 (2011).
  29. Redfield, A. G. Shuttling device for high-resolution measurements of relaxation and related phenomena in solution at low field, using a shared commercial 500 MHz NMR instrument. Magnetic Resonance in Chemistry. 41 (10), 753-768 (2003).
  30. Grosse, S., Gubaydullin, F., Scheelken, H., Vieth, H. -M., Yurkovskaya, A. V. Field cycling by fast NMR probe transfer: Design and application in field-dependent CIDNP experiments. Applied Magnetic Resonance. 17 (2), 211-225 (1999).
  31. Kimmich, R., Anoardo, E. Field-cycling NMR relaxometry. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 44 (3-4), 257-320 (2004).
  32. Guðjónsdóttir, M., Belton, P., Webb, G. Magnetic Resonance in Food Science: Challenges in a Changing World. , The Royal Society of Chemistry. 65-72 (2009).
  33. Anoardo, E., Galli, G., Ferrante, G. Fast-field-cycling NMR: Applications and instrumentation. Applied Magnetic Resonance. 20 (3), 365-404 (2001).
  34. Chattergoon, N., Martinez-Santiesteban, F., Handler, W. B., Ardenkjaer-Larsen, J. H., Scholl, T. J. Field dependence of T1 for hyperpolarized [1-13C]pyruvate. Contrast Media & Molecular Imaging. 8 (1), 57-62 (2013).
  35. Martínez-Santiesteban, F. M., Dang, T. P., Lim, H., Chen, A. P., Scholl, T. J. T1 nuclear magnetic relaxation dispersion of hyperpolarized sodium and cesium hydrogencarbonate-13C. NMR in Biomedicine. 30 (9), 3749(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

hiperpolaryzowany pirogronianrelaksometria z cyklem poladynamiczna polaryzacja j drowaNMR w gla 13dyspersja T1utrata hiperpolaryzacjiDNP z rozpuszczaniemrelaksometria niskopolowa
Pomiar zależności pola magnetycznego od relaksacji sieci spinowej hiperspolaryzowanego [1-13C]pirogronianu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.