Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Drukowane w 3D porowate rusztowania hydrożelowe z celulozy nanokompozytowej

9.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/59401

⸱

24 kwietnia 2019

 , 
1Department of Materials and Environmental Chemistry, Stockholm University

W tym artykule

Podsumowanie

Trzy kluczowe kroki tego protokołu to: i) opracowanie właściwego składu i konsystencji tuszu hydrożelowego celulozy, ii) drukowanie 3D rusztowań w różnych strukturach porów z dobrą wiernością kształtu i wymiarów oraz iii) demonstracja właściwości mechanicznych w symulowanych warunkach ciała do regeneracji chrząstki.

Streszczenie

Ta praca demonstruje użycie druku trójwymiarowego (3D) do produkcji porowatych sześciennych rusztowań przy użyciu celulozowego nanokompozytowego tuszu hydrożelowego, o kontrolowanej strukturze porów i właściwościach mechanicznych. Opracowano nanokryształy celulozy (CNC, 69,62% wag.) hydrożelowego tuszu z matrycą (alginian sodu i żelatyna) i wydrukowano je w 3D na rusztowaniach o jednolitej i gradientowej strukturze porów (110-1,100 μm). Rusztowania wykazywały moduł ściskania w zakresie 0,20-0,45 MPa podczas testów w symulowanych warunkach in vivo (w wodzie destylowanej o temperaturze 37 °C). Rozmiary porów i moduł ściskania rusztowań 3D dopasowano do wymagań potrzebnych do zastosowań związanych z regeneracją chrząstki. Praca ta pokazuje, że konsystencja tuszu może być kontrolowana przez stężenie prekursorów, a porowatość może być kontrolowana przez proces drukowania 3D, a oba te czynniki z kolei definiują właściwości mechaniczne porowatego rusztowania hydrożelowego wydrukowanego w 3D. Ta metoda procesowa może być zatem stosowana do wytwarzania rusztowań dostosowanych do potrzeb strukturalnych i składowych zgodnie z konkretnymi potrzebami pacjentów.

Wprowadzenie

Celuloza to polisacharyd składający się z liniowych łańcuchów β (1-4) połączonych jednostek D-glukozy. Jest to najobficiej występujący naturalny polimer na Ziemi i jest pozyskiwany z różnych źródeł, w tym ze zwierząt morskich (np. osłonic), roślin (np. drewna, bawełny, słomy pszennej) i źródeł bakteryjnych, takich jak glony (np. Valonia), grzyby, a nawet ameby (pierwotniaki)1,2. Nanowłókna celulozy (CNF) i nanokryształy celulozy (CNC) o co najmniej jednym wymiarze w nanoskali otrzymywane są w wyniku obróbki mechanicznej i hydrolizy kwasowej z celulozy. Posiadają nie tylko właściwości celulozy, takie jak potencjał modyfikacji chemicznej, niska toksyczność, biokompatybilność, biodegradowalność i odnawialność, ale mają również cechy w nanoskali, takie jak wysoka powierzchnia właściwa, wysokie właściwości mechaniczne, właściwości reologiczne i optyczne. Te atrakcyjne właściwości sprawiły, że CNF i CNC nadają się do zastosowań biomedycznych, głównie w postaci trójwymiarowych (3D) rusztowań hydrożelowych3. Rusztowania te wymagają niestandardowych wymiarów z kontrolowaną strukturą porów i porowatością połączeń. Nasza grupa i inni zgłosili 3D porowate nanokompozyty celulozowe przygotowane metodą odlewania, elektroprzędzenia i liofilizacji4,5,6,7,8. Jednak kontrola nad strukturą porów i wytwarzanie złożonej geometrii nie jest osiągana za pomocą tych tradycyjnych technik.

Druk 3D to technika wytwarzania przyrostowego, w której obiekty 3D są tworzone warstwa po warstwie poprzez sterowane komputerowo osadzanie tuszu9. Zalety druku 3D w porównaniu z tradycyjnymi technikami obejmują swobodę projektowania, kontrolowane wymiary makro i mikro, wytwarzanie złożonych architektur, dostosowywanie i powtarzalność. Ponadto drukowanie 3D CNF i CNC oferuje również indukowane ścinaniem wyrównania nanocząstek, preferowaną kierunkowość, porowatość gradientu i można je łatwo rozszerzyć do biodruku 3D10,11,12,13,14,15. Ostatnio zgłoszono dynamikę wyrównania CNC podczas drukowania 3D16,17. Postępy w dziedzinie biodruku umożliwiły drukowanie tkanek i narządów w 3D pomimo związanych z tym wyzwań, takich jak wybór i stężenie żywych komórek i czynników wzrostu, skład tuszu nośnego, ciśnienia drukowania i średnice dysz18,19,20.

Porowatość i wytrzymałość na ściskanie rusztowań regeneracyjnych chrząstek są ważnymi właściwościami, które decydują o ich skuteczności i wydajności. Wielkość porów odgrywa ważną rolę w adhezji, różnicowaniu i proliferacji komórek, a także w wymianie składników odżywczych i odpadów metabolicznych21. Nie ma jednak określonej wielkości porów, którą można uznać za wartość idealną, niektóre badania wykazały wyższą bioaktywność przy mniejszych porach, podczas gdy inne wykazały lepszą regenerację chrząstki przy większych porach. Makropory (<500 μm) ułatwiają mineralizację tkanek, dostarczanie składników odżywczych i usuwanie odpadów, podczas gdy mikropory (150-250 μm) ułatwiają przyczepianie komórek i poprawiają właściwości mechaniczne22,23. Wszczepione rusztowanie musi mieć wystarczającą integralność mechaniczną od momentu przenoszenia, implantacji aż do zakończenia zamierzonego celu. Łączny moduł ściskania dla naturalnej chrząstki stawowej mieści się w zakresie 0,1-2 MPa w zależności od wieku, płci i badanej lokalizacji4,24,25,26,27,28,29.  

W naszej poprzedniej pracy11, druk 3D został wykorzystany do wytworzenia porowatych biorusztowań z podwójnie usieciowanej sieci polimerowej (IPN) z hydrożelowego tuszu zawierającego wzmocnione CNC w matrycy alginianu sodu i żelatyny. Ścieżka druku 3D została zoptymalizowana w celu uzyskania rusztowań 3D o jednolitych i gradientowych strukturach porów (80-2,125 μm), w których nanokryształy orientują się korzystnie w kierunku drukowania (stopień orientacji między 61-76%). Tutaj prezentujemy kontynuację tej pracy i pokazujemy wpływ porowatości na właściwości mechaniczne rusztowań hydrożelowych drukowanych w 3D w symulowanych warunkach ciała. Użyte tutaj CNC, zostały wcześniej zgłoszone przez nas jako cytokompatybilne i nietoksyczne (tj. wzrost komórek po 15 dniach inkubacji został potwierdzony30). Co więcej, rusztowania przygotowane metodą liofilizacji przy użyciu tych samych CNC, alginianu sodu i żelatyny, wykazały wysoką porowatość, wysoki pobór soli fizjologicznej buforu fosforanowego i cytokompatybilność w stosunku do mezenchymalnych komórek macierzystych5. Celem tej pracy jest zademonstrowanie przetwarzania atramentem hydrożelowym, drukowania 3D porowatych rusztowań oraz testowania kompresji. Schemat trasy przetwarzania jest pokazany w Rysunek 1.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie prekursorów

  1. Przygotowanie zawiesiny nanokryształów celulozy
    UWAGA: Izolacja nanokryształów celulozy odbywa się zgodnie z procedurą opisaną przez Mathew, et al30.
    1. Rozcieńczyć 17% wag. zawiesinę nanokryształów celulozy do 2% wag., dodając wodę destylowaną, aby uzyskać całkowitą objętość 2 l. Dokładnie wymieszać za pomocą ultrasonizacji i użyć mniejszych partii (250-300 ml) w celu wydajnego mieszania.
    2. Przepuścić sonifikowaną zawiesinę przez homogenizator 10 razy pod ciśnieniem 500-600 barów. W tym momencie otrzymuje się gęsty przezroczysty żel składający się z 2% wagowych nanokryształów celulozy.
    3. Zagęścić 2% wag. żelu nanokryształów celulozy do 11% wag. przez wirowanie przy 24 500 x g przez 1,5 godziny. Dekantować wodę co 30 minut.
      UWAGA: W tym miejscu eksperyment można wstrzymać.
  2. Przygotowanie faz matrycy
    1. Przygotować jednorodny roztwór 6% wagowych alginianu sodu (SA) w wodzie destylowanej o temperaturze 60 °C pod ciągłym mieszaniem.
    2. Przygotować jednorodny roztwór żelatyny (żel) o stężeniu 12% wag. w wodzie destylowanej o temperaturze 60 °C i ciągle mieszając.
      UWAGA: Przygotować objętość 20 ml na roztwory matrycowe i przechowywać w lodówce.
  3. Przygotowanie środków sieciujących
    1. Przygotować roztwór 3% wag. chlorku wapnia w wodzie destylowanej o temperaturze pokojowej pod ciągłym mieszaniem.
    2. Przygotować roztwór 3% wag. aldehydu glutarowego w wodzie destylowanej o temperaturze pokojowej pod ciągłym mieszaniem.
      UWAGA: Przygotować objętość 50 ml roztworów sieciujących i przechowywać w temperaturze pokojowej. Zapoznaj się z Tabelą materiałów, aby uzyskać informacje o dostawcy. W tym miejscu eksperyment można wstrzymać.

2. Przygotowanie tuszu hydrożelowego

  1. Przygotować 40 ml tuszu hydrożelowego w pojemniku polistyrenowym, mieszając 11% wag. CNC, 6% wag. SA i 12% wag. żelu, aby uzyskać mokrą (wag.) kompozycję CNC/SA/żel/woda: 6,87/1,50/1,50/90,12.
  2. Podgrzać mieszaninę do temperatury 40 °C i mieszać szpatułką do uzyskania gładkiej pasty.
  3. Przenieść mieszaninę do strzykawki o pojemności 60 ml. Przepuść mieszaninę przez szereg dysz o różnych średnicach do innej strzykawki o pojemności 60 ml za pomocą mechanicznego zacisku. Powtarzaj proces, aż uzyskasz gładko wytłaczane włókna tuszu hydrożelowego. Zacznij od dyszy o największej średnicy 800 μm, następnie 600 μm i 400 μm.
  4. Delikatnie odwirować (4 000 x g) strzykawkę wypełnioną tuszem hydrożelowym, aby usunąć uwięzione powietrze.
    UWAGA: W tym miejscu eksperyment można wstrzymać.

3. Pomiar właściwości reologicznych hydrożelu

NTE: Wykonaj właściwości reologiczne używając gładkiej geometrii stożka na płycie, CP25-2-SN7617, średnica 25 mm, kąt nominalny 2° i wysokość szczeliny 0,05 mm przy 25 °C.

  1. Włącz reometr, sprężarkę powietrza i skrzynkę kontrolną temperatury. Zainicjuj oprogramowanie.
  2. Zamontuj przyrząd pomiarowy w reometrze i ustaw zerową szczelinę.
  3. Wyciśnij około 1 ml tuszu hydrożelowego na platformę reometru.
  4. Zmierz lepkość w funkcji szybkości ścinania. Wybierz zakres szybkości ścinania od 0,001 do 1,000.
  5. Po zakończeniu pomiaru wyczyść platformę reometru i przyrząd pomiarowy. Ponownie wyciśnij 1 ml świeżego atramentu hydrożelowego na platformę reometru.
  6. Zmierz moduły zachowania (G′) i moduły strat (G") w funkcji naprężenia ścinającego z częstotliwością 1 Hz. Wybierz zakres naprężeń ścinających od 103 do 107.
  7. Po zakończeniu testów skopiuj dane do pliku tekstowego i wykreśl krzywe reologiczne w skali logarytmicznej.

4. Przygotowanie pliku do druku 3D

UWAGA: Oprogramowanie Cura 2.4.0 służy do projektowania rusztowań 3D (20 mm3) o trzech rodzajach porów. 1- Jednolite pory 0,6 mm, 2- Jednolite pory 1,0 mm i 3- pory gradientowe w zakresie 0,5-1 mm.

  1. Pobierz plik stereolitografii (stl) bryłowego sześcianu z thingsinverse.com i otwórz plik w Cura.
  2. Kliknij wczytany model i przesuń go do pozycji X/Y/Z : 0/0/0 mm. Kliknij Skala, odznacz pole Skalowanie jednolite i ustaw wymiary na X/Y/Z : 20/20/20 mm. Kliknij Obróć i obróć sześcian o 45° w płaszczyźnie XY.
  3. W panelu bocznym, w obszarze Nozzle & Material (Dysza i materiał), wybierz 0,4 mm i wklej profil. Wybierz Discov3ry complete jako drukarkę.  
  4. W panelu bocznym wybierz opcję Niestandardowe dla opcji Print Setup (Ustawienia drukowania). W polu Przekrój jakości wprowadź wartość 0,2 mm dla wszystkich podsekcji. W polu Przekrój powłoki wprowadź wartość 0 mm dla wszystkich podsekcji. W sekcji Materiał wprowadź 26 °C dla temperatury, średnicy 1 mm i 100% przepływu. W sekcji Prędkość wprowadź 30 mm/s jako prędkość drukowania i 120 mm/s jako prędkość przesuwu. W sekcji Pomoc techniczna odznacz pole Włącz obsługę. W sekcji Przyczepność płyty roboczej wybierz opcję Spódnica, wprowadź 3 mm jako Odległość spódnicy i 150 mm jako minimalną długość spódnicy/ronda.
  5. W przypadku rusztowań o jednolitym rozmiarze porów wprowadź Odległość linii wypełnienia 0,6 lub 1 mm i wybierz opcję Wzór wypełnienia siatki.
  6. W przypadku rusztowań o porowatości gradientowej używane jest narzędzie do scalania i grupowania. Kliknij prawym przyciskiem myszy załadowany model, wybierz Wiele modeli, wprowadź 2 i naciśnij OK. Przeskaluj każdy model jako X/Y/Z: 20/20/7 mm. Ułóż modele jeden na drugim. Wprowadź Odległość linii wypełnienia jako 0,3, 0,5 i 0,7 mm odpowiednio dla dolnego, środkowego i górnego modelu. Zaznacz wszystkie trzy modele (Ctrl + A), kliknij prawym przyciskiem myszy i kliknij Grupuj modele.
  7. Zapisz modele na karcie Sure Digital (SD). Cura automatycznie zapisuje plik jako gcode, który jest odczytywany przez drukarkę.

5. 3D drukowanie porowatych rusztowań

  1. Włóż rurkę przesyłową do uchwytu dyszy i podłącz do niej dyszę 400 μm. Wypoziomuj platformę roboczą, aby uzyskać odpowiednią odległość między platformą roboczą a dyszą.
  2. Załadować odwirowaną strzykawkę do wkładu i podłączyć ją do drugiej strony rurki transferowej.
  3. Włóż kartę SD do drukarki, wybierz opcję Wyczyść szybko i rozpocznij usuwanie atramentu hydrożelowego, aż zacznie wytłaczać się z dyszy. Kontynuuj przedmuchiwanie przez 2-3 minuty, aby uzyskać jednorodny przepływ.
  4. Na karcie SD wybierz zapisane pliki dla rusztowań o jednolitej i gradientowej porowatości i rozpocznij drukowanie. Miej oko na szybkość wytłaczania. W razie potrzeby odpowiednio dostosuj prędkość i natężenie przepływu. Aby uzyskać mniejszy rozmiar porów, użyj większej prędkości w połączeniu z niskim natężeniem przepływu (50 mm/s i 70%).
    UWAGA: Nie dotykaj rusztowań wydrukowanych w 3D.

6. Sieciowanie rusztowań drukowanych w 3D

  1. Po zakończeniu drukowania 3D delikatnie dodaj krople 3% wag. CaCl2 do rusztowania, aż stanie się całkowicie mokre. Poczekaj 5 minut.
  2. Bardzo ostrożnie przenieś rusztowanie z drukarki do pojemnika o pojemności 50 ml wypełnionego 3% wag. CaCl2. Zostaw to na noc.
  3. Dokładnie umyć wodą destylowaną i przenieść rusztowanie do pojemnika o pojemności 50 ml wypełnionego 3% wag. aldehydem glutarowym. Zostaw to na noc.
  4. Dokładnie umyj i przechowuj rusztowanie wydrukowane w 3D w wodzie destylowanej.

7. Testowanie kompresji

UWAGA: Przeprowadź testy ściskania z ogniwem obciążnikowym 100 N w wodzie o temperaturze 37 °C.

  1. Napełnić pojemnik wyposażony w zanurzalną płytę zaciskową 2 l wody i uruchomić system grzewczy do temperatury 37 °C.
  2. Zainicjuj oprogramowanie Bluehill Universal i skonfiguruj metodę testowania. Wybierz prostokątną geometrię próbki i wybierz opcję wprowadzenia wymiarów przed przetestowaniem każdej próbki. Ustaw prędkość odkształcania na 2 mm/min i koniec wyniku jako 80% odkształcenia ściskającego wraz z siłą 90 N.
  3. W sekcji Pomiar wybierz siłę, przemieszczenie, naprężenie ściskające i odkształcenie ściskające. Wybierz opcję eksportowania danych jako plików tekstowych do przyszłego drukowania.
  4. Ustaw zerowy punkt przedłużenia za pomocą elementów sterujących impulsem, aby opuścić blachę poprzeczną jak najbliżej blachy podstawy.
  5. Zmierzyć i zanotować wymiary próbek, które mają być badane.
  6. Gdy temperatura wody osiągnie 37 °C, umieścić próbkę na płycie podstawy. Zabezpiecz próbkę, przesuwając płytkę poprzeczną tak, aby zaczęła dotykać próbki.
  7. Przesunąć łaźnię wodną do góry, tak aby płytki z próbką znajdującą się pomiędzy nimi były zanurzone w wodzie.
  8. Wprowadź nazwę próbki i wymiary. Rozpocznij test.
  9. Po zakończeniu testu najpierw przesuń łaźnię wodną w dół, a następnie podnieś płytę poprzeczną.
  10. Usunąć próbkę i jej ewentualne kawałki, oczyścić obie płytki i załadować nową próbkę.
  11. Po przetestowaniu wszystkich próbek wyeksportuj surowe dane. Wykreślić krzywe naprężenia ściskającego w funkcji odkształcenia ściskającego i określić moduł stycznej ściskania przy wartościach odkształcenia 1-5 % i 25-30 %.
    UWAGA: Umieść sześcian gradientu w taki sposób, aby większe otwory były skierowane w stronę płyty podstawy papeterii.
    Najpierw zabezpiecz rusztowanie między uchwytami, a następnie rozpocznij/zatrzymaj pomiar.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Atrament do hydrożelu nanokompozytowego na bazie CNC wykazuje silne nienewtonowskie zachowanie rozrzedzania ścinaniem (Rycina 2a). Lepkość pozorna wynosząca 1,55 × 105 Pa.s przy niskiej szybkości ścinania (0,001 s-1) spada o pięć rzędów wielkości do wartości 22,60 Pa.s przy szybkości ścinania 50 s-1 (≈50 s-1 jest typową szybkością ścinania występującą podczas druku 3D)31. Atrament hydrożelowy wykazuje zachow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Druk 3D wymaga odpowiednich właściwości reologicznych tuszu hydrożelowego. Atrament o wysokiej lepkości będzie wymagał ekstremalnych ciśnień do jego wytłaczania, podczas gdy atrament o niskiej lepkości nie zachowa swojego kształtu po wytłaczeniu. Lepkość tuszu hydrożelowego można kontrolować poprzez stężenie składników. W porównaniu z naszą poprzednią pracą11, zawartość ciała stałego w tuszu hydrożelowym została zwiększona z 5,4 do 9,9% wag., co skutkuje skoncentrowanym tuszem hydrożelowym, który ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie jest wspierane finansowo przez Fundację Knuta i Alice Wallenberg (Wallenberg Wood Science Center), Szwedzką Radę ds. Badań, VR (Bioheal, DNR 2016-05709 i DNR 2017-04254).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 60 mlStrukturaDruk 3D Sól
sodowa kwasu alginowegoSigma-Aldrich9005-38-3
Bezwodny chlorek wapniaSigma-Aldrich10043-52-4
Zaciski, trójzębne, TalonVWR241-0404102 mm, Zacisk z podwójną regulacją, duży, przedłużenie zacisku 127 mm
Cura 2.4.0UltimakerDarmowe oprogramowanie do krojenia
Discov3ry CompleteStructurDruk 3D Drukarka3D Ultimaker 2+ zintegrowana z wytłaczarką do pasty Discov3ry
Żelatyna ze skóry bydlęcejSigma-Aldrich9000-70-8
Roztwór aldehydu glutarowego 50 % wag. % w H2OHomogenizator Sigma-Aldrich111-30-8
SPXAPV-2000
Instron 5960InstronInstron 5960, Biopuls Bath, czujnik tensometryczny 100 N, 37 &;
C,Reometr Physica MCR 301Anton PaarCP25-2-SN7617, wysokość szczeliny 0,05 mm, 25 ° C
Wirówka Sorvall Lynx 6000AB Ninolabs/n 41881692F12-rotor (6x500 ml)
dysza ze stali nierdzewnejStructurDruk800, 600 i 400 &mikro; m
rzeczy odwróconeMakerBot's  udostępnianie i pobieranie rzeczy do druku 3D w postaci plików stl
ultra sonikacjaQsonica, LLCQ500
Nieokorowane zrębkiŚwierk pospolity (Picea abies)zawartość suchej masy 50– 55%
3D drzewne

Bibliografia

  1. Moon, R. J., Martini, A., Nairn, J., Simonsen, J., Youngblood, J. Cellulose nanomaterials review: structure, properties and nanocomposites. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3941-3994 (2011).
  2. Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
  3. Chinga-Carrasco, G. Potential and limitations of nanocelluloses as components in biocomposite inks for three-dimensional bioprinting and for biomedical devices. Biomacromolecules. 19 (3), 701-711 (2018).
  4. Naseri, N., Poirier, J., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K., Mathew, A. P. 3-Dimensional porous nanocomposite scaffolds based on cellulose nanofibers for cartilage tissue engineering: tailoring of porosity and mechanical performance. Royal Society of Chemistry Advances. 6 (8), 5999-6007 (2016).
  5. Naseri, N., Deepa, B., Mathew, A. P., Oksman, K., Girandon, L. Nanocellulose-Based Interpenetrating Polymer Network (IPN) Hydrogels for Cartilage Applications. Biomacromolecules. 17 (11), 3714-3723 (2016).
  6. Naseri, N., Mathew, A. P., Girandon, L., Fröhlich, M., Oksman, K. Porous electrospun nanocomposite mats based on chitosan-cellulose nanocrystals for wound dressing: effect of surface characteristics of nanocrystals. Cellulose. 22 (1), 521-534 (2015).
  7. Xing, Q., Zhao, F., Chen, S., McNamara, J., DeCoster, M. A., Lvov, Y. M. Porous biocompatible three-dimensional scaffolds of cellulose microfiber/gelatin composites for cell culture. Acta Biomaterialia. 6 (6), 2132-2139 (2010).
  8. Nandgaonkar, A., Krause, W., Lucia, L. Fabrication of cellulosic composite scaffolds for cartilage tissue engineering. Nanocomposites for musculoskeletal tissue regeneration. , Elsevier. 187-212 (2016).
  9. Gross, B. C., Erkal, J. L., Lockwood, S. Y., Chen, C., Spence, D. M. Evaluation of 3D printing and its potential impact on biotechnology and the chemical sciences. Analytical Chemistry. 86 (7), 3240-3253 (2014).
  10. Markstedt, K., Mantas, A., Tournier, I., Martínez Ávila, H., Hägg, D., Gatenholm, P. 3D bioprinting human chondrocytes with nanocellulose-alginate bioink for cartilage tissue engineering applications. Biomacromolecules. 16 (5), 1489-1496 (2015).
  11. Sultan, S., Mathew, A. P. 3D printed scaffolds with gradient porosity based on a cellulose nanocrystal hydrogel. Nanoscale. 10, 4421-4431 (2018).
  12. Sultan, S., Siqueira, G., Zimmermann, T., Mathew, A. P. 3D printing of nano-cellulosic biomaterials for medical applications. Current Opinion in Biomedical Engineering. 2, 29-34 (2017).
  13. Sultan, S., Abdelhamid, H. N., Zou, X., Mathew, A. P. CelloMOF: Nanocellulose Enabled 3D Printing of Metal-Organic Frameworks. Advanced Functional Materials. , 1805372-1805384 (2018).
  14. Siqueira, G., et al. Cellulose Nanocrystal Inks for 3D Printing of Textured Cellular Architectures. Advanced Functional Materials. 27 (12), 1604619-1604629 (2017).
  15. Wang, J., et al. All-in-One Cellulose Nanocrystals for 3D Printing of Nanocomposite Hydrogels. Angewandte Chemie International Edition. 57 (9), 2353-2356 (2018).
  16. Hausmann, M. K., et al. Dynamics of Cellulose Nanocrystal Alignment during 3D Printing. ACS Nano. 12 (7), 6926-6937 (2018).
  17. Liu, Y., et al. Nanoscale assembly of cellulose nanocrystals during drying and redispersion. ACS Macro Letters. 7 (2), 172-177 (2018).
  18. Murphy, S. V., Atala, A. 3D bioprinting of tissues and organs. Nature Biotechnology. 32 (8), 773-785 (2014).
  19. Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature communications. 5, 3935(2014).
  20. Xia, Z., Jin, S., Ye, K. Tissue and organ 3D bioprinting. SLAS TECHNOLOGY: Translating Life Sciences Innovation. 23 (4), 301-314 (2018).
  21. Zhang, Q., Lu, H., Kawazoe, N., Chen, G. Pore size effect of collagen scaffolds on cartilage regeneration. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2005-2013 (2014).
  22. Loh, Q. L., Choong, C. Three-dimensional scaffolds for tissue engineering applications: role of porosity and pore size. Tissue Engineering, Part B: Reviews. 19 (6), 485-502 (2013).
  23. Bružauskaitė, I., Bironaitė, D., Bagdonas, E., Bernotienė, E. Scaffolds and cells for tissue regeneration: different scaffold pore sizes-different cell effects. Cytotechnology. 68 (3), 355-369 (2016).
  24. Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Critical Reviews™ in Biomedical Engineering. 37 (1-2), (2009).
  25. Athanasiou, K., Rosenwasser, M., Buckwalter, J., Malinin, T., Mow, V. Interspecies comparisons of in situ intrinsic mechanical properties of distal femoral cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 9 (3), 330-340 (1991).
  26. Schinagl, R. M., Gurskis, D., Chen, A. C., Sah, R. L. Depth-dependent confined compression modulus of full-thickness bovine articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 15 (4), 499-506 (1997).
  27. Athanasiou, K., Niederauer, G., Schenck, R. Biomechanical topography of human ankle cartilage. Annals Biomedical Engineering. 23 (5), 697-704 (1995).
  28. Athanasiou, K. A., Liu, G. T., Lavery, L. A., Lanctot, D. R., Schenck, R. C. Biomechanical topography of human articular cartilage in the first metatarsophalangeal joint. Clinical Orthopaedics and Related Research. 348, 269-281 (1998).
  29. Guilak, F., Jones, W. R., Ting-Beall, H. P., Lee, G. M. The deformation behavior and mechanical properties of chondrocytes in articular cartilage. Osteoarthritis and Cartilage. 7 (1), 59-70 (1999).
  30. Mathew, A. P., Oksman, K., Karim, Z., Liu, P., Khan, S. A., Naseri, N. Process scale up and characterization of wood cellulose nanocrystals hydrolysed using bioethanol pilot plant. Industrial Crops and Products. 58, 212-219 (2014).
  31. Compton, B. G., Lewis, J. A. 3D-printing of lightweight cellular composites. Advanced Materials. 26 (34), 5930-5935 (2014).
  32. Sarem, M., Moztarzadeh, F., Mozafari, M. How can genipin assist gelatin/carbohydrate chitosan scaffolds to act as replacements of load-bearing soft tissues. Carbohydrate Polymers. 93 (2), 635-643 (2013).
  33. Chia, H. N., Hull, M. Compressive moduli of the human medial meniscus in the axial and radial directions at equilibrium and at a physiological strain rate. Journal of orthopaedic research. 26 (7), 951-956 (2008).
  34. Zhang, K., Fan, Y., Dunne, N., Li, X. Effect of microporosity on scaffolds for bone tissue engineering. Regenerative biomaterials. 5 (2), 115-124 (2018).
  35. Lin, N., Dufresne, A. Nanocellulose in biomedicine: Current status and future prospect. European Polymer Journal. 59, 302-325 (2014).
  36. Domingues, R. M., Gomes, M. E., Reis, R. L. The potential of cellulose nanocrystals in tissue engineering strategies. Biomacromolecules. 15 (7), 2327-2346 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Druk 3Drusztowanie hydrożelowenanokryształy celulozystruktura porowatawłaściwości mechaniczneregeneracja chrząstkitesty ściskaniaoprogramowanie do slicinguruch dyszychlorek wapnia
Drukowane w 3D porowate rusztowania hydrożelowe z celulozy nanokompozytowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.